Produzione rapida del taglio nei funghi via
1Toxicology and Mycotoxin Research Unit, NPRC, USDA-ARS, 2Hazera Seeds LTD, Brurim, 3Instituto de Hortofruticultura Subtropical y Mediterránea “La Mayora” - Universidad de Málaga - Consejo Superior de Investigaciones Científicas (IHSM-UMA-CSIC), Estación Experimental “La Mayora”

Genetics

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Summary

Mutanti di delezione genica generati attraverso la ricombinazione omologa sono il gold standard per gli studi di funzione genica. Viene descritto il metodo OSCAR (costruzione di una fase di Agrobacterium-Recombination-ready-plasmids) per una rapida generazione di costrutti di delezione. La trasformazione fungina mediata da Agrobacterium segue. Infine, viene presentato un metodo di conferma basato su PCR delle delezioni geniche nei trasformanti fungini.

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Gold, S. E., Paz, Z., García-Pedrajas, M. D., Glenn, A. E. Rapid Deletion Production in Fungi via Agrobacterium Mediated Transformation of OSCAR Deletion Constructs. J. Vis. Exp. (124), e55239, doi:10.3791/55239 (2017).

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Abstract

Precisa delezione dei geni di interesse, lasciando inalterata il resto del genoma, fornisce il prodotto ideale per determinare la funzione del particolare gene nell'organismo vivente. In questo protocollo viene descritto il metodo OSCAR di costruzione precisa e rapida del plasmide di delezione. OSCAR si basa sul sistema di clonazione in cui viene eseguita una singola reazione di ricombinasi contenente i fianchi 5 'e 3' amplificati PCR amplificati del gene di interesse e due plasmidi, pA-Hyg OSCAR (il vettore marcatore) e pOSCAR (l'assemblea vettore). La conferma del vettore di delezione correttamente assemblato viene eseguita mediante mapping di digestione di restrizione seguita da sequenziamento. Agrobacterium tumefaciens viene quindi usato per mediare l'introduzione del costrutto di delezione in spore fungine (denominato ATMT). Infine, viene descritto un dosaggio PCR per determinare se il complesso di delezione è integrato dalla ricombinazione omologa o non omologa, indicando la delezione genica oRispettivamente integrazione ectopica. Questo approccio è stato utilizzato con successo per la cancellazione di numerosi geni in Verticillium dahliae e in Fusarium verticillioides tra altre specie.

Introduction

La dissezione genetica è una metodologia potente per determinare l'importanza funzionale di individui o combinazioni di geni. Un approccio standard per comprendere il ruolo di geni specifici è la produzione di mutanti singoli di gene inalterati in qualsiasi altro gene. L'approccio più potente e meno potenzialmente confondibile è la delezione completa e precisa di un fotogramma aperto di lettura (GOI ORF) di un interesse senza danno ad alcuna altra funzione genica.

Poiché gli approcci standard di ligation per la generazione del plasmide di eliminazione richiedono più fasi, il razionale per OSCAR 1 è quello di produrre un approccio più rapido in vitro . La figura 1 illustra il processo di assemblaggio nell'approccio OSCAR. Il metodo descritto qui presenta il vantaggio di combinare la rapida costruzione di singoli vettori di delezione dei geni in una singola reazione multipartia in combinazione con la successiva transfo mediata da Agrobacterium tumefaciensRmation (ATMT). OSCAR è molto veloce e si confronta con altre strategie, come l'uso del gruppo Gibson nel lievito 2 . Il metodo OSCAR è stato utilizzato con successo con diverse specie di funghi Ascomycota. Queste specie includono : Fusarium verticillioides (inedito), Verticillium dahliae 3 , Setosphaeria turcica 4 , Metarhizium robertsii 5 , Fusarium oxysporum f. sp. Vasinfectum 6 , Pestalotiopsis microspora 7 , Colletotrichum higginsianum 8 e Dothistroma septosporum 9 e Sarocladium zeae (inedito) .

Questo protocollo fornisce istruzioni passo per passo per il metodo che include il disegno del primer, l'amplificazione del PCR a fianco, la reazione di OSCAR BP, la configurazione della struttura di delezione, la trasformazioneIone di Agrobacterium con il costrutto seguito dal trasferimento basato sul ATMT del costrutto di delezione nelle cellule fungine e infine differenziando i mutanti della delezione fungina da quelli con costrutti di delezione integrati ectopicamente.

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Protocol

1. Primer Design per amplificazione PCR di geni

  1. Scaricare in una lima di elaborazione di testi la regione genomica del gene di interesse (GOI) incluso il frame open reading (ORF) e almeno 2 kb affiancando il gene da entrambi i lati da FungiDB o da un'altra risorsa genomica.
  2. Evidenziare l'ORF destinato alla cancellazione e all'avvio dell'etichetta e fermare i codoni.
  3. Identificare e evidenziare gli ORF adiacenti all'interno della sequenza scaricata.
  4. Utilizzare l'estremità 2 kb 5 'del GOI ORF e lo strumento di progettazione di primer (vedere Elenco materiali) per progettare la coppia di primer PCR O1 e O2 per generare un prodotto di dimensioni minime di 1 kb. Fare attenzione a non influenzare ORF adiacenti.
    1. Incollare il fianco 2 kb 5 'nella finestra "Sequence Entry". Fai clic su "Mostra parametri personalizzati". Immettere i seguenti parametri di progettazione personalizzati: primer TM 58 (min), 60 (opt) e 62 (max); Primer GC 40 (min), 50 (opt) e 60 (max); Formato primer 22 (min), 24 (opt) e 26(Max); Amplicon Dimensione 1250 (min), 1500 (opt) e 2000 (max).
    2. Scegli il risultato che pone il primer inverso (O2) più vicino all'ORF. Cattura un colpo di schermo dei dosaggi e copia e incolla le sequenze primer nel documento di elaborazione di testi.
    3. Ripetere il processo per 3 'fianco per generare primer O3 e O4, questa volta scegliere il risultato che pone il primer avanzato (O3) più vicino all'ORF bersaglio.
  5. Aggiungere i siti appropriati di collegamento a 5 'estremità dei primer da 1 a 4 (vedi tabella 1 ).
  6. Inoltre progettare e ordinare primer specifici ORF da utilizzare per la conferma della cancellazione nella sezione 4 di seguito. I parametri devono essere identici a quelli descritti nel passaggio 1.4.1, ad eccezione dell'utilizzo Amplicon Size 500 (min), 750 (opt) e 1000 (max) regolazione per lunghezza di ORF, se necessario. Infine, per la conferma di ricombinanti omologhi, generare 5 'out e 3' out primers trovato appena fuori i fianchi all'interno del cromosoma. Questi primer "fuori" verranno usati conRispettivamente hygR (210) e hygF (850) ( Fig. 2 ).
  7. Primer di ordine.

2. Produzione di costruzioni OSCAR

  1. Utilizzando una Taq ad alta fedeltà , eseguire due reazioni, ciascuna per i fianchi 5 'e 3', utilizzando primer (100 μM) O1 e O2 in una reazione e primer O3 e O4 nel secondo. La miscela di reazione contiene le seguenti: 29,5 μL di acqua distillata sterile (SDW), 5 μL di 10 volte LA PCR tampone, 8 μL di 2,5 mM dNTP mix, 5 μL di 25 mM MgCl2, 1 μl di template (50 ng / La fedeltà Taq , 0,5 μL di Primer O1 e 0,5 μL di Primer O2 per il fianco 5 '(o 0,5 μL di Primer O3 e 0,5 μL di Primer O4 per il fianco 3') Utilizzare le condizioni di reazione sono le seguenti: 94 ° C per 1 min, poi 30 cicli di 94 ° C per 30 s, 60 ° C per 30 s, 72 ° C per 2 minuti, poi passaggi finali di 72 ° C per 5 minuti e poi mantenersi indefinitamente a 10 ° C.
  2. Esegui 0.8%Agarosio 1x TAE (40 mM Tris acetato pH 8,3, 1 mM EDTA) elettroforesi per circa 125 Vh in un apparato minigel standard per determinare la dimensione del prodotto e la concentrazione relativa. Inserire il gel con macchia non etidica secondo le istruzioni del produttore. Visualizzare su un illuminatore UV.
  3. Se i prodotti a fianco 5 'e 3' sono in concentrazione approssimativamente pari, li combinano e usano un kit di colonna di affinità (o precipitazione PEG 90 μL prodotti combinati PCR, 240 μl TE buffer pH 7,5, 160 μl 30% polietilenglicole PEG8000 30 mM MgCl 2 ) per co-purificare i prodotti PCR secondo il protocollo del produttore. Se non sono di uguale concentrazione, combinare tutti i prodotti a bassa concentrazione con una stima uguale di prodotto della reazione di resa più elevata.
  4. Utilizzare uno spettrofotometro per misurare la concentrazione del DNA purificato.
  5. Effettuare la reazione di BP mescolando quanto segue: 1 μL di 60 ng / μL pOSCAR, 2 μL di 60 ng /ΜL pA-Hyg-OSCAR, 1 μL di 60 ng / μL fianchi combinati, 1 μL di clonasi. Incubare per 16 ore a 25 ° C. Terminare la reazione aggiungendo 0,5 μl di proteinasi K e incubare per 10 minuti a 37 ° C.
  6. Trasformare alta competenza E. Coli . Entrambe le cellule competenti disponibili in commercio e le cellule competenti fatte in casa DH5α CaCl2 sono state utilizzate con successo come destinatari come descritto dalle istruzioni del produttore. Piastra a basso contenuto di sodio (0,5 g / L NaCl) LB contenente 100 μg / mL di spectinomycin (Spec).
  7. Identificare la struttura corretta eseguendo minipreps di DNA 10 delle colonie generate sopra. Eseguire la doppia digestione con Hin dIII e Kpn I come segue: pipetta 5 μL di DNA, 2 U di ciascun enzima, 2 μl di 10x buffer appropriato con SDW a un volume totale di 20 μL. Questo rilascia l'inserto (circa 4,5 kb con i fianchi del gene 1,5 kb) dal vettore ( circa 7 kb) e taglia tutti i siti inFianchi che possono dare dimensioni predefinibili delle bande.
  8. Sequenza 11 selezioni i cloni che mostrano un appropriato pattern di bande.

3. Agrobacterium tumefaciens trasformazione mediata (ATMT) dei funghi

  1. Trasformare il ceppo Agrobacterium tumefaciens AGL1 con il construct del delezione OSCAR 12 .
  2. Trasformare il fungo con AGL1 contenente il plasmide di delezione GOI OSCAR. A tale scopo procedere come segue:
    1. Preparare una sospensione spore fungina con acqua sterile a 2 x 10 6 spore / ml. Quantificare le spore su un emocitometro o un contatore di cellule automatiche. Mettere 500 μL di questo in un tubo di microcentrifuga da 1,5 ml. Questa impostazione è per 4 piastre di trasformazione.
    2. Utilizzare un ciclo sterile sterile azzurro per aggiungere un gobetto facilmente visibile (dovrebbe coprire circa il 20% del diametro del ciclo) del plasmide di delezione contenente AGL1 da un substrato LB-Spec 100 di 2-3 giorni (vedi MElenco delle composizioni per la composizione) contenenti piatti e mescolare nella sospensione dello spore. Vortex fino a quando le cellule batteriche sono ben disperse ( circa 5 minuti di media velocità).
    3. Pipettare 100 μl della sospensione conidia-Agro al centro di un filtro a membrana di cellulosa posto su ciascuno dei quattro piatti da 6 cm di Petri contenenti il ​​mezzo di coltura 12 .
    4. Spalmare la sospensione con le perline di vetro sterili (circa 4) per coprire tutta la superficie del filtro a membrana. In alternativa, spalmare la sospensione usando uno strumento tradizionale di spargimento. Lasciare che il filtro della membrana si asciughi in una cappa per circa 10 minuti, avvolgere con film paraffina. Ripetere i passaggi 3.2.2 e 3.2.3 per impostare più trasformazioni.
    5. Incubare la piastra per 2 giorni a temperatura ambiente, invertita.
    6. Trasferire il filtro a membrana in 6 centimetri di selezione di Aspergillus 12 piastre contenenti hygromycin B (Hyg) 150 μg / mL, 200 mg di cefotaxime e 100 μg / mLmoxalactam. Incubare a temperatura ambiente per 5-7 giorni prima di isolare le colonie igroscopiche.
    7. Con gli stuzzicadenti sterili, trasferire i trasformanti putativi su 6 cm di piastre di patata di Dextrose Agar (PDA) contenenti 150 μg / mL Hyg, 100 μg / mL kanamicina.

4. Identificazione mutante deletione mediante PCR

  1. Estrarre il DNA per PCR dai trasformanti mediante termolisi 13 .
    1. Una volta che i trasformanti formano colonie sul PDA dalla fase 3.2.7, utilizzare uno stuzzicadenti sterile per trasferire una piccola quantità (2 mm x 2 mm) di micelle o di cellule di lievito dalla colonia in 100 μl di soluzione di lisi (50 mM di sodio fosfato, pH 7,4, 1 mM EDTA, 5% glicerolo) in un tubo di microcentrifuga.
    2. Incubare la miscela a 85-90 ° C per 20-30 min. Conservare l'estratto grezzo contenente DNA genomico a -20 ° C fino all'uso nel passaggio 4.2.
  2. Effettuare 4 reazioni PCR per trasformante, ognuna da dLa recombinazione omologa dei fianchi 5 'e 3' rispettivamente, uno per il marcatore selectable (hygromycin fosfotransferasi in questo caso) e uno per il GOI ORF.
    NOTA: generalmente utilizziamo Taq a bassa fedeltà a basso costo per queste reazioni. Le condizioni di reazione sono quelle descritte nel punto 2.1 precedenti e contengono SDW 20 μL, 10 volte Taq buffer 2,5 μL, dNTPS (10 mM) 0,5 μL, Taq 14 casalingo, 0,5 μL, Primer A (100 μM) 0,5 μL, Primer B (100 μM ) 0,5 μL, Template 0,5 μL. Possono essere utilizzati altrettanto bene gli stock di primer di concentrazione inferiori (10 μM).
  3. Eseguire un gel agarosio ( ad esempio 0,8%) dei prodotti PCR. I mutanti di Deletione produrranno la banda Hyg ma non un prodotto ORF. Gli integratori ectopici mostreranno entrambe le bande. Il tipo Wild produce solo la banda ORF.
  4. Memorizzare permanentemente mutanti di cancellazione (e un trasformante ectopico o due per i controlli) per un uso futuro.
    NOTA: 15% di glicerolo è usato per sHa strappato i nostri ceppi a lungo termine a -80 ° C.

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Representative Results

Il metodo OSCAR, in una sola reazione, genera un plasmide contenente i fianchi del gene target da eliminare che circonda la cassetta di marker selezionabile. La produzione di costruzioni di delezione utilizzando OSCAR è molto efficace. Il sistema può tuttavia produrre componenti costruttivi contenenti alcuni ma non tutti e tre i frammenti (i due fianchi del gene e il marker selectable). Generalmente, la maggior parte dei trasformatori di E. coli contengono il buon costrutto OSCAR. Ad esempio, la Figura 2 rappresenta il costrutto di delezione OSCAR per il gene Verticillium dahliae VDAG_06812. In questo caso i fianchi di VDAG_06812 mancano di siti Hin dIII o KpnI e quindi un inserto plasmidico di 4.247 bp dovrebbe essere rilasciato. La Figura 3 mostra la conferma della doppia digestione dell'enzima di restriction Hin dIII-Kpn I della corretta struttura plasmidica tranne che per le vie 5 e 11 che rappresentano un costrutto anomalots. La Figura 4 mostra conferma finale di due delezioni geniche diverse da Southern blot. La Figura 5 mostra un approccio PCR definitivo in alternativa alla macchia Southern.

figura 2
Figura 1: reazione di costruzione di delezione OSCAR. Il processo di costruzione di delezione OSCAR comprende un'amplificazione PCR separata dei fianchi del gene 5 'e 3', seguita da una reazione della clonasi BP con i prodotti combinati purificati a fianco e i plasmidi binari e selettivi di selezione. B1r, B2r, B3, B4, P1r, P2r, P3, P4, R1, R2, L3 e L4 rappresentano siti di ricombinazione lambda. Ristampa con permesso di riferimento 1 .

figura 2
Figura 2: Costruzione di delezione OSCAR per < Em> Verticillium dahliae gene VDAG_06812. Sono mostrate posizioni di riconoscimento dell'enzima di restrizione e siti di ricottura di primer per verificare la struttura di struttura di delezione corretta. Ristampa con permesso di riferimento 1 .

Figura 3
Figura 3: Conferma della digestione di restrizione della struttura del construzione didizione di VDAG_06812 con Kpn I e Hin dIII. I plasmidi sono stati digestati doppio e analizzati mediante elettroforesi a gel su un agarosio 0,8%. Il costruire correttamente genera due bande, di circa 6,9 kb e 4,2 kb, rappresentanti il ​​backbone vettoriale binario e il segnalino HygR fuso rispettivamente ai fianchi del gene di destinazione. Ristampa con permesso di riferimento 1 .

Ontent "per: keep-together.within-page =" 1 "> Figura 4
Figura 4: ibridazione a sud di blot che conferma la delezione di VDAG_02161 e VDAG_09930 in V. dahliae usando i costrutti di delezione OSCAR. I DNA genomici sono stati digeriti con Bcl I. Essi sono stati quindi analizzati contemporaneamente con sonde VDAG_02161 e VDAG_09930 ORF. I bande di ibridazione sono 2.757 bp e 1.426 bp per gli alleli selvatici di tipo VDAG_02161 e VDAG_09930, rispettivamente. I campioni sono i seguenti: corsia 1: ceppo tipo selvatico VdLs.17; Corsia 2: ceppo mutante di delezione 02161.1; Corsia 3: ceppo del mutante di delezione 02161.3; Corsia 4: ceppo trasformatore ectopico Ect 02161.2; Corsia 5: ceppo mutante di delezione 09930.3; Corsia 6: ceppo mutante di delezione 09930.10; Corsia 7: ceppo trasformatore ectopico Ect 09930.4. Ristampa con il permesso di Riferimento 1 .


Figura 5: Conferma del mutante di delimitazione da PCR. Analisi della delezione e degli ectopic Fusarium verticillioidi trasformanti per il gene FVEG_13253. Lanes 1 superiore e inferiore, marcatore; Corsie 2-6 top transformer di gel PCR 5 'amplificazione frammentazione; Amplificazione ORF a gel di top 7-11; Corsi 2-6 fondo gel Hyg gene amplificazione; Corsie 7-11 gel di fondo 3 'amplificazione frammentazione. I campioni sono i ceppi di delezione 11/31 (corsie 2 e 7), 11/32 (corsi 3 e 8), 11/33 (corsie 4 e 9) e trasformatori ectopici 11/34 (corsie 5 e 10) e 11 / 35 (corsi 6 e 11).

Primer Uso Sequenza
Primer O1- (attB2r) Amplificazione del fianco 5 'Primer in avanti 5'-GGGGACAGCTTTCTTGTACAAAGTGGAA
Primer O2- (attB1r) Amplificazione del fianco 5 ', invertire il primer 5'-GGGGACTGCTTTTTTGTACAAACTTGT
Primer O3- (attB4) Amplificazione del fianco 3 ', primer in avanti 5'-GGGGACAACTTTGTATAGAAAAGTTGTT
Primer O4- (attB3) Amplificazione del fianco 3 ', invertire il primer 5'-GGGGACAACTTTGTATAATAAAGTTGT

Tabella 1: Estensioni specifiche OSCAR 5 'aggiunte alle sequenze primer specifiche del gene.

Primer Uso Sequenza
OSC-F 5'-CTAGAGGCGCGCCGATATCCT
OSC-R OSCAR primer di sequenziamento inverso, sequenze anti-senso strand di 5 'fianco 5'-CGCCAATATATCCTGTCAAACACT
HygR (210) Primer di sequenziamento in sequenza, sequenza anti-sense strand di 5 'fianco 5'-GCCGATGCAAAGTGCCGATAAACA
HygF (850) Primer di sequenziamento in avanti, sequenze sensazione di filo di 3 'fianco 5'-AGAGCTTGGTTGACGGCAATTTCG
New Hyg Marker Forward Per amplificare il gene di resistenza igromicina come un controllo (insieme a New Hyg Marker Reverse primer sotto) 5'-GACAGGAACGAGGACATTATTA
Nuovo indicatore di Hyg invertito Per amplificare il gene di resistenza igromicina come un controllo (insieme con il primer di New Hyg Marker Forward sopra) 5'-GCTCTGATAGAGTTGGTCAAG

Tabella 2: Fondamenti per l'analisi dei costrutti di delezione OSCAR.

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Discussion

La costruzione di una fase di Agrobacterium -ready-plasmids-ready-plasmid (OSCAR) è stata impiegata con successo con un numero sempre crescente di funghi Ascomycota. Il metodo dovrebbe anche essere facilmente applicabile al Basidiomycota e alle specie di altri phyla fungine (con opportuni promotori che guidano i geni marcatori selectable), assumendo la trasformazione mediata da Agrobacterium e la ricombinazione omologa. Varianti di contrassegno aggiuntivi sono stati generati per diversificare le scelte di composti antifungini e consentire la produzione di mutanti di ordine doppio e superiore. Queste includono la resistenza a G418, il nourseothricin, e recentemente gli erbicidi glufosinato ammonio e clorimuron etil 4 .

Il metodo è stato elaborato per l'uso con Verticillium dahliae da cui le immagini presentate qui sono principalmente derivate 1 . Più di recente OSCAR è stato utilizzato ampiamente per la cancellazioneDi geni nel fungo mycotoxigenic Fusarium verticillioides. Sono stati fatti più di 60 costrutti di delezione e sono stati generati mutanti per più di 30 geni (inediti).

Nella sua corrente iterazione il processo richiede circa 4-6 settimane per avere un insieme di mutanti di eliminazione confermati in mano. Di seguito è riportato un breve elenco delle principali tappe di OSCAR e del tempo approssimativo necessario per realizzarli: 1) progettazione e acquisizione di primer OSCAR basati su dati genomici (5 giorni), 2) amplificazione e clonazione del fianco (2 giorni), 3) Conferma del clone mediante miniprep e sequenza (1 settimana), 4) introduzione del plasmide in Agrobacterium per ATMT (4 giorni), 5) produzione di trasformanti mediante ATMT in Fusarium verticillioides e crescita (2 settimane, notare che dipende dalla velocità di crescita Del fungo sottoposto a studio), la determinazione di termolisi e PCR di genotipi trasformanti (2 giorni), 6) la singola puntatura, la conferma e lo stoccaggio dei genotipi (1-2 settimane).

15 . Altri plasmidi di marcatori OSCAR come pA-Bar-OSCAR e pA-Sur-OSCAR possono essere disponibili dagli autori 5 .

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Disclosures

Gli autori non hanno niente da rivelare.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano i seguenti studenti universitari e scuole superiori per il loro lavoro per generare mutanti OSCAR nei verticillioidi di Fusarium : Anjellica Miller, Athar Naseer, Xiu Lin, Katelyn Woodburry, Chelsea Patterson, Kathleen Robertson, Krystina Bradley, Ashton Rogers, Alexis McKensie, Manny Hernandez Cookie, Jake Goodman, Sampriti De, Oge Okoye, Alyssa Beckstead, Garrett Hibbs, Nick Goldstein, Caroline Twum, Ashley Crepsac, Jeff Delong, Christian King, Gi Jeong, Maria Belding, Christy Burre, Chris Benson, Louis Stokes, Hannah Itell, Jane Hulse, Jasim Mohammed, James Loggins, Kelli Russell, Gre'Nisha Jones, Kristin Sheaffer, Mariam Hammady, Ava Wilson, Katrina Bazemore, Toney Harper, Karlin McGhee, Mohmed Momin, Rima Momin , Thi Ngoc Le e Angel Pham.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
FungiDB Database/ http://fungidb.org/fungidb/
IDT PrimerQuest IDT Primer design online software/ http://www.idtdna.com/Primerquest/Home/Index
Microsoft Word Sequence file manipulation
Low Na LB Spec 100 medium E. coli transformant selection, composition: 1% tryptone, 0.05% NaCl, 0.5% yeast extract, 1.5% agar if for solid medium
Co-cultivation medium ATMT transformation induction (Reference 12)
Aspergillus minimal medium with Hygromycin Fungal transformant selection
PDA medium Acumedia 7149A Single spore slant tubes
PDA-Hyg-Kan medium Fungal ransformant isolation, PDA containing 150 μg/mL hygromycin B and 100 μg/mL Kanamycin
Glass beads Genlantis C400100 Plate spreading
Nitrocellulose filters (47 mm) Fisher 09-719-555 Co-culturing for ATMT
Various centifuge tubes multiple preps
Petri plates (various) Culturing of bacteria and Fungi
pA-Hyg OSCAR Addgene 29640 Selectable marker vector
pOSCAR Addgene 29639 Assembly vector
DH5α One Shot Competent E. coli cells Life Technologies  12297-016 BP reaction transformation
ccdB survival E. coli cells Life Technologies  A10460 Maintenance of pOSCAR
Wooden transfer sticks Colony streaking
Toothpicks Colony picking
Microcentrifuge Pelleting Bacteria, etc.
Preparative centrifuge Fungal spore collection
Dissecting microscope Single spore isolation
Automated Cell Counter Spore suspension calculation
Compound microscope Hemocytometer cell counting
QIAquick PCR Purification Kit  Qiagen 28104 PCR gene flank produict purification
TaKaRa LA Taq  Takara Bio USA RR002A Hi Fidelity taq polymerase for OSCAR flank generation
Hygromycin B InvivoGen ant-hg-5
Spectinomycin Sigma 22189-32-8
Cefotaxime TCI America C2224
Kanamycin 11815032
Moxalactam Sigma-Aldrich 43963
GelRed  Phenix Research Products RGB-4103 Post staining agarose gels
Qiagen QIAquick PCR Purification Kit (Cat. No. 28104) 
(OneShot_ Mach1TM T1R or One Shot_ OmniMAX™ 2 T1R from Invitrogen)  Thermo Fisher Scientific C862003
Gateway BP Clonase II Enzyme mix Thermo Fisher Scientific 11789020 Used to assemble deletion construct in pOSAR

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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