Isolering av Blood-fartøy-avledet multipotent Forstadier fra Menneskelig Skeletal Muscle

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Blodårene i menneskelige skjelettmuskulatur havne flere multi-avstamning forløper populasjoner som er ideelle for regenerativ applikasjoner. Denne isolasjonsmetoden tillater samtidig rensing av tre multipotente forløper cellepopulasjoner henholdsvis fra tre strukturelle lag av blodkar: myogeniske endotelceller fra intima, pericytes fra media, og adventitial celler fra adventitia.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Chen, W. C. W., Saparov, A., Corselli, M., Crisan, M., Zheng, B., Péault, B., Huard, J. Isolation of Blood-vessel-derived Multipotent Precursors from Human Skeletal Muscle. J. Vis. Exp. (90), e51195, doi:10.3791/51195 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Siden oppdagelsen av mesenchymale stamceller / stromale celler (MSC), har den opprinnelige identitet og lokalisering av MSC blitt skjult av sin retrospektive isolasjon i kultur. Nylig, ved hjelp av fluorescens-aktivert cellesortering (FACS), vi og andre forskere prospektivt identifisert og renset tre subpopulasjoner av multipotente forløper celler knyttet til vaskulaturen i menneskeskjelettmuskel. Disse tre cellepopulasjoner: myogeniske endotelceller (mecs), pericytes (PCer), og adventitial celler (ACS), er lokalisert henholdsvis til de tre strukturelle lag av blodkar: intima, media og adventitia. Alle disse menneskeblod-fartøy-avledet stamcelle (hBVSC) bestander ikke bare uttrykke klassiske MSC markører, men også ha mesodermal utviklingspotensialer som ligner på typiske MSC. Tidligere har mecs, PC og ACs vært isolert gjennom forskjellige protokoller og senere karakterisert ved separate studier. Den nåværende isolasjon protocol, gjennom endringer i isolasjon prosessen og justeringer i de selektive markører celleoverflaten, gjør at vi kan samtidig rense alle tre hBVSC subpopulasjoner av FACS fra en enkelt menneskelig muskelbiopsi. Denne nye metoden vil ikke bare effektivisere isolering av flere BVSC subpopulasjoner, men også legge til rette for fremtidige kliniske anvendelser av hBVSCs for ulike terapeutiske formål.

Introduction

Menneskelige skjelettmuskulatur har blitt betraktet som en klinisk attraktiv kilde til stammen / stamceller. Skjelettmuskulatur inneholder ikke bare forpliktet myogeniske stamceller, skjelett myoblaster, men også primitive myogeniske stamceller, inkludert satellittceller og muskel-avledet stamceller (MDSCs) en. Bruken av menneskelige muskel-avledet stilk / stamceller, autolog eller allogen, i regenerativ medisin har blitt grundig undersøkt i prekliniske dyremodeller og kliniske studier. De regenerative anvendelser av muskel stammen / stamceller spenner fra regenerere dystrofe muskel i Duchenne muskeldystrofi (DMD) pasienter til å reparere den skadde hjertet hos pasienter med hjerteinfarkt.

Siden oppdagelsen av mesenchymale stamceller / stromale celler (MSC) og andre multipotente forløper cellepopulasjoner, inkludert benmarg-avledet voksen multipotente stamceller (MAPCs) og adipose-avledede stamceller (ADSCs), voksen stilk /stamceller har blitt grundig undersøkt hittil 1-9. Likevel har sitt eget identitet og lokalisering in situ blitt skjult av den retrospektive isolasjonsmetoder. Nylig, ved hjelp av fluorescens-aktivert celle sortering (FACS), vi og andre grupper har prospektivt identifisert og renset tre multipotente forløper cellepopulasjoner fra blodårene i menneskelig skjelettmuskulatur og flere andre organer: myogeniske endotelceller (mecs), pericytes (PCer), og adventitial celler (ACS) 10. Disse tre subpopulasjoner av humane blodårer avledet stamceller (hBVSCs) kan henholdsvis funnet i de tre strukturelle lag av blodkar: tunica intima, tunica media, og tunica adventitia. Mer spesifikt, mecs og PCer blir oppdaget i microvessels og kapillærer mens ACs er lokalisert i adventitia lag med større arterier og vener. Hver forløper celle undergruppe uttrykker en unik kombinasjon av celleoverflateantigener: mecs (CD34 + / 56 + / 144 + / 45 -), PCer (CD146 + / 34 - / 45 - / 56 -), og ACs (CD34 + / 31 - / 45 - / 56 - / 146 -).

Ytterligere karakterisering av disse hBVSC undergrupper viste at alle tre forløper cellepopulasjoner har mesodermal utviklingspotensialer som ligner på typiske MSC, inkludert skjelett myogenese, osteogenesis, chondrogenesis, og adipogenese. Alle hBVSC undergrupper også vise klassiske MSC markører, inkludert CD44, CD73, CD90, og CD105, fersk og i kulturen. Kollektivt disse bevisene støttet vaskulær opprinnelse MSC. Dessuten har de terapeutiske kapasiteter på mecs, PC og ACs nylig blitt vist i separate studier. Mecs sortert fra voksent menneske muskelbiopsi ble vist å regenerere skadde og dystrofe skjelettlidelser muskler og reparere skadet myokard mer effektivt enn skjelett myoblaster og vaskulær endothelial celler (ECS). Purified PCer fra forskjellige organer har også vist seg å reparere / regenerere skadde og dystrofe skjelettmuskulatur og bidra til satellitten celle pool 13-16. Helt nylig har vi vist at PCer avledet fra humant skjelettmuskulatur effektivt reparere infarkt myokardium gjennom indirekte parakrint effekt og direkte cellulære interaksjoner 17. ACS, på den annen side, har vært enten direkte isolert fra eksplanterte blodkar eller renset ved FACS humant fettvev og skjelettmuskel. Et bemerkelsesverdig pro-angiogenic effekten av ACs ble demonstrert i en mus hind-lem iskemi modell 19. Videre har ACs også vist seg å reparere infarkt myokardium mer effektivt enn konvensjonelle MSC, noe som indikerer den robuste terapeutiske potensialet av ACS i ischemisk vev reparasjon 20..

De nåværende rensing protokoll tilskudd samtidige, prospektiv rensing av MECS, PCer, ogACs fra vaskulaturen av en enkelt menneskeskjelettmuskel biopsi. Dette gir oss muligheten til å studere og / eller velge den optimale hBVSC undergruppe for forskjellige terapeutiske formål. I tillegg gir denne nye teknikken ytterligere utvider repertoaret av stilk / stamceller som kan utledes fra humant skjelettmuskulatur, noe som gjør det en ideell kilde til multipotente forløper celler for regenerativ medisin.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. muskelbiopsi Processing

  1. Bevar human skjelettmuskel biopsi på is i Dulbeccos Modified Eagle Medium (DMEM) supplert med 5% fetalt bovint serum (FBS) og 1% penicillin-streptomycin (P / S) under transport.
  2. Etter mottak av muskelbiopsi, fjernes prøven fra transportbeholderen og vasker den to ganger i fosfat-bufret saltløsning (PBS) supplert med 2% antibiotisk-antimykotisk løsning (A / A) under sterile betingelser.
  3. Fjern vedlagte fettvev og bindevev med steril saks og pinsett i DMEM supplert med 2% A / A.
  4. Fjern store blodkar etter disseksjon mikroskop og deretter kutte muskel prøven i små biter (<1 cm 2 i størrelse).
  5. Bevar slipte muskelstykker (<5 g) i 20 ml bevaring medium (PM; DMEM supplert med 10% FBS og 1% P / S) ved 4 ℃ i opp til 5 dager.

2. Muscle Dissociation og Cell Isolation

  1. På dagen for celleisolasjon, fjerne muskelstykker fra PM og vaskes to ganger i PBS supplert med 2% P / S. For at opp-slutningsoppløsningen, tilsett type-I, type II-og type-IV kollagenaser (100 mg / ml) i ferskt PM.
  2. Finhakk og mekanisk hakke muskel stykker med steril saks og pinsett i en petri-tallerken med en liten mengde PM til løsningen passerer 10 ml serologisk pipette uten klumper. Fjern rester av fettvev og bindevev under denne prosessen. Bruk minst 8-10 gram voksen muskel eller 2 gram føtalt muskel for hver celleisolasjon.
  3. Overfør 4-5 gram kjøttdeig voksen muskel til 20 ml (eller 2 gram kjøttdeig foster muskel i 10 ml) ofthe fordøyelsen løsning med en 10 ml serologisk pipette. Fordøye for 50 - 60 min ved 37 ℃ på en orbital shaker på 70 - 80 rpm. Optimalcelleutbytte og overflateantigen bevaring ved å justere nedbrytningstiden og / eller omrøringshastighet følgelig basert på mengdenav vev. Observer fordøyelsen status hver 15-20 min før turbiditeten nesten forsvinner.
  4. Kraftig pipette fordøyd vev 3-5 ganger med en 10 ml serologisk pipette. Legg lik mengde PM for å stoppe reaksjonen og så sentrifugere ved 400 x g i 4 min.
  5. Fjern forsiktig supernatanten; resuspender pelleten med 10 ml PM å vaske, og deretter filtrert gjennom en 100 mikrometer celle sil.
  6. Sentrifuger ved 400 xg i 4 min og fjern forsiktig supernatanten. Resuspender pellet i erytrocytt lyseringsbuffer (155 mM NH4Cl, 10 mM KHCO 3, 0,1mm EDTA), filtrer gjennom et 70 mikrometer celle sil for å oppnå en enkel cellesuspensjon, og deretter inkuberes i 10 min ved RT. Filtrer gjennom en 70-m celle sil igjen hvis noen nedbør er observert.
  7. Sentrifuger ved 400 x g i 4 minutter og cellepelleten suspenderes i 0,5 ml PBS. Telle antall celler. Skaff et totalt minst 5 millioner celler for cellesortering. Fortynne single cellesuspensjon til mindre enn 5 millioner celler per ml med PBS for farging. Ta ut 50-100 mL av cellesuspensjonen og delt inn i 11 rør for kontroll stainings (unstained kontroll, negative kontroller, og ensfargede positive kontroller).

3. Cell Merking og sortering

  1. Inkuber enkeltcellesuspensjonen i 10 min ved 4 ℃ i museserum (fortynnet 1:10 i PBS) for å blokkere formål om nødvendig.
  2. Legg CD34-APC, CD45-APC-Cy7, CD56-PE-Cy7, CD144-PE, og CD146-FITC (alt 1: 100) i enkelt celle suspensjon og inkuberes i 20 min ved 4 ℃. For negativ kontroll, legge tilsvarende konsentrasjoner av APC, APC-Cy7-, PE-Cy7-, PE, og FITC-konjugert isotype IgG antistoffer og inkuberes i 20 min ved 4 ℃. For ensfargede positive kontroller, legge tilsvarende konsentrasjoner av CD34-APC, CD45-APC-Cy7, CD56-PE-Cy7, CD144-PE, og CD146-FITC individuelt i hvert rør og inkuberes i 20 min ved 4 ℃.
  3. Etter inkubering, Sentrifuger ved 400 xg i 4 min for å vaske. Resuspender cellepelleten i 1 - 2 ml DMEM supplert med 5% FBS og 1% P / S. Den endelige konsentrasjon av cellesuspensjonen bør være mindre enn 5 millioner celler per ml. Legg 7-AAD (1: 100) og inkuberes i 15 min ved RT i død celle eksklusjon. For negativ kontroll og ensfargede positive kontroller, resuspender cellepellets i 0,5 ml DMEM supplert med 5% FBS og 1% P / S.
  4. Overfør alle cellesuspensjoner til rundbunnet polystyren flowcytometri rør. Forbered celle samling rør (hvert rør er ferdigfylt med 500 mL av den aktuelle kultur medium: MPM for mecs; EGM-2 for PC, AC medium for ACs). Transport av cellesuspensjoner på is til cellesortereren.
  5. Løpe cellesuspensjoner på cellesortereren i rekkefølgen de ufargede kontroll, negative kontroller, ensfargede positive kontroller, og hovedcellesuspensjon, mens justeringslaserintensitet, kanal kompensasjon, og cellepopulasjonen gating strengt å maksimere celle pm tv resikkerhet (se artikler publisert av Jove og andre tidsskrifter for detaljer om flowcytometri).
  6. Samle ønskede cellepopulasjoner i de riktige innsamlings rør. Oppbevar innsamlede cellene ved 4 ℃ om ikke seeding umiddelbart.

4. Post-sortering Cell Culture

  1. Seed fersk sortert mecs (P0) på <10.000 celler / cm 2 i MPM på plater pre-belagt med type-I kollagen. For senere passaging av MECS, frø 3500 - 4000 celler / cm 2 i MPM på plater / kolber pre-belagt med type-I kollagen.
  2. Seed fersk sortert PCer (P0) på <20000 celler / cm 2 i EGM-2 på plater fersk belagt med 0,2% gelatin. For senere passaging av PCer, dele celler på 1: 3 forholdet i PC medium (DMEM supplert med 20% FBS og 1% P / S) på vanlige polystyren kultur plater til P2. Fra P3 framover, frø celler på 6500 - 7000 celler / cm 2 i PC medium bort på vanlige polystyren kultur plater / kolber.
  3. Seed fersk sortert ACs (P0) på <20.000 celler / cm 2 i AC medium (DMEM supplert med 20% FBS og 1% P / S) på vanlige polystyren kultur plater. For senere passaging av ACS, frø celler på 6500 - 7000 celler / cm 2 i AC medium på vanlige polystyren kultur plater / kolber.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

FACS parametere er først rettet basert på data innhentet fra unstained kontroll, negative kontroller, og ensfargede positive kontroller. Etter utelukkelse av døde celler, er fluorescens-merkede cellesuspensjonen utsettes for en serie av negative og positive celleoverflatemarkørvalg. Først, blir CD45 + celler gated ut før CD56 + og CD56 - celler separeres fra CD45 - fraksjonen. De CD56 + fraksjonen blir ytterligere utsatt for CD34-CD144 utvalg der bare CD34 + / CD144 + (dual-positive) celler blir merket som mecs (CD34 + / 56 + / 144 + / 45 -) og deretter oppsamlet (figur 1). Tilsvarende CD56 - er fraksjonen ytterligere utsatt til CD34-CD146 valg der bare CD34 - / CD146 + celler er merket som PCer (CD146 + / 34 - / 45 - / 56 -) og senere samlet ( + / CD146 - fraksjonen underkastes en ekstra negativ CD31 valg å utelate egenkapitalbevis (CD34 + / CD31 +), og bare CD34 + / CD31 - undergruppe er merket som ACs (CD34 + / 31 - / 45 - / 56 - / 146 -) for innsamling (figur 1). For å forenkle prosessen, kan CD144 brukes til å erstatte CD31 for utelukkelse av egenkapitalbevis.

Fersk sortert celler kan bli seedet i kultur vilkår som er angitt i protokollen for videre ekspansjon eller brukes umiddelbart for in vivo eksperimenter. Klonal ekspansjon av hBVSC undergrupper kan oppnås ved FACS Aria autoclone system eller begrense fortynning metode 13, 21. I motsetning til de typiske heterogene MSC, kulturer av hBVSC undergrupper forblir homogen selv etter lang tids ekspansjon. Representant morfologi av kultur hBVSC undergrupper, renset fra muskelbiopsi av enenkelt donor, er vist i figur 2. blir Sammenligninger mellom typiske MSCS og rensede hBVSC undergrupper oppsummert i tabell 1.

Figur 1
Figur 1. Representant sortering av de tre undergrupper av menneskelige blod-fartøy-avledet stamceller (hBVSCs) fra et enkelt menneske skjelettmuskelbiopsi. Renhet hver sortert cellepopulasjon blir ytterligere bekreftet av post-slags analyse. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figur 2
Figur 2. De tre hBVSC subpopulasjoner, sortert til homogenitet, utstilt distinkt morfologi i culture (venstre til høyre): myogenic endotelceller (MEC), pericyte (PC), og adventitial celle (AC) (ved passering 4, skala barer = 100 mm). Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

MSC Mecs PCer ACs
Purity Heterogen Homogen Homogen Homogen
Celleoverflateantigen profil for rensing N / A CD34 + CD45- CD56 + CD144 + CD31- CD34 + CD45- CD146-
MSC markør uttrykk i kulturen CD29 + CD44 + CD73 + CD90 + CD105 + CD29 + CD44 + CD90 + CD105 + CD44 + CD73 + CD90 + CD105 + CD44 + CD73 + CD90 + CD105 +
Multipotency Myogenese (+) adipogenese (+) Osteogenesis (+) Chondrogenesis (+) Myogenese (+) adipogenese (+) Osteogenesis (+) Chondrogenesis (+) Myogenese (+) adipogenese (+) Osteogenesis (+) Chondrogenesis (+) Myogenese (N / A) adipogenese (+) Osteogenesis (+) Chondrogenesis (+)
Potensielle bruksområder Skeletomuscular reparasjon / regenerering: bein, brusk, sener, ligament, og skjelettmuskel; Cardiac reparasjon; Vaskulær reparasjon; Sårheling; Immunoregulering Cardiac reparasjon; Skjelettmuskulatur reparasjon / regenerasjon; Bein / brusk reparasjon / regenerering Cardiac reparasjon; Vaskulær reparasjon / regenerasjon; Skjelettmuskulatur reparasjon / regenerasjon; Benregenerering Cardiac reparasjon; Vaskulær reparasjon / regenerasjon; Benregenerering
Anatomisk lokalisering in situ N / A Blodkar Intima Blodkar Media Blodkar Adventitia

Tabell 1. Sammenligning av typiske MSC og multipotente hBVSC subpopulasjoner.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Identifisering og rensing av hBVSC subpopulasjoner representerer et stort fremskritt i forståelsen av MSC ontogenetiske. Det er økende bevis som indikerer perivaskulær opprinnelsen til MSC og foreningen mellom vevsspesifikke forløper celler og blodkar 22-25. I tillegg til evnen til å isolere homogene subpopulasjoner av hBVSCs ytterligere hjelpemidler forståelsen av MSC heterogenitet og vaskulær cellebiologi 26.

I de siste årene har mecs, PC og ACs individuelt er identifisert og isolert gjennom forskjellige protokoller i separate studier. Men, er det ikke gjort forsøk på å rense alle tre hBVSC undergrupper samtidig fra menneskelige skjelettmuskulatur på grunn av vanskeligheter med å optimalisere vev dissosiasjon prosedyre og kombinasjonen av selektive celle avstamning markører identifisere mecs, PC og ACs helt. Her har vi beskrevet en ny celle isolasjon protokoll som tillater samtidig Purification av mecs, PC og ACs fra et enkelt menneske muskelbiopsi ved å endre vev dissosiasjon prosessen og søker en ny kombinasjon av selektive markører celleoverflaten (figur 1). For det beste resultatet, de kritiske trinn i gjeldende protokoll som krever ekstra oppmerksomhet inkluderer: 1. Friskhet og bevaring av vevspreparat; 2. Optimalisering av celleutbytte og overflateantigen bevaring ved omhyggelig overvåkning av nedbrytningsprosessen, og justering av vevet dissosiasjon tid; 3. Presis kalibrering av seks farger flowcytometri. Disse parameterne er å være bestemt av enkelte laboratoriet i henhold til sin spesifikke forsyning / utstyr oppsett.

Ved å implementere denne nye protokollen, kan man ikke bare effektivisere synkron isolering av flere hBVSC subpopulasjoner, men også legge til rette for utnyttelse av hBVSCs for grunnforskning og translasjonsforskning program, for eksempel sammenligning av differensial cellulære atferd mellom hBVSC undergrupper og optimalisering av enkle eller kombinatorisk hBVSC delmengde (er) for forskjellige tilpassede terapeutiske applikasjoner. Imidlertid er det samtidig isolering av alle tre undergrupper hBVSC tiden begrenset til skjelettmuskel på grunn av det faktum at mecs ikke er blitt identifisert i andre humane vev. Dessuten er det utenfor begrensning av gjeldende protokoll for å skille overgangen og / eller mobilnettet hierarki mellom disse tre hBVSC subpopulasjoner.

Karakterisering av fersk isolert og kultivert mecs, PC-er, og ACs er separat vist i tidligere studier mecs på kultur opprettholde uttrykk for myogenisk markør CD56 men gradvis miste uttrykk for EF markører CD34 og CD144. På klonal nivå, mecs uttrykke MSC markører, inkludert CD29, CD44, CD90, og CD105, og vise mesenchymale differensiering potensialer som chondrogenesis, osteogenesis, adipogenese, og myogenese. I tillegg clonal mecs beholde sin angiogenic kapasitet etter langsiktig kultur, forming kapillær-lignende nettverk i Matrigel kultur og delta i neovaskulariseringen in vivo 21.

PCer, friske eller kultur, har vist seg å ikke bare uttrykke MSC markører, inkludert CD44, CD73, CD90, og CD105, men også vise mesodermal utviklings kapasiteter, for eksempel skjelett myogenese, osteogenesis, chondrogenesis, og adipogenese 13. PCer robust utskiller en rekke trofiske faktorer, selv under hypoksi, og tjener som de regenerative enheter gjennom sin parakrine funksjon, direkte differensiering, og cellulær interaksjon under reparasjon av vev / regenereringsprosess ACS, i likhet med PCer, ble vist å uttrykke klassiske MSC markører og differensiere i store mesenchymale celle linjene 18. Sammen med PCer, har ACs også blitt foreslått som en av den utviklingsmessige opprinnelse MSC. Et sammendrag sammenligne celleoverflate markør uttrykk, differensieringskapasitet, og possible translasjonsforskning programmer mellom typiske MSC og hBVSCs har vært oppført i tabell 1. Nylig, Tang et al. identifiserte multipotente vaskulære stamceller (MVSCs) fra tunica media av store blodkar i rotte og menneske 29. MVSCs ikke bare differensiere i glatte muskelceller, men også bidra til vaskulær remodellering og neointimal hyperplasi etter vaskulær skade 29. Enten MVSCs dele utviklings forbindelser med BVSCs bosatt i microvasculature og små fartøy krever videre undersøkelser.

Den nåværende protokollen krever betimelig celle isolasjon fra frisk menneskelig muskelbiopsi, som til tider ikke kan være tilgjengelig i de kliniske settinger. Alternativt, basert på en modifisert sett av selektive markører celleoverflaten, er det mulig å rense mecs og PCer fra cryopreserved menneskelige primære skjelettmuskelcellekulturer ved flowcytometri 30. Denne metoden gjør at potensielle Purification av to hBVSC undergrupper fra banked menneskelige skjelettmuskulatur kultur for terapeutiske formål. Likevel, på grunn av mangel på CD34 ekspresjon i dyrkede humane muskelceller, er det ikke mulig å ytterligere separere ACs med denne protokoll.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Forfatterne ønsker å takke Alison Logar for henne utmerket teknisk assistanse med flowcytometri. Dette arbeidet ble støttet med tilskudd fra Department of Defense (JH), Henry J. Mankin Velsignet Stol (JH), og departementet for utdanning og forskning av republikken Kasakhstan (AS). CWC ble støttet delvis av American Heart Association predoctoral fellesskap (11PRE7490001). M.Corselli ble støttet av California Institute for Regenerative Medicine trening stipend (TG2-01169).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Collagenase type 1 Sigma C5894 Sterile vial
Collagenase type 2 Sigma C1764 Sterile vial
Collagenase type 4 Sigma C1889 Sterile vial
Anti-human CD34 APC BD Pharmingen 555824 Keep sterile
Anti-human CD45 APC-Cy7 BD Pharmingen 557833 Keep sterile
Anti-human CD56 PE-Cy7 BD Pharmingen  557747 Keep sterile
Anti-human CD144 PE Beckman Coulter A07481 Keep sterile
Anti-human CD146 FITC AbD Serotec MCA2141F Keep sterile
FACS Aria II Flow Cytometer Becton-Dickinson
EGM-2 complete medium Lonza CC-3162 For culturing PCs (only P0)
DMEM high glucose (1X), liquid, with L-glutamine, without sodium pyruvate Invitrogen 11965 For culturing PCs
DMEM high glucose (1X), liquid, with L-glutamine, with sodium pyruvate Invitrogen 11995 For culturing MECs and ACs
Fetal bovine serum Invitrogen 10437-028
Heat-inactivated horse serum Invitrogen 26050-088
Penicillin/streptomycin Invitrogen 15140-122
Antibiotic-antimycotic (100X) Invitrogen 15240-062
Trypsin-EDTA 0.5% (10X) Invitrogen 15400-054
Dulbecco’s PBS without calcium and magnesium Invitrogen 14190-250
Chick embryo extract Accurate Chemical CE650T-10 Filter before use

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Peault, B., et al. Stem and Progenitor Cells in Skeletal Muscle Development. Maintenance, and Therapy. Mol Ther. 15, 867-877 (2007).
  2. Toma, J. G., et al. Isolation of multipotent adult stem cells from the dermis of mammalian skin. Nat Cell Biol. 3, 778-784 (2001).
  3. Zuk, P. A., et al. Human Adipose Tissue Is a Source of Multipotent Stem Cells. Mol. Biol. Cell. 13, 4279-4295 (2002).
  4. Zimmerlin, L., et al. Stromal vascular progenitors in adult human adipose tissue. Cytometry. 77, 22-30 (2010).
  5. Reyes, M., et al. Origin of endothelial progenitors in human postnatal bone marrow. The Journal of Clinical Investigation. 109, 337-346 (2002).
  6. Choi, Y., Ta, M., Atouf, F., Lumelsky, N. Adult pancreas generates multipotent stem cells and pancreatic and nonpancreatic progeny. Stem Cells. 22, 1070-1084 (2004).
  7. Zengin, E., et al. Vascular wall resident progenitor cells: a source for postnatal vasculogenesis. Development. 133, 1543-1551 (2006).
  8. Corselli, M., Chen, C. W., Crisan, M., Lazzari, L., Peault, B. Perivascular ancestors of adult multipotent stem cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 30, 1104-1109 (2010).
  9. Ballas, C. B., Zielske, S. P., Gerson, S. L. Adult bone marrow stem cells for cell and gene therapies: Implications for greater use. Journal of Cellular Biochemistry. 85, 20-28 (2002).
  10. Chen, C. -W., Corselli, M., Péault, B., Huard, J. Human Blood-Vessel-Derived Stem Cells for Tissue Repair and Regeneration. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 597439 (2012).
  11. Zheng, B., et al. Prospective identification of myogenic endothelial cells in human skeletal muscle. Nat Biotech. 25, 1025-1034 (2007).
  12. Okada, M., et al. Myogenic Endothelial Cells Purified From Human Skeletal Muscle Improve Cardiac Function After Transplantation Into Infarcted Myocardium. Journal of the American College of Cardiology. 52, 1869-1880 (2008).
  13. Crisan, M., et al. A Perivascular Origin for Mesenchymal Stem Cells in Multiple Human Organs. Cell Stem Cell. 3, 301-313 (2008).
  14. Park, T. S., et al. Placental Perivascular Cells for Human Muscle Regeneration. Stem Cells and Development. 20, 451-463 (2011).
  15. Dellavalle, A., et al. Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells. Nat Cell Biol. 9, 255-267 (2007).
  16. Dellavalle, A., et al. Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibres and generate satellite cells. Nat Commun. 2, 499 (2011).
  17. Chen, C. -W., et al. Human pericytes for ischemic heart repair. STEM CELLS. 31, (2), 305-316 (2012).
  18. Corselli, M., et al. The tunica adventitia of human arteries and veins as a source of mesenchymal stem cells. Stem Cells and Development. 21, 1299-1308 (2012).
  19. Campagnolo, P., et al. Human Adult Vena Saphena Contains Perivascular Progenitor Cells Endowed With Clonogenic and Proangiogenic Potential. Circulation. 121, 1735-1745 (2010).
  20. Katare, R., et al. Transplantation of Human Pericyte Progenitor Cells Improves the Repair of Infarcted Heart Through Activation of an Angiogenic Program Involving Micro-RNA-132 / Novelty and Significance. Circulation Research. 109, 894-906 (2011).
  21. Zheng, B., et al. Human myogenic endothelial cells exhibit chondrogenic and osteogenic potentials at the clonal level. Journal of Orthopaedic Research. 31, 1089-1095 (2013).
  22. Caplan, A. I. All MSCs Are Pericytes. Cell Stem Cell. 3, 229-230 (2008).
  23. Feng, J., Mantesso, A., Sharpe, P. T. Perivascular cells as mesenchymal stem cells. Expert Opinion on Biological Therapy. 10, 1441-1451 (2010).
  24. Tang, W., et al. White Fat Progenitor Cells Reside in the Adipose Vasculature. Science. 322, 583-586 (2008).
  25. Krautler, N. J., et al. Follicular Dendritic Cells Emerge from Ubiquitous Perivascular Precursors. Cell. 150, 194-206 (2012).
  26. Phinney, D. G. Functional heterogeneity of mesenchymal stem cells: Implications for cell therapy. Journal of Cellular Biochemistry.113. 113, 2806-2812 (2012).
  27. Chen, C. -W., et al. Perivascular multi-lineage progenitor cells in human organs: Regenerative units, cytokine sources or both. Cytokine and Growth Factor Reviews. 20, 429-434 (2009).
  28. Lin, C. -S., Lue, T. F. Defining Vascular Stem Cells. Stem Cells Dev. 22, 1018-1026 (2013).
  29. Tang, Z., et al. Differentiation of multipotent vascular stem cells contributes to vascular diseases. Nat Commun. 3, 875 (2012).
  30. Zheng, B., et al. Isolation of myogenic stem cells from cultures of cryopreserved human skeletal muscle. Cell Transplant. 21, 1087-1093 (2012).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics