A Novel Microchirurgische Model voor Heterotope, En Bloc borstwand, Thymus, en harttransplantatie in Muizen

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Oh, B., Furtmüller, G. J., Sosin, M., Fryer, M. L., Gottlieb, L. J., Christy, M. R., Brandacher, G., Dorafshar, A. H. A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice. J. Vis. Exp. (107), e53442, doi:10.3791/53442 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Alle operatieve procedures werden in overeenstemming met de Johns Hopkins University en het Amerikaanse ministerie van Landbouw en Volksgezondheid Dienst eisen voltooid. Dit protocol volgt de Johns Hopkins University Animal Care en gebruik Comite, institutionele review board goedgekeurde richtlijnen (protocol nummer M013M490). Definitieve overleving gegevens werd voor de chirurgische procedures hieronder beschreven. Donor en ontvanger dieren krijgen preventieve anesthesie buprenorfine bij 0,1 mg / kg sc één uur voor de operatie en het ontvangende dier buprenorfine opnieuw wordt toegediend in dezelfde dosering na transplantatie en opnieuw gedoseerd als nodig is in de eerste 48 uur na de operatie.

1. Donor Allograft Recovery

Opmerking: Begin de donor deel van het transplantaat 40 min eerder dan de ontvanger transplantatie aan ontvanger narcose te minimaliseren en een gelijktijdige eindtijd of licht oor te vergemakkelijkenlier eindtijd versus de ontvanger voorbereiding.

  1. Gebruik standaard steriele microchirurgische instrumenten en steriele handschoenen voor de procedure. Ons laboratorium maakt gebruik autoclaaf sterilisatie van microchirurgische instrumenten.
  2. Verdoven van de donor muis (man) met behulp van isofluraan inductie verdamper op 4%. Met behulp van atraumatische mechanische tondeuse verwijder het haar van de hals-, borst- en buikstreek. Plaats het dier in rugligging en isofluraan op 1-2% te handhaven door middel van een neuskegel. Zorg voor voldoende verdoving tijdens de procedure door het periodiek evalueren van de teen knijpen terugtrekking reflex.
  3. Voorafgaand aan de huid incisie schaal bereiden vindt het door toepassing van povidon-jood antiseptische gevolgd door isopropylalcohol met een steriel wattenstaafje.
  4. Begin met een oppervlakkige dwarse incisie in de huid met een schaar over de baarmoederhals en de buikhuid. Sluit beide insnijdingen bilateraal langs de midaxillaire lijnen.
  5. Met behulp van microchirurgische tangontleden de cervicale regio bilateraal naar de externe halsaders identificeren, afbinden en verdeel met 6-0 zijden hechtdraad en schaar. Vervolgens met behulp van elektrocauterisatie verdelen de sternocleidomastoideus spieren om de interne halsaders en gemeenschappelijke halsslagaders bloot, bilateraal. Laat een 6-0 zijden hechtdraad onder de linker-zijdige en de rechter-zijdige halsslagader en de interne halsaders in bulk mode.
    LET OP: Zij zullen worden gebonden en later verdeeld in stap 1.9.
  6. Scherp verdelen de riem spieren en bijbehorende losse areolar weefsel, gelegen juist voor de luchtpijp, met een schaar om de resterende bijlagen van de cervicale regio te bevrijden.
  7. Met behulp van bipolaire elektrocauterisatie en scherpe dissectie, verdeel de pectoralis major spieren en sleutelbeenderen naar de subclavia schepen en ligeren (6-0 zijden hechtdraad) bloot te leggen en te delen proximaal.
  8. Vervolgens voorzichtig, begrijpen en de penis van het dier te trekken. Langs de dorsale gedeelte van de penis te visualiseren de dorsale ader van de penis, en desinfecterengebied met isopropylalcohol. Met behulp van een 30 G naald, injecteren 30.000 eenheden heparine intraveneus via de dorsale ader en laat de penis terug naar zijn oorspronkelijke positie terugslag. Gedeeltelijke lekkage van de heparine-oplossing in het omringende weefsel optreden.
  9. Met behulp van de eerder geplaatste bulk banden rond gemeenschappelijke halsslagader en de interne halsader, afbinden en verdeel de structuren, bilateraal.
  10. Volgende gebruik schaar om een ​​dwarse intrabdominal incisie te maken. Eviscerate de darmen om de infrahepatic inferior vena cava bloot te leggen en injecteer 2 ml koude Euro-Collins cardioplegie oplossing in de infrahepatic inferior vena cava. Zorg voor een goede injectie te visualiseren lever verkleuring en stopzetting van de hartslag voorafgaande aan de overgang naar de volgende stap.
    OPMERKING: Euro-Collins oplossing wordt bereid in ons laboratorium, zie de tabel van specifieke reagentia en instrumenten.
  11. Met een schaar toegang tot de intrathoracale holte via een bilateraal diaphragmatic incisie van de blootgestelde buik. Verleng de incisie craniale door de intercostals spieren en ribben. Weerspiegelen borstwand het hart, de thymus, en grote vaten bloot terwijl tegelijkertijd zorgen voor het behoud van de interne thoracale vaten langs de borstwand.
  12. Injecteer de suprahepatic inferior vena cava met 4 ml koud Euro-Collins cardioplegie-oplossing.
  13. Identificeer de wortel van de aorta en sporenelementen distaal naar de afdalende aorta. Scherp gesneden de dalende aorta (behoud van maximale lengte).
  14. Identificeer de pulmonaire kofferbak en verdeel net proximaal van haar filiaal punt (behoud van maximale lengte). Vervolgens met behulp van 2 ml koude Euro-Collins cardioplegie oplossing Spoel de pulmonaire stam en hart door een zachte plastic tip katheter in het lumen van de pulmonaire stam.
  15. Met een 6-0 zijden hechtdraad, ligeren en verdeel de inferior vena cava, samenvloeiing van pulmonaire aders en accessoires takken van de bilaterale superior vena cava. Dan verheffenen ontleden het hart craniale van de bijlagen langs de belangrijkste stam bronchiën en de luchtpijp met zorg de luchtweg niet te betreden. Met behulp van scherpe en bipolaire elektrocauterisatie ontleden de borstwand, thymus, hart en volledig te bevrijden uit de donor muis.
  16. Tot slot, trim de borstwand allotransplantaat ex vivo naar een kleiner formaat, met behulp van een schaar, langs het borstbeen en laterale costae, met zorg niet tot de interne thoracale vaten (figuur 1A) verstoren. Bloeding na revascularisatie minimaliseren, gebruikt bipolaire electrocauterization langs de randen van de osteomusculocutaneous borstbeen.
  17. Plaats de allograft in 10 ml koud (4 ° Celcius) Euro-Collins oplossing als de ontvanger niet bereid is voor inzet. Echter, als de ontvanger is gereed voor bijvoegsel, breng de allograft rechtstreeks naar het operatiegebied ontvanger.

2. Ontvanger Voorbereiding

Opmerking: Voor ontvanger anesthesie te minimaliseren,begint de ontvanger preparaat op afzonderlijke werkzame station ongeveer 40 min voorafgaand aan de voltooiing van de donor allograft oogst.

  1. Gebruik een aparte set van standaard steriele microchirurgische instrumenten en steriele handschoenen voor de procedure.
  2. Verdoven van de ontvanger muis (man of vrouw) met behulp van isofluraan inductie verdamper op 4%. Met behulp van atraumatische mechanische tondeuse verwijder het haar van rechts cervicale en thoracale regio.
  3. Plaats de muis in rugligging en de hoek van de juiste bovenste ledematen iets inferiorly vormen een hoek van 110 graden tussen het hoofd en de juiste bovenste ledematen. Onderhouden narcose op 1-2% isofluraan via een neuskegel.
  4. Plaats aardolie oogzalf op de muis ogen met behulp van een katoenen tip applicator. Voorafgaand aan de huid incisie, op grote schaal voor te bereiden de operatieve site met povidonjood antiseptische gevolgd door isopropylalcohol.
  5. Met behulp van een schaar, maken een incisie in de huid van de middenlijn langs de rechter inferieure border van de onderkaak en infero-lateraal breiden de incisie naar rechts thoracale regio. Met behulp van stompe dissectie met microvasculaire tang, mobiliseren de externe halsader door de omtrek vrije het schip van zacht weefsel en adventitia. Verdeel alle takken met behulp van elektrocauterisatie, en verwijder de rechter kwab van de submandibulaire klier met behulp van scherpe dissectie en elektrocauterisatie aan vrije ruimte voor de allograft.
  6. Zorgen voor voldoende lengte van de externe halsader Evert over een manchet, en ligeren de externe halsader met een 6-0 zijden hechtdraad. Steek de ader door het lumen van een voorgesneden polyimide manchet en gebruik maken van een bulldog microvasculaire klem om het vat manchet complex vast te zetten. Vervolgens met behulp van een schaar, proximaal verdelen de externe halsader, Evert over de manchet, en bevestig op zijn plaats met een 10-0 nylon hechtdraad. (Figuur 1B)
  7. Verdeel het recht sternocleidomastoideus met een bipolaire elektrocauterisatie om de gemeenschappelijke halsslagader bloot. Omtrek mobilize de craniale slagader om de distale punt in het cervicale gebied. Dit wordt bereikt met behulp van stompe dissectie van het schip met een tang op zacht weefsel en de omliggende adventitia verwijderen.
  8. Met behulp van 6-0 zijden hechtdraad, ligeren en verdeel de gemeenschappelijke halsslagader. Passeren de slagader door het lumen van een voorgesneden polyimide manchet en zet het op zijn plaats met een bulldog microvasculaire klem zo dicht mogelijk bij de thoracale inlaat mogelijk. Verdeel het vat distaal, zacht verwijden van het schip met behulp van een microchirurgische dilatator, Evert over de manchet, en bevestig op zijn plaats met een 10-0 nylon hechtdraad. (Figuur 1B)
    OPMERKING: De specifieke microchirurgische dilatator wordt beschreven in de tabel van specifieke reagentia en instrumenten.

3. Allograft Inzet

  1. Onderhouden standaard steriele instrumenten en steriele handschoenen om de allograft binnen de ontvanger cervicale regio te plaatsen in een kop en schuine positie.
  2. Plaats vervolgens de donor dalende AORtic lumen over de arteriële manchet constructie van de ontvanger en zet het op zijn plaats met een 10-0 nylon hechtdraad (figuur 1C en 1D).
  3. Mode hetzelfde anastomose als in stap 3.2 tussen de donor longslagader en de eversie externe halsader cuff-constructie van de ontvanger in de muis (figuur 1C en 1D).
  4. Verwijder eerst veneuze microvasculaire klem (externe halsader klem) en vervolgens de arteriële klem (gemeenschappelijke halsslagader klem) vrij te geven. Tijdens arteriële reperfusie, inspecteren het geheel van het transplantaat aan een bloeding te pakken. Als bloeding wordt gevisualiseerd, opnieuw de arteriële klem bloedverlies te minimaliseren en de bron van bloedingen gebruik bipolaire elektrocauterisatie te verzachten.
  5. Inspecteer het transplantaat en zorgen voor hemostase. Vrijgeven en de arteriële microvasculaire klem volledig te verwijderen. Observeer het hart tekenen van reperfusie, die onmiddellijk zichtbaar volume met een snelle expansie van de hartkamers zal tonen, en wachten op beten beginnen binnen 0,5-1 min. Gebruik warm zoutoplossing (35 ° Celsius) naar het hart te bevochtigen.
  6. Drapeer de borstwand in een anatomische positie, zodat zij geen knikken of spanningen op de anastomosen te induceren. Sluit de huid van de operatiewond wordt gebruikt 6-0 nylon hechtingen continue (figuur 1E).

4. postoperatieve zorg

  1. Dien een 0,3 ml normale zoutoplossing intraperitoneale vloeistof bolus onmiddellijk postoperatief voor vloeistof vervanging.
  2. Dan subcutaan injecteren buprenorfine (0,1 mg / kg) en enrofloxacine (5 mg / kg) pijn en infectie profylaxe resp.
  3. Plaats het dier onder een warmtelamp totdat ontwaken uit narcose en terug te keren naar borstligging. Tijdens het herstel, te inspecteren de nek tot het fibrilleren hartslag van de allograft adequate allograft perfusie visualiseren.
  4. Eenmaal wakker en in de liggende positie, de terugkeer van de muis om een ​​aparte kooi (zonder het gezelschap van andere muizen) Wanneer voedsel en water ad libitum kunnen ontvangen. Door tijdelijke geringe beperkende beweging van de rechter bovenste lidmaat, reactie gelatine voedselbron op de vloer van de kooi.
  5. Houd de ontvanger muis 1 uur na de operatie en vervolgens terug naar de kooi inrichting waar het voedsel en water ad libitum kunnen ontvangen en wordt driemaal daags geïnspecteerd op de eerste 24 uur op activiteit en voedingsinname. Monitor muizen tekenen van pijn en angst en re doses buprenorfine (0,1 mg / kg) subcutaan tweemaal daags als nodig is voor de eerste 72 uur. Onderzoekt de dieren per dag daarna en wegen elke week.
  6. Neem contact op met een dierenarts medewerker eventuele muizen tonen tekenen van pijn, angst, of verminderde voeropname. Beschouw vroege euthanasie (in ons protocol de euthanasie techniek maakt gebruik van CO 2 overdosering van 7 min, gevolgd door cervicale dislocatie).
  7. Beëindiging van de allograft hartslag wordt gedefinieerd als een specifiek eindpunt wordt gevraagd de muis te sacrificed.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Syngene C57BL / 6 transplantaties bereikt op lange termijn te overleven. Het ontwerp van de allograft (Figuur 1) bleek succesvol te zijn vanuit dieroverleving perspectief en de mogelijkheid om lopende allograft overleving evalueren. Dit werd aangetoond door middel van overliggende huid resterende levensvatbare, actieve aanhoudende allograft haargroei en hartslagen konden worden geëvalueerd met visualisatie en vinger palpatie. Overlevingsgegevens is weergegeven in figuur 2 om syngene muizen getransplanteerd. De gemiddelde overlevingstijd was groter dan 109 dagen. Gebaseerd op de overleving gegevens is het redelijk te concluderen dat het technisch aspect van het getransplanteerde allograft is ontworpen om het geheel van de borstwand, thymus, hart en perfuseren. Bovendien is het vermogen van de syngene dieren lange termijn overleven ondersteunt verder dat dit muizenmodel niet alleen mogelijk, maar kan worden gerepliceerd. Deze proof-of-concept en bloc borstwand, thymus, en harttransplantatie valideert the muizenmodel te studeren gecombineerd solide orgel en gevasculariseerd samengestelde allotransplantatie.

Figuur 1
Figuur 1. Intraoperatieve foto's. (A) De borstwand, thymus, en hartallografts is met succes hersteld, schoongemaakt, en ex vivo zichtbaar vanaf de achterste aspect. De bilaterale interne thoracale vaten bewaard. (B) De begunstigde uitwendige halsader (pijl) en gemeenschappelijke halsslagader (pijlpunt) zijn eversie dan polyimide manchetten voorbereiding van vasculaire anastomose vastgesteld. (C) Allograft vaatverbindingen voltooid. De pijl geeft de anastomose tussen de donor longslagader en de ontvanger externe halsader. De pijlpunt geeft de anastomose tussen de donor neergaande aorta en de ontvanger halsslagader. Het sterretje geeft de thymus en de gereflecteerde borstwand wordt gevisualiseerd overlying de thymus. (d) Een grotere vergroting toont de microvasculaire anastomose-manchet. (e) Complete allotransplantaat inzet. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2. En bloc borstwand, thymus, en hartallografts survival Kaplan-Meier curves van de borstwand en bloc, thymus, en hart allotransplant in syngene C57BL / 6 muizen (n = 3;. Gemiddelde overlevingstijd was groter dan 109 dagen). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Er zijn een groot aantal verschijnselen die factor in het immunologische onderzoek allotransplantatie, die omvatten maar zijn niet beperkt tot mechanismen van acute en chronische afstoting, directe en indirecte antigeenpresentatie, ontvanger sensibilisatie, of de inductie van gemengd chimerisme. 19 Diermodellen zijn geworden de gouden standaard voor de studie van transplantatie immunologie en muismodellen algemeen toegepast vanwege hun lage kosten, beschikbaarheid van transgene en knockout muizen, commercieel beschikbare monoklonale antilichamen, relatief verminderd veterinaire en huisvesting eisen, en het gemak van replicatie. Tot op heden werden meerdere harttransplantatie modellen ontworpen voor orgaantransplantatie bestuderen. 19,22-27 Evenzo is een overvloed aan muismodellen zijn ontwikkeld om gevasculariseerd samengestelde allotransplantation bestuderen. 28 De studie van gecombineerde orgaan- en gevasculariseerde composite allotransplantatie beperkt is,en technieken zijn nog niet in muizen vastgesteld. De borstwand en bloc, thymus en harttransplantatie muizenmodel hier gepresenteerde is een betrouwbaar en herhaalbaar hulpmiddel om de effecten en immunologische mechanismen Gecombineerd orgaan- en gevasculariseerde samengestelde allotransplantation bestuderen.

Op het gebied van transplantatie verdere vooruitgang moet de belofte verlengen allograft overleving en minimalisering van immunosuppressie tot nieuwe behandelingen worden voortgezet. Een dergelijke benadering is door de inductie van gemengd chimerisme (gedeeltelijke enting donor hematopoietische cellen in de ontvanger), die kan leiden tot immuunsuppressie vrije donor- specifieke tolerantie, zelfs indien het in bepaalde gevallen chimerisme wordt niet ondersteund. 29,30 beenmergtransplantatie / transplantatie gecombineerd met vaste organen 31 of gevasculariseerde samengestelde allotransplanation 32,33 vereist uitgebreide voorbehandeling die een belangrijke uitdaging. Gevasculariseerd beenmerg, eens een deel van een gevasculariseerde samengestelde allograft construct, kan dit probleem omzeilen. Gevasculariseerd beenmergtransplantatie maakt een ononderbroken overdracht van donor beenmergcellen in de micro-omgeving behouden donor, en wordt beschouwd als superieur cellulaire beenmergtransplantatie alleen bij de inductie van tolerantie en vermindering van immunosuppressie vereisten zijn. 34-36 bovendien de incorporatie van de thymus weefsel met gevasculariseerd beenmergtransplantatie heeft aangetoond dat T-cel chimerisme van donor oorsprong verhogen uiteindelijk speelt een ondersteunende rol bij de inductie en het onderhoud van chimerisme. 2,9 Voornoemde strategieën verlengen allograft overleving en het minimaliseren van immunosuppressie werd de stichting te conceptualiseren een gecombineerde solide orgaan, thymus, en gevasculariseerde samengestelde allograft muismodel.

De heterotope en bloc borstwand, thymus, en harttransplantatie is een samensmelting van meerdere zijntorische diermodellen. Cervicale heterotope harttransplantatie met een niet-hechtingsmanchet in muizen is goed ingeburgerd en als technisch minder veeleisend dan een heterotoop buik microvasculaire harttransplantatie. 19 In feite heeft de manchet techniek geïmplementeerd in verschillende andere dierlijke modellen transplantatie. 37-44 heterotope borstbeen transplantatie bij ratten werd in 1999 geïntroduceerd door Santiago et al., als een alternatieve methode om gevasculariseerd beenmergtransplantatie bestuderen. 1 Ze waren in staat om op lange termijn de perifere chimerisme, tolerantie, en overleving na beëindiging van immunosuppressie op postoperatieve demonstreren 30. 1 Bozkurt et al. vervolgens ontwikkeld in een rattenmodel 2013 de thymus en de volledige omvang van de osteomyocutaneous gedeelte van de borstwand te nemen. Opgemerkt zij echter dat dit model afwijkt van ons model in meerdere aspecten. Dit houdt in: (1) het model wordt zonder enige solideorganen (2) is in ratten uitgevoerd op traditionele microchirurgische technieken, (3) ligatie van de interne thoracale vaten tijdens donor oogst (4) invoering van een eenzijdige, enkele pedikel via een gemeenschappelijke halsslagader en uitwendige halsader, en (5 ) transplantatie van de allograft in de lies. 2 evenwel hun model kon aantonen dat de thymus van donor-oorsprong speelt een belangrijke rol niet alleen chimerisme vergroting maar ook chimerisme onderhoud opzichte gevasculariseerde beenmergtransplantatie alleen. 2 daaropvolgende varkens modellen van co-transplantatie van de thymus en hart hebben aangetoond een superieur invloed op hart transplantaat overleving. 10,11 De voordelen van elk van de diermodellen, maar gebrek aan mechanistische in vivo studies met betrekking tot gecombineerde solide orgaan, zwezerik, en vascularized samengestelde allotransplantatie gevraagd onze groep om dit model te ontwerpen.

De ervaring executing deze roman model tentoongesteld bepaalde lessen die ons team om wijzigingen in met het oog op een betere dieren overleven te bereiken. Dit model werd geprobeerd met één operator, die uiteindelijk de operatieve en anesthesie tijd verlengd tot meer dan 4/3 uur en ook langdurige koude ischemie tijd. Dieren zouden niet wakker na beëindiging van de procedure. Implementatie van een twee-team aanpak snijd de totale operatie en narcose tijd tot 90 min. Dit weerspiegelt zich in 60 minuten anaesthesie tijd van de ontvanger in de muis, en 0-10 min allograft koude ischemie tijd. Tijdens allograft reperfusie, de muis gevoelig voor bloeding, hetgeen de overlevingskansen in de onmiddellijke peri-operatieve kunnen beperken. We pleiten voor nauwkeurige inspectie van de allograft ex vivo potentiële bronnen van bloeding en zacht afgifte van de bulldog microvasculaire klem tijdens allograft reperfusie. Door de allograft in een gereflecteerde positie gemakkelijker identificeren van specifieke plaatsenbloeden. Bovendien is dit transplantaat inzet positie bevordert de meest ergonomische lay schepen minimaliseert het risico van het schip knikken. Tenslotte, met de eerste 48 uur van herstel, rechtsboven uiteinde bewegingsbereik van de ontvanger muis kan worden belemmerd ten aanzien van het beklimmen van de kooi tot voedsel en water te verkrijgen. Daarom adviseren wij de plaatsing van gelatine voedingswaarde bronnen langs de kooi voedingsinname vergemakkelijken. Typisch door postoperatieve dag 3, volledige waaier van beweging wordt geretourneerd binnen de juiste bovenste ledematen.

Hoewel er beperkingen aan dit model, waarin de behoefte aan technische vaardigheid in microchirurgie, de beschikbaarheid van twee gelijktijdige microscopen, en de eis van een twee-team aanpak zijn, is het toch aangetoond dat een succesvolle aanpak van mechanistische immunologische studies met betrekking tot uit te voeren gecombineerde vaste orgel en gevasculariseerd samengestelde allotransplantatie. De bredere toepassing kan verder bijdragen aan het ontwikkelen van nieuwe immunosuppressive protocollen, het bestuderen van de mechanica van acute en chronische afstoting, en de uitvoering van mogelijke strategieën voor het induceren en in stand chimerisme en verlengen allograft overleving.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Euro-Collins Solution The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml.
Ingredients: 1.02 g KH2PO4, 3.66 g K2HPO4, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO3, and 17.52 g of glucose.
Suture Ethilon MWI 72667 6-0 Ethilon https://www.mwivet.com (MWI - Veterinary Supplies)
Polyimide Cuff Vein (21G) Vention Medical 141-0043 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Polyimide Cuff Artery (24G) Vention Medical 141-0027 http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
Soft plastic tip catheter Terumo SR*OX2419CA 24G x 3/4" 
Microsurgical dilator S&T D-5a.1 Dilator, 11 cm, FH, 0.1 mm AT10d

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19, (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57, (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56, (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115, (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75, (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32, (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11, (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81, (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103, (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4, (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355, (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27, (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32, (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53, (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104, (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73, (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753 (2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22, (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2, (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5, (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16, (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20, (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26, (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51, (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64, (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346, (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90, (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4, (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86, (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27, (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198 (2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8, (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133, (2), 133e (2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129, (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022 (2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93, (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28, (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11, (1), 571-577 (1979).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics