In Vivo Dinâmica da Retinal microglia Ativação Durante Neurodegeneration: confocal oftalmoscópico Imagem e morfometria celular no mouse Glaucoma

1Department of Neurobiology & Anatomy, University of Utah, 2Department of Ophthalmology & Visual Sciences, University of Utah
Published 5/11/2015
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit", you agree to our policies.

 

Summary

Ativação da micróglia e microgliose são respostas fundamentais para a neurodegeneração crónica. Aqui, apresentamos métodos para in vivo, visualização de longo prazo de CX3CR1-GFP + células microgliais da retina por oftalmoscopia confocal, e para limiar e análises morfométricas para identificar e quantificar a sua activação. Monitoramos alterações microgliais durante estágios iniciais de glaucoma relacionada com a idade.

Cite this Article

Copy Citation

Bosco, A., Romero, C. O., Ambati, B. K., Vetter, M. L. In Vivo Dynamics of Retinal Microglial Activation During Neurodegeneration: Confocal Ophthalmoscopic Imaging and Cell Morphometry in Mouse Glaucoma. J. Vis. Exp. (99), e52731, doi:10.3791/52731 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

A microglia, que são células do SNC neuroimunes residentes, transformar a sua morfologia e tamanho em resposta à lesão do SNC, a mudança para um estado activado com funções distintas e perfis de expressão de gene. Os papéis de ativação microglial na saúde, ferimentos e doenças ainda permanece incompreendida, devido à sua regulamentação dinâmico e complexo em resposta a mudanças no seu microambiente. Assim, é essencial monitorizar de forma não invasiva e analisar as alterações na activação da microglia ao longo do tempo no organismo intacto. Estudos in vivo de ativação microglial ter sido adiada por limitações técnicas ao comportamento microglial rastreamento sem alterar o ambiente CNS. Isso tem sido particularmente desafiador durante a neurodegeneração crónica, onde as mudanças de longo prazo devem ser rastreadas. A retina, um órgão do SNC passíveis de imagens ao vivo não-invasiva, oferece um sistema poderoso para visualizar e caracterizar as dinâmicas da activação da microglia durante a desordens crónicas.

a imagem in vivo de microglia da retina, utilizando oftalmoscopia confocal (cSLO) e CX3CR1 GFP ratos / + repórter, para visualizar microglia com resolução de celular. Além disso, nós descrevemos métodos para quantificar as mudanças mensais de ativação celular e densidade em grandes subconjuntos de células (200-300 células por retina). Confirmamos o uso da área Somal como uma métrica útil para o rastreio ao vivo da ativação microglial na retina através da aplicação de morfometria baseada no limiar automatizada de imagens in vivo. Nós usamos estes aquisição de imagem ao vivo e analisa estratégias para monitorar as mudanças dinâmicas na ativação microglial e microgliose durante as fases iniciais de neurodegeneração da retina em um mouse modelo de glaucoma crônico. Esta abordagem deve ser útil para investigar as contribuições de microglia para declínio neuronal e axonal em doenças crônicas do sistema nervoso central que afetam a retina eo nervo óptico.

Introduction

A microglia são células neuroimunes que reside exclusivamente no sistema nervoso central (SNC) dado que o desenvolvimento embrionário inicial e durante a vida adulta. Equipado com um complexo repertório de receptores, atividade microglial e heterogeneidade regional são regulamentados pela sua interacção bidireccional com os neurônios vizinhos, glia, barreira hemato-encefálica e infiltração de células neuroinflamatórias 1,2. Funções microgliais basais contribuem para a manutenção e reparação fisiológica, uma vez que provar seu território para perturbações na homeostase 3,4. Durante lesão ou doença do SNC, microglia são os primeiros a responder aos sinais neuronais que então desencadeiam a sua transição para um fenótipo reativa, denominado "microglia 2,5-7 ativado. Ativação Microglia envolve um ciclo intrincado da expressão do gene e da proteína, que são acoplados a soma celular e processo de redimensionamento e remodelação 6-9. Activação da microglia, bem como células e redistribuiçãoaglomeração, pode ser acompanhada pelo aumento global local no número de células (denominada microgliose). Isto pode resultar de proliferação celular e de auto-renovação, com ou sem o recrutamento de monócitos sanguíneos derivados de 3,4,7,10-14. Em uma ampla gama de doenças crónicas do SNC, dependentes da idade, sustentada microgliose e ativação da microglia doença paralelo progressão 15-19. Como microglia impacto neurodegeneração permanece obscuro, principalmente porque eles jogam ambos os papéis neuroprotectoras e deletérios que podem ter diversas contribuições para o início da doença e progressão. Estudos de imagem ao vivo que visam a compreensão de doenças crônicas CNS têm monitorado o comportamento microglial no sistema nervoso central danificada de modelos animais e seres humanos, e demonstrou que alterações microgliais são detectáveis ​​início em fases precoces da doença 15-17,19,20. Assim, é crítico para o desenvolvimento de abordagens para detectar e monitorizar a activação da microglia in vivo.

Dete não-invasivocção de mudanças regionais na ativação da microglia cérebro foi estabelecido como um importante indicador de vivo de progressão da doença neurodegenerativa, usando a imagem latente molecular ou bioluminescência e tomografia por emissão de pósitrons ou ressonância magnética 18,21,22. Estes métodos de imagem molecular e nuclear altamente quantitativos e não-invasivos detectar gliosis com resolução regional. Alternativamente, dois fótons de imagem confocal em CX3CR1 GFP / + ratinhos permitiu a observação de microglia do cérebro com resolução celular 3,4,9,20,23-28. No entanto, esta abordagem limita a longo prazo e observação repetida de alterações microgliais crônicas, dado o risco potencial de perturbar o seu comportamento por meio de procedimentos de imagem cerebral, ainda que minimamente invasivos 29. Alternativamente, a retina oferece as condições ideais para a visualização direta, em vivo e monitoramento repetida de microglia em seu nicho CNS intacta durante todo o envelhecimento, após a lesão aguda, epotencialmente durante doenças neurodegenerativas crónicas. Assim, estudos recentes têm demonstrado a viabilidade de imagem de alta resolução de microglia da retina que expressam GFP através da adaptação do oftalmoscópio de varredura confocal laser (cSLO) a imagem ao vivo CX3CR1 GFP / + camundongos. Este foi usado para controlar as alterações semanais em números GFP + células em ratinhos individuais por até 10 semanas após a lesão induzida de forma aguda ou hipertensão ocular 30-36.

Nós estendemos essa abordagem para realizar imagem de longo prazo ao longo de vários meses, e quantitativamente acompanhar as mudanças na ativação da micróglia com base no tamanho soma usando análises morfométricas. Tamanho Somal foi definida como uma métrica útil da activação da microglia, em estudos de imagem ao vivo utilizando dois fotões microscopia confocal em fatias corticais para executar imagiologia in vivo de CX3CR1-GFP + microglia 9. Estes e outros estudos também demonstraram a correlação entre o tamanho Somal e os níveis de expressão da proteína Iba1, which também aumenta com a activação 9,37. Assim, a microglia activada pode ser identificado em ratinhos vivos, e os seus números e de distribuição monitorizada ao longo do tempo durante a saúde e doença do SNC.

Este protocolo descreve métodos para cSLO aquisição e análise de imagens ao vivo para monitorizar o número de células microgliais, distribuição e morfologia durante a activação de células ganglionares (RGC) degeneração da retina (Figura 1). Assim, este estudo utiliza: 1) um modelo de mouse glaucoma herdado (DBA / 2J) que sofre nervo óptico dependente da idade e neurodegeneração da retina e mostra variabilidade notável na progressão da doença entre 5 e 10 meses de idade 38,39, 2) mensal cSLO imagiologia in vivo para a visualização de longo prazo de células GFP + na retina e nervo óptico não mielinizadas de heterozigotos CX3CR1 GFP / + DBA / 2J com idade de 3-5 meses, 3) análise de imagens ao vivo por segmentação e limiar para isolar células e medida somata aIR área. Essas estratégias são aplicados para avaliar a cinética de activação da microglia da retina estados durante os estágios precoces de glaucoma crónico.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Imagem in vivo é realizado em instalações isentos de agentes patogénicos usando protocolos aprovados pelo Comitê Cuidado e Uso do animal Institucional na Universidade de Utah.
NOTA: Este protocolo de imagem é usado para ratinhos repórter em que a microglia da retina e monócitos / macrófagos que se infiltram expressar a proteína fluorescente verde (GFP) sob o controlo do locus do receptor de fractalcina (CX3CR1).

1. In vivo de imagens de Retinal GFP + Microglia por laser confocal Ophthalmoscopy (cSLO)

  1. Ligue o sistema de aquecimento controlado por água, ajustado para estabilizar a temperatura rato entre 35-37 ºC durante o procedimento, e conectar duas almofadas de aquecimento.
    1. Inicie o sistema confocal oftalmoscópio de varredura a laser (cSLO) (Figura 2A). Abra o programa cSLO, digite as informações que irá identificar o rato individual e definir uma curvatura corneana de 2 mm (menu de Dados do Paciente).
  2. Prepare-se para imaGing. Firmemente caber uma lente objetiva de 55º de campo amplo limpa em seu soquete. Prepare a plataforma de imagem oftalmoscópio, garantindo uma almofada de aquecimento coberta com papel limpo. Use grampos para achatar o bloco de papel e mantê-los de bloquear o movimento da lente objectiva.
  3. Anestesiar o rato por injecção intraperitoneal de 1,3% de 2,2,2-tribromoetanol e 0,8% de álcool terc-amílico (250 mg / kg de peso corporal; 0,5 ml / 25 g de peso corporal) com uma agulha de 30½ L equipado com um 1 ml descartável seringa. Retorno do mouse para sua gaiola, mantidos sobre uma almofada de aquecimento.
    NOTA: A entrega do anestésico por injecção contra inalação permite fácil posicionamento do mouse para a imagem latente eo acesso sem obstáculos aos olhos, livre de hastes e tubos.
  4. Uma vez que o animal pára de se mover e não responde a cauda pitada, induzir a dilatação da pupila com Tropicamida e fenilefrina (0,5% cada), posicionando o animal propenso e cobrindo ambos os olhos com as gotas para 7 min.
  5. Após 5 min, pate o mouse de bruços no centro da plataforma oftalmoscópio, e as lentes de contato se ajustar ao longo ambos os olhos, aplicando pressão mínima.
    NOTA: As lentes de contato são pequenos e frágeis, mas podem ser tratadas com cuidado com os dedos, embora fórceps pode ser usado em vez de 40. O uso de lentes de contato é opcional, mas recomendado, pois minimiza a secura dos olhos e preserva a transparência da córnea durante o exame.
  6. Após 7 min, orientar o rato com o olho direito voltado para a lente objectiva e a órbita paralela à lente objectiva, mantendo o animal desenfreada perto da borda da plataforma (Figura 2B). Para a coleta de imagens de saturação e orientação comparável, manter constantemente a distância do olho para lentes objetivas, bem como o alinhamento do olho para o caminho da luz em toda sessões de imagem. Clipe longos bigodes que interferem com a observação do olho.
    NOTA: Para a próxima 8-10 min, o mouse não irá mover ou piscar, e vai respirar com movimento suavementos, que são rastreados pelo cSLO Eye Tracking ART modo (automático tempo real), que ajusta a posição da cabeça de digitalização com base em pontos de referência de fundo de olho com alto contraste. Passado esse tempo, os ratos começam a arfando e piscando, tornando impraticável imagem.
  7. Se formação de imagens é realizada sem a utilização de lentes de contacto, aplicar gotas de PBS para ambos os olhos cada 2-3 min para impedi-los de secagem.
  8. Coletar uma imagem fundo da vasculatura da retina e disco óptico, com foco na retina interna.
    1. Escolha do modo de infravermelhos (IR) e ajustar as configurações a 820 nm de excitação, 100% da potência do laser, 40-60% de sensibilidade (Figura 2C).
    2. Trabalhando em modo de alta velocidade (12,6 frame / seg), localize o olho usando o joystick para conduzir o oftalmoscópio. Em baixa ampliação, inspecionar a córnea eo cristalino por lesão ou opacidade, e excluir os olhos de estudo com defeitos ou danos que afetarão imagem da retina (Figura 3A).
    3. Localizar a área do disco óptico (a superfície dea cabeça do nervo óptico, ONH), trazendo o objectivo mais perto do olho, em seguida, centrar a imagem sobre ela e bloquear esta posição, enroscando o joystick. Este alinhamento do olho para o oftalmoscópio é a chave para obter até mesmo se concentrar e emissão através da imagem.
    4. Visualizar os planos internos da retina, bem como o ONH, utilizando os principais vasos sanguíneos localizados na superfície vítrea da retina como um plano de referência focal (59 e 60 D), ou mais profundo (55 D) nos olhos mostrando escavado óptica discos. O foco ideal deve resolver células circulantes no sangue dentro de grandes vasos sanguíneos, com sua luz e paredes que são claramente distintos.
    5. Otimizar saturação da imagem, ajustando a marcação do painel de controle da tela de toque, até que um halo branco de iluminação uniforme se estende na maior parte do campo 55º fundo de olho em torno do disco óptico (usando ligeira superexposição). Em seguida, abaixe a saturação para otimizar o contraste até que as células do sangue que se deslocam ao longo dos grandes vasos pode ser claramente resolvido. Se escuro focaláreas persistirem, não devido a danos na retina, realinhar o olho para a câmera até que a imagem é obtida uniformemente brilhante. Este ajustamento é fundamental para capturar reprodutíveis conjuntos de imagens em posição e qualidade.
    6. Recolha uma imagem IR de alta-resolução da retina central (1,4-1,7 mm de diâmetro, dependendo da idade), uma média de 30 imagens em tempo real (4,7 quadros / seg; normalizado), para melhorar a relação sinal-para-ruído (Figura 2D ).
  9. Imediatamente, adquirir uma imagem de fluorescência de GFP + microglia e / ou infiltração de monócitos localizadas nos planos interiores da retina e a ONH.
    NOTA: Optimização da imagem IR fundo da retina determina a resolução da imagem de fluorescência de GFP + células, bem como a extensão da retina interna calibrados. A falta de foco nos planos internos da retina, que pode ser detectada por má resolução da vasculatura, resultará em GFP + células vistas esmaecidos (Figura 3B). A falha em ajustar IR saturação correcta e uniforme afeta a imagem de fluorescência (FA), apresentando variações de artefatos em GFP + intensidade célula e tamanho (Figura 3C).
    1. Swich a fluorescência modo de imagem (FA) no painel de tela sensível ao toque, usando o azul, 488 nm de excitação laser (460-490 nm conjunto filtro de barreira), e as configurações de aquisição (100% de potência do laser e 100-125% de sensibilidade), que são mantidos constante para todos os ratinhos (Figura 2E).
    2. Coletar uma imagem bidimensional de fluorescência da retina único ponto-xy, e imediatamente capturar uma imagem de fundo de olho na posição idêntica (100x média de digitalização; 55º ângulo de leitura para ambas as imagens; Figura 2F).
    3. Capturar uma imagem de multiponto, selecionando "composto" no painel de controle (Figura 2G) e movendo-se o direito oftalmoscópio e à esquerda, deslocar a retina ao longo do eixo nasal-temporal (Figura 2H).
      Nota: Após uma única imagem de xy ponto-digitalizar (100x spode calcular a média), o software automaticamente médias novos scans da mesma e de novas áreas (circunscritas com um círculo verde durante a digitalização ideal, ou vermelho quando a verificação é inviável), e todos os pontos-posições xy em tempo real. A imagem composta resultante abrange 1,5-1,7 mm no eixo horizontal x 3-4 mm no eixo vertical (55º x 120-124º ângulo de leitura).
  10. Imagem completa de cada rato dentro de 15 minutos após a indução da anestesia, antes de piscar e movimento é reiniciado.
  11. Retirar as lentes de contato, hidrato olhos com PBS e devolver o animal para sua gaiola aquecida, verificando o comportamento até a recuperação completa da mobilidade.
  12. Para os estudos longitudinais usando sessões intermitentes cSLO-imagem no mesmo ratinho individual, repetir imagiologia não menos de 3 dias de intervalo, para evitar a toxicidade cumulativa de anestesia, assim como a irritação da córnea.

2. Ao vivo Processamento de Imagem e Análise

  1. Sequential alinhamento de imagem:
    1. Alinharas imagens de fundo de olho para uma série cronológica do mesmo olho usando a vasculatura e disco óptico como pontos de referência. Abra todas as imagens em um programa de apresentação slide-show comercial, arrastando cada imagem sobre o anterior até que seus discos óticos alinhar no plano XY (a imagem aparece top semi-transparente, sendo arrastados), e depois gire o topo até à sua imagem vasos sanguíneos principais sobrepõem-se com o sistema vascular na imagem abaixo (foco em navios mais distante a partir do disco óptico). Grave o ângulo de rotação para cada imagem e salvar esta série temporal para referência futura, mantendo o controle de mouse e olho identidade.
    2. Alinhar a correspondente série de imagens de fluorescência de ponto único xy, aplicando o ângulo gravado para corrigir a rotação XY em cada ponto de tempo, usando um programa de edição gráfico de varredura. Além disso, ajustar a resolução para 300 dpi (sem redimensionamento) e fundo (no modo RGB, selecione Níveis e provar o lúmen de um vaso sanguíneo como preto). Guarde estas imagenscomo arquivos TIF, acrescentando que "alinhado" aos seus nomes.
  2. Segmentação de células microgliais:
    1. Para identificar GFP + células da retina central, aberto em FluoRender o "alinhado" arquivo TIF correspondente ao mais antigo ponto de tempo / idade. Ampliar a imagem para caber na tela, em seguida, definir a visão Render (composto, ortogonal, interpolados) e suas propriedades (0,58 gama, 255 ponto de saturação, luminância 255, 195 alfa e 1,00 sombreamento), a seleção de ambos os canais RG como visível (esconder B canal por duplo clique sobre ele no quadro Workspace; Figura 4A).
    2. Para selecionar células individuais, de limiar do canal vermelho (deve ser realçado no quadro Workspace), através do aumento do limiar baixo até que a maioria das células são mascarados (branco) com processos de sobreposição e celulares mínimos (ciano), mantendo o limite de alta constante (255). O valor de limiar baixo varia entre 100 e 170, dependendo da intensidade de fluorescência (Figura 4B </ Strong>).
    3. Salve esta visão com o canal vermelho visível apenas (comando Capture) como um novo arquivo TIF, acrescentando que "cellsegm" ao seu nome original (Figura 4C). Usando um software genérico raster editor gráfico, inverter a sua escala de cinzentos e ajustar a resolução para 300 dpi como acima, e salvar novamente como RGB (Figura 4D).
      NOTA: Elimine as pastas (projetos) automaticamente criada por FluoRender, e salvar o limiar aplicado para referência futura.
  3. Segmentação soma microglial e morfometria:
    1. Para identificar GFP + somata celular para quantificação de área, use software de análise de imagem com medições automatizadas de intensidade e capacidades de limiar, bem como à base de limite de contagem de objetos e de medição. Abra o arquivo TIF "cellsegm", e selecione o método de escala (ranhura) e o canal vermelho (clique na guia vermelho em RGB). Melhorar a visualização, desmarcando "vista canal de cor" (clique com o RG vermelhoGuia B), e selecionando "complementar cores" (Imagem / Ajustar Imagem) para inverter a escala de cinzentos e ver as células em cinza / preto sobre o fundo branco (Figura 4E).
    2. Calibre a imagem para 1,4-1,7 mm, dependendo da idade, desenhando uma linha horizontal por toda a imagem (Calibração, Calibração Rápida).
    3. Segmento somata célula individual através da aplicação de intensidade de limiar (Figura 4B). Para isso, o trabalho sobre o canal RGB vermelho e abrir a função de limiar de intensidade (Contagem de objetos; selecionando comando "update contagem"), a fim de controlar os parâmetros bidimensionais para cada região thresholded de interesse (ROI) representando somata individual.
    4. Definir o limite de intensidade no histograma intensidade, selecionando o menor 50-60% dos níveis de 255, e refinar o valor final limiar por avaliar visualmente a sobreposição entre a máscara de cor limiar (azul) e do perímetro soma célula (cinza) em células individuais (Figura 4E).
    5. Estimar a precisão das máscaras soma célula para representar as dimensões Somal medindo a área antes e depois de segmentação em 10 células e aceitar o intervalo limite selecionado se as medidas diferem menos de 10% (use a barra de ferramentas binário e Medidas anotadas).
    6. Identificar manualmente ROIs Somal que incluem várias células e separar esses elementos (eliminar ou ROIs separadas usando os controles da barra de ferramentas binário, ou o Catálogo Object), enquanto alternar on / off do binário para visualizar diretamente as células (Figura 4F).
    7. Classificar células microgliais como ROIs com áreas Somal maior e menor do que 50-60 mm 2 para discriminar somata célula correspondente a microglia ativada e desativada microglia respectivamente, usando zona de restrição.
      NOTA: Cada subconjunto Somal célula é identificada com uma camada de binário pseudocolored diferente, e podem ser adicionalmente caracterizados por outros parâmetros morfológicos (perimeter, circularidade, etc.), bem como quantificados no âmbito de sectores da retina discretos (Figura 4G). Salve a imagem analisada como um arquivo ND2.
    8. Verifique se o processo de ramificação e complexidade nas células microgliais ativadas individuais, através da sobreposição da máscara Somal ea imagem -ponto único xy (contraste aumentou 50%; Figura 4H). Contar manualmente os processos que se estendem diretamente do celular ou soma medir o diâmetro do polígono que abrange o mandril (use a barra de ferramentas binário e Medidas anotadas).
      NOTA: Activado células possuem processos ou suportar poucos (<4) e curto (<diâmetro Somal 2x) aqueles, em contraste com os processos não-activada de células, que compreendem um mandril ramificada e grande (> 3-10x diâmetro Somal) que circunda a sua relativamente pequena soma.
    9. Identificar manualmente células com somata menor do que <2 20 um e / ou expressão de GFP abaixo do limite de detecção, os quais são, por conseguinte, sem ser detectado por emthresholding intensidade. Use o comando Taxonomia em Anotações para contar elementos identificados manualmente.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Nossos recente estudos in vivo utilizado aquisição e análise de imagens ao vivo esses métodos para visualizar e controlar a cinética e padrões de ONH e mudanças microgliais da retina durante as fases iniciais do glaucoma crônico e sua relação com a tarde neurodegeneração 59. Aqui, ilustramos um protocolo de aquisição de imagem cSLO para visualizar as células microgliais através de uma grande área da retina central em jovens individuais heterozigotos CX3CR1-GFP DBA / 2J retina (Figura 5). Com base na célula de alta resolução, que aplica o limiar vivo e análises morfométricas que permitem a segmentação automática de células GFP + individuais e somata (Figura 6).

Para acompanhar o desenvolvimento de microgliose local e / ou ativação da microglia em idades anteriores neurodegeneração detectável neste modelo de glaucoma crônico, medimos as variações mensais de densidade total de células microglia no indivíduo jovem heterozigotos Cx3CR1-GFP DBA / 2J retinas (n = 10) entre 3-5 meses de idade (Figura 7A). Consistente com a progressão variável de neurodegeneração em olhos individuais 41-44, a nossa análise revela níveis variáveis ​​de activação da microglia e da retina microgliose entre olhos em cada idade (Figura 7B), e detecta alterações dinâmicas na densidade do total e microglia activados dentro retinas individuais (Figura 7C). Visivelmente, o número de microglia ativada estão desacopladas de mudanças simultâneas em GFP + total de densidade celular. Estes resultados in vivo confirmam anterior ex vivo análise das mudanças microgliais no DBA / 2J 45. Assim cSLO detecção ao vivo e medição de ativação da microglia da retina podem servir como indicadores de progressão da doença mais cedo dentro de olhos individuais, e pode potencialmente ser ligados a eventos de início de glaucoma patogênese.

"Figura Figura 1:. Aquisição de imagens ao vivo, processamento e análise de fluxo de trabalho cSLO foi usada para centenas de imagem GFP + células microgliais de monócitos periféricos / localizadas no centro de ~ 1,7 milímetros 2 da retina interna mouse. Imagens de fluorescência (FA) foram adquiridos mensal para os mesmos ratos, e alinhadas usando imagens de infravermelho (IR) de fundo de olho da vasculatura da retina e superfície vítrea como referência. Segmentação de GFP + células e somata resultou da aplicação de duas etapas separadas de intensidade-limiar de FA imagens da retina. Análise morfométrica da representando somata célula binária permitiu a mensuração das áreas Somal individuais. GFP + células com área Somal acima 50 mm 2 foram classificados como ativada. Densidade de células totais e ativados GFP + foi medida para imagens FA retina individuais, e exame de extensão caramanchão e ramificação complexidade foi realizada por observação direta de imagens FA. Figura 2
Figura 2: controles vivos de aquisição de imagem em cSLO Spectralis (A) visor do painel de tela sensível ao toque Manual de iniciação.. (B) a janela de imagem software cSLO, mostrando a cabeça de um rato vivo. (C) Configurações selecionadas para imageamento infravermelho (iluminada em azul). (D) Fundus imagem da retina durante a aquisição em tempo real (painel esquerdo) e média (painel direito). Comando normalização indicados com círculo preto. Artérias e veias irradiando a partir da cabeça do nervo óptico são visíveis (entre parênteses), como são os feixes de axônios óptica (setas) em entre os vasos sanguíneos. (E) Configurações selecionado para imagens de fluorescência dentro de um único ponto xy. (F) de ponto único de fluorescência (FA, 488 nm) durante a aquisição de imagem (média). Tele imagem menor (à esquerda) mostra uma varredura individual, a imagem maior (à direita) mostra o progresso da intensidade média. (G) Configurações selecionados para aquisição de uma imagem de fluorescência multiponto (composto),. (H) Multipoint aquisição imagens de fluorescência, mostrando a digitalização em andamento, o que o software identifica com um círculo verde (ou vermelho quando aquisição não é possível). Barras de escala representam aproximadamente 5 mm (B) ou 250 mm (DH) Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. .

Figura 3
Figura 3: defeitos oculares chave e os erros de imagem que podem impedir imagiologia cSLO correcta de células microgliais (A - C) danos ou defeitos oculares, bem como o erro de aquisição de imagem.s pode impedir de imagem confiável de GFP + células localizadas para os planos mais íntimos da retina. (A) Alguns defeitos oculares graves são facilmente detectados em imagens de fundo de olho, incluindo a córnea ou opacidade do cristalino, ou lesão e aprofundamento da área de disco óptica, os quais evitar clara imagem de GFP + células. (B) A focagem ou acima (as paredes dos vasos tornar-se indistinguíveis do lúmen) ou abaixo da superfície interna da retina (os vasos são pouco visíveis) reduz a detecção de emissão de fluorescência de GFP a partir de células localizadas na célula de fibras nervosas e gânglio camadas. Níveis (C) Saturação incorretamente ou de forma desigual definido pode resultar em imagens brilhantes, mas sobressaturadas (com células sem resolução) ou imagens com áreas obscuras. A barra de escala representa 250 um. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.


Figura 4: quantificação baseada limiar binário da contagem de células microgliais e área Somal (A - D) Passos de segmentação celular em FluoRender (A) A janela de navegação com vista renderizada de uma imagem representativa de fluorescência de ponto único de microglia dentro da retina central.. (painel superior); correspondente propriedades de renderização (painel inferior). (B) A mesma imagem durante uma rotina de segmentação celular, visto como RGB, com as correspondentes configurações de limite (painéis inferiores). Limiarizadas células são representadas por pixels brancos e os cobriu com seus processos em ciano. (C) Imagem de máscaras celulares obtidos após a segmentação celular. (D) Anterior máscara com valores invertidos em tons de cinza para posterior processamento de imagem. (E - H) Passos de thresholding Somal e quantificação. (E) Utilização de limiar de intensidade para somata microglia segmento com base em sua segmentação célula anterior. O histograma intensidade RGB (à esquerda) permite limiar pela seleção direta da menor faixa de 50-60% das intensidades (0 a 127-153). Esta segmentação cria uma máscara quantificável que isola somata microglial indivíduo (azul). As imagens são redimensionados utilizando a função de spline (oval à direita). (F) Medições automáticas com base em limiar de cada um ROI / somata (painel superior) e silhuetas de ROI (catálogo de objetos, painel inferior) utilizados para corrigir ROIs sobrepostos usando ferramentas binárias (painel direito) para a separação manual ou erosão. (G) Classificação das áreas Somal individuais por Área de Restrição (painel superior esquerdo). Somata segmentado são classificadas como ROI menor e maior do que 50-60 uM 2, e as camadas binários para cada classe de somata são atribuídos diferentes pixels de cores (verde umND magenta, respectivamente). (H) Overlay do somata segmentada (verde) na imagem original (com o aumento do contraste) utilizados para a observação direta da complexidade do processo em células activadas individuais (painel esquerdo). Visualização ampliada de pavilhões celulares. Barras de escala representam 250 mm (AH) ou 50 mm (H, inserir). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5
Figura 5: visualização em alta resolução de CX3CR1- GFP + microglia / monócitos localizada na retina interna rato por confocal ao vivo de imagens a laser de varredura (A) imagem cSLO ponto XY Individual mostrando GFP + células dentro da central. retina em dois meses de idade rato DBA / 2J (esquerda). Visualização ampliada (à direita) mostrando a área de ONH (círculo), os vasos sanguíneos (linhas) forrada com microglia perivascular / macrófagos, e do parênquima microglia ladrilhos a retina central. Imagem (B) Multipoint, recolhidos imediatamente após o ponto único de visualizar microglia através de uma área mais ampla da retina (⅓ da retina). (C, D) imagens idênticas, mostrado com escala de cinzentos invertida para observação ideal de morfologia celular e complexidade (minimamente ajustadas para contraste e resolução). Tamanho e forma Somal pode ser resolvido na maioria das células (esquerda). Extensão Arbor e ramificação célula pode ser resolvido nas células com grande somata (à direita, e três células individuais). (E) imagem fundo de olho infravermelho do disco vasculatura e óptica usado para xy alinhamento -plane de imagens sequenciais. As barras de escala representam 250 um (A, B e E), e de 25 um (C, à direita).es / ftp_upload / 52731 / "target =" _ blank 52731fig5highres.jpg "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 6
Figura 6:. Segmentação de células microgliais e somata (A) GFP + células prestados por segmentação em 2D usando FluoRender. (B) somata célula correspondente, detectado por imagem confocal limiarizar usando software de análise. (C) máscara binário de célula somata passíveis de análise quantitativa. (D) Classificação das somata célula segmentada por área para discriminar activado células microgliais (> 50-60 mm 2, magenta) e células não-ativadas (<50 mm 2, verde). Dim células e pequenos (<10-20 mm 2, asterisco amarelo) são identificados manualmente na imagem original com escala de cinzentos invertida ( Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 7
Figura 7:. Acompanhamento longitudinal da densidade de células microgliais e ativação em jovens DBA / 2J retinas (A) Vive cSLO fundo e imagens FA do mesmo olho, adquiridos a partir de 3-5 meses de idade. FA imagens seqüenciais foram usadas para quantificar as mudanças ao longo do tempo em números totais de CX3CR1-GFP + células localizadas dentro do centro de ~ 1,7 milímetros 2 de retina. Counts incluído parênquima e microglia perivascular, mas as células excluídos agrupados no ONH (posição indicada com círculo branco). (B) Análise timecourse de densidade de células da retina microglia e ativação em idades anterioresneurodegeneração em ratinhos DBA / 2J glaucoma crónico (n = 10 retinas por idade). Os números de células totais e de GFP + células microgliais activadas (área Somal> 50 mm 2) por mm2 da área central da retina. Cada ponto de dados representa uma única retina, e meios para cada idade são representadas com uma linha horizontal. (C) acompanhamento mensal dos números de células totais e de GFP + células microgliais activadas em um único retina. Há alterações paralelas, mas quantitativamente diferentes em densidade total e de células activadas, com variação mais dinâmico na densidade de células morfologicamente activados. A barra de escala representa 250 mm (A). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Monitorização vivo do número de células da microglia e activação morfológica durante uma doença neurodegenerativa requer a utilização de métodos de imagem não invasivos que permitem a visualização detalhada das características celulares. Depois de imagem, as células microgliais deve ser isolado (segmentado) para análises morfométricas pelo uso de múltiplos passos de limite para avaliar o tamanho Somal e / ou a complexidade do processo de leituras para a ativação da micróglia. Neste protocolo, descrevemos os métodos de aquisição de imagens ao vivo usando cSLO, e análise quantitativa de ativação microglial baseado em células seqüencial e segmentação soma. Nós aplicar estas estratégias para avaliar a cinética de activação da microglia e da retina microgliose mais de 2 meses, no contexto de uma doença neurodegenerativa crónica da retina.

Ratinhos repórter e microglia / monócitos periféricos tipos de células

A utilização de ratinhos que expressam GFP sob o controlo do receptor de fractalcina (CX3CR1)lócus 46 permite a identificação confiável de microglia residente, e robusto expressão GFP permite notável na visualização vivo 30-32,34,36. Aqui, usamos um subestirpe de DBA / 2J, derivado por retrocruzar C57BL / 6.129P- CX3CR1 tm1Litt / J ratinhos 46 para o DBA / 2J genética fundo 59. Monócitos e macrófagos periféricos, que podem invadir o SNC durante a doença ou lesão, também expressam o 15,46,47 tag GFP.

Estudos de imagem ao vivo de microglia da retina neurodegenerativa

Nossa in vivo de rastreamento de CX3CR1-GFP / + células da retina usando cSLO baseia-se em estudos anteriores que monitoravam mudanças na retina GFP + número de células após a lesão aguda por até 10 semanas 30-32,34,48. Aqui, nós visualizamos CX3CR1-GFP / + microglia / monócitos periféricos com resolução de celular, por imagem cSLO mensal da retina durante a progressão precoce do glaucoma crônico. UMAdditionally, usamos análise baseada limiar automatizado imagem ao vivo para detectar e quantificar redimensionamento celular e remodelação com suficiente resolução espacial e temporal para monitorar as mudanças na contagem de microgliais ativadas e total no prazo de olhos individuais e entre indivíduos.

Limitações técnicas de imagiologia cSLO de GFP + microglia da retina

Encontramos qualidade de imagem para ser consistente e reproduzível, como ilustrado por uma comparação de imagens simples versus ponto XY multi- obtidos em uma única sessão (Figura 5). No entanto, a aquisição GFP + células de imagem consistente e reprodutível, em uma única sessão e ao longo do tempo, é criticamente dependem da seleção de parâmetros estáveis ​​para o fundo de imagem e fluorescência cSLO. O alinhamento do disco óptico do olho e para o objectivo cSLO determina a uniformidade dos níveis de saturação e o foco no plano confocal de interesse 49. / Ou specificati imprecisas e não uniformeno de níveis de saturação pode gerar variações de artefatos na detecção de GFP, fundo autofluorescência e celular e resolução caramanchão. Para focalizar corretamente em microglia localizadas à fibra nervosa e camadas de células ganglionares, é fundamental para alinhar e focar os vasos sanguíneos da retina e em feixes axonais na superfície vítrea por IR fundo de imagem. Isto proporciona um plano de referência para localizar a GFP + células por FA. A reorientação necessária necessário para a mudança de IR a FA pode ser guiado pela aquisição de várias imagens na FA ligeiramente diferentes profundidades (55-60 D) em cada sessão experimental. Isso também pode ajudar a compensar as diferenças anatômicas, devido à idade, dilatação da pupila e patologia (escavação do disco óptico). Desde a resolução da imagem e do detalhe da pilha depende da especificação ideal de níveis de saturação por todo o fundo, eo alinhamento cuidado do olho em relação à câmara 49, sequências de imagens adquiridas ao longo do tempo para o mesmo olho deve mostrar imagens fundo IR com cfoco onsistent e comparáveis, iluminação, resolução e span campo da retina. Contagens manuais de números totais de células GFP + em imagens adquiridas em uma única sessão (1,5-1,7 mm 2 de retina, n = 13 retinas, com idade entre 3-5 meses) confirmou quantificação consistente e reprodutível de celularidade (variação de 3-4%; dados não mostrando). Isto é necessário para que as imagens sejam passíveis de GFP + célula por meio de análise de segmentação de limiar com base em uma escala de intensidade semelhante, e comparação de alterações ao longo do tempo.

Threshold e análises morfométricas de microglia da retina em imagens ao vivo cSLO

Apenas recentemente, in vivo visualização da microglia do cérebro com alta resolução celular por microscopia confocal de dois fotões permitiu a análise quantitativa de parâmetros de processo de soma e microgliais, e a discriminação de microglia activada morfologicamente 9,50. Como mostrado por esses autores, o tamanho Somal é o morfológica mais conspícuoparâmetro detectável ao longo do tempo por vivo de dois fotões de imagem confocal de microglia do cérebro, utilizando iterativo de limiar com base em intensidade para reduzir as variações de sinal-para-ruído 9. Além disso, alterações de tamanho Somal correlacionam-se com a regulação positiva da expressão em células activadas Iba1 9. Aqui, nós utilizamos cSLO imagens ao vivo e aplicar segmentação sequencial comparável de células microgliais e somata, seguido por análise morfométrica para quantificar o número de células total e activado CX3CR1-GFP + localizadas para a retina.

Nós usamos software de renderização confocal especializada (FluoRender) para as células GFP + segmento na retina central. Estas imagens, são ainda de limiar definido utilizando um pacote de análise de imagem confocal disponível comercialmente, para finalmente permitir a segmentação automática e quantificação baseado em limiares de área Somal. Nossas análises de imagem ao vivo confirmou o uso de tamanho soma como uma métrica morfológica de ativação microglial em análise de imagens ao vivo 9. Somalcontagem baseada no limiar permitiu a caracterização de padrões e aumentos de microgliose da retina, como já foi demonstrado por ex vivo de análise de imagem 50. Descobrimos que detecta cSLO GFP + microglia com melhor resolução e detalhe dentro da área central da retina do rato (<2 mm2), onde as células podem ser visualizados no mesmo plano confocal. Para a periferia da retina, o sinal de fluorescência mostra variabilidade e distorções que impedem o processamento de imagem idêntica e análise limite como para as células GFP + detectados na retina central, mais plana. Finalmente, o nosso protocolo mostra que cSLO in vivo de análise de imagem da microglia da retina apresenta um relativamente elevado rendimento. O número de microglia parenquimatosa, que poderia ser isolado e visualmente quantificada dentro da área central da retina variou entre ~ 200-300 células totais, e ~ 10-180 células activadas. Assim, o rato microglia da retina oferece uma população ideal para estudar in vivo a sua transformação e papéis durante a patogênese da neurodegeneração.

Aplicativo para outras doenças crônicas do sistema nervoso central

Os métodos in vivo de análise de imagem descritos aqui deve ser aplicável para avaliar as mudanças microgliais agudas ou crônicas em outras doenças da retina do rato e em modelos de lesão. Além disso, este protocolo pode servir para avaliar as mudanças microglia / monócitos periférica da retina decorrentes de patologias crónicas do SNC, tais como a doença de Alzheimer, Parkinson e esclerose múltipla, uma vez que a retina eo nervo óptico são direcionados para a neurodegeneração nestas doenças 51-56. Em consonância com isso, o uso de detecção ao vivo da retina e ONH patologia para a gestão da doença de Alzheimer precoce está sob intenso estudo 54,57,58.

Em conclusão, nossos resultados sugerem que, acompanhamento longitudinal ao vivo e quantificação das alterações nos números microglia da retina e ativação morfológica, pode servir ne tão confiáveluroimaging biomarcadores para detectar o início da doença e progressão precoce. Estes in vivo Metodologia de imagens e análise aplicar ao glaucoma relacionada com a idade, e potencialmente a outras doenças neurodegenerativas que impactam a retina e nervo óptico.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DBA/2J and CX3CR1-GFP/+ mice The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME 000671 and 00582 Mice are bred in house, introducing new breeders every 3 - 4 generations to prevent genetic drift.
30½ G needle and 1 ml tuberculin slip-tip syringe BD, East Rutherford, NJ 305106 and 309659
2,2,2-tribromoethanol, tert-Amyl alcohol 99% and phosphate buffer saline tablets Sigma-Aldrich, St. Louis, MO T48402, 152463 and P4417 Avertin solution (pH 7.3, sterile filtered) must be freshly made solution or stored at 4 °C for up to 1 week.
Heat therapy T/Pump Gaymar Industries, Orchard Park, NY TP-650
Cotton-tipped applicators Fisher Scientific, Pittsburgh, PA 23-400-100
Tropicamide 1% Bausch & Lomb, Rochester, NY NDC 24208-585-64
PMMA contact lenses, 1.70 base curve, 3.2 mm total diameter, 0.40 mm thick center Cantor & Nissel Ltd., Northamptonshire, UK G003709 Lenses are rinsed with sterile PBS and stored in polypropylene boxes.
HRA/Spectralis confocal scanning laser ophthalmoscope and Eye Explorer software Heidelberg Engineering GmbH, Carlsbad, CA Version 1.7.1.0
PowerPoint Microsoft, Redmond, WA Version 14.4.3
Adobe Photoshop Adobe, San Jose, CA Version CS3
FluoRender Scientific Computing and Imaging Institute, University of Utah Version 2.13 Freeware. http://www.sci.utah.edu/software/13-software/127-fluorender.html
NIS-Elements C Nikon, Melville, NY Version 4.30.01

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hanisch, U. K. Functional diversity of microglia - how heterogeneous are they to begin with. Front. Cell. Neurosci. 7, (65), 1-18 (2013).
  2. Kettenmann, H., Hanisch, U. K., Noda, M., Verkhratsky, A. Physiology of microglia. Physiol. Rev. 91, (2), 461-553 (2011).
  3. Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nat. Neurosci. 8, (6), 752-758 (2005).
  4. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Helmchen, F. Resting microglial cells are highly dynamic surveillants of brain parenchyma in vivo. Science. 308, (5726), 1314-1318 (2005).
  5. Ransohoff, R. M., Perry, V. H. Microglial physiology: unique stimuli, specialized responses. Annu. Rev. Immunol. 27, 119-145 (2009).
  6. Stence, N., Waite, M., Dailey, M. E. Dynamics of microglial activation: a confocal time-lapse analysis in hippocampal slices. Glia. 33, (3), 256-266 (2001).
  7. Streit, W. J., Walter, S. A., Pennell, N. A. Reactive microgliosis. Prog. Neurobiol. 57, (6), 563-581 (1999).
  8. Jonas, R. A., et al. The spider effect: morphological and orienting classification of microglia in response to stimuli in vivo. PloS One. 7, (2), e30763 (2012).
  9. Kozlowski, C., Weimer, R. M. An automated method to quantify microglia morphology and application to monitor activation state longitudinally in vivo. PloS One. 7, (2), 1-9 (2012).
  10. Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., Tetzlaff, W., Rossi, F. M. Local self-renewal can sustain CNS microglia maintenance and function throughout adult life. Nat. Neurosci. 10, (12), 1538-1543 (2007).
  11. Elmore, M. R., et al. Colony-stimulating factor 1 receptor signaling is necessary for microglia viability, unmasking a microglia progenitor cell in the adult brain. Neuron. 82, (2), 380-397 (2014).
  12. Lawson, L. J., Perry, V. H., Dri, P., Gordon, S. Heterogeneity in the distribution and morphology of microglia in the normal adult mouse brain. Neuroscience. 39, (1), 151-170 (1990).
  13. Ransohoff, R. M., Cardona, A. E. The myeloid cells of the central nervous system parenchyma. Nature. 468, 253-262 (2010).
  14. Solomon, J. N., et al. Origin and distribution of bone marrow-derived cells in the central nervous system in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Glia. 53, 744-753 (2006).
  15. Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., McNagny, K. M., Rossi, F. M. Infiltrating monocytes trigger EAE progression, but do not contribute to the resident microglia pool. Nat. Neurosc. 14, (9), 1142-1149 (2011).
  16. Sapp, E., et al. Early and progressive accumulation of reactive microglia in the Huntington disease brain. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 60, (2), 161-172 (2001).
  17. Maeda, J., et al. In vivo positron emission tomographic imaging of glial responses to amyloid-beta and tau pathologies in mouse models of Alzheimer's disease and related disorders. J. Neurosc. 31, (12), 4720-4730 (2011).
  18. Jacobs, A. H., Tavitian, B. Noninvasive molecular imaging of neuroinflammation. J. Cereb. Blood Flow Metab. 32, (7), 1393-1415 (2012).
  19. Ouchi, Y., et al. Microglial activation and dopamine terminal loss in early Parkinson's disease. Ann. Neurol. 57, (2), 168-175 (2005).
  20. Fuhrmann, M., et al. Microglial Cx3cr1 knockout prevents neuron loss in a mouse model of Alzheimer's disease. Nat. Neurosci. 13, (4), 411-413 (2010).
  21. Trapani, A., Palazzo, C., de Candia, M., Lasorsa, F. M., Trapani, G. Targeting of the translocator protein 18 kDa (TSPO): a valuable approach for nuclear and optical imaging of activated microglia. Bioconjug. Chem. 24, (9), 1415-1428 (2013).
  22. Venneti, S., Lopresti, B. J., Wiley, C. A. Molecular imaging of microglia/macrophages in the brain. Glia. 61, (1), 10-23 (2013).
  23. Davalos, D., et al. Fibrinogen-induced perivascular microglial clustering is required for the development of axonal damage in neuroinflammation. Nat. Comm. 3, (1227), 1-15 (2012).
  24. Dibaj, P., et al. In Vivo imaging reveals distinct inflammatory activity of CNS microglia versus PNS macrophages in a mouse model for ALS. PloS One. 6, (3), e17910 (2011).
  25. Evans, T. A., et al. High-resolution intravital imaging reveals that blood-derived macrophages but not resident microglia facilitate secondary axonal dieback in traumatic spinal cord injury. Exp. Neurol. 254, (214), 109-120 (2014).
  26. Nayak, D., Zinselmeyer, B. H., Corps, K. N., McGavern, D. B. In vivo dynamics of innate immune sentinels in the CNS. Intravital. 1, (2), 95-106 (2012).
  27. Tremblay, M. E., Lowery, R. L., Majewska, A. K. Microglial interactions with synapses are modulated by visual experience. PLoS Biol. 8, (11), 1-16 (2010).
  28. Wake, H., Moorhouse, A. J., Jinno, S., Kohsaka, S., Nabekura, J. Resting microglia directly monitor the functional state of synapses in vivo and determine the fate of ischemic terminals. J. Neurosci. 29, (13), 3974-3980 (2009).
  29. Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J. Vis. Exp. 19, (43), (2010).
  30. Alt, C., Runnels, J. M., L, T. G. S., P, L. C. In vivo tracking of hematopoietic cells in the retina of chimeric mice with a scanning laser ophthalmoscope. Intravital. 1, (2), 132-140 (2012).
  31. Eter, N., et al. In vivo visualization of dendritic cells, macrophages, and microglial cells responding to laser-induced damage in the fundus of the eye. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 49, (8), 3649-3658 (2008).
  32. Liu, S., et al. Tracking retinal microgliosis in models of retinal ganglion cell damage. Investigative ophthalmology & visual science. 53, 6254-6262 (2012).
  33. Maeda, A., et al. Two-photon microscopy reveals early rod photoreceptor cell damage in light-exposed mutant mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111, (14), E1428-E1437 (2014).
  34. Paques, M., et al. High resolution fundus imaging by confocal scanning laser ophthalmoscopy in the mouse. Vision Res. 46, (8-9), 1336-1345 (2006).
  35. Seeliger, M. W., et al. In vivo confocal imaging of the retina in animal models using scanning laser ophthalmoscopy. Vision Res. 45, (28), 3512-3519 (2005).
  36. Alt, C., Runnels, J. M., Mortensen, L. J., Zaher, W., Lin, C. P. In vivo imaging of microglia turnover in the mouse retina after ionizing radiation and dexamethasone treatment. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 55, (8), 5314-5319 (2014).
  37. Bosco, A., et al. Reduced retina microglial activation and improved optic nerve integrity with minocycline treatment in the DBA/2J mouse model of glaucoma. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 49, (4), 1437-1446 (2008).
  38. Anderson, M. G., et al. Mutations in genes encoding melanosomal proteins cause pigmentary glaucoma in DBA/2J mice. Nat. Genet. 30, (1), 81-85 (2002).
  39. Chang, B., et al. Interacting loci cause severe iris atrophy and glaucoma in DBA/2J mice. Nat. Genet. 21, (4), 405-409 (1999).
  40. Smith, R. S., Korb, D., John, S. W. A goniolens for clinical monitoring of the mouse iridocorneal angle and optic nerve. Mol. Vis. 8, 26-31 (2002).
  41. Buckingham, B. P., et al. Progressive ganglion cell degeneration precedes neuronal loss in a mouse model of glaucoma. J. Neurosci. 28, (11), 2735-2744 (2008).
  42. Howell, G. R., et al. Axons of retinal ganglion cells are insulted in the optic nerve early in DBA/2J glaucoma. J. Cell Biol. 179, (7), 1523-1537 (2007).
  43. Jakobs, T. C., Libby, R. T., Ben, Y., John, S. W., Masland, R. H. Retinal ganglion cell degeneration is topological but not cell type specific in DBA/2J mice. J. Cell Biol. 171, (2), 313-325 (2005).
  44. Soto, I., et al. Retinal ganglion cells downregulate gene expression and lose their axons within the optic nerve head in a mouse glaucoma model. J. Neurosci. 28, (2), 548-561 (2008).
  45. Bosco, A., Steele, M. R., Vetter, M. L. Early microglia activation in a mouse model of chronic glaucoma. J. Comp. Neurol. 519, (4), 599-620 (2011).
  46. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol. Cell. Biol. 20, (11), 4106-4114 (2000).
  47. Broux, B., et al. CX(3)CR1 drives cytotoxic CD4(+)CD28(-) T cells into the brain of multiple sclerosis patients. J. Autoimmun. 38, (1), 10-19 (2012).
  48. Paques, M., et al. In vivo observation of the locomotion of microglial cells in the retina. Glia. 58, (14), 1663-1668 (2010).
  49. Charbel Issa, P., et al. Optimization of in vivo confocal autofluorescence imaging of the ocular fundus in mice and its application to models of human retinal degeneration. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 53, (2), 1066-1075 (2012).
  50. Beynon, S. B., Walker, F. R. Microglial activation in the injured and healthy brain: what are we really talking about? Practical and theoretical issues associated with the measurement of changes in microglial morphology. Neuroscience. 225, (2012), 162-171 (2012).
  51. Chan, J. W. Recent advances in optic neuritis related to multiple sclerosis. Acta Ophthalmol. 90, (3), 203-209 (2012).
  52. Frost, S., Martins, R. N., Kanagasingam, Y. Ocular biomarkers for early detection of Alzheimer's disease. J. Alzheimer's Dis. 22, (1), 1-16 (2010).
  53. Guo, L., Duggan, J., Cordeiro, M. F. Alzheimer's disease and retinal neurodegeneration. Curr. Alzheimer Res. 7, (1), 3-14 (2010).
  54. Ikram, M. K., Cheung, C. Y., Wong, T. Y., Chen, C. P. Retinal pathology as biomarker for cognitive impairment and Alzheimer's disease. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 83, (9), 917-922 (2012).
  55. Kersten, H. M., Roxburgh, R. H., Danesh-Meyer, H. V. Ophthalmic manifestations of inherited neurodegenerative disorders. Nat. Rev. Neurol. 10, (6), 349-362 (2014).
  56. Kesler, A., Vakhapova, V., Korczyn, A. D., Naftaliev, E., Neudorfer, M. Retinal thickness in patients with mild cognitive impairment and Alzheimer's disease. Clin. Neurol. Neurosurg. 113, (7), 523-526 (2011).
  57. Petzold, A., et al. Optical coherence tomography in multiple sclerosis: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 9, (9), 921-932 (2010).
  58. Satue, M., et al. Retinal thinning and correlation with functional disability in patients with Parkinson's disease. Br. J. Ophthalmol. 98, (3), 350-355 (2014).
  59. Bosco, A., Romero, C. O., Breen, K. T., Chagovetz, A. A., Steele, M. R., Ambati, B. K., Vetter, M. L. Neurodegeneration severity can be predicted from early microglia alterations monitored in vivo in a mouse model of chronic glaucoma. Dis Model Mech. (2015).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats