Eletrofisiologia no isolado do tronco encefálico-espinal Preparações do cordão umbilical de recém-nascidos Roedores permite a gravação de saída Neural Rede Respiratory

Neuroscience

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Rousseau, J. P., Caravagna, C. Electrophysiology on Isolated Brainstem-spinal Cord Preparations from Newborn Rodents Allows Neural Respiratory Network Output Recording. J. Vis. Exp. (105), e53071, doi:10.3791/53071 (2015).

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Abstract

Introduction

A respiração é uma actividade fundamental complexo e controlado pelo cérebro, permitindo dioxigénio (O2) e a absorção de dióxido de carbono (CO 2) eliminação. O comando central da respiração é gerado por uma complexa rede localizado no tronco cerebral em ambos os mamíferos 1, 2 anfíbios, répteis, pássaros 3 4 5 e peixes. Mesmo se o estudo de respiração pode ser processada in vivo, investigações mecanicistas precisos requerem acesso directo à rede de controlo respiratório. Para este fim, Adrian e Buytendijk desenvolveu uma preparação peixinho reduzida, no qual os eletrodos posicionados na superfície do tronco cerebral registro do ritmo gerado associada a ventilação branquial 5. Esta abordagem foi subsequentemente adaptado por Suzue em 1984 6 para utilização em roedores recém-nascidos. O advento desta preparação tem levado a avanços significativos na neurobiologia respiratória. Uma vez que é relativamente simples, a técnica apresentada here é passível de uma ampla gama de investigações básicas de comportamentos motores rítmicas e as suas origens em roedores recém-nascidos.

O objetivo geral deste método consiste em gravar o correlato neural da atividade inspiratória, um ritmo respiratório, chamado respiração fictício, produzido pela rede respiratória. Este método pode ser utilizado em uma ampla gama de objetivos de pesquisa, visando respostas inspiratória a variações respiratórias ou farmacologia em ambos os selvagens tipo 7 e 8 animais transgênicos. Dado que as experiências são realizadas a uma temperatura baixa, sem aferentes sensoriais, e sob condições nas quais as concentrações de glicose e O 2 no interior da aCSF são elevados, foram levantadas questões sobre a relevância fisiológica do sinal gravado. Embora existam diferenças claras entre in vivo e in vitro condições (por exemplo., A freqüência de rajadas inspiratória) permanece o fato de que a presença deos principais elementos da rede respiratória 6 torná-lo possível estudar um ritmo robusto associado a uma função homeostática vital 9,10.

A lógica por trás do desenvolvimento e da utilização dessa técnica é facilitar o acesso direto aos elementos do tronco cerebral da rede respiratória, que são de difícil acesso in vivo, especialmente em recém-nascidos. O tronco cerebral é colocado sob condições estritamente controladas: o ritmo gravada não é modulada por entradas aferentes periféricas dos pulmões ou dos órgãos carótidas, permitindo o estudo para se concentrar no comando central da respiração em si 11. Assim, este acesso é utilizada para aplicar estímulos e gravar o sinal de saída. Em contraste com pletismografia gravações, o ritmo respiratório é modulada por todos os seus componentes ao longo do corpo (por ex., A distensão do pulmão, sensores químicos periféricas), tornando-o difícil de aplicar estímulos precisos.

Numarato ewborn, o protocolo consiste em gravar o quarto sinal ventral raiz em um tronco cerebral isolado e uma medula espinhal truncado, mantida no líquido cefalorraquidiano artificial (aCSF). O ritmo gerada pelos preparativos da medula do tronco cerebral-espinhal é composta de explosões lentas individuais que estão ligadas ao sinal inspiratória 9. Isolado preparações da medula do tronco cerebral-espinhal são facilmente graváveis ​​em ratos de pós-natal dia 0-4 (P0 - P4) 7. Esta abordagem é vulgarmente usado para avaliar a resposta hipóxica da rede respiratória, e também a resposta a hipercapnia, acidose ou drogas. Um protocolo de hipóxia aguda é apresentado aqui. Esta estimulação é obtido por retirada de O 2 no aCSF; esta abordagem é utilizada para avaliar a tolerância e a capacidade de resposta a insultos hipóxicos. O protocolo induz uma depressão do ritmo a partir do primeiro minuto até ao final da exposição a hipoxia (Figura 1) 12. Esta depressão é invertidadurante a pós-hipóxica 12 recuperação. No que respeita ao delineamento experimental, é importante notar que a ponte, localizada na parte rostral do tronco cerebral, tem uma ação inibitória sobre o gerador de ritmo 8. Assim, as preparações de tronco cerebral e da medula espinal integral rostral exibir um ritmo inferior. Inclusão da ponte na amostra isolada para a gravação é determinado de acordo com o objetivo do experimento 13; o estudo da influência pontina na rede medula oblongata exigiria gravações com e sem a ponte para comparar os resultados 14. Além disso, uma das vantagens desta técnica é a possibilidade de estender a porção rostral do preparado para incluir mesencefálico e / ou regiões diencefálica 15,16, tornando-se possível avaliar o efeito destas regiões na rede ponto-medular respiratória.

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Protocol

Este método necessária a utilização de matérias de origem animal, permitidas pelo Comitê de Laval University animal Ética (protocolo nº 2012-170).

1. Configuração e Preparação

  1. Soluções
    1. Preparar soluções stock aCSF de acordo com as seguintes receitas 7,17. Outras receitas com variações de concentração estão disponíveis na literatura. Soluções de armazenar a 4 ° C durante até um mês.
      1. Solução de sal: adicionar 75,39 g de NaCl (129 mM final); 2,5 g de KCl (3,35 mM final); 0,81 g de NaH2PO4 (0,58 mM final); 2,33 g de MgCl2 (1,15 mM final); 1,85 g de CaCl2 (1,26 mM). Dissolver em 800 ml de água destilada, em seguida, enche-se a 1 L com água destilada.
      2. Solução de bicarbonato de: adicionar 17,65 g de NaHCO3 (21 mM final). Dissolver em 900 ml de água destilada, em seguida, enche-se a 1 L com água destilada. Variações da concentração de bicarbonato irá resultar em variações do pH.
      3. Solução de glicose: adicionar 54,06g de glucose (30 mM final). Dissolver em 400 ml de água destilada, em seguida, preencher a 500 ml com água destilada.
    2. Prepare aCSF, diluindo 100 ml de solução salina, 100 ml de solução de bicarbonato, e 50 ml de solução de glucose em 1 L de água destilada. Armazenar a 4 ° C até à sua utilização.
    3. Prepare um eletrodo de vidro por aquecimento e alongamento um tubo de vidro até que quebre. Areia para baixo a ponta antes de usar. O eléctrodo pode ser reutilizado muitas tempo, desde que ele permaneça limpo.
  2. Setup Experimental
    Nota: Os detalhes de configuração são apresentados na Figura 2.
    1. Ligue o amplificador, averager, sistema de aquisição de dados, controlador de temperatura e bomba em movimento. Verifique a amplificação do sinal (ganho = 10.000), a filtração (baixo limiar, 10 Hz; limiar alto, 5 kHz), e a taxa de amostragem da conversão de analógico para digital do sinal bruto (2,5 kHz).
    2. Encha uma garrafa com aCSF e bolha com carbogênio (95% O 2 2). Induzir uma bubbled- e aqueceu-aCSF fluxo na câmara de gravação (volume de 5 ml) a 4 ml / min. Manter a temperatura na câmara de gravação em 26 (± 1) ° C. O pH deve ser 7,4 nestas condições padrão.
    3. Mantenha 50 ml de RT e borbulhou-carbogénio aCSF em uma seringa de 50 ml, perto da câmara de dissecção.
    4. Ligue o computador e iniciar o software de gravação.

2. Dissecção

  1. Pesar e visualmente determinar o sexo do animal (machos têm um ano genital distância mais longa, enquanto as fêmeas têm uma distância ano-genital curto; machos genitais são muitas vezes escuro, enquanto órgãos genitais femininos são cor de rosa).
  2. Anestesiar os roedores recém-nascidos por uma das seguintes opções: Crioanestesia (imergir completamente o animal em gelo durante 4 - 5 min 18), a injecção (equitensine a 4 ml / kg) 19 ou inalação de anestésicos voláteis (isoflurano 20 ou éter 21). Confirm um plano adequado de anestesia pela ausência de um reflexo de retirada da pata.
  3. Colocar o animal no banco, cara ventral para baixo. Secção da parte da cabeça rostral coronalmente com um bisturi ao nível da bregma (visíveis através da pele e do crânio). Execute esta etapa imediatamente após o animal é anestesiado.
  4. Seção do corpo coronalmente com um bisturi sob os membros anteriores.
  5. Retire a pele, músculos, tecidos adiposos e víscera com tesouras cirúrgicas e finas e um alicate. Como os ossos são moles nesta idade, ser cauteloso para não danificar o sistema nervoso. Execute esta etapa no banco.
  6. Coloque a preparação na câmara de dissecção. Utilizar a aCSF armazenado na seringa para oxigenar a preparação. A partir deste ponto para o fim da gravação, usar um microscópio.
  7. Na face dorsal da preparação, cortar o crânio e vértebras do rostral à parte caudal ao longo do eixo médio com tesouras cirúrgicas finas e e um alicate. Abra o crânio cortee vértebras de modo a expor o tecido nervoso. Use a aCSF strored na seringa para oxigenar a preparação.
  8. Com os alicates, remover a membrana aracnoideia, um tecido fino que cobre a superfície do tecido nervoso. Manter a pia-máter e vasos sanguíneos contra o tecido nervoso. Utilizar a aCSF armazenado na seringa para oxigenar a preparação.
  9. Coloque a preparação com o dorsal viradas para baixo, e cuidadosamente derrubar o tronco cerebral ea medula espinhal, cortando os nervos e tecido conjuntivo com a tesoura, segurando a preparação no local. Uma abordagem dorsal também é possível. Manter as raízes dos nervos e o maior tempo possível. Remover os ossos para isolar o tronco cerebral e da medula espinhal. Utilizar a aCSF armazenado na seringa para oxigenar a preparação.
  10. Remover o cerebelo e restantes estruturas rostral seccionando-los com o bisturi. Utilizar a aCSF armazenado no interior da agulha para oxigenar a preparação.
  11. Opcionalmente, dependendo experimenprojeto tal, remova a ponte com o bisturi por uma seção coronal anterior à artéria cerebelar inferior 22. Note-se que manter os pons inteiras vai abrandar o ritmo em ratos e totalmente inibi-la em camundongos. Preparações que incluem apenas a parte caudal da ponte exibir uma atividade respiratória, como com uma frequência estável na raiz C4.

3. A gravação

  1. Coloque a preparação na câmara de gravação, ventral face para cima. Corrigir a preparação com os pinos na parte mais baixa da medula espinhal e rostral mais-parte do tronco cerebral.
  2. Usando uma seringa ligada ao eléctrodo por sua agulha, induzir uma depressão no eléctrodo (diâmetro da ponta de vidro: 150 - 225 uM), puxando o êmbolo da seringa, a fim de preencher parcialmente o eléctrodo com aCSF.
  3. Utilizando um micromanipulador, colocar cuidadosamente o eléctrodo próximo de uma das quarta raízes ventrais. Outras raízes ventrais também poderia apresentar um respiratório-like atividade (e.g., nervo craniano XII, C1 raiz ventral).
  4. Induzir uma depressão no reservatório de eléctrodo através da seringa puxando o êmbolo para fora, a fim de aspirar suavemente a radícula nervo. Em seguida, mova cuidadosamente o eléctrodo de aplicá-la contra a medula espinhal.
    Nota: Idealmente, o tamanho das radículas corresponde ao tamanho da abertura do eléctrodo e, portanto, cria uma vedação entre os compartimentos internos e externos do eléctrodo. Desde amplificadores diferenciais são normalmente utilizados para tais gravações, qualquer abertura entre o interior do eléctrodo e a câmara de registo reduz a qualidade do sinal e faz com que seja difícil de eliminar o ruído de fundo.
  5. Comece a gravação.
  6. Grave o ritmo produzido pela preparação sob condições de normóxia (isto é, borbulhada com carbogénio aCSF: 95% de O2 e 5% de CO 2) durante pelo menos 20 minutos para determinar os parâmetros de linha de base de preparação.
  7. Alterne a perfusão de borbulhou-carbogénio aCSF paraaCSF estímulo (isto é, feito borbulhar com 95% de N2 e 5% de CO 2 por estímulo hipoxia) durante 15 min. Alterar a duração da exposição, dependendo do protocolo experimental. Grave a duração da exposição sobre a gravação e animal folha de dados. Utilize tubos de aço inoxidável entre a garrafa e a câmara de aCSF sempre que possível para evitar a difusão de gás para o exterior do tubo.
  8. Alterne a perfusão de volta para aCSF borbulhou-carbogénio padrão para, pelo menos, 15 min para uma gravação de recuperação. Grave este na gravação e animal folha de dados.
  9. Fim da gravação.

4. Análise estatística

  1. A partir do sinal integrado, calcular a frequência como o número de rajadas por minuto (expressa em rajadas / min), a amplitude como a diferença entre a linha de base e o pico do sinal de sincronismo (expressa em mV), a duração do sincronismo como a duração de o início até ao fim do sinal de sincronismo (expresso em segundos), a área de explosão como a área sob a curve da explosão sobre o sinal integrado (expressa em mV · s) (Figura 3).
  2. Calcular a frequência, amplitude, duração e área de estourar estourar sob normóxica (baseline), hipóxia (estímulo) e pós-condições de hipóxia (pós-estímulo) de recuperação como a média da última 5 min das gravações para cada condição. Não analisam a primeira porção de cada condição, porque existe um atraso entre a ligação da perfusão e aCSF homogeneização na câmara de gravação.
  3. Expresse então estímulo (ou seja, a hipóxia) e pós-estímulo (ou seja, pós-hipóxia) valores de recuperação como uma percentagem dos valores de referência para a gravação correspondente. Exprimir os resultados em média ± SD

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Representative Results

Como mencionado na introdução, uma das vantagens mais importantes desta técnica é o acesso directo ao tronco cerebral para aplicar vários estímulos. Como um exemplo, a hipoxia foi aplicado aqui. Figura 1. AB exibe uma gravação protocolo completo, com ambas as condições de normóxia e de hipóxia. A Figura 1.CE exibe o ritmo registada em condições de normóxia (isto é, aCSF borbulhar com 95% de O2 e 5% CO2 a 26 ° C). Como anteriormente demonstrado nesta preparação exacta 11, a frequência é de cerca de 8 rajadas / min, e a amplitude é de cerca de 0,800 mV. Observe que a amplitude é apenas indicativa por causa de seus importantes variações inter-preparação. O traço superior representa o sinal integrado enquanto que o traço inferior representa o sinal bruto. A Figura 1.DF exibe o ritmo registada em condições de hipóxia (isto é., ACSF borbulhar com 95% de N2 e 5% de CO <sub> 2 a 26 ° C). Como previamente caracterizado 23, a frequência diminuiu drasticamente durante a hipóxia. Figura 1.GH exibe uma única sequência que mostra padrões típicos em situações de normóxia e hipóxia.

figura 1
Figura 1. Exemplos de registros obtidos desde Preparações Cord Brainstem-espinhal. Saída respiratório gravado a partir da raiz ventral C4 de preparações de ratos P4 sob normóxica, hipóxico e condições de recuperação pós-hipóxia ((a) de sinal integrado e (B) sinal bruto) . Para cada condição, gravações alargada ((C) integrado sinal normóxica; (D) sinal hipóxico integrada; (E) sinal normóxica bruto; (F) sinal hipóxico-primas) e estouro único ((G) estouro normóxicae (H) de ruptura hipóxico) são mostrados. Como mencionado no texto, por favor, note que amplitude tem de ser interpretada com cuidado. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2
Figura 2. Recapitulativa esquema do programa de configuração. O aCSF borbulhar é aquecido e enviado por uma bomba na câmara de gravação. aCSF excesso na câmara de gravação é aspirada por uma bomba e eliminados. A câmara de registo está ligado à terra e o controlador de temperatura. A saída do eléctrodo é directamente transmitido para o amplificador, em seguida, ao calculador de média movendo-se e o sistema de aquisição de dados, e, finalmente, o computador. Por favor clique aqui to visualizar uma versão maior desta figura.

Figura 3
Figura 3. Analisada parâmetros de rajada. A frequência é calculada como o número de rajadas por minuto (expressa em rajadas / min), a amplitude como a diferença entre a linha de base e o pico do sinal de sincronismo (expressa em mV), como a duração do sincronismo a duração desde o início até ao fim do sinal de sincronismo (expresso em segundos), a área de explosão como a área sob a curva da @ burst @ de sinal integrado (expressa em mV · s). Por favor clique aqui para ver uma versão ampliada da presente figura.

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Discussion

Quantificação exata da atividade respiratória pode ser um desafio. Na verdade, a respiração é uma função que pode ser tanto automática e voluntária, e que é modulada de acordo com o ambiente, as necessidades do corpo, o estado emocional eo comportamento. A vantagem desta técnica é o isolamento de elementos neurais responsáveis ​​por produzir o comando respiratória. Assim, as gravações electrofisiológicas de preparações da medula espinal e do tronco cerebral-pletismografia são técnicas complementares para estudar toda a rede neuronal respiratórias in vitro e in vivo, respectivamente. Gravações de patch-clamp na preparação cabo de encéfalo-espinais (por ex., Que se aproximam da superfície ventral) também são concebíveis e permitir o estudo de um neurónio particular numa rede respiratória preservada 24.

Este protocolo inclui algumas etapas críticas, principalmente na dissecção. A fim de evitar danos no tecido nervoso,todas as etapas de dissecção deve ser executado com rapidez e precisão. O tecido nervoso não deve ser danificado e ser cuidadosamente conservada por imersão constante em aCSF. Como mencionado anteriormente, a qualidade da conexão entre o radículas do nervo e o eléctrodo é um segundo passo crítico. A aspiração da radícula podem trazer o eléctrodo mais perto da preparação. Enquanto o contacto entre o eléctrodo e o tronco cerebral pode melhorar a qualidade da vedação, tem de se evitar que uma depressão ou danificar fisicamente a preparação.

O sinal integrado deve sempre ser utilizado para análise, mas sinais brutos pode ser útil para diferenciar rajadas adequadas de ruído de fundo. Além disso, um alto-falante pode ser adicionada à configuração para ouvir o ritmo e determinar a qualidade do sinal e ruído de fundo presente pela audição. De facto, algumas variações na linha de base de fundo podia estar presente devido à interferência eléctrica e causa a uma linha de base instável. Tal interfrências devem ser impedidos, verificando as conexões de cabo e sucção raiz pelo eletrodo. Além disso, porque a amplitude de ruptura é dependente tanto do ruído de fundo e a conexão entre a raiz e o eléctrodo, a frequência é uma grande parte de um parâmetro fiável. Assim, a amplitude explosão deve sempre ser expressas em percentagem dos valores de referência para evitar as variações inter-individuais devido à configuração.

As limitações da técnica são determinados pela idade do animal a partir do qual a preparação pode ser realizada. Isso permite que um estudo preciso da criação do comando central da respiração no momento do nascimento, o que é muito interessante e clinicamente relevante, mas centra-se nestas idades precoces e não pode ser estendido para as idades posteriores. Idades mais velhas pode ser utilizado em preparações de trabalho arterialmente perfundidos coração-tronco cerebral 25, mas com modificações substanciais de protocolo (ver abaixo). Um tronco encefálico-espinal preparação isolada cabo de cobaias adultas tem sido desenvolvered por Morin-Surun et al. 26, em que o tronco cerebral é perfundido através da artéria basilar eo ritmo é gravado no nervo craniano XII. Outra limitação é a duração da experiência. A preparação não pode ser mantido por mais de 7 horas nas condições descritas anteriormente 6. Portanto, esta técnica não é apropriada para as experiências de longo prazo, mesmo se as preparações de girinos (ver abaixo) foram mantidas 24 horas em laboratório.

Várias modificações podem ser aplicados a esta técnica. Aqui, provocação hipóxica foi realizado, mas também outras variações de gás são concebíveis (por ex., Hipercapnia 27, bem como variações de pH 28). Da mesma forma, a preparação pode ser perfundido com aCSF em que as drogas foram dissolvidas e aplicada sobre o tronco cerebral como um pré-tratamento de 29 ou 30 durante a gravação. Neste caso, o ritmo pode ser acelerado ou retardado 29 Down 30 de acordo com a droga experimental. Além disso, com uma câmara de registo compartimentado, diferente aCSF pode ser aplicado em partes selectivos das preparações 6 e 9, as variações de temperatura podem ser empregues. Esta compartimentação permite o estudo da implicação de partes seleccionadas do tronco cerebral nos efeitos induzidos por estímulos. Embora a técnica apresentada utiliza ratos recém-nascidos, é também aplicável em outros modelos animais. Utilizando um protocolo semelhante ao utilizado para os ratos, os murganhos podem ser usados ​​a partir do dia 16 de gestação (E16) até P4 12. A principal diferença é a necessidade de aquecer e carbogénio-bubble a aCSF durante a dissecção. Turtles, girinos e rãs adultas também pode ser usado; no entanto, estas espécies exigem técnicas de dissecação diferentes, bem como ajustes na composição da aCSF.

Esta técnica também pode ser acoplado com gravações de patch-clamp na face rostral da preparação 31, permitindovisualização simultânea do sinal de saída da rede e a actividade de uma célula em particular da rede. Voltagem corante sensível de imagem pode também ser aplicada em ratos recém-nascidos preparações medula encéfalo-espinais de localizar as áreas activadas na face ventral do tronco cerebral 32. análise de c-fos nos preparações também podem ser realizados a fim de identificar as populações neurais envolvidos em respostas respiratórias específicas. Finalmente, a preparação pode ser modificada para manter outros órgãos tais como o coração 25, nervuras 6, ou a perfusão da artéria fisiológico com outros ritmos fisiológicos 33. No entanto, essas modificações muito importantes exigiria outros protocolos de dissecação.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sylgard Sigma Aldrich 761036-5EA Use under hood
NaCl Bioshop SOD002
KCl Bioshop POC888
CaCl2 Bioshop CCL444
MgCl2 Bioshop MAG510
NaHCO3 Bioshop SOB999
NaH2PO4 Bioshop SPM306
D-glucose Bioshop GLU501
Carbogen Linde 343-02-0006 
Temperature Controller Warner Instruments, Hamden, CT, USA TC-324B
Suction electrode A-M Systems, Everett, WA, USA model 573000
Differential AC amplifier A-M Systems, Everett, WA, USA model 1700
Moving averager CWE, Ardmore, PA, USA model MA-821
Data acquisition system Dataq Instruments, Akron, OH, USA model DI-720
LabChart software ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA
Prism sofware Graphpad, La Jolla, CA, USA
Dissection chamber Plastic box (e.g. petri box) will do
Recording chamber Home made
Base Kanetec, Bensenville, IL, USA MB
Micromanipulator World Precision Instrument Inc, Sarasota, FL, USA KITE-R
Base Kanetec, Bensenville, IL, USA MB
Peristaltic pump Gilson, Middleton, WI, USA MINIPULS 3
Faraday Cage Home made
Computer

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References

  1. Feldman, J. L., Del Negro,, A, C., Gray, P. A. Understanding the rhythm of breathing: so near, yet so far. Annu Rev Physiol. 75, 423-452 (2013).
  2. Taylor, A. C., Kollros, J. J. Stages in the normal development of Rana pipiens larvae. Anat Rec (Hoboken). 94, 7-13 (1946).
  3. Takeda, R., Remmers, J. E., Baker, J. P., Madden, K. P., Farber, J. P. Postsynaptic potentials of bulbar respiratory neurons of the turtle. Respir Physiol. 64, 149-160 (1986).
  4. Bouverot, P. Control of breathing in birds compared with mammals. Physiol Rev. 58, 604-655 (1978).
  5. Adrian, E. D., Buytendijk, F. J. Potential changes in the isolated brain stem of the goldfish. J Physiol. 71, 121-135 (1931).
  6. Suzue, T. Respiratory rhythm generation in the in vitro brain stem-spinal cord preparation of the neonatal rat. J Physiol. 354, 173-183 (1984).
  7. Fournier, S., et al. Gestational stress promotes pathological apneas and sex-specific disruption of respiratory control development in newborn rat. J Neurosci. 33, 563-573 (2013).
  8. Caravagna, C., Kinkead, R., Soliz, J. Post-natal hypoxic activity of the central respiratory command is improved in transgenic mice overexpressing Epo in the brain. Respir Physiol Neurobiol. 200, 64-71 (2014).
  9. Onimaru, H., Arata, A., Homma, I. Neuronal mechanisms of respiratory rhythm generation: an approach using in vitro preparation. Jpn J Physiol. 47, 385-403 (1997).
  10. Onimaru, H. Studies of the respiratory center using isolated brainstem-spinal cord preparations. Neurosci Res. 21, 183-190 (1995).
  11. Ballanyi, K., Onimaru, H., Homma, I. Respiratory network function in the isolated brainstem-spinal cord of newborn rats. Prog Neurobiol. 59, 583-634 (1999).
  12. Viemari, J. C., Burnet, H., Bevengut, M., Hilaire, G. Perinatal maturation of the mouse respiratory rhythm-generator: in vivo and in vitro studies. Eur J Neurosci. 17, 1233-1244 (2003).
  13. Rybak, I. A., Abdala, A. P., Markin, S. N., Paton, J. F., Smith, J. C. Spatial organization and state-dependent mechanisms for respiratory rhythm and pattern generation. Prog Brain Res. 165-201 (2007).
  14. Hilaire, G., Viemari, J. C., Coulon, P., Simonneau, M., Bevengut, M. Modulation of the respiratory rhythm generator by the pontine noradrenergic A5 and A6 groups in rodents. Respir Physiol Neurobiol. 143, 187-197 (2004).
  15. Okada, Y., Kawai, A., Muckenhoff, K., Scheid, P. Role of the pons in hypoxic respiratory depression in the neonatal rat. Respir Physiol. 111, 55-63 (1998).
  16. Voituron, N., Frugiere, A., Gros, F., Macron, J. M., Bodineau, L. Diencephalic and mesencephalic influences on ponto-medullary respiratory control in normoxic and hypoxic conditions: an in vitro study on central nervous system preparations from newborn rat. Neuroscience. 132, 843-854 (2005).
  17. Somjen, G. G. Ion regulation in the brain: implications for pathophysiology. Neuroscientist. 8, 254-267 (2002).
  18. Danneman, P. J., Mandrell, T. D. Evaluation of five agents/methods for anesthesia of neonatal rats. Lab Anim Sci. 47, 386-395 (1997).
  19. Formenti, A., Zocchi, L. Error signals as powerful stimuli for the operant conditioning-like process of the fictive respiratory output in a brainstem-spinal cord preparation from rats. Behav Brain Res. 272, 8-15 (2014).
  20. Bierman, A. M., Tankersley, C. G., Wilson, C. G., Chavez-Valdez, R., Gauda, E. B. Perinatal hyperoxic exposure reconfigures the central respiratory network contributing to intolerance to anoxia in newborn rat pups. J App Physiol. 116, 47-53 (2014).
  21. Umezawa, N., et al. Orexin-B antagonized respiratory depression induced by sevoflurane, propofol, and remifentanil in isolated brainstem-spinal cords of neonatal rats. Respir Physiol Neurobiol. 205, 61-65 (2015).
  22. Ruangkittisakul, A., Secchia, L., Bornes, T. D., Palathinkal, D. M., Ballanyi, K. Dependence on extracellular Ca2+/K+ antagonism of inspiratory centre rhythms in slices and en bloc preparations of newborn rat brainstem. J Physiol. 584, 489-508 (2007).
  23. Cayetanot, F., Bodineau, L., Frugiere, A. 5-HT acting on 5-HT(1/2) receptors does not participate in the in vitro hypoxic respiratory depression. Neurosci Res. 41, 71-78 (2001).
  24. Onimaru, H., Homma, I. Whole cell recordings from respiratory neurons in the medulla of brainstem-spinal cord preparations isolated from newborn rats. Pflugers Archiv : European journal of physiology. 420, 399-406 (1992).
  25. Paton, J. F. Rhythmic bursting of pre- and post-inspiratory neurones during central apnoea in mature mice. J Physiol. 502, (Pt 3), 623-639 (1997).
  26. Morin-Surun, M. P., Boudinot, E., Kato, F., Foutz, A. S., Denavit-Saubie, M. Involvement of NMDA receptors in the respiratory phase transition is different in the adult guinea pig in vivo and in the isolated brain stem preparation. J Neurophysiol. 74, 770-778 (1995).
  27. Otsuka, H. Effects of volatile anesthetics on respiratory activity and chemosensitivity in the isolated brainstem-spinal cord of the newborn rat. Hokkaido Igaku Zasshi. 73, 117-136 (1998).
  28. Gestreau, C., et al. Task2 potassium channels set central respiratory CO2 and O2 sensitivity. PNAS. 107, 2325-2330 (2010).
  29. Caravagna, C., Soliz, J. PI3K and MEK molecular pathways are involved in the erythropoietin-mediated regulation of the central respiratory command. Respir Physiol Neurobiol. 206C, 36-40 (2014).
  30. Tree, K., Caravagna, C., Hilaire, G., Peyronnet, J., Cayetanot, F. Anandamide centrally depresses the respiratory rhythm generator of neonatal mice. Neuroscience. 170, 1098-1109 (2010).
  31. Arata, A. Respiratory activity of the neonatal dorsolateral pons in vitro. Respir Physiol Neurobiol. 168, 144-152 (2009).
  32. Onimaru, H., Homma, I. A novel functional neuron group for respiratory rhythm generation in the ventral medulla. J Neurosci. 23, 1478-1486 (2003).
  33. St-John, W. M., Paton, J. F. Characterizations of eupnea, apneusis and gasping in a perfused rat preparation. Respir Physiol. 123, 201-213 (2000).

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