单工程的RNA转录物的活细胞实时成像采用比例式双分子信标

* These authors contributed equally
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

比例式双分子信标(RBMBs)可用于将图像的单个设计RNA转录活细胞中。在这里,我们描述RBMBs,交货RBMBs到细胞通过微穿孔和的单个RNA转录物中的实时荧光成像的制备和纯化。

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Song, Y., Zhang, X., Huang, L., Behlke, M. A., Tsourkas, A. Real-time Imaging of Single Engineered RNA Transcripts in Living Cells Using Ratiometric Bimolecular Beacons. J. Vis. Exp. (90), e51544, doi:10.3791/51544 (2014).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

人们越来越认识到这两个基因表达的时空调控可能对细胞功能的重要后果,导致了不同的技术的发展,以可视个体的RNA转录物在单个活细胞。最近已经描述的一个有前途的技术利用的寡核苷酸为基础的光学探头,比率双分子信标(RBMB),以检测该被工程化以包含在3'-端非翻译区的RBMB靶序列的至少四个串联重复序列的RNA转录物。 RBMBs是专门设计成发射后,杂交到互补RNA明亮的荧光信号,但在其他方面仍骤冷。在这种方法中,使用合成探针允许耐光的,红移,并且将用于成像高度发光有机染料。多RBMBs的宽视场荧光显微镜下观察时,结合改造的RNA转录产生离散的荧光斑点。因此,个体的RNA转录物的运动可以容易地通过取一个时间序列的荧光图像的可视化中的实时性。在这里,我们描述RBMBs的制备和纯化,递送到细胞微穿孔和活细胞的单个RNA转录物成像。

Introduction

RNA转录物的表达调控是一个复杂的动态过程,主要是负责控制细胞的行为和命运。虽然RNA的口述细胞功能的重要性已经知道了一段时间,它往往是很难得出两个因为大多数RNA分析工具缺乏捕捉重要的调节事件,如转录爆破所需的空间和时间分辨率,RNA之间明确的连接贩卖人口和本地化RNA加工。这导致了一些技术,使个体的RNA转录物,以在实时1活细胞可视化的出现。也许,最突出的,这些技术利用了GFP-MS2融合蛋白靶向已被工程化以包含在3'-UTR 2,3 MS2的结合位点的串联重复序列的RNA。通过将多个绿色荧光蛋白分子紧密接近,个别RNA转录出现明亮的荧光斑点通过荧光显微术。将GFP-MS2系统提供了前所未有的洞察RNA的行为,包括直接的可视化和转录的测量耐破4,5,检测独特的亚细胞定位和处理6-9,和RNA运输10的实时成像。然而,尽管GFP-MS2系统的巨大潜力,未结合的GFP-MS2融合蛋白可以创建限制了这种技术的通用性和动态范围的高背景荧光信号。几种方法已经被开发,以限制该背景信号,包括未结合的GFP-MS2 10的亚细胞区室化,蛋白片段互补11,并选择性RNA结合蛋白和目标12。然而,所有这些方法仍与RNA靶和GFP-MS2融合蛋白的相对和总表达敏感。

作为Alternative到GFP-MS2系统,分子信标也被用于检测工程化的RNA转录物的互补结合位点的3'端非编码区13,14的串联重复序列。分子信标是被标记在一端与猝灭剂和在与荧光报道的另一端发夹形成的寡核苷酸探针。当未结合于靶R​​NA的荧光报道分子和猝灭剂保持在接近,从而导致低荧光状态。杂交时,该荧光报道分子和猝灭剂被强迫分开,荧光恢复。类似于GFP-MS2系统,多个分子信标结合到一个单一的RNA转录物的结果中,可以通过荧光显微镜来识别一个明亮的荧光斑点;然而,背景荧光预期要低的多,由于未结合的分子信标在骤冷结构。不幸的是,尽管巧妙活化机制并入米olecular信标设计方案,现在有越来越多的证据表明,未杂交的分子信标不留在发夹构象时引入活细胞。因此,它们产生假阳性信号,表明显著降低了信号 - 背景。为了克服这一缺点,我们最近开发了一种新的合成探针成像的RNA在活细胞中,比率双分子信标(RBMBs; 1A)15,16。 RBMBs组成的构成的混合结构用从两个短发夹RNA(shRNA)和分子信标功能2 2'-O-甲基寡核苷酸链。循环和荧光激活机制是类似的分子信标,而长的双链与3'-UU突出域名的shRNA的多个特征。 shRNA的功能旨在推动核电出口,这是我们发现增加细胞内的生命周期,以> ​​24小时,以最小的可观察到的退化,防止环路的非特异性开口。其结果RBMBs呈现显著更高的信号 - 背景比的分子信标。

但是应当注意的是,RBMBs不能使用的DNA寡核苷酸制备的,由于基于DNA的探针不具有相同的核输出能力,基于RNA的探针。在结构上,RBMB环通常被设计为15和21个碱基长之间,以创建经RNA杂交的特异性和选择性之间的平衡。短杆,其形成从两个自互补结构域通常被设计为4个碱基。如果较长的茎被选择,则RBMB环和靶RNA之间的杂交的速率显著减慢17,18。相反地​​,当选择了短茎序列的熔化温度通常太低,以维持茎 - 环结构,在37℃,从而导致高背景信号。该RBMB的特异性也红了uced作为干长度被缩短。由于RBMB茎-环也可以影响RBMB性能的序列,它必须仔细选择19。特别是,理想的循环序列应该具有最小的二级结构,杂交的RNA序列以最小的二级结构,避免蛋白质结合位点,并避免结合的脱靶。既RBMB和RNA二级结构的预测可以使用软件如MFOLD 20来获得。互补脱靶部位可使用核苷酸基本局部分配搜索工具(BLAST)确定。然而,因为在模型预测和确定蛋白质伺机网站难度不一致的,所有RBMBs的特异性,最终必须通过实验验证。

如果需要的话,一个非淬火参考染料是不敏感的杂交状态可以被添加到RBMB 15。又多了一个参考染料可公关ovide的标记探针递送和用于比例成像,如果细胞总荧光的更精确的测量是必需的。参考染料允许测量要调节为由于细胞 - 细胞间的变化在传递中背景的差异。然而,成像个体的RNA时誊基准染料是没有必要的。值得注意的是,一些参考染料可以与RBMBs的离核的出口干扰,导致在细胞核中稍高的背景信号。

当设计得当,RBMBs可用于图像个体的RNA转录物在单个活细胞中,如果靶RNA被工程化以包含至少四个RBMB结合位点( 1B)16。 RBMBs能够高效率地递送到大范围通过微穿孔的细胞类型的,很少或几乎没有作用,对细胞活力21,和基因表达的定量测量可在30分钟内获得的。此外,该方法是相当不敏感RBMB浓度和靶RNA水平,由于来自未结合RBMBs荧光被有效地淬灭。这里我们提供了用于制备和纯化RBMBs的方法的详细描述,以及用于递送RBMBs进入活细胞通过微穿孔的一般过程和单RNA转录物中的实时成像。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

在这个协议中,一个寡核苷酸(RBMB1)被标记在它的5'末端与CF640R报告染料和具有序列:5'-mCmUmUmC mGmUmC mCmAmC mAmAmA mCmAmC mAmAmC mUmCmC亩mGmAmAmG mGmAmC mGmGmC mAmGmC mGmUmG mCmAmG mCmUmC木木-3'。自身互补结构域,其驱动所述发夹结构的形成中,用粗体表示。第二个寡核苷酸(RBMB2)被标记在3'端有一个爱荷华黑色RQ-SP猝灭剂和具有序列:5'-mGmAmG mCmUmG mCmAmC mGmCmU mGmCmC mGmUmC-3'。

1,准备RBMBs的

  1. 执行包含RBMB1和RBMB2寡管的快速旋转,以确保在干燥的寡核苷酸是在管的底部,并重新悬浮在DNA酶和RNA酶的水至100μM的最终浓度。例如,寡核苷酸的10纳摩尔样品应重新悬浮于100微升的水。
  2. 测量尤尔RBMB1和RBMB2股票样本的紫外 - 可见光谱的准确浓度。
    1. 混合3微升117微升DPBS的RBMB样品(无钙和镁)在微量离心管中。
    2. 空白的分光光度计用DPBS和从200-800纳米测量吸光度。注:峰值吸光度在260 nm和650 nm的应该是可见的。
    3. 计算出的库存浓度基于260nm处的吸光度(或650纳米为RBMB1)的RBMB样品,使用下式:
      原料浓度(M)= A 260×稀释因子/消光系数,其中A 260是在260nm处的吸光度和稀释因子为40。
      注意:消光系数为RBMB可以由寡核苷酸生产商提供的说明书手册中找到。 CF640R的在650nm处的消光系数为103,000。
  3. 混合20微升100μM的RBMB1,30微升100μM的RBMB2,6微升的10倍磷酸盐缓冲液(10倍的磷酸盐缓冲液:480 mM的K 2 HPO 4,45 mM的KH 2 PO 4,140 mM的的NaH 2 PO 4,pH 7.2)中,并加入4μlDNA酶和RNA酶的水。在室温下孵育该混合物30分钟。注:这是典型的足够大约50个研究。
  4. 准备用75制备级的Superdex删除任何未杂交RBMB2寡核苷酸液相层析柱。使用8毫升(0.7×20厘米),液相层析柱用〜4毫升床体积,净化小体积的混合探针。
  5. 洗涤并用注射器泵以流量为0.6毫升/分钟的流速运行平衡了的Superdex以〜50毫升的1X磷酸盐缓冲液中。之前所有的流体进入床体积时,停止注射泵,取下,并让剩余的液体去通过该柱由重力。
  6. 加载RBMB混合物(60微升)到层析柱中。
    1. 经过RBMB样品已经完全进入该床,慢慢加入另一个250微升1X磷酸盐缓冲液加入到床的顶部,以确保整个样品已完全进入柱。
    2. 柱填充与1X磷酸盐缓冲液的边缘。合上,然后启动注射泵 - 注射器应该充满〜50毫升的1X的PBS中,并运行在0.6毫升/分钟的流速。
    3. 一旦RBMB接近该柱的底部 - 的RBMB样本通常可以很容易地由于可视化,以掺入探针的染料的颜色 - 通过流在2滴每离心管(1.5ml)中收集的。停止收集样品,一旦离心管内的颜色变得清晰。
  7. 结合含彩色RBMB样品管 - 通常是5-6管 - 并装入离心过滤装置(10,000兆瓦截止)。离心样品以10,000 RCF离心20分钟,或直到所需的体积。注意:这些速度和时间将典型地屈服〜30微升的最终体积。
  8. 测量通过UV-Vis光谱纯化RBMB样品的准确浓度。
    1. 取3μL浓RBMB样品,并在微量离心管117微升的DPBS混合。
    2. 空白的分光光度计用DPBS和从200-800纳米测量吸光度。注:峰值吸光度在260 nm和650 nm的应该是可见的。
    3. 计算出的库存浓度基于该吸光度在650nm处的杂交RBMB的,使用等式:
      股票浓度(M)= 650 *稀释倍数/灭绝系数,其中A 650是吸收在650nm处,稀释倍数为40。
      注:在650nm的消光系数CF640R是103,000和消光系数为衣阿华黑RQ是〜20,000。消光系数是相加的,并且不杂交敏感。因此,股票RBMB样品具有approximatel的组合消光系数Ÿ123000在650纳米。
  9. 同的名称和浓度和存储适当标记的管中于-20℃以备将来使用。

2,制备聚-D-赖氨酸涂层8孔腔室盖玻片

  1. 溶解在无菌的环境在25毫升无菌水5毫克聚-D-赖氨酸(冻干粉,G-辐照)的准备0.2毫克/毫升的溶液聚-D-赖氨酸。
  2. 加入200微升的0.2毫克/毫升的聚-D-赖氨酸溶液中,以8孔腔玻璃罩的各孔中,在无菌环境中。
  3. 在室温下孵育16-18小时,在细胞培养罩。
  4. 吸出聚-D-赖氨酸和用无菌蒸馏水洗井3次。注:涂布室玻片可以储存于4℃。

3,探针递送

注意:使用应该包含表达的RNA与至少4顺序绑定一个集成的基因构建体的细胞系统荷兰国际集团的站点中的3'-非翻译区(UTR)的RBMB。靶序列应该是互补的RBMB的循环。它是表示作为阴性对照,同样的细胞系被改造成表达同一基因构建,但没有串联重复。在这个协议中,人纤维肉瘤细胞系,HT1080,被改造成表达GFP的RNA与在3'-UTR的RBMB靶序列的96个串联重复。对照细胞系被改造成表达野生型GFP的RNA。

  1. 板块细胞的前一天探针递送T25培养瓶中,在40〜50%汇合。培养的细胞用补充有1%青霉素/链霉素和10%胎牛血清(FBS)的DMEM培养基,并在37℃,5%CO 2
  2. 第二天,打开microporator并设置微穿孔参数950 V,2个脉冲,25毫秒。注意:这些参数进行了优化,对于HT1080细胞,但它们是细胞类型依赖性的,可以是adjus泰德为其它细胞类型如制造商的说明中描述。
  3. 填补了微穿孔管4毫升电解缓冲液,并将其放置在微穿孔站。
  4. 取出纯化RBMB的股票样本及解冻。稀几微升至12μM用1×磷酸盐缓冲液中的最终浓度。需要为每个微穿孔1微升。
  5. 吸管1毫升培养基与胎牛血清但不含抗生素到微量离心管中。注意:这将被用于微穿孔后,立即中止细胞,并能预留,该微穿孔装置附近,暂时。在培养基中加入抗生素将微穿孔之后降低细胞活力。
  6. 从改造的HT1080细胞(60-80%汇合),除去细胞培养基,一旦用1ml Ca 2 +和Mg 2 +的 -free DPBS洗涤细胞,并孵育1毫升胰蛋白酶为1-2分钟。
  7. 停止trypsinization可添加补充有10%胎牛血清1毫升DMEM培养基,不含抗生素和酚红,并将细胞转移到2个1.5 ml离心管中。
  8. 降速的细胞在微量离心管中,在200×g离心5分钟。去除上清,重悬,并结合细胞沉淀在1毫升DPBS的最终体积。
  9. 取10微升的充分混合的细胞悬浮液并计数细胞。
  10. 吸取细胞上下数次,以确保它们都很好地分散和转移300000细胞用DPBS到一个新的1.5 ml离心管和自旋向下在200 XG 5分钟。
  11. 弃上清,小心不要打扰细胞沉淀。重悬在11微升的再悬浮缓冲液和吸液管上下数次沉淀,以确保细胞被很好地分散。确保不产生任何气泡。注:气泡将微穿孔时引起火花,导致穷人RBMB传递和细胞死亡。
  12. 加入1μl的稀释RBMB(12μM),并通过上下吹打几次混匀。同样要注意不要产生任何气泡。
  13. 吸液10微升RBMB细胞混合物,采用微穿孔吸管,然后将吸管进入微穿孔管。按下启动按钮,启动微穿孔。注意:不应该有明显的气泡一角。
  14. 当microporator的屏幕显示完成,从车站取出吸管,驱逐10微升混合物倒入先前准备的,与FBS但没有抗生素1毫升培养基的离心管中。摇动该管一侧到另一侧几次轻轻混匀。
  15. 旋转该细胞在200×g离心5分钟,并用胎牛血清但不含抗生素洗涤细胞两次,在1ml的无酚红培养基中,以除去那些没有递送到细胞中的任何RBMBs。悬浮与FBS,但没有400μL无酚红培养基抗生素。
  16. 板的微穿孔细胞进入聚-D-赖氨酸包被的8孔腔玻璃罩以每孔或在所需的汇合200微升。
  17. 可选:如果希望将图像的细胞核中,赫司特33342添加到细胞中,以0.01毫克/毫升的最终浓度。
  18. 将腔玻璃罩到细胞培养孵化器。孵育的细胞1-2小时前成像,以使细胞有足够的时间来沉淀下来的玻璃罩表面。注:成像能够尽快进行30分钟后,微穿孔。

4,图像采集

  1. 转活细胞阶段顶部孵化系统和平衡它,直到它达到37℃,5%CO 2和75%的湿度。
  2. 打开显微镜和荧光光源和打开的Metamorph软件。注:也可用于显微镜控制和图像采集中的类似软件包。
  3. 适用Immersol油的目标。
  4. 用微穿孔细胞转移腔玻璃罩到活细胞的阶段顶部孵化体系。孵化阶段顶部,直到系统温度和二氧化碳含量稳定。
  5. 打开采集卡在软件的Metamorph。点击查看实时按钮来查找字段,调整在白光下的焦点,并单击停止现场按钮。
  6. 根据采集选项卡,单击打开流采集弹出按钮,设置所需的影片采集参数。掌握使用的Cy5 / CF640R过滤器150帧的图像保存到硬盘驱动器。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

不久下列HT1080细胞中RBMBs的存在下的微穿孔,被改造的那个人的RNA转录物,以含有多个RBMB结合位点在其3'-UTR时通过宽视场荧光显微镜( 图2)拍摄显示为明亮的荧光斑点。而个体的RNA转录物与少至4 RBMB结合位点可以在活细胞进行成像,越RBMB结合在3'-UTR部位,越强的荧光信号。而且,越是RBMBs绑定到每个成绩单的时间越长的RNA可以可视化前的信号丢失,由于漂白。在这个协议中,RNA被工程化以包含在3'-UTR的RBMB靶序列的96个串联重复。此次收购流媒体的图像,可以对各个RNA转录到实时( 电影1)进行成像。单个RNA转录容易看出细胞质和细胞核Ø中移动F表示细胞。虽然大部分的斑点出现接受布朗和子的扩散运动,在罕见的情况下进行定向运输的RNA会被观察到( 电影2)。载文RNA转录通常沿直线路径( 图3)快速移动;然而,一些RNA不遵循弯曲的路径,或者使在方向上的突然变化。这些动作都形成鲜明对比的布朗运动,这是随机的,并在这里获得的短的时间帧( <1分钟)内表现出小的整体位移。定向运动的RNA与RNA沿微管和微丝运输是一致的。这些实验表明,RBMBs提供了一个灵活,强大的工具,用于成像个​​别RNA转录物中的活细胞。

图1
1管脚RBMBs和方法中所用的图像个别的RNA转录物中的活细胞。A)中互补的靶RNA的存在和不存在RBMBs。在不存在或靶RNA,RBMB荧光被淬灭。在靶RNA的存在,RBMB荧光恢复。 二)多RBMBs结合每个RNA转录创建可以由宽视场荧光显微镜检测到一个明亮的荧光斑点。 请点击这里查看该图的放大版本。

图2
HT1080细胞稳定表达与甲RNA)的96个串联重复或RBMB结合位点的B)在4个串联重复的图2代表图像的3'-UTR,以下的胞内递送RBMBs的。 96个串联重复的存在使个体的RNA转录显示为明亮的荧光斑点。仅含有4个串联重复的RNA,也可以可视化,但在荧光点的强度是非常暗淡和经常只检测中的异常低的背景区域。少数特别亮点对应于不运动的RNA。比例尺:10微米,请点击这里查看该图的放大版本。

图3
图3蒙太奇的RNA转录物的接受指挥交通。谈话的轨迹显示在最左边的面板。轨迹是覆盖在一架FRAME时间序列。比例尺:2.5微米,请点击这里查看该图的放大版本。

HT1080细胞稳定表达与在3'-UTR的RBMB结合位点的96个串联重复的RNA,以下的胞内递送RBMBs的电影1代表电影。单个RNA转录出现明亮的荧光斑点。比例尺:10微米点击此处查看视频。

电影2的RNA转录物进行指挥交通的代表电影。比例尺:10微米点击此处查看视频。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

使用传统的宽视场显微镜的能力,形象单一的工程RNA转录物在活细胞中,需要与每个RNA转录和低荧光背景与未结合的荧光探针发出的相关明亮,耐光荧光信号。在该方法中,明亮的荧光信号是由杂交多个(最多96个)基于寡核苷酸的荧光探针, RBMBs,在每个RNA转录物来实现的。然而,仅仅四个绑定位点是足够16。集体信号产生,可以在实时的跟踪明亮的荧光斑点。多个探针的存在还允许较长的成像时间中,由于荧光染料的相当大一部分必须被光漂白的集体信号丢失之前。可以设想,这种技术将提供独特的见解RNA生物学和允许的范围广泛的RNA的行为,从测量日的研究RNA贩卖电子响应各种外界刺激,观察靶RNA的独特的亚细胞定位模式,研究RNA的命运和寿命,并提供洞察RNA的调控。此外,它可能可以跟踪更改( 上调和下调)的RNA表达。虽然这种能力还没有被验证,我们以前曾表明,RNA的拷贝数可以相当准确地定量长达24小时,在活细胞22。此外,RBMBs似乎不影响基因的表达水平。组合,这些结果提供了改变过此时间期间的基因表达进行了精确跟踪,在一个小区由小区的基础上,并且该RBMBs没有导致增加RNA的稳定性或减缓RNA降解初步证据。然而,目前还不清楚在什么程度上的基因表达在这段时间内实际上改变了,如果在所有。

在一般情况下,它是预计在基因表达的增加将容易识别;由于未绑定RBMB的是自由结合新成立的转录单元格中的丰度。然而,尚不清楚是从RNA翻译和降解过程中如何RBMBs解离和如果存在的RNA表达/降解和这些转录物的成像之间的一些滞后。进一步的研究仍需要更好地了解这些情况RBMB性能。

几种替代方法单一成像RNA转录已有报道。涉及到的最早的研究荧光标记隔离RNA转录和重新引入这些转录到细胞中,通常是通过显微注射23,24。的信号对背景这种方法是非常高的,由于以除去任何未结合的荧光染料的能力,但也有在观察到的RNA的行为是否准确表示超铀的关注êRNA加工。最常见的解决这个缺点已涉及工程转基因与在3'-UTR的串联重复序列,可以通过荧光报道的束缚,类似于这里介绍的RBMB方法。前面的荧光报告包括小分子,只有在结合RNA适体,通常被称为菠菜25和GFP荧光。菠菜尚未用于成像单个RNA转录物,但已被用于图像全局表达。与此相反,绿色荧光蛋白已成功地用于图像单个RNA转录物。在该方法中,GFP报告融合到细菌噬菌体MS2(GFP-MS2)的外壳蛋白和结合的工程化的RNA构建具有在3'-UTR 2,10的MS2结合位点的串联重复序列。虽然这种方法非常类似于这里所描述的方法,RBMBs提供若干优点。例如,RBMBs允许将用于成像的有机荧光团,它提供了一个更宽的div緌具有优越的耐光性和荧光蛋白质相比,优越的亮度选择。此外,也有发射在从远到近红外许多市售的有机荧光团。带红移发射光谱选择染料的好处源于在这些波长中观察到的较低的细胞的自体荧光。因为高水平的自体荧光的可以很容易地淹没了用RNA杂交相关的任何荧光信号,显着地减少自发荧光的能力,提供了在信号对背景的一个重要的推动作用。使用RBMBs的另一个重要优点是,与未结合的探针的信号显著骤冷。虽然各种方法已经采取了减 ​​少游离的GFP在GFP-MS2的方法, 例如 ,使用核定位信号的背景荧光,控制GFP的表达水平,并拆分GFP互补1,10,11,26,27时,实际淬火moie存在内RBMB设计TY为用户提供了更大的实验灵活性。例如,RBMB方法是相对不敏感的两个相对和总RNA的表达和探针浓度的水平。事实上,个人转录可以成像与跨越一个数量级RBMB浓度。较高的耐光性,明亮的信号,降低背景的综合优势,使实时RNA的成像实验RBMBs更容易获取的显微镜用户提供有限的专业知识。

也许,使用外源性探针如RBMBs,与此相反的分子量记者如GFP的最显着的缺点是,需要对细胞内递送。幸运的是,存在有多种选择, 显微注射28,转染试剂29,细胞穿透肽30和链球菌溶血素为O(SLO)31。就个人而言,我们发现,微穿孔是最用户友好的和灵活的选项,通常导致> 95%细胞活性和交付效率21。这可能是因为微升容积电穿孔过程中表现出的许多有害的事件经常与电有关,包括发热体,金属离子溶出,pH变化和氧化物形成的减少。重要的是,微穿孔也适合于高通量的研究,因为RBMBs可送货到> 10万个细胞在一次实验。

尽管使用RBMBs到图像的RNA定位和运动在活细胞中的许多优点,一些局限性和挑战依然存在。也许,最大的挑战是无法追踪的RNA超过在连续曝光了几分钟。这既是漂白和RNA搬出焦成像平面的能力的结果。更明亮,更耐光染料可以帮助人leviate二者的这些缺点,通过增加的次数每染料可兴奋和使离散的荧光斑点可以在从焦平面更大的距离成像。一种有前途的方法,以提高耐光性涉及使用自愈染料,其在接近淬灭剂利用三重态的有机荧光团,以延长其寿命32。另一个选项可以是使用荧光放大共轭聚合物,它们是由大量连接的荧光团的不自骤冷的。这些聚合物可以比单个有机荧光明亮许多倍,但仍可以有效地由单一的淬灭部分33,34猝灭;然而,在这方面的额外工作还是需要的。但是应当注意的是,间歇性成像,与帧速率> 1每秒帧,不能在延长的时间周期进行到图像的单个RNA转录物,因为它是难以确保它是叔他相同的RNA转录物,从帧到帧被跟踪。当然,基因表达在单细胞水平上定量评价仍然是可能在较长的时间内,通过个别的荧光斑点的关于每个小区16,35,36的数量。在这种情况下,就没有必要跟踪个别转录本。总的来说,可以认为RBMBs能够提供重要的洞察RNA功能的,能够实现单一设计的RNA转录物与传统的显微镜设备和专门知识有限的摄像。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

马克博士Behlke和凌黄博士是由IDT采用它提供的寡核苷酸出售类似的一些手稿中描述的化合物。 IDT的是,然而,并不是一家上市公司,他们个人不拥有任何股份/股权IDT。

Acknowledgments

这项工作得到了美国国家科学基金会成就奖(0953583)和健康NCI / R21-CA116102的研究所,NCI / R21-CA125088,NIBIB / R01-EB012065,NCI / R01-CA157766支持。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Nuclease-free water Life Technologies AM9932 no DEPC-treated
DPBS Life Technologies 14190-144 No Ca2+ and Mg2+
Cary 100 UV-Vis spectrophotometer Agilent Technologies
Potassium phosphate dibasic Fisher Scientific P290-500
Potassium phosphate monobasic Fisher Scientific P284-500
Sodium phosphate monobasic Fisher Scientific S381-500
Microcentrifuge tubes Eppendorf 22364111 1.5 ml
Chromatography column Kimble Chase Life Science 420400-0720 0.7 x 20 cm
Superdex 75 prep grade GE healthcare 17-1044-01
Syringe pump Braintree Scientific BS-300
Syringe BD 301035 60 ml, Luer-lok tip
Centrifugal filter units Millipore UFC501096 MW 10,000 cutoff
Centrifuge 5418 Eppendorf
Poly-D-lysine Sigma-Aldrich P7280-5MG lyophilized powder, g-irradiated
8-well chambered coverglass Fisher Scientific 155409 Working volume 0.2-0.5 ml
HT1080 ATCC CCL-121 Human Fibrosarcoma cell line
Cell culture flask Corning 430639 25 cm2
DMEM Life Technologies 11965084 High glucose
DMEM without phenol red Life Technologies 21063029 High glucose
Fetal bovine serum Sigma-Aldrich F2442-500ML
Penecillin/streptomycin Life Technologies 15140122
Trypsin Life Technologies 25300054 0.05% Trypsin-EDTA
Neon transfection system Life Technologies MPK5000
Neon transfection system kit Life Technologies MPK1096
Hemacytometer Fisher Scientific 02-671-10
Hoescht 33342 Life Technologies H1399
IX-81 Inverted fluorescence microscope Olympus
SOLA light engine Lumencor
Metamorph Molecular Devices Software controlling microscope
Immersol oil 518F Fisher Scientific 12-624-66B

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tyagi, S. Imaging intracellular RNA distribution and dynamics in living cells. Nat Methods. 6, (5), 331-338 (2009).
  2. Bertrand, E., Chartrand, P., Schaefer, M., Shenoy, S. M., Singer, R. H., Long, R. M. Localization of ASH1 mRNA particles in living yeast. Mol Cell. 2, (4), 437-445 (1998).
  3. Dictenberg, J. Genetic encoding of fluorescent RNA ensures a bright future for visualizing nucleic acid dynamics. Trends Biotechnol. 30, (12), 621-626 (2012).
  4. Chubb, J. R., Trcek, T., Shenoy, S. M., Singer, R. H. Transcriptional pulsing of a developmental gene. Curr Biol. 16, (10), 1018-1025 (2006).
  5. Muramoto, T., Cannon, D., Gierlinski, M., Corrigan, A., Barton, G. J., Chubb, J. R. Live imaging of nascent RNA dynamics reveals distinct types of transcriptional pulse regulation. Proc Natl Acad Sci USA. 109, (19), 7350-7355 (2012).
  6. Ewers, H., Smith, A. E., Sbalzarini, I. F., Lilie, H., Koumoutsakos, P., Helenius, A. Single-particle tracking of murine polyoma virus-like particles on live cells and artificial membranes. Proc Natl Acad Sci USA. 102, (42), 15110-15115 (2005).
  7. Forrest, K. M., Gavis, E. R. Live imaging of endogenous RNA reveals a diffusion and entrapment mechanism for nanos mRNA localization in Drosophila. Curr Biol. 13, (14), 1159-1168 (2003).
  8. Weil, T. T., Forrest, K. M., Gavis, E. R. Localization of bicoid mRNA in late oocytes is maintained by continual active transport. Dev Cell. 11, (2), 251-262 (2006).
  9. Yamagishi, M., Ishihama, Y., Shirasaki, Y., Kurama, H., Funatsu, T. Single-molecule imaging of beta-actin mRNAs in the cytoplasm of a living cell. Exp Cell Res. 315, (7), 1142-1147 (2009).
  10. Fusco, D., et al. Single mRNA molecules demonstrate probabilistic movement in living mammalian cells. Curr Biol. 13, (2), 161-167 (2003).
  11. Ozawa, T., Natori, Y., Sato, M., Umezawa, Y. Imaging dynamics of endogenous mitochondrial RNA in single living cells. Nat Methods. 4, (5), 413-419 (2007).
  12. Daigle, N., Ellenberg, J. LambdaN-GFP: an RNA reporter system for live-cell imaging. Nat Methods. 4, (8), 633-636 (2007).
  13. Bogaard, P. T., Tyagi, S. Using molecular beacons to study dispersal of mRNPs from the gene locus. Methods Mol Biol. 464, 91-103 (2009).
  14. Vargas, D. Y., Raj, A., Marras, S. A., Kramer, F. R., Tyagi, S. Mechanism of mRNA transport in the nucleus. Proc Natl Acad Sci USA. 102, (47), 17008-17013 (2005).
  15. Chen, A. K., Davydenko, O., Behlke, M. A., Tsourkas, A. Ratiometric bimolecular beacons for the sensitive detection of RNA in single living cells. Nucleic Acids Res. 38, (14), e148 (2010).
  16. Zhang, X., et al. Quantitative assessment of ratiometric bimolecular beacons as a tool for imaging single engineered RNA transcripts and measuring gene expression in living cells. Nucleic Acids Res. (2013).
  17. Tsourkas, A., Behlke, M. A., Bao, G. Structure-function relationships of shared-stem and conventional molecular beacons. Nucleic Acids Res. 30, (19), 4208-4215 (2002).
  18. Tsourkas, A., Behlke, M. A., Rose, S. D., Bao, G. Hybridization kinetics and thermodynamics of molecular beacons. Nucleic Acids Res. 31, (4), 1319-1330 (2003).
  19. Bao, G., Rhee, W. J., Tsourkas, A. Fluorescent probes for live-cell RNA detection. Annu Rev Biomed Eng. 11, 25-47 (2009).
  20. Zuker, M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction. Nucleic Acids Res. 31, (13), 3406-3415 (2003).
  21. Chen, A. K., Behlke, M. A., Tsourkas, A. Efficient cytosolic delivery of molecular beacon conjugates and flow cytometric analysis of target RNA. Nucleic Acids Res. 36, (12), e69 (2008).
  22. Zhang, X., et al. Quantitative assessment of ratiometric bimolecular beacons as a tool for imaging single engineered RNA transcripts and measuring gene expression in living cells. Nucleic Acids Res. 41, (15), e152 (2013).
  23. Ainger, K., et al. Transport and localization of exogenous myelin basic protein mRNA microinjected into oligodendrocytes. J Cell Biol. 123, (2), 431-441 (1993).
  24. Weil, T. T., Parton, R. M., Davis, I. Making the message clear: visualizing mRNA localization. Trends Cell Biol. 20, (7), 380-390 (2010).
  25. Paige, J. S., Wu, K. Y., Jaffrey, S. R. RNA mimics of green fluorescent protein. Science. 333, (6042), 642-646 (2011).
  26. Rackham, O., Brown, C. M. Visualization of RNA-protein interactions in living cells: FMRP and IMP1 interact on mRNAs. EMBO J. 23, (16), 3346-3355 (2004).
  27. Valencia-Burton, M., McCullough, R. M., Cantor, C. R., Broude, N. E. RNA visualization in live bacterial cells using fluorescent protein complementation. Nat Methods. 4, (5), 421-427 (2007).
  28. Chen, A. K., Behlke, M. A., Tsourkas, A. Avoiding false-positive signals with nuclease-vulnerable molecular beacons in single living cells. Nucleic Acids Res. 35, (16), e105 (2007).
  29. Chen, A. K., Tsourkas, A. Imaging RNA in living cells with molecular beacons: current perspectives and challenges. Journal of Innovative Optical Health Sciences. 2, (4), 315 (2009).
  30. Nitin, N., Santangelo, P. J., Kim, G., Nie, S., Bao, G. Peptide-linked molecular beacons for efficient delivery and rapid mRNA detection in living cells. Nucleic Acids Res. 32, (6), e58 (2004).
  31. Santangelo, P. J., Nix, B., Tsourkas, A., Bao, G. Dual FRET molecular beacons for mRNA detection in living cells. Nucleic Acids Res. 32, (6), e57 (2004).
  32. Altman, R. B., et al. Cyanine fluorophore derivatives with enhanced photostability. Nat Methods. 9, (1), 68-71 (2012).
  33. Kumaraswamy, S., et al. Fluorescent-conjugated polymer superquenching facilitates highly sensitive detection of proteases. Proc Natl Acad Sci USA. 101, (20), 7511-7515 (2004).
  34. Yang, C. J., Pinto, M., Schanze, K., Tan, W. Direct synthesis of an oligonucleotide-poly(phenylene ethynylene) conjugate with a precise one-to-one molecular ratio. Angew Chem Int Ed Engl. 44, (17), 2572-2576 (2005).
  35. Lu, J., Tsourkas, A. Imaging individual microRNAs in single mammalian cells in situ. Nucleic Acids Res. 37, (14), e100 (2009).
  36. Raj, A., Peskin, C. S., Tranchina, D., Vargas, D. Y., Tyagi, S. Stochastic mRNA synthesis in mammalian cells. PLoS Biol. 4, (10), e309 (2006).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics