Bedömning av livskraft Human Fat Injektion i nakna möss med Micro-datortomografi

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Atashroo, D. A., Paik, K. J., Chung, M. T., McArdle, A., Senarath-Yapa, K., Zielins, E. R., Tevlin, R., Duldulao, C. R., Walmsley, G. G., Wearda, T., Marecic, O., Longaker, M. T., Wan, D. C. Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography. J. Vis. Exp. (95), e52217, doi:10.3791/52217 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Lipotransfer är ett viktigt verktyg i kirurgens arsenalen för behandling av mjukdels underskott på hela kroppen. Fett är den idealiska vävnadsfiller som det är lätt tillgänglig, lätt erhållas, billigt, och i sig biokompatibla. 1 Men trots sin spirande popularitet, är fett ympning hämmas av oförutsägbara resultat och rörlig transplantatöverlevnad, med publicerade avdragsprocenten varierar allt från 10 -80%. 1-3

För att underlätta utredningar av fett ympning, har vi därför utvecklat en djurmodell som möjliggör realtidsanalys av injicerat fettvolym retention. I korthet är ett litet snitt gjordes i skalpen av en CD-1 nakna möss och 200-400 pl av bearbetad lipoaspirate placeras över skallen. Hårbotten väljs som mottagare platsen på grund av dess avsaknad av infödda subkutant fett, och på grund av den utmärkta bakgrunds kontrasten tillhandahålls av calvarium, vilket underlättarprocessanalys. Micro-datortomografi (mikro-CT) används för att skanna transplantatet vid baslinjen och varannan vecka därefter. De CT-bilder rekonstrueras, och en avbildning programvara används för att kvantifiera graft volymer.

Traditionellt, till tekniker bedöma fett transplantat volym har nödvändig euthanizing studie djuret att ge bara en enda bedömning av transplantat vikt och volym genom fysisk mätning ex vivo. Biokemiska och histologiska jämförelser har likaså skyldig studien djur som skall avlivas. Detta beskrivs avbildningsteknik erbjuder fördelen av att visualisera och objektivt kvantifiera volymen vid flera tidpunkter efter initial ympning utan att behöva offra studie djuret. Tekniken begränsas av storleken av transplantatet kunna injiceras som större transplantat risk hud och fettnekros. Denna metod är användbar för alla studier som utvärderar fett transplantat livskraft och volym retention. Det är särskilt väl lämpad för att providing en visuell representation av fett transplantat och efter volymförändringar över tid.

Protocol

OBS: Experimentella protokoll och patient samtycke former för att erhålla fett granskades och godkändes av Stanford University Institutional Review Board (Protokoll # 2188). Alla djurförsök godkändes av Stanford Administrativ panel för försöksdjurs Care (APLAC) enligt protokoll # 9999. Alla experiment utfördes med strikt följsamhet till djurs säkerhet och riktlinjer human vård.

1. Fett Skörd

  1. Använda Coleman proceduren 17-19, få mänsklig fettvävnad från buken, flanken, och / eller regioner lår av friska kvinnliga patienter som genomgår elektiv fettsugning.
  2. För att bearbeta lipoaspirate för ympning, börjar genom att tillåta fett att sedimentera under 30 min.
  3. Lipoaspirate sedimenterar typiskt i tre skikt, med olja i toppen, fett i mitten, och blod vid botten. Sug och kassera den övre oljeskiktet och bottenblodlagret.
  4. För att ytterligare avlägsna eventuell återstående tumescent vätska eller celldebris, centrifugera fettet under 5 minuter vid 350 xg och 4 ° C, och aspirera vattenhaltiga bottenskiktet.
  5. Beräkna mängden fett som behövs för ympning, vilket möjliggör 20% postleveransfel, och överföra den önskade volymen av fett till 50 ml konisk (er). Multiplicera 400 med antalet möss i studien för att få mikroliter av fett som behövs för ympning.
  6. Vid denna punkt, om du utför Cell Assisted Lipotransfer 20,21, plats volym fett för ympning på is. Då skörda adipos-härledda stromaceller (ASCs) från kvarvarande fettet med hjälp av standardteknik som beskrivs av Zuk m.fl. 22.

2. fett ympning

  1. Erhåll hona, homozygot CD-1 nakna möss för experimentella studier. Välj möss mellan 8-12 veckors ålder.
  2. För att inducera anestesi, plats mus i en knockdown box med 2,5% isofluran / syreblandning på 2 l / min för cirka 10 minuter. Observera att rekommenderad isoflurane dosen varierar med musstam.
  3. När andningsfrekvensen av musen har avtagit, bekräftar adekvat sedering med en tå nypa. Applicera veterinärsmörj oftalmologiska salva till båda ögonen på musen.
  4. Om musen inte haja svar på tå nypa, bekräftar detta en tillräcklig plan av anestesi. Placera musen näsa in i en noskon levererar 2,5% isofluran / syreblandning på 1-2 l / min. Om musen dras från tå nypa, återgå till knockdown box och testa efter 5 min.
  5. Inrätta sterilt fält under musen och sedan sterilisera hårbotten med 2,5% povidon-jod följt av 70% etanollösning. Upprepa ytterligare två gånger.
  6. Placera operationsdukar över musen och vara noga med att upprätthålla sterila området. Sterila instrument, handskar och skyddsutrustning bör användas vid alla tillfällen.
  7. Om fettvolym som skall ympas tidigare placerades på is, låt fettet att först anpassa sig till RT före leverans.
  8. Bakladdning en 1 ml luer-lockspruta med 1 mlav fett.
  9. Anslut en 14 G, 8 cm lång fett ympning kanyl till änden av sprutan.
  10. Prime systemet genom att trycka in sprutkolven tills mellan 200 och 400 pl fett kvar i sprutan. Medan trycka in sprutkolven bekräftar att kanylen har helt fylld med fett genom att observera fett lämnar distala kanylhålet.
  11. Med fin pincett, lyft rygghuden i mittlinjen ligger över kaudala rsta aspekten av skallen. Gör en 1,5 mm skär i huden med hjälp av fina saxar.
  12. Placera en enda 6-0 nylonsutur genom mitten av snittet som senare kommer att användas för att föra sårkanterna tillsammans efter ympning utförs. Bind inte suturen.
  13. Skapa en subkutan ficka över skallen genom att sätta in kanylen genom hudsnittet och passerar kanylen fram och tillbaka i ett solfjäderformat mönster över skallen för att frigöra eventuella bindvävs bilagor till den överliggande huden.
  14. När fickan har skapats, placera cannula i mittlinjen av musen direkt över skallen tills spetsen ligger vid den rostral-mest aspekten av fickan som bör vara precis bakom en linje dragen mellan ögonen. (Figur 1A)
  15. Injicera långsamt fettet i en retrograd sätt föra kolven samtidigt som du drar kanylen tillbaka. Använd pincett, ta sårkanterna tillsammans och lyfta dem upp för att hålla något fett från att läcka ut ur fickan.
  16. Knyt sutur som tidigare var placerad, och se till att den första knuten ligger lätt mot huden. Knyt ytterligare tre kvadrat knutar och skär suturen med en 3 mm svans. (Figur 1B)
  17. Bekräfta med visualisering och manuell palpation att fickan inte är för fullt och huden överliggande fickan är inte spänd. Om fickan har överfylls, klippa suturen och ta bort allt fett från i fickan. Tvätta fickan ut med fosfatbuffrad saltlösning (PBS), pH 7,4 och injicera en mindre volym av fett.
  18. Ta bort musen från ennesthesia och plats på rygg eller på sidan i en ren bur av sig själv. Övervaka djuret för regelbunden andning, normala rörelser, avsaknad av blödning, och tecken på smärta eller ångest. Administrera buprenorfin 0,1 mg / kg subkutant var 6 tim för upp till 48 timmar om djuret har ont.
  19. Se till att djuret har vaknat tillräckligt för att upprätthålla sternala VILA innan du lämnar den obevakad. Placera inte djur i en bur med andra djur tills den har återhämtat sig helt.
  20. Efter 4 timmar, se till att djuret kan äta och dricka, flytta och andas normalt och att det inte finns någon blödning från operationsområdet. Returnera den till djurvård anläggningen.

3. Micro-CT

  1. Scan möss för baslinje volymen med postoperativ Dag 3, och sedan upprepa skanningar vid postoperativa Vecka 2, 4, 6 och 8.
  2. När avbildning mössen vid varje tidpunkt, följ före och efter procedur sedering och djurvårds riktlinjer som tidigare beskrivits i STeps 2,2-2,4 och 2,17-2,19.
  3. Utför skanningar på en mikro-CT scanner med en rekonstruktion voxel storlek på 100 nm eller bättre.
  4. Med en topp röntgenkilovoltspänning på 80 kVp och en anod ström på 450 iA, administrera en ranson dos av cirka 5 centiGy under en 9 min skanna till varje mus. Observera att dessa värden varierar beroende på den avsökningsprotokollet.
  5. Innan du utför den första genomsökningen, kalibrera mikro-CT med en avbildning fantom som skiljer mellan luft, vatten, och ben intensitet.
  6. Placera fyra möss i scannern i ventrala position med två möss på toppen och två på undersidan. En scanning säng kan lätt konstrueras med hjälp av 60 ml sprutor för att hålla musen kroppen och 10 ml sprutor som noskoner. 23
  7. Behåll möss under narkos med 2,5% isofluran / syreblandning på 1-2 L per minut.
  8. Bekräfta med spana bild som hela skallen av musen, från nos till första halskotan, och från toppen av skallen för att basen av skull, kommer att avbildas.

4. Micro-CT Analys

  1. Öppna de rekonstruerade bilder med en mikro-CT bildanalys programvara som möjliggör skapandet av regioner av intresse (ROI) genom att välja voxlar använder trösklar för pixelintensitet. Programvaran tillåter också skapandet av 3D ytor genom interpolering av utvalda voxlar, och för volymanalys.
  2. Börja med att läsa in rekonstruerade CT-bilder i tvådimensionella (2D) koronalt, axiella och sagittala vyer. (Figur 2A)
  3. Använda den axiella slice som en guide, navigera till sagittal skiva som motsvarar den vänstra aspekten av fettet transplantatet. Välj en övre och nedre tröskel för pixelintensiteten som fångar upp alla voxlar motsvarar fettet transplantatet, men som utesluter omgivande vävnad och ben. (Figur 2B)
  4. Definiera en ROI i sagittalvy som motsvarar fettet transplantatet använder tidigare definierade pixeltrösklar intensitet. REPEAT- denna procedur varje femte sagittal slice, navigera tills längst till höger aspekten av transplantatet nås. (Figur 2C)
  5. Interpolera utvalda voxlar från alla 2D ROI till en enda, kombinerad 3D ROI. (Figur 2D)
  6. Spela ROI volym beräknas av programvaran.
  7. Rendera 3D isosurface att visualisera den slutliga fett transplantat volym. (Figur 2E)
  8. I efterföljande analyser, se till att hålla pixelintensitets maximum och minimum tröskelvärden desamma som de som används för analysen baslinjen.

5. Fett Harvest

  1. Efter möss har skannats för veckan 8 24,25 tidpunkt, söva mössen som tidigare beskrivits ovan i steg 2,2-2,4 och 2,17-2,19.
  2. Efter APLAC riktlinjer, euthanize möss genom att separera sina ryggraden.
  3. Placera musen i operationsområdet. Använda tenotomy sax, försiktigt öppna fickan och dissekera tHan överliggande hud och bindväv bilagor från fettet transplantatet.
  4. Vid denna punkt, kan det hjälpa att excidera en lapp av den överliggande dorsala huden för att underlätta extraktion av transplantatet. (Figur 3A)
  5. Lätt bibehålla dragkraft på transplantatet med pincett och vrid transplantat från sida till sida för att visualisera successiva punkter spänningar som måste släppas med sax.
  6. Bo så nära transplantatet som möjligt när excising att minimera bindväv tas med transplantatet. (Figur 3B)
  7. Efter skära transplantat, mäta massan på en tarerad skala som är korrekt till minst 0,01 gram.
  8. Beräkna volymen av fettet transplantatet användning av den uppmätta mass värdet och den genomsnittliga tätheten av mänskligt fett (0,9 g / ml) som en omvandlingsfrekvens.
  9. Jämför beräknade volymen av fett transplantat den som erhålls med en mikro-CT.
  10. Fett transplantat kan behandlas för histologi eller vidare analys om det behövs.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Fett transplantat minskade successivt i volym under loppet av studien, vilket resulterade i 62,2% genomsnittlig överlevnad vid vecka 8. (Figur 4A) 24 Vid slutförandet av vecka 8 scan, fick varje fett transplantat utvinns i ett enda stycke. En Wilcoxan rangsummetest användes för att jämföra skillnaden mellan volymmätningar av fett transplantat erhållna genom antingen mikro-CT eller beräknade från fysisk massa. Ingen signifikant skillnad mellan dessa två metoder (dubbelsidig p-värde = 0,9362). (Figur 4B)

Med 5 centiGy per skanning och fem skannings tidpunkter, erhöll varje mus inte mer än totalt 25 centiGy under loppet av studien. I överensstämmelse med detta, ingen av mössen visade någon brutto bevis för kutan strålningsbrännskador.

Figur 1
Figur 1. (A) (B) Naken mus vid slutförd fett ympning, med en enda nylonsutur används för att få sår kanterna tillsammans. Fickan har fyllts men inte spänd.

Figur 2
Figur 2. (A) De rekonstruerade bilderna visas först i axiell, koronal och sagittal vyer. (B) Använda axialvy som en guide för att navigera till vänster mest aspekten av transplantatet på sagittalvy. Ställa en tröskel för pixelintensiteten så att alla voxlar väljs inom tröskelintervall kommer att representera fettvävnad, vilket möjliggör avgränsningen av fettet transplantatet volymen. (C) ROI definieras på sagittalvy börjar vid den vänstra mest aspekten av transplantatet och fortsatte någonsiny femte skiva flyttar till den andra änden av transplantatet. (D) Alla valda voxlar från 2D ROI interpoleras till en enda 3D ROI. (E) En tredimensionell yta skapades med cubic-spline interpolation för att visualisera den totala fett graft volymer .

Figur 3
Figur 3. (A) Fett transplantat före explantation, med rygg bit hud tas bort. (B) Fett transplantat efter explantation.

Figur 4
Figur 4. (A) Micro-CT volymetriska analys visade gradvis förlust av fett transplantat volym under åtta veckor. (B) Slut fett transplantat volymer, mätt med mikro-CT, motsvarade nära till volymer beräknade från den stora massan av explanterad fett transplantats. Den genomsnittliga tätheten av mänskligt fett (0,9 g / ml) användes som en omvandlingsfrekvens.

Tabell 1
Tabell 1. Beräknad Micro-CT Volym kontra verkliga uppmätta Fat Volym 24

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Fram till denna punkt har de flesta forskare förlitat sig på icke-avbildningsmetoder för att kvantifiera den långsiktiga överlevnaden av fett transplantat, men dessa metoder kräver offret av studie djuret och ger endast en enda mätning. 3,10-12 Vår studie representerar en förbättrad analysmetod som möjliggör objektiv, realtids kvantifiering av fett transplantatöverlevnad i en musmodell.

Kritiskt i denna process är att säkerställa att tillräckligt immunsupprimerade möss användes för studien, eftersom detta förhindrar transplantatavstötning som skulle inträffa om möss med intakta immunsystem används. Att bevara fett integritet är avgörande under skörd, bearbetning och placering faser ympning. I enlighet med traditionellt accepterade standarder, bör fett ympning erhållas genom sug fettsugning (SAL). Under placering bör fett insprutas vid en stabil flödeshastighet inte snabbare än 0,5 ml / sek. En 14 gauge kanyl är att föredra för ympning ina mus, men kanyler med större diameter kan användas utan någon skada på fettet. Mindre kanyler och nålar-särskilt de smalare än 16 gauge-avskräcks under placering eftersom de kan orsaka fettet till nedbrytning på grund av ökad skjuvspänning. Även om vi beskriva vår föredragen teknik för bearbetning av ovan, någon kombination av sedimentering, centrifugering och / eller filtrering kan användas så länge som de olje- och blodskikten är tillräckligt separeras ut från fettet före ympning.

Fett transplantat bör vara minst 200 l i storlek för att minimera variansen i resultat på grund av den inkonsekventa natur fett ympning. Större transplantat upp till 400 ^ i storlek kan användas, men över denna volym, kan nedsatt kärlförsörjning och överdriven hudspännkraft resultera i fett och hudnekros. I slutändan kommer maximal fett transplantat storlek bestämmas genom ytan och volymen av fickan. För att öka volymen av ett transplantat som säkert kan levereras, pocket kan utökas med mer omfattande dissektion. Detta kan dock placera fett utanför gränserna för toppen av skallen, vilket kommer att göra kontrasten mellan transplantatet och omgivande vävnad mindre tydlig. Därför kommer efterföljande voxel val bli svårare.

Om initial hudsnitt är tillräckligt liten kan en sutur inte behövs så länge fett förblir innehöll och ses inte läcker ut ur fickan. Om en sutur placeras, måste man vara försiktig att inte knyta den första knuten för hårt, annars hudskador kan uppstå. En icke-absorberbar monofilamentsutur såsom nylon föredrages, eftersom den begränsar den inflammatoriska reaktionen och är mindre benägna att hysa infektion. Re-epitelisering av snittet kommer att ske inom 24-48 timmar efter operationen, och suturen kan avlägsnas vid denna tidpunkt. Absorber och flätade suturer bör inte användas. Huden bör alltid hanteras med minsta kraft som behövs, och kirurgen bör se till att inte krossa hudenmedan du håller upp sårkanterna.

Beroende på utredarnas bildanalys mjukvara, kan det exakta förhållandet mellan pixelintensitet och tätheten av vävnad variera. Utredarna bör välja trösklar pixelintensitets att få en högsta och lägsta intervall som bäst särskiljer fettet transplantatet från den omgivande vävnaden. Samma högsta och lägsta tröskelvärden ska användas under hela volymen analyser att upprätthålla konsekvens.

Det finns flera metoder att välja transplantat volym när pixelintensitets tröskelvärden har fastställts. Även om vi finner målning med pensel verktyg i sagittalvy bäst i våra händer, till andra voxel urvalsmetoder skapar en ROI kan användas till exempel rita med spline verktyget eller målning i axiell vy. Det är att föredra om en enda person utför alla volymanalyser så konsekvent som möjligt för att minska mätfel.

Den ickeinvasiv art denna metod och realtidsvisualisering av transplantat evolution erbjuder betydande fördelar jämfört med traditionella tekniker. Dock är denna teknik begränsad i sin förmåga att identifiera lönsamhet och livsduglighet kvarleva transplantat. Dessutom kan man inte påvisa relativa revaskularisering av transplantat. Även förändringar i utseende och transplantat täthet kan antyda fettnekros, infektion, cystbildning eller förvätskning, är det svårt att dra exakta slutsatser av mikro-CT ensam.

Vi hoppas att denna teknik kommer att fungera som en grund på vilken framtida studier kan genomföras för att bättre förstå de orsaksfaktorer i fetttransplantatöverlevnad och förlust. Variationer på detta tema kan belysa den roll som stamceller, tillväxtfaktorer, cytokiner, gener, och cellytmarkörer spelar i den ultimata bevarandet av fett transplantat volym. Med denna förbättrade verktyg för att testa kontrasterande hypoteser, ser vi fram emot en bättre förståelse av fett överföring som Transforms en nyckfull teknik för behandling av mjukdels underskott till en mer förutsägbar en.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Denna studie stöddes av Oak Foundation, Hagey Laboratoriet för Pediatric regenerativ medicin, och National Institute of Health, Grants NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683 och NIHU01HL099776 till MTLDCW stöddes av ACS Franklin H. Martin fakulteten Research Fellowship, den Hagey Laboratoriet för Pediatric regenerativ medicin, och Stanford University Child Health Research Institute fakulteten Scholar Award. Micro-CT utfördes vid Stanford Center for Innovation i in vivo Imaging.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
SAL lipoaspirate
Centrifuge Beckman Coulter, Inc., Pasadena, CA
50 ml conical tubes BD Biosciences, San Jose, CA
CD-1 nude mice (Crl:CD1-Foxn1nu) Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA
Isoflurane Henry Schein, Dublin, OH
2.5% Betadine Purdue Pharma, L.P., Stamford, CT
70% Ethanol solution  Gold Shield, Hayward, CA
1cc luer-lock syringe BD Biosciences, San Jose, CA
14 gauge cannula Shippert Medical, Centennial, CO
Forceps Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
Tenotomy scissors Fine Science Tools, Heidelberg, Germany
6-0 nylon suture Ethicon, Blue Ash, OH
Phosphate buffered saline Gibco, Carlsbad, CA
micro-CT scanner  Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Phantom  TriFoil Imaging, Northridge, CA
Imaging analysis software IRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA
Scale  Mettler-Toledo International, Inc., Columbus, OH

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gir, P., et al. Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage. Plast Reconstr Surg. 130, (1), 249-258 (2012).
  2. Kaufman, M. R., et al. Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results. Plast Reconstr Surg. 119, (1), 323-331 (2007).
  3. Smith, P., et al. Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival. Plast Reconstr Surg. 117, (6), 1836-1844 (2006).
  4. Eppley, B. L., Dadvand, B. Injectable soft-tissue fillers: clinical overview. Plast Reconstr Surg. 118, (4), 98e-106e (2006).
  5. Yarborough, J. M. The treatment of soft tissue defects with injectable collagen. Am J Med Sci. 290, (1), 28-31 (1985).
  6. Baumann, D. P., Butler, C. E. Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction. Surg Clin North Am. 93, (5), 1199-1209 (2013).
  7. Tukiainen, E. Chest wall reconstruction after oncological resections. Scand J Surg. 102, (1), 9-13 (2013).
  8. Zan, T., et al. Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study. Plast Reconstr Surg. 132, (6), 1001e-1014e (2013).
  9. Bucky, L. P., Percec, I. The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis. Aesthet Surg J. 28, (3), 313-321 (2008).
  10. Lee, J. H., et al. The effect of pressure and shear on autologous fat grafting. Plast Reconstr Surg. 131, (5), 1125-1136 (2013).
  11. Kirkham, J. C., et al. The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability. Ann Plast Surg. 69, (4), 479-481 (2012).
  12. Medina, M. A., et al. 3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability. Plast Reconstr Surg. 127, (6), 2270-2282 (2011).
  13. Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging. Ann Plast Surg. 26, (3), 248-258 (1991).
  14. Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects. Plast Reconstr Surg. 104, (4), 945-954 (1999).
  15. Fontdevila, J., et al. Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography. Aesthet Surg J. 28, (4), 380-386 (2008).
  16. Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation. Arch Facial Plast Surg. 11, (1), 24-28 (2009).
  17. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28, (1), 111-119 (2001).
  18. Coleman, S. R. Structural fat grafting: more than a permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118, (3 Suppl), 108S-120S (2006).
  19. Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study. Plast Reconstr Surg. 122, (3), 932-937 (2008).
  20. Matsumoto, D., et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng. 12, (12), 3375-3382 (2006).
  21. Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 4, (2), 265-273 (2009).
  22. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7, (2), 211-228 (2001).
  23. Habte, F., et al. Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction. Mol Imaging Biol. 15, (5), 569-575 (2013).
  24. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19, (3), 227-232 (2013).
  25. Thanik, V. D., et al. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plast Reconstr Surg. 124, (1), 74-81 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics