Tidlig Viral Entry Analyser for identifisering og evaluering av Antiviral Forbindelser

Immunology and Infection

Your institution must subscribe to JoVE's Immunology and Infection section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tai, C. J., Li, C. L., Tai, C. J., Wang, C. K., Lin, L. T. Early Viral Entry Assays for the Identification and Evaluation of Antiviral Compounds. J. Vis. Exp. (104), e53124, doi:10.3791/53124 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Merk: Sørg for at alle prosedyrer som involverer cellekultur og virusinfeksjon gjennomføres i sertifiserte biosikkerhet hetter som er aktuelle for biosikkerhet nivå av prøvene som håndteres. For det formål å beskrive protokollene, er Gaussia luciferase reporter-merket HCV brukt som modell virus 32. I sammenheng med de representative resultater, er det forbindelser chebulagic syre (chlA) og punicalagin (PUG) brukes som kandidat antivirale som retter seg mot virus glykoprotein interaksjoner med celleoverflate glykosaminoglykaner i løpet av tidlig viral oppføring trinn 31. Heparin, som er kjent for å interferere med oppføring av mange virus 30,31,33,34, blir brukt som en positiv kontroll behandling i en slik sammenheng. For grunnleggende på bakgrunn virologi teknikker, formering av virus, bestemmelse av virus titer, og ekspresjon av smittsom dose i plakkdannende enheter (PFU), fokuserer dannende enheter (FFU), eller infeksjonsmultiplisitet (MOI), er leseren retrukket å referere 35. For tidligere eksempler og de ​​optimale betingelser anvendt for virus som er vist i de representative resultater, henvises leseren til referanser 30-32,36-39 samt detaljer er angitt i tabell 1, figur 1A, og figur 2A.

1. Cell Culture, Compound Forberedelse og forbindelse Cytotoksisitet

  1. Vokser den respektive cellelinje for virusinfeksjon systemet som skal bli analysert (tabell 1). For HCV, dyrke Huh-7.5-celler i Dulbeccos modifiserte Eagles medium (DMEM) supplert med 10% føtalt bovint serum (FBS), 200 U / ml penicillin G, 200 ug / ml streptomycin, og 0,5 pg / ml amfotericin B.
  2. Fremstille testforbindelsene og kontrollene ved hjelp av deres respektive oppløsningsmidler, for eksempel, oppløses chlA og PUG i dimetylsulfoksid (DMSO); fremstille heparin i sterilt dobbelt-destillert vann. For alle etterfølgende fortynninger, bruke kulturmedier.
    Merk: Den endelige concentrasjon av DMSO i testforbindelsen behandlinger er mindre enn 1% i forsøkene; 1% DMSO er inkludert som en negativ kontroll behandling i assayene for sammenligning.
  3. Bestemme cytotoksisiteten av testforbindelsene (f.eks chlA og Mops) på cellene for viral infeksjon ved å benytte et celle-levedyktighet bestemme reagens slik som XTT (2,3-bis [2-metoksy-4-nitro-5-sulfofenyl] -5-fenylamino) karbonyl] -2H-tetrazolium-hydroksid):
    1. For HCV, frø Huh-7,5-celler i en 96-brønns plate (1 x 10 4 celler per brønn) og inkuberes ved 37 ° C i en 5% CO2 inkubator O / N for å oppnå et monolag.
    2. Anvende DMSO-kontroll (1%) eller økende konsentrasjoner av testforbindelsene chlA og PUG (f.eks. 0, 10, 50, 100 og 500 uM) til kulturbrønnene i tre eksemplarer.
    3. Inkuber ved 37 ° C i 72 timer, og deretter kaste mediet i platen og vaske cellene med 200 ul av fosfatbufret saltvann (PBS) to ganger.
    4. Tilsett 100 ul assaying oppløsning fra XTT-basert in vitro toksikologi analysesett til hver brønn og inkuber platene ved 37 ° C i ytterligere 3 timer for å tillate XTT formazan produksjon.
    5. Bestem absorbansen med en mikroplateleser ved en testbølgelengde på 492 nm og en referansebølgelengde på 690 nm.
    6. Beregn prosentandelen av overlevende celler ved hjelp av følgende formel: cellenes levedyktighet (%) = I / As x 100%, hvor "I" og "As" refererer til absorbans av testforbindelsene, og løsningsmidlet kontroll (for eksempel 1% DMSO. behandlinger), henholdsvis. Bestemme konsentrasjonen av 50% cellulær cytotoksisitet (CC 50) av testforbindelsene fra en analyseprogramvare som GraphPad Prism i henhold til produsentens protokoll.

2. Avlesning av virusinfeksjon

Merk: utlesning av viral infeksjon, avhenger av virus system som brukes, og kan involvere metoder som plakk-analyser eller measuring reporter signaler fra reporter-merket virus. Metoden for påvisning av reporter-HCV-infeksjon, basert på luciferase-rapportøraktivitet, er beskrevet nedenfor.

  1. Samle supernatanter fra de infiserte brønner og klar ved 17 000 x g i en mikrosentrifuge i 5 min ved 4 ° C.
  2. Bland 20 ul av test supernatant til 50 pl av luciferase substrat fra Gaussia luciferase assay kit og direkte måler med et luminometer i henhold til produsentens instruksjoner.
  3. Uttrykk HCV infectivity som log 10 av relative lysenheter (RLU) for bestemmelse av viral inhibering (%) og beregne den 50% effektive konsentrasjon (EC50) av testforbindelsene mot HCV-infeksjon ved bruk av algoritmer av GraphPad Prism programvare i henhold til produsentens protokoll.

3. Viral Inaktive Assay

Merk: Eksempler på inkubasjonstid og viral dose for ulike virus enre oppført i figur 1A. Høyere konsentrasjoner av virus kan også testes ved å øke MOI / PFU.

  1. Seed Huh-7,5-celler i en 96-brønns plate (1 x 10 4 celler pr brønn) og inkuberes ved 37 ° C i en 5% CO2 inkubator O / N for å oppnå et monolag.
  2. Inkuber testforbindelsene eller kontroller (sluttkonsentrasjoner er: chlA = 50 M; PUG = 50 M; heparin = 1000 pg / ml; DMSO = 1%) med HCV partikler ved 37 ° C (figur 1A, "Long-Term ' ) i et 1: 1 forhold. For eksempel vil en 100 mL virus inokulum inneholdende 1 x 10 4 FFU, tilsett 100 ul av en 100 uM chlA arbeider fortynning; Dette gir chlA behandling ved en sluttkonsentrasjon på 50 uM.
  3. Fortynn virus-legemiddelblanding til "sub-terapeutisk» (ineffektiv) konsentrasjon av testforbindelsene. For eksempel er den ineffektive konsentrasjon av chlA og PUG mot HCV på en iM 31; derforDette krever en 50-gangers fortynning av virus-legemiddelblanding som kan oppnås med 9,8 ml av basalmediet (celledyrking medium med 2% FBS).
    Merk: fortynning til sub-terapeutisk konsentrasjon forhindrer signifikant interaksjon mellom testforbindelsene og vertscelleoverflaten og tillater undersøkelse av behandlingseffekt på cellefrie viruspartikler. Legg merke til at denne fortynningen er avhengig av den antivirale dose-respons av testforbindelsene mot den spesielle virale infeksjon, og bestemmes før gjennomføring av denne analyse 31.
  4. Til sammenligning blandes viruset med testforbindelsene og umiddelbart fortynnet (ingen inkubasjonstid) å sub-terapeutisk konsentrasjon før infeksjon (figur 1A, "Short-Term ').
  5. Tilsett 100 ul av den fortynnede HCV-legemiddelblanding på Huh-7,5 cellemonolaget (mengden av virus er nå på 1 x 10 2 FFU, slutt MOI = 0,01) og inkuberes i 3 timer ved 37 ° C for å tillate viraladsorpsjon.
  6. Etter infeksjon, fjerne den fortynnede inokulater og forsiktig vaske brønnene med 200 ul PBS to ganger.
    Merk: Utfør vasker forsiktig for å unngå å løfte cellene.
  7. Anvende 100 pl basalmedium til hver brønn og inkuberes ved 37 ° C i 72 timer.
  8. Analyser resulterende infeksjon av analysering av supernatanten for luciferase-aktivitet som beskrevet i '2. Avlesning av virusinfeksjon '.

4. Viral Vedlegg analysen

Merk: Eksempler på inkubasjonstid og viral dose for forskjellige virus er angitt i figur 2A, 'Vedlegg'. Høyere konsentrasjoner av virus kan også testes ved å øke MOI / PFU.

  1. Seed Huh-7,5-celler i en 96-brønns plate (1 x 10 4 celler pr brønn) og inkuberes ved 37 ° C i en 5% CO2 inkubator O / N for å oppnå et monolag.
  2. Pre-slappe av cellemonolagene i platene ved 4 ° C for 1 time.
  3. Co-behandle cellene med HCV podestoff (MOI = 0,01) og testforbindelser eller kontrollene (sluttkonsentrasjoner er: chlA = 50 uM; PUG = 50 uM; heparin = 1000 ug / ml; DMSO = 1%) ved 4 ° C i 3 timer. For eksempel vil en 90 pl virus inokulum inneholdende 1 x 10 2 FFU, tilsett 10 ul av en 500 uM chlA arbeider fortynning; Dette gir chlA behandling ved en endelig konsentrasjon på 50 uM og en infeksjon ved HCV ved MOI = 0,01 på cellemonolaget.
    Merk: Det er viktig å utføre forsøket ved 4 ° C, siden det gjør det mulig for virusbinding, men utelukker oppføring som mest effektivt opptrer ved 37 ° C. Utføre tilsetningen av viruset og testforbindelser på is og den påfølgende inkubasjon i et 4 ° C kjøleskap for å sikre at temperaturen blir opprettholdt ved 4 ° C.
  4. Fjern supernatanten og forsiktig vaske cellemonolaget med 200 ul iskald PBS to ganger.
    Merk: Utfør vasker forsiktig for å unngå å løfte cellene <./ li>
  5. Anvende 100 pl basalmedium til hver brønn og inkuberes ved 37 ° C i 72 timer.
  6. Analyser resulterende infeksjon av analysering av supernatanten for luciferase-aktivitet som beskrevet i '2. Avlesning av virusinfeksjon '.

5. Viral Entry / Fusion-analyse

Merk: Eksempel på inkubasjonsperioder og viral dose for ulike virus er oppført i figur 2A 'Entry / Fusion ". Høyere konsentrasjoner av virus kan også testes ved å øke MOI / PFU.

  1. Seed Huh-7,5-celler i en 96-brønns plate (1 x 10 4 celler pr brønn) og inkuberes ved 37 ° C i en 5% CO2 inkubator O / N for å oppnå et monolag.
  2. Pre-slappe av cellemonolagene i platene ved 4 ° C i 1 time.
  3. Infisere cellene med HCV (MOI = 0,01) ved 4 ° C i 3 timer. Bruk for eksempel en 100 mL virusinokulum inneholder 1 x 10 2 FFU.
    Merk: Utfør Addisjon av viruspodestoff på is, og den påfølgende inkubasjon i et 4 ° C kjøleskap til å holde temperaturen ved 4 ° C, som tillater viral binding, men ikke oppføring.
  4. Fjern supernatanten og forsiktig vask av cellemonolagene med 200 ul iskald PBS to ganger.
    Merk: Utfør vasker forsiktig for å unngå å løfte cellene.
  5. Behandle brønnene med testforbindelsene eller kontroller (sluttkonsentrasjoner er: chlA = 50 uM; PUG = 50 uM; heparin = 1000 ug / ml; DMSO = 1%) og inkuberes ved 37 ° C i 3 timer. For eksempel legge til 10 ul av en 500 mikrometer chlA arbeider fortynning til 90 mL av media, mikse og behandle brønner; Dette gir chlA behandling ved en sluttkonsentrasjon på 50 uM.
    Merk: Overgangen fra 4 ° C til 37 ° C muliggjør nå viral inngang / fusjon arrangement, og derfor tillater evaluering av testforbindelser 'virkning på dette spesielle trinn.
  6. Aspirer medikamentholdige supernatant og fjerne ikke-internalisertekstracellulære virus enten ved vasking med 200 ul sitratbuffer (50 mM natriumsitrat, 4 mM kaliumklorid, pH 3,0) eller PBS. Anvende 100 pl basalmedium før inkubering ved 37 ° C i 72 timer.
  7. Analyser resulterende infeksjon av analysering av supernatanten for luciferase-aktivitet som beskrevet i '2. Avlesning av virusinfeksjon '.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

I figur 1, er den "virusinaktive assay" utført for å undersøke om to bestemte naturlige forbindelser chlA og PUG kunne inaktivere de forskjellige innkapslede virus i celle-fri tilstand og hindre etterfølgende infeksjon. Den cytotoksisitet og antiviral dose respons av disse forbindelsene har blitt bestemt før gjennomføring av den mekanistisk studie 31. Virusene ble forbehandlet med testforbindelsene og deretter virus-medikament-blandinger ble fortynnet til sub-terapeutiske konsentrasjoner før inokulering på den respektive cellemonolaget for hvert virus system. Som vist i figur 1, både chlA og PUG ut til å interagere med cellefrie viruspartikler, noe som resulterer i irreversible virkninger som beskyttet cellemonolaget fra den etterfølgende infeksjon. De to testforbindelser oppnås en nær 100% inhibering mot HCMV, HCV, og DENV-2, mens en 60 - 80% blokk ble observert mot MV og RSV. Disse resultatene Suggest at chlA og PUG har direkte innvirkning på disse gratis viruspartikler ved å inaktivere dem og nøytralisere deres smittsomhet.

I figur 2, ble vedlegget og oppføring / fusion analyser utført for å utforske effekten av chlA og PUG mot disse tidlige virusetableringsrelaterte hendelser fra HCMV, HCV, DENV-2, MV, og RSV. Både chlA og PUG effektivt forhindret binding av de undersøkte virus ut mot den respektive vertscellen som vist ved inhibering av det resulterende viral infeksjon (figur 2, 'Vedlegg': lys grå søyler). Den inhiberende virkning på virus festing av begge forbindelser var lik mot HCMV (figur 2B), HCV (figur 2C), DENV-2 (figur 2D), og RSV (figur 2F), som strekker seg fra 90 - 100%. På den annen side, PUG syntes å være mer effektive enn chlA mot MV binding (figur 2E), med inhibering hastighet fra two Forbindelsene som varierer mellom 50 - 80%. Kontrollen behandling heparin, som er kjent for å blokkere inntrengning av mange virus, også hemmet binding av HCMV, DENV-2, RSV, ad MV, men var mindre effektiv mot HCV. Den påfølgende 'viral entry / fusion-analyse' undersøkt om chlA og PUG beholdt sin aktivitet i løpet av virus entry / fusion fase (figur 2, 'Entry / Fusion': mørkegrå søylene). Igjen ble både chlA og PUG observert for effektivt å forringe viral inngang / fusjon trinn av virusene som ble undersøkt (Figur 2B - F), hvilket gir en 50 - 90% beskyttende virkning på den respektive celle monolag. Heparin også potent hemmet entry / fusion i DENV-2 og RSV-infeksjoner, men var mindre effektiv mot HCMV, HCV, og MV (<40% hemming i gjennomsnitt).

<td> HEL
Virus Celletype
HCMV
HCV Huh-7.5
DENV-2 Vero
MV CHO-SLAM
RSV HEp-2

Tabell 1:. Vert-celle-type viral infeksjon celletype som brukes for hver virusinfeksjon system som er beskrevet i de representative resultater er indikert. Ytterligere detaljer angående celler kan finnes i referanse 31.

Figur 1
Figur 1. Inaktivering av virale infeksjoner ved testforbindelsene chlA og PUG Forskjellige virus ble behandlet med prøveforbindelsene for en lang periode. (Inkubert i 1,5 - 3 timer før titrering, lys grå søyler) eller kort periode (umiddelbart fortynnet; mørkegrå bar) ved 37 ° C før fortynning til en sub-terapeutisk-konsentrasjonersjon og påfølgende analyse av infeksjon på de respektive vertsceller. (A) Skjematisk av eksperimentet (vist til venstre) med den endelige viruskonsentrasjon (PFU / brønn eller MOI), langvarig virus-medikament inkubasjonsperioden (i), og påfølgende inkubasjonstid (ii) indisert for hvert virus i tabellen til høyre. Analyse for (B) HCMV, (C) HCV, (D) DENV-2, (E) MV, og (F) RSV er angitt i hvert ekstra panel. Resultatene er plottet mot DMSO negative kontrollbehandling for virusinfeksjon og dataene som er vist er gjennomsnitt ± standardfeil av middelverdien (SEM) fra tre uavhengige eksperimenter. Dette tallet har blitt modifisert fra referanse 31. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 2
Figur 2. Evaluering av antivirale aktiviteter av testforbindelsene chlA og PUG mot virus feste og inngang / fusjon. (A) Den eksperimentelle prosedyre, virus konsentrasjon (PFU / brønn eller MOI), og de ​​tilsettes og behandling med testforbindelsene (i, ii, iii) blir presentert for hvert virus i tegningene og de tilhørende tabeller. I virus feste analyse (lys grå søyler), monolag av forskjellige celletyper ble pre-avkjølt ved 4 ° C i 1 time, deretter ko-behandlet med de respektive virus og testforbindelser ved 4 ° C (1,5 - 3 t; i) før vasking av immune og testforbindelsene for påfølgende inkubasjon (37 ° C, ii) og undersøkelse av virusinfeksjon. I virus inngang / fusjon analyse (mørk grå søyler), seeded cellemonolagene ble på forhånd avkjølt ved 4 ° C i 1 time og deretter utfordret med de respektive virus ved 4 ° C i 1,5 - 3 timer (i). Cellene ble derettervasket og behandlet med testforbindelsene for en ytterligere inkubasjonsperiode (ii) hvorunder temperaturen ble skiftet til 37 ° C for å lette viral inngang / fusjon event. Ved slutten av inkubasjonen ble ekstracellulære virus fjernes av en citratbuffer (pH 3,0) eller PBS-vaskinger, og cellene ble ytterligere inkubert (iii) for analyse av virus-infeksjon. Resultater for (B) HCMV, (C) HCV, (D) DENV-2, (E) MV, og (F) RSV er angitt i hvert ekstra panel. Data er plottet mot DMSO negativ kontroll behandling av virusinfeksjon og er presentert som gjennomsnitt ± SEM fra tre uavhengige eksperimenter. Dette tallet har blitt modifisert fra referanse 31. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DMEM GIBCO 11995-040
FBS GIBCO 26140-079
Penicillin-Streptomycin GIBCO 15070-063
Amphotericin B GIBCO 15290-018
DMSO Sigma D5879
In vitro toxicology assay kit, XTT-based Sigma TOX2
PBS pH 7.4  GIBCO 10010023
Microplate reader Thermo Scientific 89087-320
Microcentrifuge Thermo Scientific 75002420
BioLux Gaussia luciferase assay kit New England Biolabs E3300L   
Luminometer Promega GloMax-20/20
Sodium citrate, dihydrate Sigma 71402
Potassium chloride Sigma P5405

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Munier, C. M., Andersen, C. R., Kelleher, A. D. HIV vaccines: progress to date. Drugs. 71, 387-414 (2011).
  2. Rothman, A. L. Immunity to dengue virus: a tale of original antigenic sin and tropical cytokine storms. Nat Rev Immunol. 11, 532-543 (2011).
  3. Sung, H., Schleiss, M. R. Update on the current status of cytomegalovirus vaccines. Expert Rev Vaccines. 9, 1303-1314 (2010).
  4. Torresi, J., Johnson, D., Wedemeyer, H. Progress in the development of preventive and therapeutic vaccines for hepatitis C virus. J Hepatol. 54, 1273-1285 (2011).
  5. Wright, M., Piedimonte, G. Respiratory syncytial virus prevention and therapy: past, present, and future. Pediatr Pulmonol. 46, 324-347 (2011).
  6. Christou, L. The global burden of bacterial and viral zoonotic infections. Clin Microbiol Infect. 17, 326-330 (2011).
  7. Cascio, A., Bosilkovski, M., Rodriguez-Morales, A. J., Pappas, G. The socio-ecology of zoonotic infections. Clin Microbiol Infect. 17, 336-342 (2011).
  8. Grais, R. F. Measles vaccination in humanitarian emergencies: a review of recent practice. Confl Health. 5, 21 (2011).
  9. Gautret, P. Emerging viral respiratory tract infections-environmental risk factors and transmission. Lancet Infect Dis. 14, 1113-1122 (2014).
  10. Sampathkumar, P. Middle East respiratory syndrome: what clinicians need to know. Mayo Clin Proc. 89, 1153-1158 (2014).
  11. Burd, E. M. Ebola Virus: a Clear and Present Danger. J Clin Microbiol. 53, 4-8 (2015).
  12. Bishop, B. M. Potential and Emerging Treatment Options for Ebola Virus Disease. Ann Pharmacother. (2014).
  13. Arduino, P. G., Porter, S. R. Oral and perioral herpes simplex virus type 1 (HSV-1) infection: review of its management. Oral Dis. 12, 254-270 (2006).
  14. Mitrasinovic, P. M. Advances in the structure-based design of the influenza A neuraminidase inhibitors. Curr Drug Targets. 11, 315-326 (2010).
  15. Soriano, V. Directly acting antivirals against hepatitis C virus. J Antimicrob Chemother. 66, 1673-1686 (2011).
  16. Haqqani, A. A., Tilton, J. C. Entry inhibitors and their use in the treatment of HIV-1 infection. Antiviral Res. 98, 158-170 (2013).
  17. Melby, T., Westby, M. Inhibitors of viral entry. Handb Exp Pharmacol. 177-202 (2009).
  18. Vanderlinden, E., Naesens, L. Emerging antiviral strategies to interfere with influenza virus entry. Med Res Rev. 34, 301-339 (2014).
  19. Antoine, T. E., Park, P. J., Shukla, D. Glycoprotein targeted therapeutics: a new era of anti-herpes simplex virus-1 therapeutics. Rev Med Virol. 23, 194-208 (2013).
  20. Pawlotsky, J. M., Chevaliez, S., McHutchison, J. G. The hepatitis C virus life cycle as a target for new antiviral therapies. Gastroenterology. 132, 1979-1998 (2007).
  21. Beyleveld, G., White, K. M., Ayllon, J., Shaw, M. L. New-generation screening assays for the detection of anti-influenza compounds targeting viral and host functions. Antiviral Res. 100, 120-132 (2013).
  22. Kilianski, A., Baker, S. C. Cell-based antiviral screening against coronaviruses: developing virus-specific and broad-spectrum inhibitors. Antiviral Res. 101, 105-112 (2014).
  23. Caillet-Saguy, C., Lim, S. P., Shi, P. Y., Lescar, J., Bressanelli, S. Polymerases of hepatitis C viruses and flaviviruses: structural and mechanistic insights and drug development. Antiviral Res. 105, 8-16 (2014).
  24. Frey, S. Temperature dependence of cell-cell fusion induced by the envelope glycoprotein of human immunodeficiency virus type 1. J Virol. 69, 1462-1472 (1995).
  25. Tscherne, D. M. Time- and temperature-dependent activation of hepatitis C virus for low-pH-triggered entry. J Virol. 80, 1734-1741 (2006).
  26. Madan, R. P. Molecular umbrellas: a novel class of candidate topical microbicides to prevent human immunodeficiency virus and herpes simplex virus infections. J Virol. 81, 7636-7646 (2007).
  27. Haywood, A. M., Boyer, B. P. Time and temperature dependence of influenza virus membrane fusion at neutral pH. J Gen Virol. 67, (Pt 12), 2813-2817 (1986).
  28. Haywood, A. M., Boyer, B. P. Sendai virus membrane fusion: time course and effect of temperature, pH, calcium, and receptor concentration). Biochemistry. 21, 6041-6046 (1982).
  29. Wang, G., Hernandez, R., Weninger, K., Brown, D. T. Infection of cells by Sindbis virus at low temperature. Virology. 362, 461-467 (2007).
  30. Lin, L. T. Hydrolyzable tannins (chebulagic acid and punicalagin) target viral glycoprotein-glycosaminoglycan interactions to inhibit herpes simplex virus 1 entry and cell-to-cell spread. J Virol. 85, 4386-4398 (2011).
  31. Lin, L. T. Broad-spectrum antiviral activity of chebulagic acid and punicalagin against viruses that use glycosaminoglycans for entry. BMC Microbiol. 13, 187 (2013).
  32. Marukian, S. Cell culture-produced hepatitis C virus does not infect peripheral blood mononuclear cells. Hepatology. 48, 1843-1850 (2008).
  33. Baba, M., Snoeck, R., Pauwels, R., de Clercq, E. Sulfated polysaccharides are potent and selective inhibitors of various enveloped viruses, including herpes simplex virus, cytomegalovirus, vesicular stomatitis virus, and human immunodeficiency virus. Antimicrob Agents ChemotheR. 32, 1742-1745 (1988).
  34. Barth, H. Cellular binding of hepatitis C virus envelope glycoprotein E2 requires cell surface heparan sulfate. J Biol CheM. 278, 41003-41012 (2003).
  35. Flint, S. J., Enquist, L. W., Racaniello, V. R., Skalka, A. M. Principles of Virology. 3rd edn, ASM Press. (2008).
  36. Brown, M. G. Dramatic caspase-dependent apoptosis in antibody-enhanced dengue virus infection of human mast cells. J Leukoc Biol. 85, 71-80 (2009).
  37. Huang, Y., Cyr, S. L., Burt, D. S., Anderson, R. Murine host responses to respiratory syncytial virus (RSV) following intranasal administration of a Protollin-adjuvanted, epitope-enhanced recombinant G protein vaccine. J Clin Virol. 44, 287-291 (2009).
  38. Isaacson, M. K., Compton, T. Human cytomegalovirus glycoprotein B is required for virus entry and cell-to-cell spread but not for virion attachment, assembly, or egress. J Virol. 83, 3891-3903 (2009).
  39. Leonard, V. H., et al. Measles virus blind to its epithelial cell receptor remains virulent in rhesus monkeys but cannot cross the airway epithelium and is not shed. J Clin Invest. 118, 2448-2458 (2009).
  40. Ciesek, S. The green tea polyphenol, epigallocatechin-3-gallate, inhibits hepatitis C virus entry. Hepatology. 54, 1947-1955 (2011).
  41. Lin, L. T. Saikosaponin b2 is a naturally occurring terpenoid that efficiently inhibits hepatitis C virus entry. J Hepatol. 62, 541-548 (2015).
  42. Atkins, C., Evans, C. W., White, E. L., Noah, J. W. Screening methods for influenza antiviral drug discovery. Expert Opin Drug Discov. 7, 429-438 (2012).
  43. Zhang, J. Identification of novel virus inhibitors by influenza A virus specific reporter cell based screening. Antiviral Res. 93, 48-54 (2012).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics