In Vivo quantitativa valutazione della struttura del miocardio, la funzione, la perfusione e sostenibilità Utilizzando cardiaca micro-tomografia computerizzata

Bioengineering
 

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van Deel, E., Ridwan, Y., van Vliet, J. N., Belenkov, S., Essers, J. In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography. J. Vis. Exp. (108), e53603, doi:10.3791/53603 (2016).

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Abstract

Introduction

Cardiopatia ischemica (IHD) continua ad essere la principale causa di morbilità e mortalità per gli uomini e le donne in tutto il mondo 1. A causa della complessità e interrelazioni esistenti tra gli organi e sistemi a livello organismal, l'uso di tutto l'animale come un modello di IHD rimane rilevante non solo per la migliore comprensione della malattia fisiopatologia, ma anche permettere la valutazione delle strategie preventive e terapeutiche . Modelli di mouse, in particolare, hanno contribuito alla nostra conoscenza di sviluppo cardiaco, patogenesi di infarto del miocardio, l'ipertrofia del miocardio, la miocardite, e le lesioni aneurismatiche 2-7. I parametri che determinano funzione cardiaca e che sono utili in termini di prognosi e scelta dell'intervento terapeutico sono massa cardiaca e la geometria, funzione globale e regionale, la distribuzione spaziale del flusso miocardico e vitalità miocardica.

Tuttavia, la maggior parte di traditional metodi di sperimentazione utilizzati in modelli murini di malattie cardiache coinvolgono misurazioni invasive che richiedono ore per il completamento, quindi l'animale non può essere utilizzato per misure di ripetizione, o il metodo richiederanno animale sacrificare 8-12. Ad esempio, per misurare la perfusione miocardica regionale, microsfere marcate radioattivamente o fluorescente vengono utilizzati laddove conteggio radioattivi o segnali fluorescenti vengono rilevati su un cuore sezionato fisicamente o in situ 13,14.

Analogamente, la valutazione delle dimensioni dell'infarto in modelli animali di infarto miocardico è più comunemente eseguita da cloruro trifeniltetrazolio (TTC) colorazione, e al fine di determinare l'andamento temporale dell'evoluzione dell'infarto e l'effetto di interventi terapeutici, questa tecnica richiede che gli animali devono essere sacrificato per il cuore esame istopatologico in vari momenti 15. Come tale, non distruttivi e umane tecniche che permetterebbero quantitativE e analisi longitudinale della morfologia cardiaca, la funzione, il metabolismo e la vitalità sono di fondamentale importanza. In questo contesto, l'imaging preclinico è di grande importanza. Tra le modalità di imaging attualmente disponibili risonanza magnetica (MRI) e l'ecocardiografia sono il più comunemente usato 16,17,18.

Tuttavia, e nonostante il fatto che la RM è considerata la modalità di riferimento sia il lavoro clinico e preclinico, l'alto costo di acquisire e mantenere sistemi MRI piccolo animale dedicati, nonché la complessità di questa tecnologia per utenti non avanzati di operare , fare la risonanza magnetica proibitivo per l'uso di routine. Per quanto riguarda l'ecocardiografia, esistono notevoli svantaggi per il modo in cui viene misurata la funzione cardiaca. I dati prodotti dalla maggior parte degli esami ecocardiografici sono bidimensionali, e al fine di ricavare volumi, ipotesi geometriche devono essere fatte 19. Inoltre, la scarsa ripr intra e inter-osservatoreoducibility è un'altra limitazione significativa di questa tecnica. L'imaging radioisotopi con singola tomografia ad emissione di fotoni (SPECT) e la tomografia ad emissione di positroni (PET) sono prevalentemente utilizzati per la valutazione della perfusione miocardica e metabolismo 17,20,21. Tuttavia, la risoluzione spaziale limitata di queste modalità di imaging rende imaging cardiaco nei topi di sfida.

D'altra parte, con l'avvento della tecnologia rilevatore a pannello piatto che permette una migliore sensibilità a raggi X e tempi di lettura più veloce, lo stato attuale della tecnica sistemi MicroCT possono fornire cardio-respiratorio gated tridimensionale (3D) e quattro dimensioni ( 4D) immagini di qualità MRI-grade. Sono praticamente dei costi di manutenzione e facile da utilizzare da utenti non esperti. Così, tali strumenti MicroCT possono essere adatto per l'esame di routine di piccoli animali come modelli di malattie umane. Soprattutto, con lo sviluppo di un nuovo agente di contrasto iodurato preclinica, svalutazione funzionale e metabolico imultaneous del cuore è diventato possibile 22-24.

Questo agente di contrasto contiene un'alta concentrazione di iodio (160 mg / ml), producendo sangue forte-pool contrasto dopo la somministrazione endovenosa consentendo imaging in vivo dei vasi e le camere cardiache. Entro un'ora dopo la somministrazione, un continuo aumento di contrasto del miocardio associato al suo assorbimento metabolico può osservare, così lo stesso agente di contrasto può essere utilizzato per la valutazione di infarto stordimento e redditività.

L'obiettivo della tecnica descritta in questo manoscritto è quello di consentire ai ricercatori di utilizzare il sistema microCT ad alta velocità con intrinseca gating cardio-respiratorio, in collaborazione con il sangue-piscina agenti di contrasto iodati, per determinare la funzione globale e regionale del miocardio con perfusione miocardica e redditività in topi sani e in un modello murino di ischemia cardiaca indotta dall'occlusione permanentedella discendente anteriore dell'arteria coronaria (LAD). Utilizzando questa tecnica modello animale e di imaging, rapida valutazione dei più importanti parametri cardiaci può essere eseguita ripetutamente con una singola modalità di imaging e senza la necessità di procedure invasive o dover sacrificare gli animali. La tecnica può essere eseguita per valutare le strategie preventive e terapeutiche.

Protocol

Tutti i lavori degli animali in questo studio è stato approvato dal comitato etico di ricerca animale Erasmus MC. Durante gli esperimenti, gli animali sono stati tenuti in conformità Erasmus MC normative istituzionali. Alla fine degli animali esperimento sono stati sacrificati con una overdose di anestetico inalante isoflurano. Si prega di cercare la cura degli animali istituzionale e usare l'approvazione del comitato prima di iniziare questo lavoro.

1. Preparazione di ischemia cardiaca Modello

  1. Anestetizzare il mouse (C57Bl6, 12 settimane di età) per inalazione di 4% isoflurano. Intubare l'animale con un G cannula 20 e respirate il mouse a 100 respiri al minuto con una pressione inspiratoria di picco del 18 cm H 2 O ed un'estremità pressione espiratoria positiva del 4 cm H 2 O.
    1. Utilizzare una miscela gassosa di O 2 / N 2 (v / v = 1/2) contenente 2,5% isoflurano per mantenere l'anestesia e applicare collirio per prevenire l'essiccamento degli occhi mentre sotto anestesia. PlaCe il mouse su una piastra elettrica e misurare la temperatura corporea rettale per mantenere la temperatura corporea a 37 ° C durante l'intervento chirurgico.
  2. Iniettare buprenorfina (0,05-0,2 mg / kg) per via sottocutanea appena prima dell'intervento e controllare il pinch reflex punta per assicurare sufficiente profondità dell'anestesia prima dell'inizio della procedura chirurgica. Depilate petto mouse utilizzando crema di rimozione dei capelli e applicare lo iodio per la pelle.
  3. Eseguire un'incisione facendo un piccolo taglio con le forbici in pelle tra il 2 ° e 3 ° costole a sinistra. Estrarre il piccolo pettorale e il muscolo xiphihumeralis così come il muscolo gran dorsale di lato utilizzando piccoli ganci per consentire l'accesso ai muscoli intercostali.
  4. tagliare con cura attraverso il muscolo intercostale 3 ° senza danneggiare i polmoni usando una curva 2 millimetri forbice primavera lama. Spingere il polmone da parte con un piccolo pezzo di garza umida e rottura del pericardio.
    NOTA: Fare attenzione a non danneggiare il nervo frenico sinistro.
    1. Repositisui piccoli ganci che fissano il muscolo all'interno del torace e riposizionarle in modo che una gran parte del ventricolo sinistro (LV) parete libera e parte dell'atrio sinistro sono visibili.
  5. Inserire una sutura chirurgica 7-0 seta sotto l'arteria coronaria sinistra e occlude l'arteria saldamente annodando la sutura.
    NOTA: Poiché nella maggior parte dei topi coronaria non è visibile, determinare la posizione di legatura usando l'atrio e legare sempre l'arteria coronaria 2 millimetri sotto il bordo dell'atrio sinistro al fine di standardizzare le dimensioni dell'infarto.
  6. Controllare visivamente per l'induzione di successo dell'infarto confermando la palizzata della parete libera del ventricolo sinistro. Quando non si osserva palizzata, eseguire un tentativo ulteriore di occludere il LAD.
  7. Chiudere il torace con forza usando una sutura chirurgica 6-0 seta.
    NOTA: La cassa dovrebbe essere chiuso a tenuta d'aria per permettere la respirazione indipendente dopo il recupero.
  8. Pulire la ferita con soluzione salina e chiudere la pelle consuture in seta. Applicare a spruzzo ferita sulla pelle per stimolare la guarigione delle ferite e prevenire l'infezione.
  9. Spegnere la isoflurano e attendere fino a quando l'animale inizia a respirare da solo prima di rimuovere il tubo di ventilazione. Posizionare il mouse in una gabbia su una piastra elettrica, mentre il recupero.
    NOTA: Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito ventrale. Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione.
  10. Somministrare ulteriori dosi di buprenorfina ogni 8-12 ore dopo l'intervento chirurgico per la post-operatorio analgesia. Somministrare Buprenorfina (50 mg / kg) per via intraperitoneale.
    NOTA: scansione gli animali da microCT (sezione 3) 3-4 ore dopo l'intervento chirurgico per la prima scansione e 6-7 ore dopo l'intervento chirurgico per la seconda scansione.

2. Iniezione di microCT contrasto

  1. Al fine di acquisire informazioni anatomiche, funzionali, e metabolica in due successivsessioni di imaging microCT e, usano agenti di contrasto iodati.
  2. Esporre e trattare la gomma del tappo del flaconcino con 70% di alcol. Usando una bassa siringa spazio morto, prelevare un volume richiesto (5-10 ml / g di peso corporeo) del mezzo di contrasto. Per evitare il rischio di embolia durante l'iniezione, eliminare le bolle d'aria, eventualmente facendo avanzare lo stantuffo avanti e indietro e / o leggermente toccando il lato della siringa e lentamente espulsione dell'aria nel tessuto assorbente sterile finché il liquido appare sulla punta della ago.
    Nota: L'iniezione del contrasto microCT può essere effettuata in animali coscienti o sedati. contenzione fisica deve essere eseguita su animali coscienti. Per ridurre al minimo lo stress, prendere in considerazione lieve sedazione o anestesia isoflurano generale di un sistema di anestesia per inalazione.
  3. Prima dell'iniezione, tamponare la coda con il 70% di alcol. Riscaldare la coda con una lampada o immergendo la coda in acqua calda (40-45 ° C) per fornire una migliore vasodilatazione. Iniettare l'agente di contrasto Intravenously (ad esempio mediante una delle vene coda laterali) 5-10 ml / g di peso corporeo.
    Nota: ottimizza la dose iniettata per un particolare modello animale o impostazioni di acquisizione dello strumento microCT, come l'aumento del contrasto può essere influenzato dalla salute o stato di alimentare dell'animale in esame e il livello di rumore dell'immagine.

3. microCT Imaging

  1. Prima di contrasto iniezione, accendere lo scanner microCT premendo il pulsante di alimentazione del computer. Avviare il software di controllo microCT, e riscaldare il tubo a raggi X facendo clic sul pulsante Warm-up mostrato nella finestra di controllo del software.
  2. Consentire il pulsante Live Mode per apparire nel software di controllo che indica che warm-up è completa. Inserire il coperchietto del foro e posizionare il lettino animali.
  3. Creare o selezionare il appropriata base di dati, lo studio, e soggetto in cui verranno salvati i dati di immagine. Per creare un nuovo database fare clic sul pulsante Nuovo database nella finestra del database,immettere un nome che potrebbe specificare il nuovo database, fare clic sul pulsante Sfoglia nella finestra di dialogo che appare, selezionare l'unità in cui verrà salvato il database e fare clic su OK. Osservare il nuovo database nella finestra del database. Per connettersi a un database esistente, fare clic sul pulsante Connetti al database nella finestra del database e fare doppio clic sul nome del database.
  4. Impostare le condizioni di scansione selezionando i seguenti parametri dai menu a discesa della finestra di controllo del software: X-ray tensione del tubo, 90 kV; CT a raggi X corrente del tubo, 160 μA; X-ray live corrente del tubo, 80 μA; FOV, a 20 mm; tecnica di gating, cardio-respiratorio; tecnica di scansione, 4.5 min.
    NOTA: Questo protocollo di imaging permette di ricostruire telediastolici e telesistolica set di dati 3D, ciascuno con una dimensione della matrice di 512 x 512 x 512, con una dimensione ricostruito voxel isotropico di 40 micron.
  5. Dopo aver iniettato il animale con l'agente di contrasto, anestetizzare in una camera di induzione per inalazione del 4% isoflurano.Posto l'animale sul letto animali dello scanner con un cono fornendo 1,5-2,0% isoflurano in una miscela di ossigeno dell'aria. Se necessario, regolare il flusso di isoflurano per realizzare attività respiratoria stabile dell'animale con ≤60 respiri al minuto.
  6. Chiudere la porta strumenti facendolo scorrere verso destra per attivare il blocco di sicurezza. Accendere Live Mode facendo clic sul pulsante Live modalità visualizzata sulla finestra di software di controllo per visualizzare il soggetto in tempo reale. Osservare la finestra di X-capture e l'animale.
    Nota: Lo strumento non genera i raggi X a meno che la porta è ben chiuso ed il blocco di sicurezza è impegnato.
  7. Spostare il letto animale per allineare il petto mouse all'interno del campo di vista (FOV) premendo i pulsanti sul pannello frontale dello strumento controllo Z stage avanti e indietro. Verificare che il torace si trova al centro all'interno del FOV. Utilizzare SINISTRA controllo animale base frecce destra e si trova sul pannello frontale dello strumento per posizionare tegli animali all'interno del rettangolo di selezione blu.
    1. Ruotare il portale selezionando "90" dall'elenco a discesa Controllo rotazione visualizzata sulla finestra di software di controllo e facendo clic sul pulsante Imposta. Assicurarsi che l'animale rimane all'interno del rettangolo di selezione blu della finestra di X-capture. Se necessario, allineare l'animale utilizzando il controllo UP animale base e frecce GIÙ posto sul pannello frontale dello strumento.
      Nota: Solo i dati delle immagini all'interno del rettangolo di selezione blu visualizzata sulla finestra di X-cattura sarà utilizzato per ricostruire il volume 3D.
  8. Nella finestra Xcapture, ridimensionare la regione cardio-respiratorio di interesse (ROI) con il tasto sinistro del mouse e trascinando il ROI bordi con il cursore del mouse, in modo che le tracce cardio-respiratori sono chiaramente visibili nella visualizzazione di sincronizzazione. Assicurarsi che il ROI copre il diaframma e la porzione apicale del cuore in tutte le posizioni a portale. Ruotare il cavalletto di 90 ° come descritto al punto 3.6 per assicurarsi che il carditracce o-respiratorio sono ancora chiaramente visibili.
    NOTA: Al fine di evitare l'esposizione a radiazioni ionizzanti inutili, ridurre al minimo il tempo durante il quale la posizione animale e ROI cardio-respiratorio vengono regolati.
  9. Fare clic sul pulsante Scan CT visualizzata sulla finestra di software di controllo per inizializzare l'acquisizione. Apparirà TAC Messaggio di conferma. Fare clic sul pulsante SI mostrato nella TAC messaggio di conferma per confermare. Fare clic sul pulsante NO per interrompere la scansione. Una volta che il pulsante viene premuto YES, il rosso raggi X indicazione energizzante posta sullo strumento si accenderà
    NOTA: L'indicazione sarà anche visibile l'icona di tensione lampeggio della scatola stato dello strumento della finestra del software di controllo. La scansione sarà completato in 4,5 min. Il tubo a raggi X si spegne automaticamente e la radiografia rossa indicazione energizzante situato sullo strumento e sul quadro di comando della finestra del software di controllo si oscura. Le proiezioni verranno ordinati automaticamente e il progress sarà indicato dalle barre di progresso verde mostrati sulla finestra GetSynchronizedRaw. Gli insiemi di volumi che rappresentano le fasi finali-diastolica e sistolica-end del ciclo cardiaco saranno ricostruiti automaticamente entro 2-3 ulteriore min.
    NOTA: per interrompere la scansione fare clic sul pulsante di arresto di emergenza nel pannello di controllo della finestra del software di controllo o premere il pulsante meccanico di arresto di emergenza situato sul pannello frontale dello strumento.
  10. Osservare i punti di vista transassiali, coronale e sagittale delle ricostruzioni in software 2D Viewer. Prendete un paio di secondi per rivedere la qualità delle immagini acquisite. Cercate i segni di movimento degli animali che possono essere causati da un inadeguato livello di anestesia. Se necessario, apportare le opportune modifiche e ripetere la scansione.
    NOTA: Se le strutture nell'immagine sono raddoppiati, mostrato con bordi doppi, o visualizzate con striature, allora questi sono i soliti "bandiere rosse" che possono indicare che il livello di anestesia può essere inadeguata e chel'animale è spostato durante la scansione. In tali casi, il livello di anestesia deve essere regolata e la scansione deve essere ri-acquisito.
  11. Rimuovere l'animale dallo scanner e consentire il pieno recupero dall'anestesia sotto supervisione.
  12. Acquisire una scansione microCT supplementare durante la fase metabolica del uptake contrasto (da 3 a 6 ore dopo l'iniezione di contrasto).
    NOTA: Maggiori dettagli su valori medi di aumento del miocardio per topi BALB / c C57Bl / 6 e sono stati pubblicati da Detombe et al e Ashton et al 22,23..

4. Analisi dei dati microCT

  1. Caricare entrambi i file VOX telediastolico e telesistolico in Analizzare software 12.
  2. Aprire ogni immagine caricata con il modulo oblique sezioni ed eseguire a breve assiale immagine riforma.
  3. Al fine di minimizzare i tempi di elaborazione delle immagini in considerazione il ritaglio delle immagini utilizzando la funzione del volume Citta / pad del modulo immagine Calcolatore. Per entrambi i volumi, mantenere identica SubRegion Low e High X, Y, Z dimensioni.
  4. Aggiunge entrambi i volumi e aprire con il modulo Volume Edit. Per una migliore visualizzazione delle strutture, regolare l'intensità dell'immagine, se necessario.
  5. Eseguire endocardica suddivisione del profilo. Dalla scheda semiautomatica del Volume Edit modulo selezionare Oggetto estrattore, impostare un punto seme nel ventricolo sinistro (LV) e regolare i valori di soglia, in modo che la cavità ventricolare sinistra è delineato dal miocardio. Per determinare il valore di soglia, utilizzare algoritmi di thresholding automatici o il valore massimo a metà larghezza (FWHM) determinato con il modulo Profile Linea.
    1. Disegnare un limite lungo il piano della valvola mitrale volantino per evitare che la regione diffusione all'aorta, fare clic sul pulsante Estrai oggetti per completare la segmentazione. Entrambi i volumi telediastolico e telesistolico saranno elaborati automaticamente. Nome della regione (ad esempio LV cavità) e salvare la mappa oggetto alla directory di file corrispondente.
  6. Perform suddivisione del profilo epicardico. Aggiungere un nuovo oggetto ed effettuare la segmentazione della superficie epicardico cuore utilizzando strumenti o semi-automatici o manuali di segmentazione del modulo Volume Edit. Assicurarsi che entrambi i contorni finali-diastolica e sistolica-end siano correttamente identificati. Se necessario, eseguire la regolazione manuale. Nome le regioni (ad esempio LV miocardio) e salvare la mappa oggetto alla directory di file corrispondente.
    Nota: Immagine filtraggio con il modulo filtri spaziali può essere inoltre eseguito per migliorare la velocità e la qualità delle segmentazioni.
  7. Per estrarre le misurazioni volumetriche dalle mappe degli oggetti (salvato) aprire il volume aggiunto con la Regione del modulo di interesse. Assicurarsi che la carta corretta viene caricata, aprire la finestra Opzioni campione, assicurarsi che gli oggetti sia LV cavità ed LV miocardio sono selezionati e fare clic sul pulsante Sample Images. Salvare il file di log.
  8. Per l'analisi regionale della funzione cardiaca e il metabolismo, utilizzare il radiale Distrumento provider della Regione modulo di interesse di suddividere ulteriormente i volumi segmentati.

5. Calcolo del Global e parametri di cuore regionali

  1. Per calcolare il volume di eiezione del ventricolo sinistro (LVSV), sottrarre il volume del ventricolo sinistro telesistolico (LVESV) dal volume telediastolico del ventricolo sinistro (LVEDV):
    LVSV = LVEDV - LVESV;
  2. Per calcolare la frazione di eiezione ventricolare sinistra (FEVS), dividere il volume di eiezione del ventricolo sinistro (LVSV) per il volume telediastolico del ventricolo sinistro (LVEDV) e moltiplicare per 100%:
    FEVS = LVSV / LVEDV * 100%;
  3. Per calcolare la portata cardiaca (CO), moltiplicare il volume sistolico ventricolare sinistro (LVSV) per la frequenza cardiaca (HR):
    CO = LVSV * HR;
  4. Per calcolare la massa del miocardio del ventricolo sinistro (LVMM), sottrarre il volume parete miocardica del ventricolo sinistro vincolato dalla superficie endocardica (LVMV ENDO) dal ventr di sinistraicular Volume parete miocardica vincolato dalla superficie epicardico (LVMV EPI), e moltiplicare per il peso specifico del miocardio, 1,05 g / cm 3:
    LVMM = (LVMV EPI - LVMV ENDO) * 1,05;
  5. Per calcolare l'indice di massa miocardica ventricolare sinistra (LVMMI), dividere la massa miocardica ventricolare sinistra (LVMM) per il peso corporeo mouse (BW):
    LVMMI = LVMM / BW;
  6. Per calcolare la percentuale del ventricolo dimensioni dell'infarto miocardico sinistra (% LVMIS), dividere il volume del ventricolo sinistro del miocardio infartuato (LVMV MI) dalla totale del ventricolo sinistro del volume miocardico (LVMV TOTAL), e moltiplicare per 100%:
    % LVMIS = LVMV MI / LVMV TOTALE * 100%;
    Nota: per LVMM, LVMMI, e calcoli% LVMIS, utilizzare misurazioni del volume endo- ed epicardici dai corrispondenti set di dati end-diastolica o telesistolico. Segnala media telesistolico e di fine-diindici astolic.
  7. Per calcolare le anomalie della cinesi parietale segmentaria del ventricolo sinistro (LVWM), sottrarre il segmentale del ventricolo sinistro del diametro della parete telesistolico (LVESWD) dal segmentale del ventricolo sinistro diametro parete di fondo-diastolica (LVEDWD):
    LVWM = LVEDWD - LVESWD;
    Visualizzare i risultati come mappe polari circonferenziali (Bulls Eye diagrammi polari).
  8. Per calcolare il segmentale del ventricolo sinistro ispessimento della parete (% LVWTh), sottrarre il segmentale del ventricolo sinistro spessore della parete fine diastole (LVEDWTh) dal segmentale del ventricolo sinistro spessore della parete telesistolico (LVESWTh), dividere per il segmentale lasciato parete di fine diastole ventricolare spessore (LVEDWTh), e moltiplicare per 100%:
    % LVWTh = (LVESWTh - LVEDWTh) / LVEDWTh * 100%;
    Visualizzare i risultati come mappe polari circonferenziali (Bulls Eye diagrammi polari).
  9. Per calcolare la frazione di eiezione regionale (% ref), sottrarre la piazza di segmentale del ventricolo sinistro telesistolicodiametro a parete (LVESWD) dalla piazza di segmentale sinistra ventricolare fine diastole diametro a parete (LVEDWD), dividere per il quadrato della segmentale del ventricolo sinistro a fine diastole diametro a parete (LVEDWD), e moltiplicare per 100%:
    % ref = (LVEDWD 2 - LVESWD 2) / LVEDWD 2 * 100%;
    Visualizzare i risultati come mappe polari circonferenziali (Bulls Eye diagrammi polari).
  10. Per presentare regionali della perfusione miocardica e il contrasto di assorbimento, convertire i valori di intensità significare in numeri TC (unità Hounsfield, HU). Convertire entrambi i set di dati end-diastolica e sistolica end-riscalando aria selezionata dalla regione selezionata esterno all'animale - 1000 HU e acqua a 0 HU utilizzando un piccolo tubo radiotrasparente pieno d'acqua. Visualizzare i risultati come mappe polari circonferenziali (Bulls Eye diagrammi polari).

6. Analisi statistica

  1. Rappresentare tutti i dati di visualizzazione diagramma polare come media ± deviazione standard (SD). Valutare la statdifferenza istical utilizzando analisi della varianza ad una via (ANOVA) o un'altra tecnica appropriata.

Representative Results

MicroCT Acquisition, Immagine Ricostruzione, e valutazione della qualità immagine.

Quattro topi C57BL / 6, tre con l'occlusione LAD permanente e uno sham-operated, con successo recuperato dalla chirurgia e completato il protocollo di imaging, che consisteva in un unico mezzo di contrasto somministrazione endovenosa in bolo e due acquisizioni MicroCT cardio-respiratorio 4.5-min. La frequenza cardiaca media nel corso degli studi MicroCT era di 385 ± 18 battiti al minuto. End-diastolica e ricostruzione di immagini telesistolica usati proprietaria intrinseca gating basato su immagini, in cui ha dedicato apparecchi respiratori e il monitoraggio cardiaco, come derivazioni ECG e sensore pneumatico respiratorie non erano necessari. Dopo la ricostruzione, la qualità delle immagini di entrambi i set di dati end-diastolica e sistolica-end è stata in anteprima utilizzando software di visualizzazione 2D. La qualità delle immagini è stato trovato soddisfacente e non c'era bisognodi effettuare acquisizioni di immagini aggiuntive. Così, tutti i dati riportati sono stati ottenuti da due scansioni per il mouse; la prima scansione presa 10 minuti dopo l'iniezione durante la fase piscina sangue del contrasto, e la seconda scansione acquisito 3-4 ore dopo l'iniezione durante la fase di assorbimento metabolico del contrasto. Rappresentativa sangue-pool breve assiali telediastolico e telesistolico sezioni trasversali di un cuore mouse con infarto miocardico (Figura 1) e di un cuore mouse senza infarto miocardico (Figura 2) ha dimostrato eccellenti delineazione cavità ventricolare sinistra con rumore di fondo , consentendo la valutazione anatomica e funzionale accurata. Aree di rarefazione contrasto corrispondenti ad infarto miocardico erano ben delimitate sulle immagini short-assiali del cuore del mouse sottoposto alla LAD legatura coronarica (figura 1), ma non nel animali sham-operate (Figura 2).

quantitativa Valutazione della funzione ventricolare sinistra.

segmentazioni 3D basato su soglie sono stati eseguiti su entrambi i volumi di fine-diastolica e sistolica di fine per determinare il volume ventricolare sinistro telediastolico (LVEDV) e del ventricolo sinistro volume telesistolico (LVESV) in ogni animale. Sinistra gittata sistolica ventricolare (LVSV), frazione di eiezione ventricolare sinistra (FEVS), e della gittata cardiaca (CO) sono stati calcolati da LVEDV e LVESV secondo le formule descritte nella sezione 5. I risultati di volume e di misurazioni funzionali globali sono riassunte nella Tabella 1 . Tre ore dopo la legatura, il normalizzata per il peso corporeo dell'animale significa LVEDV non era differente tra il gruppo infarto del miocardio e l'animale sham-operated (2,8 ± 0,23 vs. 2,3). Tuttavia, il peso del corpo normalizzato media LVESV era più alta nel gruppo di infarto miocardico (2.1 ± 0.31 vs. 0.92). Corrispondentely, la media LVEF e gittata cardiaca (CO) in topi con occlusione LAD coronarica erano inferiori rispetto al mouse sham-operated (23,1% ± 7,1% contro il 60,5% e 0,26 ml ± 0,08 ml vs. 0,55 ml rispettivamente ).

Valutazione quantitativa di LV Myocardial Infarction Messa e dimensioni.

Entrambi massa ventricolare sinistra miocardio (LVMM) e l'indice di massa del miocardio ventricolare sinistra (LVMMI) sono stati determinati sulla base di epicardico e segmentazioni tra cui endocardici muscoli papillari e trabecole. Entrambe le ricostruzioni telediastolico e telesistolico sono stati elaborati ed i valori per entrambi i gruppi di infarto del miocardio e l'animale sham-operati sono riassunti nella tabella 1. Volumi infarto del miocardio sono stati determinati sulla base di rarefazione contrasto con soglia a base di volumetria 3D. Come mostrato nella Tabella 1, tre ore dopo LAD coronary arteria legatura zone a rischio (AAR) in topo 1, 2, e 3 erano 22,4%, 13,3% e 15,8% del LVMM rispettivamente.

Perfusione miocardica Imaging (MPI).

Rappresentante end-sistolica circonferenza viene creato il diagramma polare (Bulls Eye diagrammi polari) di perfusione miocardica in un mouse con infarto del miocardio (Mouse 1) e un mouse senza infarto miocardico (Mouse 4) telediastolica e sono illustrati nelle figure 3 e 4. Le immagini usate per produrre le trame sono state acquisite 10 minuti dopo la somministrazione di contrasto e 3 ore dopo la legatura LAD. I valori homosegmental telediastolico e telesistolico ottenuti dalla stessa animale non erano diverse. Tuttavia, è stato osservato hypoenhancement a metà anteriore, metà inferolaterale, metà antero-laterale, anteriore apicale, e segmenti laterali apicali di un mouse con infarto afarction, menomazioni che dimostrano di flusso coronarico causate da occlusione dell'arteria LAD (Figura 3). Nessun tale insufficienza potrebbe essere osservato nel cuore dell'animale sham-operated (Figura 4).

Miocardica Viabilità e il metabolismo.

Rappresentante end-sistolica circonferenza viene creato il diagramma polare (Bulls Eye diagrammi polari) di infarto assorbimento metabolico in un mouse con infarto del miocardio (Mouse 1) e un mouse senza infarto miocardico (Mouse 4) telediastolica e sono mostrati nelle figure 7 e 8. Le immagini usate per produrre le trame sono state acquisite 3-4 ore dopo la somministrazione di contrasto e 5-6 ore dopo la legatura LAD. Dissimile captazione contrasto infarto potrebbe essere anche visivamente osservato in sezioni brevi-assiale di un cuore del mouse che ha subito LAD coronarica (occlusione dell'arteria (Figura 6). I valori di omo-segmentale end-diastolica e sistolica-end ottenuti dalla stessa animale non erano diverse. I diagrammi polari circolari hanno mostrato anomalie specifici segmenti (figura 7) con il modello simile a quello mostrato nelle mappe di perfusione miocardica (Figura 2). Nessun difetto di captazione di contrasto sono stati visti nelle piazzole polari circonferenza del mouse sham-operated (Figura 8).

Valutazione quantitativa di LV funzione regionale.

La qualità delle immagini è stato soddisfacente per effettuare la valutazione visiva del movimento del ventricolo sinistro e l'ispessimento da ricostruzioni di fine-diastolica e sistolica-end in tutti i topi creata l'immagine. I punteggi di movimento muro LV, ispessimento e la frazione di eiezione regionale per ogni segmento di un mouse con e senza il mio infarto ocardial sono riportati nella Figura 9 e Figura 10. Come ci si aspettava, la LAD coronaria legatura dell'arteria comportato notevole diminuzione di LV indici funzionali regionali (Figura 9), mentre nessun effetto è stato osservato nel topo sham (Figura 10).

Figura 1
Figura 1. Rappresentante sangue-piscina a breve assiale fine diastole (A) e di fine-sistolico (B) sezioni di un cuore mouse con infarto miocardico (mouse 1). Le immagini sono state acquisite 3 ore dopo LAD coronarica occlusione dell'arteria e 10 minuti dopo la somministrazione di contrasto. Il contrasto negativo notato da frecce gialle è dovuto alla mancanza di opacizzazione contrasto nella regione infartuata.

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Figura 2. Rappresentante sangue-piscina a breve assiale fine diastole (A) e di fine-sistolico (B) sezioni di un cuore del mouse senza infarto miocardico (mouse 4). Le immagini sono state acquisite 3 ore dopo sham-operation e 10 minuti dopo la somministrazione di contrasto. Contrasto opacizzazione è uniformemente presente in tutte le sezioni del miocardio.

Figura 3
Figura 3. Rappresentante end-sistolica circonferenza viene creato il diagramma polare (Bulls Eye diagrammi polari) di perfusione miocardica in un mouse con infarto miocardico (mouse 1) end-diastolica e. (A) Il ventricolo sinistro è suddiviso in basale, a metà della cavità, e apicali quote a breve assiale secondo la 17-segmento AHA modello 25. perfusione dissimile è chiaramente visibile a metà anteriore, metà inferolaterale, metàantero-laterale, anteriore apicale, e segmenti laterali apicali. I valori indicati rappresentano la segmentale significa in unità Hounsfield ± deviazioni standard. (B) le mappe di perfusione miocardica sono mostrati senza suddivisione in 17 segmenti. Il centro della trama corrispondente apice cardiaco (segmento 17) non è mostrato.

Figura 4
Figura 4. Rappresentante end-sistolica circonferenza viene creato il diagramma polare (Bulls Eye diagrammi polari) di perfusione miocardica in un mouse senza infarto miocardico (mouse 4) fine diastole e. (A) Il ventricolo sinistro è suddiviso in basale, a metà della cavità, e apicali quote a breve assiale secondo la 17-segmento AHA modello 25. perfusione simile è presente in tutti i segmenti. I valori indicati rappresentano la segmentale significa in unità Hounsfield ± deviazioni standard. (B) le mappe di perfusione miocardica sono mostrati senza suddivisione in 17 segmenti. Il centro della trama corrispondente apice cardiaco (segmento 17) non è mostrato.

Figura 5
Figura 5. Rappresentante metabolica uptake breve assiale telediastolica (A) e telesistolico (B) sezioni trasversali di un cuore mouse con infarto miocardico (mouse 1). Le immagini sono state acquisite 6-7 ore dopo LAD coronarica occlusione dell'arteria e 3-4 ore dopo la somministrazione del contrasto. Il contrasto negativo notato da frecce bianche è dovuto alla mancanza di contrasto metabolica assorbimento nella regione infartuata.

Figura 6
Figura 6. assorbimento rappresentante metabolica breve assiale fine diastole ( (B) sezioni trasversali di un cuore di mouse senza infarto miocardico (mouse 4). Le immagini sono state acquisite 6-7 ore dopo sham-operation e 3-4 ore dopo la somministrazione di contrasto. Miocardica assorbimento metabolico di contrasto è uniformemente presente in tutte le sezioni.

Figura 7
Figura 7. rappresentativi end-diastolica e sistolica-end circonferenza trama display polari (Bulls Eye diagrammi polari) di infarto assorbimento metabolico in un mouse con infarto del miocardio. (A) Il ventricolo sinistro è suddiviso in basale, a metà della cavità, e apicale breve porzioni -axial secondo il 17-segmento AHA modello 25. Dissimile assorbimento metabolico è chiaramente visibile a metà antero-laterale, anteriore apicale, apicale inferiore, e segmenti laterali apicali. I valori indicati rappresentano i mezzi segmentale in Hounsfield units ± deviazioni standard. (B) mappe metaboliche di assorbimento miocardico sono mostrati senza suddivisione in 17 segmenti. Il centro della trama corrispondente apice cardiaco (segmento 17) non è mostrato.

Figura 8
Figura 8. Rappresentante end-diastolica e sistolica-end circonferenza trama display polari (Bulls Eye diagrammi polari) di infarto assorbimento metabolico in un mouse senza infarto miocardico. (A) Il ventricolo sinistro è suddiviso in basale, a metà della cavità, e apicale breve porzioni -axial secondo il 17-segmento AHA modello 25. Dissimile assorbimento metabolico è chiaramente visibile a metà antero-laterale, anteriore apicale, apicale inferiore, e segmenti laterali apicali. I valori indicati rappresentano la segmentale significa in unità Hounsfield ± deviazioni standard. (B) Metaboli miocardicomappe c assorbimento sono mostrati senza suddivisione in 17 segmenti. Il centro della trama corrispondente apice cardiaco (segmento 17) non è mostrato.

Figura 9
Figura 9. Rappresentante movimento della parete miocardica (mm), ispessimento della parete (%), e la frazione di eiezione regionale (%) circonferenziali viene creato il diagramma polare (Bulls Eye diagrammi polari) di un mouse con infarto del miocardio. (A) Il ventricolo sinistro è suddiviso in basale, a metà della cavità, e apicali quote a breve assiale secondo la 17-segmento AHA modello 25. La presenza di ipocinetiche, acinetici, e le regioni discinetici a metà della cavità e le porzioni apicali denotano ampio difetto del miocardio. (B) Le mappe di misura miocardici regionali sono mostrati senza suddivisione in 17 segmenti. Il centro della trama corrispondente apice cardiaco (segmento 17) ènon mostrato.

Figura 10
Figura 10. Rappresentante movimento della parete miocardica (mm), ispessimento della parete (%), e la frazione di eiezione regionale (%) circonferenziali viene creato il diagramma polare (Bulls Eye diagrammi polari) di un mouse senza infarto miocardico. (A) Il ventricolo sinistro è suddiviso in basale, a metà della cavità, e apicali quote a breve assiale secondo la 17-segmento AHA modello 25. viene rilevata alcuna anomalia evidente. (B) Le mappe di misura miocardici regionali sono mostrati senza suddivisione in 17 segmenti. Il centro della trama corrispondente apice cardiaco (segmento 17) non è mostrato.

Tabella 1
Tabella 1. volumi del ventricolo sinistro e globali indici funzionali di misura. rato in tre topi 3 ore dopo l'occlusione LAD coronarica e in un topo sham-operated * BPM, battiti al minuto; LVEDV, lasciò volume telediastolico ventricolare; LVESV, lasciò volume telesistolico ventricolare; LVSV, gittata sistolica del ventricolo sinistro; FEVS, frazione di eiezione ventricolare sinistra; CO, gittata cardiaca; LVMV TOTALE, il volume del ventricolo sinistro del miocardio totale; LVMM, ventricolare sinistra di massa del miocardio; LVMMI, ventricolare sinistra indice di massa del miocardio; LVMV MI, il volume del ventricolo sinistro infarto del miocardio; % LVMIS,% del ventricolo sinistro del miocardio dimensione dell'infarto.

Discussion

Nel corso degli ultimi anni microCT è diventata la modalità di molte ricerche prese in considerazione per la caratterizzazione della struttura e della funzione cardiaca nei piccoli animali 26-29,30. Tuttavia, la strumentazione utilizzata nella precedente lavoro era o su misura o non più disponibile in commercio. Come tale, questo studio è stato finalizzato a fornire un protocollo semplice e completo per l'utilizzo del sistema di microCT ad alta velocità con intrinseca gating cardio-respiratorio per determinare la funzione globale e regionale cardiaca con perfusione miocardica e la vitalità nei piccoli animali come modelli di cuore umano malattia.

Uno dei requisiti più importanti per studiare la struttura e la funzione del cuore è la capacità dello scanner per tenere conto di movimenti cardiaci fisiologici. A tal fine, ECG-basati tecniche di gating prospettici e retrospettivi possono essere utilizzati. Tuttavia, prospettico (passo e ripresa) gating basa su un intervallo predeterminato del ciclo cardiaco, per l'esamepio durante la diastole, quando il movimento del cuore è meno. Con questo approccio una sola immagine per ciclo cardiaco si ottiene solo una fase del ciclo cardiaco può essere ricostruito. Come tale, oltre ad essere molto tempo per generare, ricostruzioni prospetticamente gated producono solo insieme di dati, che è priva di informazioni funzionali. gating Retrospettiva, invece, permette di ricostruire più set di dati in ciascuna porzione del ciclo cardiaco, permettendo così analisi funzionale globale e regionale ventricolare sinistra.

Il lavoro attuale impiegato ricostruzioni cardiorespiratori con intrinseca gating retrospettivo. Intrinseca gating retrospettivo utilizza un software basato su immagini di proprietà di ricostruire end-diastolica e sistolica end-fasi cardiaco senza bisogno di respirazione dedicato e dispositivi di monitoraggio cardiaco 29,31,32. Un eccellente accordo di intrinseca gating retrospettiva retrospettiva ed estrinseca ECG-dipendente per studyifunzione cardiaca ng in topi e ratti è stata dimostrata da Dinkel et al. 29. Nel corso di questo presente lavoro, intrinseca gating retrospettivo non solo significativamente ridotto al minimo il tempo necessario per impostare la scansione, ma anche eliminato la dipendenza su hardware di controllo, come ad esempio derivazioni ECG e sensore pneumatico respiratorie, così come le abilità dell'operatore aggiuntivo per impostare correttamente in su.

Dopo la ricostruzione, la qualità delle immagini di entrambi i set di dati end-diastolica e sistolica-end è stato trovato soddisfacente per l'analisi cardiaca. Durante l'esame delle immagini, particolare attenzione è stata posta artefatti da movimento che possono verificarsi durante un inadeguato livello di anestesia, striature artefatti che possono accadere a causa di proiezioni mancanti in animali con artefatti alto tasso di respirazione, bassa attenuazione che sono comunemente causate da strutture ossee e in grado di simulare difetti di perfusione, e artefatti ad anello che possono derivare da errori di calibrazione o il fallimento di uno o più rivelatore di elementi.

La capacità di microCT di produrre informazioni strutturali e funzionali cardiaca dipende anche dalla disponibilità di opportuno agente di contrasto intravascolare. La maggior parte attualmente contrasti MicroCT disponibili in commercio possono essere generalmente suddivisi in particelle macrofagi non metabolizzabile specifico e polidisperso contrasti a base di iodio metabolizzabili 23,33-36. Sebbene agenti particolato offrono una maggiore opacizzazione raggi X a causa del loro alto numero atomico (bario, Z = 56; e oro, Z = 79), non possono essere utilizzati per la valutazione metabolica. Inoltre, questi agenti sono considerati nocivi per l'organismo e rimossi dai macrofagi del fegato (cellule di Kupffer), le cellule scavenging del sistema reticoloendoteliale (RES). A causa della loro natura non metabolizzabile, questi agenti inducono cambiamenti al fegato microcircolazione concomitante con danno epatico 37.

Metabolizzabile contrasti a base di iodio, d'altro canto, non sono targeTed per la rimozione specifiche-RES, quindi dovrebbe offrire una migliore profilo di sicurezza ed evitare di tossicità epatica. Oltre alla loro migliore profilo di sicurezza, questi contrasti sono prese dai tessuti metabolicamente attive, quindi può essere utilizzato per valutare la vitalità 22,23. A tal fine, l'agente di contrasto iodato è stato selezionato per il presente studio. Il contrasto è stato somministrato alla dose di 5 o 10 ml per grammo di peso corporeo dell'animale come iniezione endovenosa in bolo singolo. Sebbene entrambe le dosi dato risultati soddisfacenti aumento, un aumento dose-dipendente ventricolare sinistra e livelli miocardici di contrasto è stata osservata quando 10 ml / g di contrasto è stato iniettato. Di interesse, con la dose maggiore, la durata della piscina sangue era prolungato e il picco di assorbimento di contrasto del miocardio è stato ritardato. Un animale (topo 1) è stato seguito per 10 settimane dopo l'intervento chirurgico e durante questo periodo è stato ripreso ogni due settimane. Per esperienza, senza effetti negativi legati al contrasto (totale di 5 inproiezioni) o correlati ad esposizione ai raggi X (totale di 10 scansioni MicroCT) sono stati osservati in questo mouse durante il periodo di monitoraggio. Uno degli effetti avversi più comunemente riportati di esposizione di iodio-lungo termine è di disturbo della ghiandola tiroidea che non è stata osservata macroscopicamente su esami post-mortem. Mannheim et al. Livelli di tiroxina studiata dopo 3 amministrazioni contrasto consecutive e hanno trovato alcuna differenza quando i livelli sono stati confrontati con i controlli 37. Con l'uso degli stessi set di dati MicroCT, segni di fibrosi polmonare indotta da radiazioni sono stati rilevati in questo animale (dati non mostrati), conforme alla sicurezza della procedura.

Valutazione della funzione cardiaca ventricolare globale e regionale è considerato il più forte determinante della performance cardiaca e importante in termini di prognosi e scelta di intervento terapeutico 38,39. Gli indici funzionali ventricolare sinistra globale includono lasciati volume telediastolico ventricolare (LVEDV), il volume del ventricolo sinistro telesistolico (LVESV), sinistra gittata sistolica ventricolare (LVSV), frazione di eiezione ventricolare sinistra (FEVS), e della gittata cardiaca (CO). Studi precedenti hanno confermato che MicroCT valutazione quantitativa della funzione cardiaca globale è fattibile in modelli murini di malattie cardiovascolari e che diminuzione marcata funzione cardiaca globale ha luogo subito dopo LAD occlusione dell'arteria. Questi risultati sono in accordo con precedenti relazioni in quella marcata riduzione LVSV, FEVS, e CO si è verificato già il giorno 1 dopo l'occlusione 29,40-43. È degno di nota ricordare che cardiaco prestazioni funzionali dipende dal tipo e grado di anestesia, quindi per misurazioni precise della frequenza cardiaca durante l'acquisizione dell'immagine deve essere il più fisiologico possibile 44.

Valutazione quantitativa del ventricolo sinistro massa miocardica (LVMM) è importante per la valutazione di ipertrofia ventricolare sinistra e soprattutto è stato condotto utilizzando MRI 11,43,45,46. LVMM è spesso corretta per il peso corporeo e presentato come ventricolo sinistro indice di massa del miocardio (LVMMI) per consentire la normalizzazione del peso cardiaco tra i topi di età e habitus diverso. Stima accurata di questi parametri è importante, come i topi con infarto miocardico sviluppano significativa ipertrofia ventricolare sinistra 47. La valutazione della geometria LVMM, LVMMI, e LV è importante anche per la diagnostica di ipertrofia cardiaca e displasia 11. Come tale, la determinazione di questi parametri sarà inoltre vantaggioso differenziare condizioni quali l'ipertrofia concentrica, ipertrofia eccentrica o concentrica rimodellamento. Nel presente lavoro, sia LVMM e valori LVMMI sono stati determinati nei topi sottoposti a LAD legatura dell'arteria e nell'animale sham-operated. Successivamente, la dimensione di infarto miocardico è stato identificato e utilizzato per calcolare la percentuale delle dimensioni dell'infarto. Anche se durante l'intervento chirurgico per la legatura dell'arteria coronaria LAD era applicato allo stesso livello, l'occlusione generato infarti con una certa variabilità: 13,3%, 15,8% e 22,4% (Tabella 1). Una possibile spiegazione di questa variabilità può derivare da differenze in anatomia coronarica e il loro apporto di sangue territoriale tra gli animali, e in accordo con precedenti relazioni 48. Il modo più comune di valutazione dimensioni dell'infarto in un modello murino di infarto miocardico è da ex vivo colorazione trifeniltetrazolo cloruro (TTC), la tecnica che non consentirebbe il controllo longitudinale della malattia nello stesso animale. Nel contesto di lavoro precedente Ashton et al. 22 e del presente, è da notare che microCT in combinazione con agenti di contrasto iodati può fornire un metodo alternativo e non distruttivo per determinare le dimensioni dell'infarto longitudinalmente.

Un ulteriore vantaggio della tecnica microCT risiede nella determinazione molto accurata di ischemia regionale. Like nell'uomo coronaria sinistra delle spaccature topo in un'arteria discendente (LAD) e un ramo settale (LCX). Tuttavia, nei topi, l'anatomia dei rami laterali del LAD e LCX differisce considerevolmente tra gli animali 48. Grandi rami del LCX volte strettamente paralleli LAD e poiché le arterie coronarie dei topi sono intra-miocardica e quindi non visibile, bretelle laterali del LCX sono a volte accidentalmente ma inevitabilmente incluse nel occlusione coronarica durante la procedura di mouse-infarto. Come tale, la mappa polare circumferentional ottenuto dopo microCT può essere utilizzato per determinare esattamente quali arterie coronarie sono occluse, poiché perfusione e contrasto uptake in settori 2, 3, 8 e 9 sono interessate dalla LCX mentre i settori 7, 10, 11, 12 , 13, 15, 16 e 17 sono forniti dal LAD. Di conseguenza, la mappa polare è di grande beneficio per l'accurata determinazione delle arterie occluse e favorisce pertanto importante nella corretta interpretazione degli effetti della myocainfarto rdial della funzione cardiaca e la progressione della malattia.

Il modello di infarto infarto del mouse utilizzato altamente imita la situazione clinica umana, dove vasi coronarici diventano improvvisamente occluse a seguito di una rottura della placca acuta ed è come tale di grande beneficio per studiare lo sviluppo della malattia di cuore infartuato 49. Mentre nei paesi occidentali sviluppati trattamento di pazienti affetti da infarto miocardico è volta a ripristinare rapidamente il ricircolo del vaso coronarico, in molte occasioni, in particolare nei paesi economicamente meno sviluppati, dove l'incidenza di infarto del miocardio è in rapida crescita, l'occlusione non può essere annulated in tempo di 1,50. Ciò induce a grandi infarti ventricolare che più spesso porterà a insufficienza cardiaca cronica e sono un enorme onere per la salute pubblica. Di conseguenza, i metodi diagnostici non invasivi longitudinali che utilizzano un modello di infarto del miocardio con una OCC permanente dell'arteria coronarialusion e un grande infarto ventricolare sono di grande importanza per lo sviluppo di nuove strategie di trattamento contro questa malattia.

Miocardica imaging di perfusione CT è una tecnica in rapida evoluzione, che permette la valutazione quantitativa delle alterazioni regionali flusso coronarico e la loro rilevanza per la funzione cardiaca e la vitalità. Più recenti studi su animali di piccole dimensioni hanno ridotto il divario tra microCT e SPECT, la modalità di scelta per la perfusione e la vitalità di valutazione 22. Con l'obiettivo di valutare il grado di compromissione del flusso sanguigno regionale causata dalla LAD coronarica occlusione, i dati MicroCT sono stati valutati anche per le informazioni perfusione miocardica. L'arteria LAD ligati è nota per fornire apporto di sangue al muro libera, parte del setto, e la regione apicale del ventricolo sinistro. difetti di perfusione miocardica (aree hypoenhanced) di mouse 1 sono mostrati in un sistema di polari ed evidente di coordinate a metà anteriore, metà inferolaterale, metà antero-laterale, apicaleanteriore e laterali segmenti apicali, i risultati sono coerenti con la stessa distribuzione coronarico (Figura 3). Nessuna differenza tra i difetti di perfusione derivati ​​da immagini end-diastolica e sistolica-end è stato trovato in homosegments. I miocardica di perfusione polari mappa schermi telediastolica e di fine-sistolico dell'animale sham-operati sono mostrati in figura 4. Lievi differenze nel flusso sanguigno miocardico tra i segmenti della animale controllo sono insignificanti in entrambe le rappresentazioni telediastolico e telesistolico . È interessante notare che le aree di hypoenhancement può essere visto visivamente sulle immagini a sezione short-assiali (figura 1) e può essere facilmente quantificati come mostrato nella figura 3. Questo non era possibile nello studio di Befeda et al. E potrebbe essere spiegato con una maggiore rumore dello strumento utilizzato microCT 22. Per discernere visivamente, le differenze di segnale devono essere almeno tre a cinque volte maggiorerispetto al rumore (deviazione standard) nell'immagine 51. A basso rumore del microCT utilizzato in questo studio è permesso il rilevamento di una piccola differenza di segnale tra miocardio alterata e normalmente perfuso (127HU ± 23HU vs. 217HU ± 29HU), che permetta di valutare il successo di difetti del modello perfusione miocardica.

Uno dei vantaggi principali di usando agenti di contrasto iodati è la capacità di valutare la vitalità miocardica e metabolismo seguito del miglioramento del miocardio correlati contrasto. A nostra conoscenza, la capacità del contrasto per migliorare il miocardio è stato descritto da Detombe et al. 23 e il suo primo utilizzo per l'imaging L'infarto miocardico è stata riportata da Ashton et al. 22. Sebbene il gruppo indicato che miocardio perfuso in topi con infarto miocardico mostrato miglioramento simile ai controlli, e che il miocardio infartuato mostrato alcun miglioramento, valutazione quantitativa del segmentale miocardica enhancement non è stata riportata. Per studiare ulteriormente se enhancement miocardico può essere valutato quantitativamente, tutti i topi sono stati reimaged utilizzando lo stesso protocollo di imaging 3 - 4 ore dopo la somministrazione di contrasto, quando il miglioramento miocardica rispetto alla cavità è massima.

Difetti assorbimento contrasto del miocardio sono stati osservati visivamente sulle immagini a sezione a breve assiale fine diastole e di fine-sistolico di un cuore mouse con infarto miocardico (Figura 5), ma non nel animali sham-operated (Figura 6). Uptake miocardico è stato valutato quantitativamente in ciascun segmento miocardica entrambi ricostruzioni telediastolico e telesistolico e presentati in un sistema di coordinate polari (Figura 7 e 8). I valori homosegmental telediastolico e telesistolico ottenuti dalla stessa animale non erano diverse. Tuttavia, le trame polari circolari hanno mostrato anomalie specifici segmenti (Figure 7) con modelli analoghe a quelli sulla mappa perfusione miocardica (Figura 2). Nessun difetto di captazione di contrasto sono stati visti nelle piazzole polari circonferenza del mouse sham-operated (Figura 8). I dati di assorbimento del miocardio erano di qualità sufficiente per effettuare analisi funzionale globale e valutazione quantitativa della massa miocardica LV e dimensioni dell'infarto (non mostrati). Sebbene non pertinenti al modello attualmente utilizzato con LAD permanente dell'arteria coronaria occlusione, riteniamo che contrasto estrazione miocardica può essere correlata non solo ad alterazioni nel flusso ematico miocardico regionale, ma anche lo stato dei cardiomiociti (es cicatrici, storditi e miocardio ibernato) . Per verificare questa ipotesi, il lavoro futuro impiegherà il modello con ischemia miocardica temporanea e riperfusione.

contrazione attiva dei risultati del miocardio in movimento della parete miocardica e ispessimento che servono come importanti marcatori di sistolica funzione e vitalità miocardica. Valutazione del movimento regionale parete, ispessimento, e frazione di eiezione aiuta a discernere passiva movimento della parete sistolica da contrazione del miocardio attiva. Al fine di consentire la quantificazione standardizzata e della gravità della lesione, movimento della parete, ispessimento della parete e frazione di eiezione regionali sono comunemente mappati in mappe polari. Anomalie di movimento della parete ventricolare regionale sono importanti marcatori di ischemia miocardica che sono più comunemente valutati da RM 52. I punteggi di movimento muro LV, ispessimento e la frazione di eiezione regionale per ogni segmento di un mouse con e senza infarto miocardico sono presentati in Figura 9 e Figura 10. Come ci si aspettava, il LAD coronarica legatura dell'arteria ha provocato notevole diminuzione di LV indici funzionali regionali ( Figura 9), mentre nessun effetto è stato osservato nel topo sham (Figura 10). Questi risultati sono in accordo conprecedentemente riportati i dati.

In conclusione, questo lavoro ha dimostrato il primo successo nell'uso di un sistema microCT ad alta velocità per la determinazione completa dei parametri funzionali globali e regionali del miocardio insieme con la valutazione della perfusione miocardica e la vitalità nel sano e in un modello murino di infarto miocardico. Questo lavoro può essere ulteriormente esteso verso caratterizzazione di altri modelli di malattie cardiovascolari, che consente una valutazione precisa e non distruttiva di alterazioni funzionali e fisiopatologiche cardiaci, e per la valutazione di strategie preventive e terapeutiche.

Disclosures

Ed van D., RR, JE dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti. SB è un impiegato pagato di PerkinElmer, che produce gli strumenti di imaging. spese per la pubblicazione di questo articolo il video sono stati pagati da PerkinElmer.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Stichting Lijf en Leven, progetto dilatando contro stenosante malattia arteriosa.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Quantum FX MicroCT Imaging System PerkinElmer, Hopkinton, MA, USA Micro Computed Tomography System
XGI-8 Anesthesia System PerkinElmer, Hopkinton, MA, USA Cat. No. 118918 Gas Anesthesia System
Analyze 12.0 Software Analyze Direct, Overland Park, KS, USA Visualization and Analysis Software for Imaging
eXIA160 MicroCT Contrast Binitio Biomedical, Ottawa, ON, CANADA Cat. No. eXIA160-01; eXIA160-02; eXIA160-03; eXIA160-04; eXIA160-05 Iodine based Radiocontrast for MicroCT Imaging
Isoflurane Pharmachemie BV,
Haarlem, Netherlands
Cat. No. 45.112.110 inhalation anesthesia
1/2CC U-100 28G1/2 Insulin Syringe Becton Dickinson and Company,
USA
Cat. No. 329461 Insulin syringes with sterile interior
Leica microscope type M80 Leica Microsystems BV, Eindhoven, Netherlands Stereo zoom microscope

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References

  1. Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. Mortality from ischaemic heart disease by country, region, and age: statistics from World Health Organisation and United Nations. Int J Cardiol. 168, 934-945 (2013).
  2. Briaud, S. A., et al. Leukocyte trafficking and myocardial reperfusion injury in ICAM-1/P-selectin-knockout mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280, H60-H67 (2001).
  3. Heymans, S., et al. Inhibition of plasminogen activators or matrix metalloproteinases prevents cardiac rupture but impairs therapeutic angiogenesis and causes cardiac failure. Nat Med. 5, 1135-1142 (1999).
  4. Kaijzel, E. L., et al. Multimodality imaging reveals a gradual increase in matrix metalloproteinase activity at aneurysmal lesions in live fibulin-4 mice. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 567-577 (2010).
  5. MacLellan, W. R., Schneider, M. D. Genetic dissection of cardiac growth control pathways. Annu Rev Physiol. 62, 289-319 (2000).
  6. Michael, L. H., et al. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, H2147-H2154 (1995).
  7. Zhang, D., et al. TAK1 is activated in the myocardium after pressure overload and is sufficient to provoke heart failure in transgenic mice. Nat Med. 6, 556-563 (2000).
  8. Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279, H1698-H1707 (2000).
  9. Kolwicz, S. C., Tian, R. Assessment of cardiac function and energetics in isolated mouse hearts using 31P NMR spectroscopy. J Vis Exp. (2010).
  10. Kubota, T., et al. End-systolic pressure-dimension relationship of in situ mouse left ventricle. J Mol Cell Cardiol. 30, 357-363 (1998).
  11. Lorell, B. H., Carabello, B. A. Left ventricular hypertrophy: pathogenesis, detection, and prognosis. Circulation. 102, 470-479 (2000).
  12. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3, 1422-1434 (2008).
  13. Buckberg, G. D., et al. Some sources of error in measuring regional blood flow with radioactive microspheres. J Appl Physiol. 31, 598-604 (1971).
  14. Krueger, M. A., Huke, S. S., Glenny, R. W. Visualizing regional myocardial blood flow in the mouse. Circ Res. 112, e88-e97 (2013).
  15. Vivaldi, M. T., Kloner, R. A., Schoen, F. J. Triphenyltetrazolium staining of irreversible ischemic injury following coronary artery occlusion in rats. Am J Pathol. 121, 522-530 (1985).
  16. Johnson, K. Introduction to rodent cardiac imaging. ILAR J. 49, 27-34 (2008).
  17. Buonincontri, G., et al. MRI and PET in mouse models of myocardial infarction. J Vis Exp. e50806 (2013).
  18. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. (2010).
  19. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  20. Stillman, A. E., Wilke, N., Jerosch-Herold, M. Myocardial viability. Radiol Clin North Am. 37, 361-378 (1999).
  21. Lahoutte, T. Monitoring left ventricular function in small animals. J Nucl Cardiol. 14, 371-379 (2007).
  22. Ashton, J. R., et al. Anatomical and functional imaging of myocardial infarction in mice using micro-CT and eXIA 160 contrast agent. Contrast Media Mol Imaging. 9, 161-168 (2014).
  23. Detombe, S. A., Dunmore-Buyze, J., Drangova, M. Evaluation of eXIA 160 cardiac-related enhancement in C57BL/6 and BALB/c mice using micro-CT. Contrast Media Mol Imaging. 7, 240-246 (2012).
  24. Prajapati, S. I., Keller, C. Contrast enhanced vessel imaging using microCT. J Vis Exp. (2011).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105, 539-542 (2002).
  26. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Mol Imaging. 4, 110-116 (2005).
  27. Bartling, S. H., et al. Retrospective motion gating in small animal CT of mice and rats. Invest Radiol. 42, 704-714 (2007).
  28. Clark, D., Badea, A., Liu, Y., Johnson, G. A., Badea, C. T. Registration-based segmentation of murine 4D cardiac micro-CT data using symmetric normalization. Phys Med Biol. 57, 6125-6145 (2012).
  29. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circ Cardiovasc Imaging. 1, 235-243 (2008).
  30. Drangova, M., Ford, N. L., Detombe, S. A., Wheatley, A. R., Holdsworth, D. W. Fast retrospectively gated quantitative four-dimensional (4D) cardiac micro computed tomography imaging of free-breathing mice. Invest Radiol. 42, 85-94 (2007).
  31. Boileau, C., et al. TGFB2 mutations cause familial thoracic aortic aneurysms and dissections associated with mild systemic features of Marfan syndrome. Nat Genet. 44, 916-921 (2012).
  32. Kachelriess, M., Sennst, D. A., Maxlmoser, W., Kalender, W. A. Kymogram detection and kymogram-correlated image reconstruction from subsecond spiral computed tomography scans of the heart. Med Phys. 29, 1489-1503 (2002).
  33. Boll, H., et al. Comparison of Fenestra LC, ExiTron nano 6000, and ExiTron nano 12000 for micro-CT imaging of liver and spleen in mice. Acad Radiol. 20, 1137-1143 (2013).
  34. Ford, N. L., et al. Time-course characterization of the computed tomography contrast enhancement of an iodinated blood-pool contrast agent in mice using a volumetric flat-panel equipped computed tomography scanner. Invest Radiol. 41, 384-390 (2006).
  35. Hainfeld, J. F., Smilowitz, H. M., O'Connor, M. J., Dilmanian, F. A., Slatkin, D. N. Gold nanoparticle imaging and radiotherapy of brain tumors in mice. Nanomedicine (Lond). 8, 1601-1609 (2013).
  36. Willekens, I., et al. Time-course of contrast enhancement in spleen and liver with Exia 160, Fenestra LC, and VC. Mol Imaging Biol. 11, 128-135 (2009).
  37. Mannheim, J. G., Schlichthärle, T., Pichler, B. J. Possible toxicological side effects after i.v. administration of iodine CT contrast agents. World Molecular Imaging Conference. Dublin, P400 (2012).
  38. White, H. D., et al. Left ventricular end-systolic volume as the major determinant of survival after recovery from myocardial infarction. Circulation. 76, 44-51 (1987).
  39. Sheehan, F. H., et al. Advantages and applications of the centerline method for characterizing regional ventricular function. Circulation. 74, 293-305 (1986).
  40. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, H3172-H3178 (2007).
  41. Sheikh, A. Y., et al. Micro-CT for characterization of murine CV disease models. JACC Cardiovasc Imaging. 3, 783-785 (2010).
  42. Young, A. A., Barnes, H., Davison, D., Neubauer, S., Schneider, J. E. Fast left ventricular mass and volume assessment in mice with three-dimensional guide-point modeling. J Magn Reson Imaging. 30, 514-520 (2009).
  43. Young, A. A., et al. Reperfused myocardial infarction in mice: 3D mapping of late gadolinium enhancement and strain. J Cardiovasc Magn Reson. 8, 685-692 (2006).
  44. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Jr Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282, H2134-H2140 (2002).
  45. Dall'Armellina, E., et al. Improved method for quantification of regional cardiac function in mice using phase-contrast MRI. Magn Reson Med. 67, 541-551 (2012).
  46. Shapiro, E. P. Evaluation of left ventricular hypertrophy by magnetic resonance imaging. Am J Card Imaging. 8, 310-315 (1994).
  47. Michael, L. H., et al. Myocardial infarction and remodeling in mice: effect of reperfusion. Am J Physiol. 277, 660-668 (1999).
  48. Salto-Tellez, M., et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  49. van Deel, E. D., et al. Extracellular superoxide dismutase protects the heart against oxidative stress and hypertrophy after myocardial infarction. Free Radic Biol Med. 44, 1305-1313 (2008).
  50. Forouzanfar, M. H., et al. Assessing the global burden of ischemic heart disease, part 2: analytic methods and estimates of the global epidemiology of ischemic heart disease in 2010. Glob Heart. 7, 331-342 (2012).
  51. Rose, A. The sensitivity performance of the human eye on an absolute scale. J Opt Soc Am. 38, 196-208 (1948).
  52. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Mol Imaging Biol. 16, 235-245 (2014).

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