Visualisere leukocyt rullende og vedhæftning i Angiotensin II-infunderes mus: teknikker og faldgruber

Immunology and Infection
 

Summary

Dette manuskript beskriver brugen af transgene reporter mus og forskellige administrationsveje af fluorescerende farvestoffer i angiotensin II-induceret hypertension ved hjælp af intravital video mikroskopi af blodkar til at evaluere aktivering af immunceller og deres evnen til at rulle og overholde endotelet.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lagrange, J., Kossmann, S., Kiouptsi, K., Wenzel, P. Visualizing Leukocyte Rolling and Adhesion in Angiotensin II-Infused Mice: Techniques and Pitfalls. J. Vis. Exp. (131), e56948, doi:10.3791/56948 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Epifluorescensmikroskop intravital video mikroskopi (IVM) af blodkarrene er en etableret metode at evaluere aktivering af immunceller og deres evne til at rolle og overholde i endothelial laget. Visualisering af cirkulerende celler ved injektion af fluorescerende farvestoffer eller fluorophore-kombineret antistoffer er almindeligt anvendt. Alternativt, fluorescerende reporter mus kan bruges. Samspillet af leukocytter, i bestemt lysozym M+ (LysM+) monocytter, med karvæggen spille centrale roller i at fremme vaskulær dysfunktion og arteriel hypertension. Vi præsenterer her teknikken for at visualisere og kvantificere leukocyt rullende og vedhæftning i carotis arterierne i angiotensin II (AngII)-induceret hypertension hos mus af IVM.

Implantation af et kateter skader den vaskulære mur og fører til ændrede blodlegemer svar. Vi sammenlignede forskellige injektionsteknik og administrationsveje at visualisere leukocytter i en LysMCre+IRG+ mus med udbredt udtryk for rødt fluorescerende proteiner og betingede udtryk for grøn fluorescerende proteiner i LysM + celler. For at studere LysM+ celle aktivering, vi brugte AngII infunderes mus hvor rullende og vedhæftning af leukocytter til endotelet er steget. Vi injiceres enten acridin orange ved hjælp af en jugularis kateter eller direkte om halen vene og sammenlignet med mængden af rullende og vedhængende celler. Vi fandt, at jugularis kateter implantation i sig selv øget antallet af rullende og vedhængende LysM+ celler i sham-infunderes LysMCre+IRG+ mus i forhold til kontrol. Denne aktivering blev udvidet i AngII-infunderes mus. Interessant, indsprøjte acridin orange direkte gennem halen vene ikke øge LysM+ celle vedhæftning eller rullende i sham-infunderes mus. Vi viste dermed betydningen af transgene reporter mus udtrykker fluorescerende proteiner for at ikke forstyrre i vivo processer under eksperimenter. Derudover kan hale vene injektion af fluorescerende sporstoffer være et muligt alternativ til jugularis kateter injektioner.

Introduction

Arteriel hypertension øger risikoen for hjerte-kar-sygdom og død og fremmer udviklingen af åreforkalkning, hjertekarsygdomme og arteriel eller venøs tromboembolier1. Udviklingen af hypertension afhænger af samspillet mellem miljømæssige, genetiske, endokrine og hæmodynamiske faktorer. I øjeblikket, er immunitet og relaterede inflammation værdsat for at spille en vigtig rolle i ætiologi af hypertension2.

Blandt immunceller, blev T-lymfocytter og monocytter og makrofager fundet for at være kausalt involveret i AngII-induceret vaskulære betændelse og hypertension, dels relateret til deres evne til at udløse reaktive ilt arter3. Makrofag koloni-stimulerende faktor mangelfuld mus viste reduceret svar til AngII vedrørende blodtryk stigning og vaskulære betændelse4. I et tidligere arbejde, kunne vi vise, at LysM + monocytter drive vaskulær dysfunktion og betændelse i AngII-induceret hypertension5. Vi beskrev mere for nylig, en roman pathway i hvilke koagulation faktor XI samarbejder med blodplader og karvæggen at fremkalde thrombin-afhængig vaskulære betændelse6. Den nuværende viden om rollen af immunsystemet i hypertension var for nylig opsummerede og gennemgået af Rodriguez-Iturbe mfl. 7

Da inddragelse af immunceller i udviklingen af hypertension fremgik, blev modeller og teknikker til at studere samspillet mellem skib og immunceller nødvendigt. Epifluorescence IVM af blodkar er et nyttigt værktøj til at observere i vivo samspillet mellem cirkulerende celler og endotelet8,9,10. Med denne teknik, kan indsprøjtning af farvestoffer intercalating med DNA (såsom acridin orange) visualisere nukleeret celler (cirkulerende samt fra endotelet). Isolerede blodplader farves ex vivo med rhodamin - 6 G eller dichlorofluorescein (DCF) kan sprøjtes for at visualisere trombocyt-rige Trombe i arteriel eller venøs skade modeller.

Typisk, en halsfedt kateter er brugt til at injicere røbestoffer eller markeret blodplader. Ændring af endotelet og efterfølgende aktivering af koagulationskaskaden er begge kendt for at have effekt på monocyt aktivering. Endotel skade fører umiddelbart til trombocyt aktivering via subendothelial matrix molekyler til at forsegle væv, med efterfølgende monocyt tiltrækning og aktivering11. Tværtimod er en intakt endotelet kendt for at have antikoagulerende egenskaber (f.eks. via væv faktor pathway hæmmer eller thrombomodulin)12 og direkte hæmmende effekt på monocyt, fxgennem udskillelsen af ekstracellulære vesikler indeholdende MicroRNA13. Monocytter er kendt for at producere en væv faktor, extrinsic aktivator af koagulationskaskaden og udtrykkelige protease-aktiverede receptorer (PARs) der kan være aktiveret af thrombin og deltage i monocyt aktivering14,15 . Derfor, enhver aktivering af trombocytter eller af koagulationskaskaden på grund af vaskulære skade kan have uventede virkninger på monocyt aktivering og forstyrre det observerede fænomen. Ved hjælp af IRG transgene LysM Cre Transgene mus, en dobbelt-fluorescerende Cre reporter mus (LysMCre+IRG+) foreslår vi at undersøge i detaljer effekten af injektioner med et kateter og alternative metoder på LysM+ myelomonocytic celler i en musemodel af arteriel hypertension16.

Protocol

Forsøgene blev udført på mandlige mus alder 8 til 12 uger gamle under godkendelse af den etiske komité om dyreforsøg fra Rheinland-Pfalz (authorization number 23 177-07/G12-1-002 og 23 177-07/G15-1-051).

1. med musen anæstesi og kirurgi forberedelse

  1. Forud for operationen, kontrollere godt helbred og dyrenes tilstand. Før operationen, overvåge dyr en gang om dagen i 2-3 dage for deres almentilstand (udseende, positur, spontane opførsel) samt kropsvægt, mad og vandforbrug.
  2. Forberede den master mix til anæstesi med midazolam (5 mg/kg kropsvægt), medetomidine (0,5 mg/kg kropsvægt) og fentanyl (0,05 mg/kg kropsvægt) til intraperitoneal (i.p.) indsprøjtes 200 µL/30 g mus i 1 mL sprøjte med en 26 G kanyle.
  3. Osmotisk pumpe implantation og animalske forberedelse til IVM forsøg udføres på en operation felt med en 39 ° C opvarmning platform. Sterilisere alle værktøjer i et bad med desinfektion og desinficere opvarmning platformen.
  4. Under procedurerne, beskytte dyrs øjne med øjet salve. Fjern skind med razors før osmotisk pumpe implantation. Bruge en Hårfjerningscreme og bomuld svaberprøver til isolation af halspulsåren og jugularis kateter implantation i IVM forsøg. Desinficere animalske huden ved hjælp af to hud desinfektionsmidler: en antiseptisk og desinfektionsmiddel indeholdende povidon-jod, og en hud antiseptiske indeholdende octenidine i alkohol-baseret løsning.
  5. Forberede master mix for at irritere anæstesi ("antisedan mix") med atipamezol (0,05 mg/kg kropsvægt) og flumazenil (0,01 mg/kgbody vægt), og forberede 200 µL/mus i 1 mL sprøjte med en 26 G kanyle skal subkutant (s.c.) injiceres.

2. osmotisk pumpe forberedelse og Implantation

Bemærk: Den subkutane AngII infusion ved hjælp af osmotisk pumper blev beskrevet i detaljer af Lu et al. 17

  1. Forberede AngII af retablere den frysetørrede pulver med sterilt saltvand og justere koncentrationen med dyrenes vægt og levering sats af pumpen. Holde den rekonstituerede AngII i plast rør (ikke brug glasrør).
  2. Fyld pumperne med AngII løsning til at levere 1 mg/(kg·d) i 7 dage. Efter tilberedning, holde pumperne i sterilt saltvand til 4-6 h minimum ved 37 ° C.
  3. Test musen komplet anæstesi efter injektion af anæstesi mix med bagerste fod reflekser og placerer den på feltet varm operation. Anæstesi induktion tager 10-15 min og virker bedre hvis dyr er placeret i mørke omgivelser.
  4. Barbere lavere bagsiden af musen og desinficere det med en alkoholisk hud antiseptiske.
  5. Gøre en 1 cm incision vinkelret på rygsøjlen ved hjælp af saks. Oprette en lomme til pumpen ved hjælp af et stræde hemostat og indsætte pumpen (flow moderator først). Lommen skal tillade fri bevægelighed for pumpe med intet pres på såret.
  6. Lukke såret med suturer og ikke klip, for at begrænse inflammation; derefter desinficere med hud antiseptiske.
  7. Irritere anæstesi ved s.c. injektion af 200 µL antisedan mix og returnere musen til sit bur.
  8. Gennemføre postoperativ analgesi med buprenorphin (0.075 mg/kg s.c.) én gang efter operationen og efter behov afhængigt af den animalsk opførsel.

3. jugularis kateter Implantation og carotiderne forberedelse

  1. Test musen komplet anæstesi efter injektion af anæstesi blandes med bageste mad reflekser og placere de bedøvede dyr i dorsal recumbence på 39 ° C kirurgisk pladen med en rektal sonde for at opretholde temperaturen og sætte salven over øjne til at beskytte dem under proceduren.
  2. Fjern hals hår ved hjælp af en hårfjerning fløde. Brug en vatpind til at sprede og gnid creme til 2 min indtil hårene begynder at falde ud. Efter en yderligere 2 min, fjerne fløde og hår med en spatel og desinficere huden med en alkoholisk hud antiseptiske.
  3. Udføre kirurgi under et stereomikroskop. Gøre en 1-1,5 cm lange snit i huden på langs i hals, 1 cm ved siden af luftrøret. Derefter foretage to andre snit vinkelret til begge yderpunkterne af de første snit.
  4. Forsigtigt fjerne væv ved huden og fjerne stykket af huden, der dækker den venstre halsfedt og luftrøret.
  5. Omhyggeligt isolere ørespytkirtlen; sublinguale og mandibulære kirtler fra zonen af interesse med 2 buet pincet. Ikke skære eller beskadige kirtler, placere dem for at give den bedste adgang til halsfedt og carotiderne.
  6. For at isolere halsfedt, bruge tynde pincet og langsomt åbner og lukker den forsigtigt fri fartøj fra det omgivende væv. Når venen er helt ren, Placer pincet under fartøjet og placere to 7-0 sutur af 10 cm under det.
  7. Luk sutur proksimalt for hoved med to knaster. På de andre sutur, forberede en knude men ikke lukke den.
  8. Hold kateter (0,28 mm indvendig diameter, 0,61 mm ydre diameter) fyldt med 37 ° C sterilt saltvand med pincet med den ene hånd; mens med anden hånden, gør et lille snit i fartøjet med en tynd saks eller en buet 26 G kanyle. Derefter indsætte kateteret i halsfedt og lukke knude to gange. Luk sutur proksimalt for hovedet over kateteret for at sikre komplet immobilisering.
  9. For at isolere og forberede carotis arterierne, dissekere området dækker luftrøret ved hjælp af tynde buet pincet.
  10. Når carotiderne er gratis fra omkringliggende væv, fjerne den vagus nerve (det ligner en hvid linje støder op til carotis) fra fartøjet (men ikke skære det). Den tynde pincet kan lukket og langsomt åbnet at forsigtigt mobilisere nerven.
  11. Når begge arterier er helt ren, placere pincet under den første halspulsåren og placere en lille sort 3 mm bred x 2,5 cm længde plastik stykke under fartøjet. Det er meget vigtigt ikke at overbelaste fartøjet og til at kontrollere, at blodgennemstrømningen er til stede, når indehaveren af fartøjet er placeret. Placer den anden arterie over fartøjet indehaveren. Hvis musen ikke er placeret direkte under mikroskop, sætte tilbage kirtler over luftrøret og anvende 37 ° C sterilt saltvand for at undgå udtørring af zonen.

4. vurdering af rullende og vedhængende leukocytter / LysM + celler med IVM

  1. Forberede acridin orange fra en 2 mg/mL stamopløsning opbevares ved-20 ° C og fortyndes 1:4 i sterilt saltvand (0,5 mg/mL slutkoncentration) i en 1 mL sprøjte.
Beskytte sprøjten fra lys og bruge 200 µL pr. en mus.
  1. Teste forskellige betingelser: (1) injektion af acridin orange med jugularis kateteret; (2) injektion af acridin orange direkte ind i halen laterale vene (med denne betingelse ikke jugularis kateter er implanteret); (3) måling uden acridin orange ved hjælp af fluorescens LysMCre+IRG+ mus (her igen ingen jugularis kateter er implanteret).
  • Når kateteret er på plads og de to carotiderne er isoleret, Placer musen under mikroskop. Udfører målinger med en højhastigheds wide-felt fluorescens mikroskop ved hjælp af en langdistance kondensator og en 10 X (NA 0,3) vand fordybelse mål med en monochromator, en stråledeler og en afgift - sammen enhedens kamera. Udføre image erhvervelse og analyse med real-time imaging system.
  • Fokusere mikroskop mål midt i halspulsåren på endotel overflade. Langsomt injicere 50 µL af acridin orange (0,5 mg/mL) (tage hensyn dødvolumen af kateter til den første injektion). Indstille software til at optage 100 billeder med en eksponeringstid 120 millisekunder pr. billede.
  • Gøre fire videoer per halspulsåren (venstre og højre) på forskellige steder på arterie for hver video. Hvis fluorescens signalet falder, indsprøjtes et andet 50 µL af acridin orange.
  • Efter at registrere samtlige videoer aflive dyret af cervikal dislokation.
  • Indstil video hastighed på 10 billeder per sekund og kvantificere de rullende og vedhængende celler i en 200 µm x 250 µm rektangel Se placeret midt i skibet for hver video. Tælle rullende og vedhængende celler; vedhængende celler er defineret som celler, der ikke bevæge sig eller løsne sig fra endotel inden for 10 s video. For at forenkle kvantificering, fjerne kanalen med den røde fluorescens og bruger kun den grønne fluorescens tælle rullende og vedhængende celler.
  • Eksperimenter ved hjælp af acridin orange, foretage en manuel tærskel på fluorescens for at fjerne baggrunden lavet af endothelceller.
  • Representative Results

    Carotiderne af LysMCre+IRG+ mus infunderes med AngII blev observeret ved hjælp af IVM. Acridin orange blev sprøjtet med en jugularis kateter. Vi havde til formål at se på andelen af LysM+ celler i kontakt med vaskulære væggen i forhold til alle nucleated cirkulerende celler, (som kunne også interagere med skibet, da forskelsbehandling af typen celle interagere med skibet forblev en åben spørgsmål fra vores tidligere arbejde). Ved baseline forårsager tilstedeværelsen af en jugularis kateter vedhæftning af LysM+ celler (figur 2A, D). Efter acridin orange injektion, var de samme celler fluorescerende, men også i endothelial celler blev fluorescerende (figur 2B, E). Efter reduktion af baggrunden for at begrænse endotel relateret fluorescens, viser dataene, at alle nucleated vedhængende celler er LysM+ (figur 2 c, F); disse resultater holder stik efter AngII infusion bekræfter vores tidligere resultater og demonstrerer, at LysMCre+IRG+ er en god model til at observere effekten af AngII på LysM+ celle aktivering.

    Vi evalueret administrationsveje af acridin orange på LysM+ celle aktivering efter AngII infusion i LysMCre+IRG+rolle. Efter en uge med AngII infusion, leukocyt endotelet interaktioner i carotis arterier i LysMCre+IRG+ mus blev afbildet og visualiseret ved IVM med eller uden acridin orange injektion via en jugularis kateter eller hale vene. Uden kateter eller injektion, blev rullende LysM+ celler væsentligt forøget efter AngII infusion i forhold til ubehandlede mus og vedhæftning viste en stigning (figur 3). Injektion af acridin orange med en jugularis kateter øget friktion og rullende i AngII behandlede mus i højere grad sammenlignet med mus uden et kateter (figur 3). Injektion af acridin orange i halen vene fører til lignende vedhæftning og rullende i forhold til de mus, der ikke modtog injektion af acridin orange (figur 3).

    Figure 1
    Figur 1. Ordningen for angiotensin II infusion og vurdering af LysM+ celler rullende og vedhæftning i mus. LysMCre+IRG+ mus blev infunderet 7 dage med AngII og overholde samt rullende LysM+ celler over i carotiderne var kvantificeres med eller uden injektion af acridin orange gennem en jugularis kateter eller hale vene injektion. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

    Figure 2
    Figur 2. Vurdering af LysM+ celle vedhæftning og rullende i carotis arterier i LysMCre+IRG+ mus. Vedhæftning af LysM+ celler i LysMCre+IRG+ mus før (A, D) og efter (B, E) acridin injektion via en jugularis kateter. Røde og grønne fluorescens blev optaget, LysM+ celler (med grønt) og glatte muskelceller (i rødt) var synlige. Efter injektion af acridin orange, endotelceller er også synligt i grøn, men at fjerne baggrunden fluorescens tillader kun cirkulerende nukleeret celle visualisering (C, F). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

    Figure 3
    Figur 3. Evaluering af administrationsveje af fluorescerende farvestoffer i angiotensin II infunderes LysMCre+IRG+ mus. Kvantificering af rullende (A) og (B) LysM+ at overholde celler i sham drives eller AngII-infunderes dyr og med eller uden injektion af acridin orange med et jugularis kateter eller ved halen vene injektion. Repræsentative billeder af de forskellige forhold (C). Resultaterne er gennemsnit ± standardfejl af middelværdien. 2-vejs ANOVA blev udført og Bonferroni's post hoc test, n = 3-12/grupper; p < 0,05. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

    Discussion

    LysM+ monocytter blev tidligere vist sig at være impliceret i udviklingen af hypertension5. Her viser vi, LysM+ immunceller roll og overholde i endothelial laget i svar til AngII infusion. Dette resultat blev opnået ved hjælp af LysMCre+IRG+ mus fra vores tidligere undersøgelser at udforske rollen af immunceller i hypertension i vivo ved at visualisere leukocytter med injektion af acridin orange6,10. Forskelsbehandling af celletyper overholde endotelet var således ikke muligt.

    IVM er et meget nyttigt værktøj for vaskulære studier og i vivo observationer af celler direkte i Vaskulaturen, men virkningen af indsprøjtning farvestoffer ved hjælp af en kirurgisk indsatte kateter i den inflammatoriske forbindelse med hypertension er fortsat ukendt. At vurdere den potentielle virkning af kateter og acridin orange injektion vi benyttede sig af LysMCre+IRG+ mus. AngII infusion steg antallet af rullende LysM+ celler til endotelet. Indsættelse af et kateter i halsfedt forstærkes effekten og mere rullende og vedhængende leukocytter blev opdaget i AngII-infunderes mus instrumenteret med et kateter i forhold til mus uden kateter implantater. Dette indikerer at implantation af en carotis kateter årsager en systemisk inflammatorisk reaktion i forbindelse med sårheling, overlejringer med immun reaktion ses i hypertension18. Hertil kommer, på grund af nærheden af halsfedt halspulsåren kan en yderligere immun aktivering være opstået ved at påvirke halsfedt. Da denne effekt ikke var til stede, når injektioner blev foretaget direkte i halen vene, kan vi antage, at effekten skyldtes ikke at farvestoffet, men at proceduren for indsættelse af kateteret. Vi viste her betydningen af transgene reporter mus udtrykker fluorescerende proteiner for at ikke forstyrre i vivo processer under eksperimenter. Derudover kan hale vene injektion af fluorescerende sporstoffer være et muligt alternativ til jugularis kateter injektioner.

    Et kritisk trin i proceduren er AngII infusion. Hale manchet vurdering af blodtrykket kan foretages for at kontrollere effektiviteten af AngII levering af pumpen. Blodtrykket bør øge efter 2−3 dage infusion. For at begrænse inflammation, der kunne påvirke LysM+ celler aktivering, bør lukning af incisionen hvor pumpen er implanteret gøres med suturer i stedet for klip. Én begrænsning skal bemærkes om hale vene injektion: for at gøre den bedst mulige dataopsamling, 4 videoer normalt træffes for hver carotis. Hvis den fluorescerende signal falder, 50 µL acridin orange injiceres men med hale injection er det vanskeligere at gøre flere injektioner og holde carotiderne stabil under mikroskop mål. Varigheden af tilstedeværelsen af et kateter i halsfedt kan også modulere immunceller aktivering, da det påvirker koagulation aktivering i trombocyt-rich plasma fremstillet 4 h efter kateter implantation19. Dette aspekt af kateter implantation kræver yderligere undersøgelse.

    Endelig, selv om vi sætter pris på virkningen af jugularis kateter implantation på LysM+ celle aktivering efter AngII infusion, ikke kan vi fuldt skønne forberedelse, hud fjernelse og carotis isolation på en potentiel LysM+ -celle rolle aktivering. Vi konkludere, at brugen af fluorescens reporter mus som LysMCre+IRG+ mus anbefales at undgå forstyrrelser af fartøjets integritet under den animalske forberedelse til i vivo billeddannelse.

    Disclosures

    Forfatterne har intet at videregive

    Acknowledgements

    Dette arbejde blev støttet af det tyske ministerium for uddannelse og forskning (BMBF 01EO1003 og BMBF 01EO1503).

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Midazolam Ratiopharm GmbH Anesthesia mix
    Medetomidine Pfizer Deutschland GmbH Anesthesia mix
    Fentanyl Janssen-Cilag GmbH Anesthesia mix
    Alzane Zoetis Antisedan mix
    Flumazenil Hikma pharma Antisedan mix
    Braunol B Braun
    Octeniderm Schülke
    Osmotic pumps Alzet 1007D Osmotic pump implantation
    Angiotensin II Sigma-Aldrich Osmotic pump implantation
    7-0 prolene suture Ethicon Osmotic pump implantation
    Acridine orange Sigma-Aldrich
    Catheter Smiths Medical Deutschland GmbH Inside diameter, 0.28 mm; outer diameter, 0.61 mm
    Microscope Olympus BX51WI fluorescence microscope
    Beam Splitter Photometrics CMR-DV2-SYS - DualView2 MicroImager
    Objective Olympus UMPLFLN10X Water immersion objective with a monochromator
    Camera Hamamatsu Photonics ORCA-R2
    Image acquisition and analysis software Olympus Realtime Imaging System eXcellence RT
    Mice The Jackson Laboratory Jax 008705 B6.Cg-Tg(CAG-DsRed,-EGFP)5Gae/J
    Mice The Jackson Laboratory Jax 004781 LysM Cre (B6.129P2-Lyz2tm1(cre)Ifo/J )

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Lewington, S., et al. Age-specific relevance of usual blood pressure to vascular mortality: a meta-analysis of individual data for one million adults in 61 prospective studies. Lancet. 360, 1903-1913 (2002).
    2. Harrison, D. G. The mosaic theory revisited: common molecular mechanisms coordinating diverse organ and cellular events in hypertension. J Am Soc Hypertens. 7, 68-74 (2013).
    3. Guzik, T. J., et al. Role of the T cell in the genesis of angiotensin II induced hypertension and vascular dysfunction. J Exp Med. 204, 2449-2460 (2007).
    4. De Ciuceis, C., et al. Reduced vascular remodeling, endothelial dysfunction, and oxidative stress in resistance arteries of angiotensin II-infused macrophage colony-stimulating factor-deficient mice: evidence for a role in inflammation in angiotensin-induced vascular injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25, 2106-2113 (2005).
    5. Wenzel, P., et al. Lysozyme M-positive monocytes mediate angiotensin II-induced arterial hypertension and vascular dysfunction. Circulation. 124, 1370-1381 (2011).
    6. Kossmann, S., et al. Platelet-localized FXI promotes a vascular coagulation-inflammatory circuit in arterial hypertension. Sci Transl Med. 9, (2017).
    7. Rodriguez-Iturbe, B., Pons, H., Johnson, R. J. Role of the Immune System in Hypertension. Physiol Rev. 97, 1127-1164 (2017).
    8. Masedunskas, A., et al. Intravital microscopy: a practical guide on imaging intracellular structures in live animals. Bioarchitecture. 2, 143-157 (2012).
    9. Weigert, R., Sramkova, M., Parente, L., Amornphimoltham, P., Masedunskas, A. Intravital microscopy: a novel tool to study cell biology in living animals. Histochem Cell Biol. 133, 481-491 (2010).
    10. Wenzel, P., et al. Heme oxygenase-1 suppresses a pro-inflammatory phenotype in monocytes and determines endothelial function and arterial hypertension in mice and humans. Eur Heart J. 36, 3437-3446 (2015).
    11. Pawelski, H., Lang, D., Reuter, S. Interactions of monocytes and platelets: implication for life. Front Biosci (Schol Ed). 6, 75-91 (2014).
    12. Hinsbergh, V. W. Endothelium--role in regulation of coagulation and inflammation. Semin Immunopathol. 34, 93-106 (2012).
    13. Njock, M. S., et al. Endothelial cells suppress monocyte activation through secretion of extracellular vesicles containing antiinflammatory microRNAs. Blood. 125, 3202-3212 (2015).
    14. Colognato, R., et al. Differential expression and regulation of protease-activated receptors in human peripheral monocytes and monocyte-derived antigen-presenting cells. Blood. 102, 2645-2652 (2003).
    15. Schaffner, A., Rhyn, P., Schoedon, G., Schaer, D. J. Regulated expression of platelet factor 4 in human monocytes--role of PARs as a quantitatively important monocyte activation pathway. J Leukoc Biol. 78, 202-209 (2005).
    16. Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45, 593-605 (2007).
    17. Lu, H., et al. Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice. J Vis Exp. (2015).
    18. Koh, T. J., DiPietro, L. A. Inflammation and wound healing: the role of the macrophage. Expert Rev Mol Med. 13, e23 (2011).
    19. Dargaud, Y., et al. Proposal for standardized preanalytical and analytical conditions for measuring thrombin generation in hemophilia: communication from the SSC of the ISTH. J Thromb Haemost. (2017).

    Comments

    0 Comments


      Post a Question / Comment / Request

      You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

      Usage Statistics