La visualización de la ATP sintasa dímeros en mitocondrias por Electron Cryo-tomografía

Biology
 

Summary

Se presenta un protocolo de cómo recoger y electrones proceso de crio-tomografías de toda la mitocondria. La técnica ofrece una detallada comprensión de la estructura, función y organización de grandes complejos de proteínas de membrana en membranas biológicas nativas.

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Davies, K. M., Daum, B., Gold, V. A., Mühleip, A. W., Brandt, T., Blum, T. B., Mills, D. J., Kühlbrandt, W. Visualization of ATP Synthase Dimers in Mitochondria by Electron Cryo-tomography. J. Vis. Exp. (91), e51228, doi:10.3791/51228 (2014).

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Abstract

Electron crio-tomografía es una poderosa herramienta en biología estructural, capaz de visualizar la estructura tridimensional de muestras biológicas, tales como células, orgánulos, vesículas de membrana, o virus en detalle molecular. Para lograr esto, la muestra acuosa se vitrifica rápidamente en etano líquido, que conserva en un estado congelado-hidratado próxima al nativo. En el microscopio electrónico, la serie de inclinación se registran a la temperatura del nitrógeno líquido, de la que se reconstruyen las tomografías 3D. La relación señal-ruido del volumen tomográfica es inherentemente baja. Características reconocibles y recurrentes son realzados por un promedio subtomogram, por el cual subvolúmenes individuales se cortan, alineados y se promediaron para reducir el ruido. De esta manera, los mapas 3D con una resolución de 2 nm o mejor se puede obtener. Un ajuste de las estructuras de alta resolución disponibles para el volumen 3D a continuación, produce los modelos atómicos de complejos de proteínas en su ambiente nativo. Aquí te mostramos cómo usamos electrones crio-tomography para estudiar la organización in situ de grandes complejos de proteínas de membrana en las mitocondrias. Encontramos que ATP sintasas se organizan en filas a lo largo de dímeros ápices altamente curvadas de las crestas de la membrana interna, mientras que el complejo I se distribuye aleatoriamente en las regiones de membrana a cada lado de las filas. Por subtomogram de promedio se obtuvo una estructura de la ATP sintasa mitocondrial dímero dentro de la membrana crestas.

Introduction

Las mitocondrias son los power-casas de la célula. Mediante la conversión de un gradiente de protones electroquímico a través de la membrana mitocondrial interna en energía de enlace químico, la ATP sintasa mitocondrial produce la mayor parte del ATP que impulsa procesos celulares. Con el fin de entender los mecanismos detrás de la conversión de energía mitocondrial, tenemos que determinar la estructura de la ATP sintasa in situ, y para averiguar cómo se organiza y se distribuye en la membrana mitocondrial interna. Aunque las estructuras de alta resolución de la mayoría de los componentes mitocondriales ATP sintasa 1-3 y mapas de baja resolución de todo el complejo 4 están disponibles, es importante establecer la estructura y conformación de la enzima de trabajo en la membrana. La distribución de la ATP sintasa en la membrana mitocondrial interna se ha asumido ampliamente que ser al azar, pero uno de los primeros 5 y la búsqueda de nuestros propios resultados iniciales 6 indicaron que este no es tél caso. Estudios posteriores de nuestro grupo y otros 7 han confirmado que la ATP sintasa está dispuesto en largas filas de dímeros a lo largo de las crestas fuertemente curvadas de la membrana mitocondrial interna crestas 8, mientras que las bombas de protones de la cadena de transporte de electrones parecen estar localizados a cada lado de las filas 9. Esta disposición tiene importantes implicaciones para los mecanismos de conversión de energía mitocondrial.

La técnica que hemos utilizado para determinar esta disposición es la crio-tomografía electrónica (crio-ET). Cryo-ET es actualmente el único método que ofrece en tres dimensiones (3D) los volúmenes exactos de las células, los compartimentos celulares u orgánulos con resolución molecular. Cryo-ET es particularmente adecuada para el estudio de grandes complejos en las membranas biológicas, ya que las membranas aparecen con buen contraste y son fáciles de rastrear en los volúmenes de tomográficas 3D.

Otros métodos para el estudio de la estructura 3D de las células o organelles no proporcionan detalles moleculares. Super-resolución microscopía de luz 10, 11 es excelente a revelar la posición o las distancias entre las etiquetas emisores de luz unidos a proteínas de interés con una precisión de decenas de nm, pero no revela la estructura de la proteína en sí, incluso a baja resolución . Microscopía electrónica de transmisión de secciones en serie 12 o imagen de bloque de cara por microscopía electrónica de barrido 13 de muestras biológicas de plástico embebido proporcionan vistas de baja resolución de los volúmenes celulares pero igualmente no revelan detalle molecular. Microscopía de fuerza atómica 14 puede entregar, en principio, resolución molecular o incluso atómica, pero sólo en la superficie de los objetos sobre un soporte atómicamente plana, sólida. Por último, la tomografía de rayos X 15 o dispersión de pulsos de rayos X intensos de láseres de electrones libres es poco probable para revelar la estructura de grandes complejos, objetos, aperiódicas tales como células enteras u orgánulos en 16 mresolución olecular en un futuro previsible. Así, en la actualidad, no hay alternativa a la crio-ET para el estudio de la estructura 3D de las células u orgánulos con una resolución nanométrica.

Cryo-ET es el método de elección para examinar la estructura y la conformación de los conjuntos de proteínas asociadas a la membrana, incluyendo el complejo del poro nuclear 17, el pico de la gripe complejos 18, y los flagelos proteínas de motor 22, 23 sino también la organización de las células bacterianas enteras 19 y la entrada de los virus patógenos como el VIH en las células a 20-23. Cryo-ET tiene un valor incalculable para la visualización de proteínas filamentosas y sus interacciones en la célula, incluyendo los filamentos de actina 24 o axonemas 25. La resolución puede ser mejorada a 2 nm o mejor por subtomogram promediando 26, mediante el cual subvolúmenes de repetidos, rasgos regulares se cortan de un volumen tomográfica y un promedio por partícula sola imagen protécnicas de procesamiento.

Cryo-ET implica la adquisición de una serie de imágenes de proyección de un espécimen delgada (<250 nm) tomadas en diferentes ángulos de inclinación en un microscopio electrónico de transmisión (TEM). La muestra debe ser delgada por lo que los electrones, que interactúan fuertemente con la materia, se dispersan más de una vez. Dispersión múltiple hace que las imágenes resultantes difíciles de interpretar y reduce el contraste. Las imágenes de la superficie de la muestra seleccionada están alineados uno con respecto al otro y se proyectan en un espacio 3D mediante un programa informático adecuado, generando un volumen 3D de la muestra. La alineación de las imágenes es ayudada por marcadores de referencia de oro, que se mezclan con la muestra antes de la congelación. Idealmente marcadores de referencia 10 o más uniformemente distribuidos deben estar presentes en cada imagen para conseguir una buena alineación.

Observar el detalle molecular, las muestras son-caída congelado en etano líquido, que conserva su estado hidratado nativo. Congelación en líquidoetano es tan rápido (~ 10 5 ° C / s) 27 de que el agua no cristaliza sino que permanece en un estado vitrificado, similar al vidrio. Cristal de hielo daños formación estructuras biológicas sensibles. Como muestras biológicas sufren de daños por radiación, hay un límite para el número total de eventos de dispersión de la muestra puede tolerar. Las imágenes se adquirieron por lo tanto en el modo de dosis baja: Un área de interés se identifica a bajo aumento (1,500X) con una dosis de electrones por debajo de 1 e - / 2 nm (en modo de búsqueda). Para enfocar la imagen a continuación, con un aumento más alto, fuera del área de interés (modo de enfoque). Sólo cuando se adquiere una imagen, el área de interés se irradia con una dosis de electrones superior (modo de exposición).

A continuación, presentamos una visión general de cómo recoger y electrones proceso de crio-tomografías, utilizando dímeros ATP sintasa en la membrana mitocondrial interna como ejemplo. El siguiente protocolo describe cómo preparar la mitocondria para la crio-ET, cómo configurary recoger una serie de inclinación con una dosis total de electrones específica, y cómo procesar la serie de inclinación para obtener un volumen 3D del área de interés. Una visión general del procedimiento se ilustra en la Figura 1.

Protocol

1 Preparación de las mitocondrias de células o tejidos por centrifugación diferencial

En esta sección se describe un procedimiento general para el aislamiento de las mitocondrias intactas de diversos organismos eucariotas. Los componentes de amortiguación y velocidades de centrifugación precisa necesita ser optimizado para cada tejido / especie estudiada.

  1. Romper las células en tampón isotónico (por ejemplo, sacarosa 250 mM, HEPES 10 mM pH 7,4), utilizando un molino de vidrio talón (micelio fúngico) 28, la digestión enzimática de la pared celular (Saccharomyces cerevisiae) 29, un homogeneizador de rodamiento de bolas (single -Cell eucariotas / cultura células / nematodos) 30, o una licuadora (tejidos animales o vegetales) 31.
  2. Eliminar los restos celulares por filtración a través de muselina seguido por centrifugación a baja velocidad (2.000 xg, 4 ° C, 10 min).
  3. Recoger sobrenadante y sedimento mitocondrias por centrifugación de alta velocidad (9.000 xg, 4 ° C, 10 min).
  4. Cuando sea necesario, utilice un gradiente escalonado de la densidad isotónica para la purificación adicional de la fracción mitocondrial 32.

2 Preparación de mitocondrias para Electron Cryo-tomografía

La siguiente sección describe cómo obtener muestras congeladas hidratado para crio-ET. NOTA: El método implica el uso de nitrógeno líquido extremadamente frío y etano, que puede causar quemaduras graves en la piel. Gafas de seguridad y guantes de protección crio deben ser puestas. Etano líquido, que también es inflamable, debe manejarse en una campana de humos.

  1. Resuspender las mitocondrias sedimentadas en trehalosa 250 mM, 10 mM de tampón HEPES a pH 7,4 a una concentración de aproximadamente 5 mg / ml de proteína total.
  2. -Descarga luminiscente redes de EM de carbono, holey secundarios de carbono hacia arriba, en un dispositivo de vacío de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
  3. Licuar unos pocos mililitros de etano dirigiendo una corriente de gas de etano en el lado interior de un nitrógeno líquido frescorecipiente de aluminio ed.
  4. Mezcle proteína A conjugada con suspensión fiducial oro 1: 1 con suspensión mitocondrial y aplicar de inmediato 3 l de una rejilla EM de descarga luminiscente se celebró en pinzas.
  5. Colocar las pinzas en un dispositivo de vitrificación, por ejemplo, una guillotina casera. Seque el exceso de líquido con un trozo de papel de filtro (~ 5 segundos o hasta que el líquido deje de difusión) y sumergirse de inmediato la red en etano líquido soltando el gatillo.
  6. Transfiera la red a partir de etano líquido en nitrógeno líquido. Durante la transferencia, eliminar el exceso de etano de la red con papel de filtro. Coloque la punta de una pieza en forma de cuña de papel de filtro en el etano líquido. A medida que el etano líquido sube, arrastre suavemente la red hasta el papel de filtro, pero mantenerlo por debajo de la parte delantera líquido. Etano líquido se retira de la red por acción capilar y una vez que todos etano líquido se ha eliminado, transferir inmediatamente la cuadrícula en nitrógeno líquido.
  7. Coloque la rejilla vitrificada en una caja de almacenamiento de red, unnd almacenar en nitrógeno líquido para su uso posterior, según corresponda.

3. grabación de tomográfica Inclinación Series

La siguiente sección describe cómo configurar y recopilar una serie de inclinación tomográfica de una mitocondria con un microscopio electrónico de Polara equipado con un filtro de energía post-columna y la cámara CCD. Protocolos similares se utilizan con todos los electrones crio-microscopios equipados con cámaras CCD o directos detector de electrones.

  1. Alinear el Microscopio
    1. Inserte probeta por ejemplo, el grafito y las islas de oro en película de carbón perforado.
    2. Seleccione el modo de búsqueda en el sistema de dosis baja del microscopio.
    3. Llevar la muestra a la altura eucéntrica. Este es el punto de mínimo movimiento xy al inclinar el portamuestras. Centrar un punto de interés a 0 ° de inclinación, incline la etapa a 20 ° y volver a centrar el punto de alterar la altura z. Regresar a 0 ° y repita hasta que se minimiza el desplazamiento lateral.
    4. Seleccionemodo de exposición. Elija de tamaño deseado para recoger una tomografía (por ejemplo, el detector 25,000X ≈ 0,6 nm Tamaño de la pieza de píxeles).
    5. Elija una pequeña apertura del condensador (50-70 mm) y seleccione un tamaño de punto y la intensidad del haz de manera que el haz es sólo más ancho que el dispositivo de imágenes y da una lectura de píxeles de 60 e - / pixel (CCD) o 14 e - / pixel / seg (detector de electrones directa, modo de conteo).
    6. Apertura del condensador Center.
    7. Encuentra Gaussian enfoque por ejemplo, punto de contraste mínimo. Restablecer lectura desenfoque microscopio y los puntos de pivote correctas y el centro de rotación de acuerdo a las instrucciones del fabricante.
    8. Marque en el desenfoque deseado para la grabación de tomografía. NOTA: Alta desenfoque (8 micras) aumenta el contraste, pero reduce la resolución, mientras que la baja desenfoque (2-4 micras) aumenta la resolución a expensas de contraste.
    9. Más de un agujero vacío, generar una nueva referencia de ganancia y alinear filtro de energía de acuerdo con el fabricante delinstrucciones.
    10. Alinear modos de búsqueda y exposición. En el modo de exposición, centrar un punto de interés y cambiar al modo de búsqueda. Seleccione ampliación de 1,500X (0,033 m / pixel de la muestra en el detector) y desenfoque de 100 micras (para un mayor contraste). Traiga punto de interés volver a centrar usando bobinas de desplazamiento de imagen.
    11. En el modo de búsqueda, ajustar el tamaño del punto y la intensidad del haz de manera que el haz es sólo más ancho que el dispositivo de imágenes y da una lectura de píxeles de ~ 20 e - / pixel (CCD) o ~ 8 e - / pixel / seg (detector de electrones directa, modo de conteo).
  2. Encontrar una buena zona de la pieza
    1. Inserte la rejilla con las mitocondrias-congelados hidratado en el microscopio electrónico de la temperatura del nitrógeno líquido (consulte las instrucciones del fabricante EM).
    2. En el modo de búsqueda, buscar la red para las zonas de espesor del hielo y la muestra de una calidad adecuada. Tome un 6 seg de búsqueda de imágenes de áreas prometedoras para determinar la idoneidad para la recolección de tomografía. Both de la membrana mitocondrial interna y externa debe ser visible a este aumento.
  3. Grabación de una inclinada Series tomográfica
    1. Una vez que se encuentre una buena superficie de la muestra, incline la etapa de ± 60 ° para determinar el rango de inclinación máxima que está disponible sin ningún tipo de obstrucción de la exposición o el enfoque por área de barras de la rejilla o trozos de hielo.
    2. En un agujero lleno de hielo cerca de apariencia similar, cambiar a modo de exposición y ajustar la intensidad del rayo o la adquisición de imágenes en tiempo por lo que cada imagen grabada tiene una dosis de electrones de 30 a 50 e - / pixel para CCDs o 6-8 e - / pixel / s detectores de electrones directos, el modo de contar.
    3. Calcular la relación de distribución de la dosis (I 0 / I 60) dividiendo el recuento promedio de electrones de una imagen 1 seg adquirida a 0 ° con la de una imagen 60 ° para. Esta relación se describe el aumento en el tiempo de exposición necesario para mantener un recuento de electrones constante por imagen al aumentar el ángulo de inclinación (tiempo de exposición = 1 / cos (α) n donde (I 0 / I 60) = 2 n). La relación también sirve como una buena indicación de espesor de hielo. Buenas tomografías de mitocondrias suelen registrarse con un I 0 / I 60 = 2,3-2,6.
    4. Más de un agujero vacío, adquirir una imagen 1 seg en el modo de exposición y anote el número de electrones por Å 2. Teniendo en cuenta la relación de distribución de dosis, calcular el número total de imágenes que se pueden grabar para una dosis total específica de electrones (por ejemplo, <40 e - / Å 2 para la determinación estructural y ~ 160 e - / Å 2 de morfología).
    5. Determinar el intervalo de inclinación apropiado para la recolección de tomografía dividiendo el rango total de inclinación (por ejemplo, 120 ° para ± 60 °) por el número total de imágenes calculados en 3.3.4.
  4. Configurar y grabar una tomografía con los parámetros determinados anteriormente, utilizando el software de recopilación automática de datos apropiada 33, 34. Serie Tilt se comienzan a ± 20 ° y pasan por 0 ° antes de llegar a altas inclinaciones con el fin de maximizar el contenido de información de imágenes de baja inclinación que se destruyeron por la dosis de electrones en aumento.

4. Creación y segmentación de los volúmenes tomográficos

En esta sección se describe cómo se generan volúmenes tomográficas de las mitocondrias de la serie de inclinación y cómo los volúmenes están presentes para la visión general.

  1. Guarde la serie inclinación tomográfica a un directorio apropiado. Generar una pila de imágenes y convertirlas a un formato de archivo adecuado con el software de código abierto, como dm2mrc o tif2mrc (paquete IMOD), que convierten .dm3, .dm4 o .tif archivos en pilas de MRC. se requieren pilas MRC para la reconstrucción tomográfica con IMOD 35. Otros paquetes requieren diferentes formatos.
  2. Alinear las imágenes y generar una tomografía siguiendo los pasos detallados en el tutorial IMOD (
  3. Mejorar el contraste de la tomografía utilizando el filtro de difusión anisotrópica no lineal distribuido con IMOD. Este filtro funciona bien para las membranas y partículas asociadas a la membrana, como la ATP sintasa.
  4. Para la visualización, el segmento manualmente la tomografía usando programas disponibles comercialmente, por ejemplo, Amira. Asignar voxels correspondientes a la membrana interna o externa y generar una superficie. Usando la opción clicker en el plugin EM-paquete para AMIRA 36 marcar la ubicación de las partículas ATP sintasa.

5. Subtomogram de promedio de la ATP sintasa dímeros y montaje de estructuras de rayos X

La siguiente sección describe cómo se pueden obtener los promedios subtomogram de dímeros ATP sintasa.

  1. El uso de las partículas marcadas como entrada y un paquete de software apropiado, tal como el "ParteEstimación ículo para el programa de tomografía electrónica ', calcular un promedio subtomogram.
  2. Para una estimación resolución, comparación de dos promedios subtomogram determinados independientemente por Fourier correlación shell 37.
  3. Si, muelle conocido estructuras de rayos X disponibles en el promedio subtomogram de cuerpo rígido ajustado, ya sea manualmente o utilizando rutinas automáticas de conexión secuenciales como las que en el programa de Chimera 38.

Representative Results

Electrón crio-tomografías de mitocondrias revelan claramente la morfología 3D del orgánulo (Figura 2). Segmentación manual de las membranas en un volumen tomográfica ilustra la estructura de las crestas en una mitocondria. Mediante formación de imágenes mitocondrias de diferentes cepas de levadura knockout que carecen de ciertos componentes de la proteína, el efecto de estas proteínas en la morfología de crestas puede ser evaluado. Figura 3 muestra una mitocondria de una cepa de levadura que carece de ATP sintasa subunidad e. Se requiere este componente del complejo de la ATP sintasa para la dimerización de la ATP sintasa mitocondrial. Las mitocondrias de esta cepa carecen de las crestas laminar normal de las mitocondrias de tipo salvaje (Figura 2) y en su lugar contiene un número de compartimentos de la membrana interna. Estos compartimentos están desprovistos de crestas o contienen pequeñas invaginaciones de la membrana en forma de globo (Figura 3).

En tomicionales con buen contraste, grandes complejos de proteínas mitocondriales, en este caso de la ATP sintasa dímeros, son fácilmente visibles (Figura 4; Movie 1). Las estructuras de los complejos pueden ser determinadas en 2-3 nm de resolución por promediación subtomogram (Figura 5; Película 2). Los volúmenes medios pueden ser colocados de nuevo en la tomografía con el fin de evaluar la organización de los complejos individuales en relación entre sí y de otros complejos de proteínas en la membrana (Figura 6; Movie 3).

Figura 1
Figura 1 Diagrama de flujo que muestra las etapas de la crio-tomografía electrónica. Haz clic aquí para ver la imagen más grande.


Figura 2 Morfología de una mitocondria de tipo salvaje S. Cerevisiae. Rebanada central a través de un volumen tomográfica de un tipo salvaje S. mitocondria cerevisiae (izquierda) y el volumen-rendido superficie correspondiente (a la derecha). El volumen segmentado de la membrana externa se muestra en gris y los volúmenes del límite interior y crestas membranas en azul claro. Adaptado de Davies et al 8. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.

Figura 3
Figura 3. Mitochondrion de una S. Cerevisiae cepa que carece de una subunidad necesaria paraATP sintasa dimerización. Cortar a través del volumen tomográfico (izquierda) y el acompañamiento volumen-rendido superficie (derecha) de una mitocondria de una S. Cerevisiae cepa carente requerido para ATP sintasa dimerización el e subunidad proteica. Cuando se compara con la Figura 2, la mitocondria de la cepa mutante carece de las crestas laminar normal de las mitocondrias de tipo salvaje. En cambio, la mitocondria tiene muchos compartimentos de membrana interna, ya sea con ausencia de crestas o crestas en forma de globo. Así electrónica crio-tomografía destaca alteraciones en la morfología de la membrana debido a las supresiones de genes. Adaptado de Davies et al 8. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.

Figura 4
Figure 4. Mitocondrio del hongo P. anserina. Cortar a través del volumen tomográfico (izquierda) y el volumen-rendido superficie adjunta (derecha) de una mitocondria del hongo filamentoso P. anserina. En este tomografía, filas de 10 nm partículas (puntas de flecha amarilla) se encuentran por encima de las crestas de membrana muy curvadas en las crestas de la membrana interna (ver vídeo 1). Estas partículas fueron identificados como dímeros ATP sintasa por subtomogram promedio. Desde Davies et al 9. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.

Figura 5
Figura 5 Estructura y organización de la ATP sintasa mitocondrial. Lateral y vista superior que muestra la densidad electrónica de un dímero ATP sintasa de S. c erevisiae según lo determinado por un promedio subtomogram con modelos atómicos armarios (izquierda). Mitocondrial vesícula de la membrana interior que muestra la organización de dímeros ATP sintasa en filas (derecha). La figura fue generada por el posicionamiento de la media subtomogram de la sintasa dímero ATP en el volumen segmentado de la vesícula de membrana, utilizando las coordenadas calculadas durante un promedio. Adaptado de Davies et al 8. Modelos atómicos: F 1 / rotor de anillo [AP: 2WPD] 39 (azul y púrpura); oligomicina sensible confiriendo proteína-OSCP [AP: 2BO5] 40 (verde); fragmento de tallo periférico [AP: 2CLY] 1 con los residuos N-terminales de [AP: 2WSS] 2 (amarillo y rojo) (véase Movie 2). Haga clic aquí para ver la imagen más grande.

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Figura 6. Aislado crista de vesículas a partir de una P. anserina mitocondria. Rodajas de un volumen tomográfico (izquierda) y el volumen-rendido superficie adjunta (derecha) de una vesícula crista de P. anserina. Densidades de proteínas que sobresalen de la membrana son claramente visibles. Las densidades indicadas por flechas amarillas son dímeros ATP sintasa, identificadas por subtomogram promedio. Puntas de flechas verdes indican las densidades identificados mediante el etiquetado de anticuerpos como NADH deshidrogenasa (complejo 1, para más detalles véase 9). Segmentación de las densidades de proteínas revela su organización en las crestas, con los dímeros de la ATP sintasa (rojo y amarillo) que forman filas a lo largo de las crestas cristae muy curvadas y los complejos NADH deshidrogenasa (verde) en las regiones de membrana a cada lado de las filas (véase Movie 3). Desde Davies et al 9.28 / 51228fig7highres.jpg "target =" _blank "> Haga clic aquí para ver la imagen más grande.

Movie 1. Electron crio-tomografía de una P. anserina mitocondria. La película muestra rebanadas sucesivas a través de un volumen tomográfica tomada de una mitocondria de la hongo filamentoso P. anserina. Filas de ATP sintasa se indican con flechas amarillas. El, el volumen segmentado-prestados superficie muestra la ubicación de la ATP sintasa (esferas amarillas) en relación a la estructura de crestas 3D. Membrana externa, gris; membrana límite interior, azul transparente; crestas membranas, de color azul opaco. Desde Davies et al 9. Véase también la Figura 4. Haga clic aquí para ver el video.

Movie 2. Subtomogram media de la ATP sintasa mitocondrial dímero de S. Cerevisiae con modelos atómicos armarios. El promedio fue decalculado a partir de 121 subvolúmenes. La densidad se muestra en tres niveles de contorno: 1s - malla, 2s - gris claro y 3s - gris oscuro. Modelos atómicos experimentales se ajustaron a la densidad mediante la rutina de ajuste secuencial en Chimera. Modelos atómicos: F 1 / rotor de anillo [AP: 2WPD] 39 (azul y púrpura); oligomicina sensible confiriendo proteína-OSCP [AP: 2BO5] 40 (verde); fragmento de tallo periférico [AP: 2CLY] 1 con los residuos N-terminales de [AP: 2WSS]. 2 (amarillo y rojo) Haga clic aquí para ver el video.

Adaptado de Davies et al 8. Véase también la Figura 5.

Movie 3. Aislado crestas vesícula de una P. anserina mitocondria. rebanadas sucesivas a través del volumen tomográfica se muestran, seguido por el volumen renderizada superficie segmentada. Densidades de proteínas que sobresalen de la membrane son claramente visibles. Densidades rojas y amarillas son dímeros ATP sintasa. Densidades verdes son NADH deshidrogenasa (complejo I) tal como se determina mediante el etiquetado de anticuerpos. Desde Davies et al 9. Véase también la Figura 6. Haga clic aquí para ver el video.

Discussion

El protocolo presentado aquí proporciona una introducción a la crio-ET y subtomogram promedio de las mitocondrias, pero esencialmente el mismo procedimiento se puede aplicar a cualquier otro compartimiento celular o membrana. Para obtener los mejores datos posibles, pasos críticos durante el procedimiento son: la preparación, la estrategia de adquisición proceso de congelación profunda y datos. La calidad de la muestra, lo cual es crítico para el éxito, depende de un protocolo de congelación optimizado para asegurar el espesor del hielo adecuado, el cual es de suma importancia para el buen contraste de la imagen. La estrategia óptima de adquisición de datos depende del instrumento y la muestra. Parámetros para ser optimizadas incluyen dosis de electrones por imagen, esquema de inclinación y desenfoque. La adquisición de una buena tomografía de una buena muestra hace todo el procesamiento de nuevas medidas más fácil y asegura un resultado final satisfactorio.

Cryo-ET combinado con un promedio subtomogram y ajuste del modelo atómico proporciona detalles de cómo los complejos de proteínas se disponen en lentorno celular nativo eir. La técnica es igualmente adecuado para la investigación de la estructura de grandes complejos de proteínas de membrana, tales como supercomplexes cadena respiratoria (1,7 MDA), dímeros de la ATP sintasa (2x500 kDa), o el complejo de poro nuclear (~ 120 MDa) 8, 9, 17. La organización de dímeros ATP sintasa en filas no puede ser observado por técnicas de alta resolución como la cristalografía de rayos X, RMN o de una sola partícula crio-EM, porque las filas de dímero se interrumpen por extracción con detergente, que es un paso necesario en el aislamiento y la purificación de complejos de proteínas de membrana.

La disposición de la ATP sintasa en filas a lo largo de las crestas de dímeros cristae es un principio de organización universal de las mitocondrias en todas las especies. Los complejos de bombeo de protones de la cadena de transporte de electrones, en particular, el complejo I (NADH deshidrogenasa), se encuentran en las áreas de membrana a cada lado de las filas 8,9. Esta organización de la cadena respiratoria tiene un profundo impacto en la bioenergética mitocondrial. Si las filas de dímero no pueden formar debido a la ausencia de subunidades de proteínas de dímero-específica, las células presentan tiempos de generación más largos y reducción de la aptitud celular, como se observa en el mutante de levadura se muestra en la figura 3 41. Con el creciente interés en las enfermedades mitocondriales, un detallado comprensión de las bases moleculares que regulan ultraestructura y la función mitocondrial es de suma importancia. Electron crio-tomografía proporciona un enlace entre la estructura de la proteína se determina por métodos de alta resolución, y la distribución y disposición de estas proteínas en la membrana en la escala de nanómetros. Esto hace que la crio-ET en una herramienta esencial para la comprensión de la estructura y función mitocondrial en la salud y la enfermedad.

Otros desarrollos técnicos y las mejoras en la crio-ET incluyen estrategias de proteína de etiquetado para identificar la posición de protein subunidades de los complejos macromoleculares o la localización de proteínas distintas más pequeños o menos (<0,5 MDA) en las células. Además, los métodos de procesamiento EM híbridos, que combinan subtomogram promediado con el análisis de una sola partícula o reconstrucción helicoidal han determinado recientemente estructuras de proteínas a ~ 8 Å 42, 43. Estos métodos de tratamiento se limitan actualmente a las proteínas purificadas, que están bien separados en hielo o forman asambleas helicoidales y en la actualidad no son aplicables a entornos celulares concurridos como las mitocondrias y crestas membranas. Para la recolección de datos, las nuevas herramientas informáticas y hardware se están desarrollando para permitir la adquisición tomografía automatizada, aumentar el contraste de la imagen y reducir la dosis total de electrones requerida. La única limitación fundamental en crio-ET es el daño por radiación a la muestra por el haz de electrones. Esto significa que sólo dosis muy bajas de electrones se pueden utilizar para grabar cada imagen de una serie de inclinación tomográfica, resultando en una mala señal-tratio que limita en última instancia, la resolución alcanzable o-ruido. Los nuevos detectores de electrones directo, lanzado hace menos de un año, están revolucionando el campo de una sola partícula crio-EM 44, 45. Estos nuevos detectores proporcionan mayor contraste y una mejor resolución en dosis más bajas de electrones. Para la crio-tomografía electrónica, esto significa que la serie de inclinación con tamaños de paso más pequeñas o tomografías ejes duales incluso se puede recoger sin preocupaciones sobre el daño por radiación excesiva (una imagen CCD es equivalente en dosis de electrones 5 imágenes directas del detector de electrones). Las grandes cantidades de datos producidos por estos detectores de crear sus propios desafíos en el manejo de datos, procesamiento y almacenamiento, lo que tendrá que superar.

Además, placas de fase, que funcionan sobre principios similares a los usados ​​rutinariamente en la microscopía de luz para mejorar el contraste de fase, se están desarrollando actualmente para microscopía electrónica de transmisión 46, 47. Esto debería permitir que las tomografías que se recojan más cerca de enfocar y por lo tanto en una resolución más alta, mientras que al mismo tiempo que se preserva de baja resolución características necesarias para la alineación y la interpretación de los volúmenes de tomográficas. Tomados en conjunto, estos avances tecnológicos se ampliará considerablemente la gama de cuestiones biológicas que pueden ser abordadas por crio-ET.

Disclosures

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Acknowledgments

Este trabajo fue apoyado por la Sociedad Max Planck (KMD, BD, AWM, TB, TBB, DJM, y WK), el Cluster de Excelencia Frankfurt "complejos macromoleculares", financiado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (WK) y una postdoctoral EMBO a largo plazo Fellowship (VAMG).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sucrose Roth 4621.2
Trehalose Sigma-Aldrich T9449
HEPES Sigma-Aldrich H3375
Zymolase biomol Z1000.1
Density gradient medium Sigma-Aldrich D1556 or P1644
Protein A gold Aurion 810.111 10 nm
Ethane Air Liquide P0502S02R0A001
Nitrogen Air Liquide I4150RG
Consumables
Filter paper Whatman, GE Healthcare 1004 090 Nr 4
Tweezers Dumont T506 Non-magnetic, pattern #5
EM combined test grid Plano GmbH S142 grapite and gold islands on holey carbon film
Holey carbon grids Quantifoil Micro Tools GmbH or C-flat R2/2 300 Cu mesh
Cryo grid boxes Plano GmbH 160-42 Alternative home-made metal boxes
Potter Sigma-Aldrich P7984
Blender Waring 8011S
Glass bead mill - bead beater BioSpec Products 1107900-105 Including 0.5 mm beads
Ball-bearing (Balch) homogeniser isobiotec H8
Centrifuge Thermo Scientific 46915 Sorvall RC6+
Glow-discharge apparatus Bal-Tec A.G. CTA 010
Grid vitrification device FEI, Gatan or Leica Alternative home-made plunger
Transmission electron microscope FEI or Jeol 300 keV
Direct electron detector Gatan K2 summit 4k x 4k pixels, counted mode
Charge coupled device (CCD) Gatan US4000 4k x 4k pixels (alternative to Direct electron detector)
Energy filter Gatan or Jeol
Software
Image acquisition software Gatan
Tomogram acquisition software Gatan, FEI, USCF, or UC-Boulder 4 alternatives
Tomogram processing software FEI, UCSF or UC-Boulder 3 alternatives
Subtomogram averaging software UC-Boulder, or University of Basel 2 alternatives
Tomogram visualization software UC-Boulder, FEI, or University of Utah 3 alternatives
Visualization software plugin Goethe university http://www.biophys.uni-frankfurt.de/frangakis/
Structure visualization software UCSF http://www.cgl.ucsf.edu/chimera/
Numerical calculation software MathWorks http://www.mathworks.de/academia/

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References

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