Impression jet d’encre réactive et analyse de propulsion de micro-agitateurs automoteurs à base de soie

Chemistry
 

Summary

Ce protocole démontre la capacité d’utiliser l’impression jet d’encre réactive pour imprimer des micro-agitateurs biocompatibles et respectueux de l’environnement auto-motiles pour une utilisation dans les applications biomédicales et environnementales.

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Gregory, D. A., Kumar, P., Jimenez-Franco, A., Zhang, Y., Zhang, Y., Ebbens, S. J., Zhao, X. Reactive Inkjet Printing and Propulsion Analysis of Silk-based Self-propelled Micro-stirrers. J. Vis. Exp. (146), e59030, doi:10.3791/59030 (2019).

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Abstract

Dans cette étude, un protocole pour l’utilisation de l’impression jet d’encre réactive pour fabriquer des nageurs de soie propulsés enzymatiquement avec des formes bien définies est rapporté. Les dispositifs résultants sont un exemple d’objets automoteurs capables de générer des mouvements sans actionnement externe et d’avoir des applications potentielles en médecine et en sciences de l’environnement à diverses fins, allant de la micro-agitation, ciblée thérapeutique, à l’assainissement de l’eau (p. ex., nettoyage des déversements d’huile). Cette méthode utilise l’impression jet d’encre réactive pour générer des structures en soie solide à petite échelle bien définies en convertissant la fibroine de soie régénérée soluble dans l’eau (soie I) en fibroine de soie insoluble (soie II). Ces structures sont également dopées sélectivement dans des régions spécifiques avec l’enzyme catalase afin de produire le mouvement par la génération de bulle et le détachement. Le nombre de calques imprimés détermine la structure tridimensionnelle (3D) de l’appareil, et ici l’effet de ce paramètre sur les trajectoires propulsives est rapporté. Les résultats démontrent la capacité d’ajuster le mouvement en variant les dimensions des structures imprimées.

Introduction

Les micro-agitateurs automoteurs artificiels (spmss) emploient une variété de mécanismes de propulsion pour produire des mouvements, qui peuvent être classés comme étant soit la propulsion chimique1,2,3,4, 5 la plupart des , 6 ou une propulsion externe physique. Un mécanisme de propulsion chimique commun consiste à utiliser l’activité catalytique ou enzymatique pour générer des gradients produisant des mouvements ou générer des bulles qui donnent de l’élan à l’objet lorsqu’ils se détachent. Des études antérieures ont étudié plusieurs SPMSs catalytiques et chimiques, y compris des billes de polystyrène avec des nanoparticules de platine et du chrome adsorbé sur la surface1, or-platine bimétallique Janus nano-tiges2, magnésium Janus micro-agitateurs3, micro-agitateurs faits d’un noyau de magnésium et de la coquille de dioxyde de titane avec des nanoparticules d’or incorporées4, et des micro-roquettes de Fibroine de soie Janus avec la catalase incorporée dans l’échafaudage5. Les mécanismes de propulsion physique comprennent les systèmes de propulsion magnétiques7,8, optiques9et à ultrasons10 , tous contrôlés par une source physique externe. Selon l’application prévue, la taille du SPMS peut aller de quelques nanomètres à plusieurs centaines de micromètres. Des exemples d’applications potentielles de ces SPMS susmentionnés et autres sont le diagnostic médical des maladies avec des dispositifs de laboratoire sur une puce11, le chargement et la livraison ciblée in vivo de thérapeutique12, assainissement environnemental3 (p. ex., les déversements d’huile de nettoyage) et la dégradation photocatalytique des agents de guerre chimiques et biologiques, tels que Bacillus anthracis et agents neurotoxiques4. Dépendant de l’application cible, il est donc souhaitable de pouvoir produire des SPMSs qui subissent des trajectoires spécifiques telles que de longues trajectoires linéaires pour les défis de transport ou les trajectoires rotationnelles pour les applications de micro-mélange. L’accent est mis ici sur le mouvement de rotation pour l’agitation des applications.

Il n’existe pas de méthode unique pour fabriquer des SPMSs, mais pour des applications médicales et environnementales, il est essentiel d’utiliser un matériau biocompatible, biodégradable, respectueux de l’environnement, facilement disponible, bon marché et permettant la fabrication facile de SPMSs complexes sans nécessiter d’équipement sophistiqué. La fibroine de soie régénérée (RSF) est l’un de ces matériaux qui remplit tous ces paramètres ainsi que d’être également approuvé par la Food and Drug Administration (FDA).

La soie est un terme générique utilisé pour plusieurs protéines fibreuses naturellement présentes, dont la plus communément connue est celle faite par les larves de la teigne de soie, Bombyx mori, avant sa pupaison. Ces cocons sont faits de fibroine, une protéine fibreuse, collée avec une autre protéine appelée séricine. On a trouvé que la fibroine de soie (SF) a d’excellentes propriétés mécaniques, la biocompatibilité et la biodégradabilité13, ce qui en fait un choix idéal pour la fabrication de spmss. SF existe en trois formes polymorphes, à savoir la soie I, II, et III. Silk I est une forme métactique soluble dans l’eau contenant principalement des hélixes et des bobines aléatoires; la soie II est une forme insoluble dans l’eau contenant principalement des feuilles β antiparallèles de soie cristallisée; et la soie III est une structure hélicoïdale à trois volets polyglycine II qui existe à l’interface eau-air de la solution de soie. Semblable à d’autres protéines fibreuses, SF a des unités répétées de séquences d’acides aminés. La SF naturelle d’un cocon se compose de trois domaines principaux de l’hexapeptide de ces unités répétitives (GAGAGX), tandis que X peut être A, S ou Y. Grâce à la liaison hydrogène, les motifs (GA) n provenant de structures de feuilles β antiparallèles s’empilent davantage dans les forces de van der Waals et forment des nano cristallisations hydrophobes14,15.

La biocompatibilité peut être améliorée en cherchant à propulser la propulsion à l’aide d’enzymes naturelles pour générer un gradient de concentration ou des bulles de gaz dans un milieu liquide (combustible). Par conséquent, dans cette étude, l’enzyme catalase est utilisée comme «moteur» pour générer la propulsion avec le peroxyde d’hydrogène utilisé comme milieu de combustible aqueux. La catalase est une enzyme retrouvée dans presque tous les organismes vivants. Il catalyse la décomposition du peroxyde d’hydrogène (H2O2) en eau et en oxygène16. La libération de bulles d’oxygène provenant des sites enzymatiques des SPMS génère une force sur l’objet qui l’oblige à subir une propulsion dans la direction opposée de la bulle5 (figure 1).

Dans un SPMS catalytiquement entraîné, un positionnement différent du site catalytique entraîne un comportement et des trajectoires de propulsion différents1. Dans la poursuite de la production de micro-agitateurs efficaces, il est donc nécessaire de fabriquer des agitateurs avec des formes géométriques bien définies et des positions de moteur et de comparer les différentes puissances du moteur. Ici, pour faciliter ces investigations, on décrit comment les SPMSs de fibroine de soie régénérée sont fabriquées à l’échelle millimétrique en utilisant la technologie d’impression jet d’encre réactive (RIJ). L’impression jet d’encre est une méthode sans contact pour le dépôt de matériaux. Cela rend la fabrication de petites structures complexes avec une grande précision dans la génération de différentes formes simples. RIJ se déroule lorsque deux ou plusieurs matériaux réagissant différents sont déposés et réagissent sur le substrat pour produire le produit désiré. Par conséquent, les SPMSs imprimés avec un site d’agitateur catalytique hors centre donnent l’asymétrie d’objet qui se traduit par un mouvement de rotation. Cette approche facilite également la fabrication de micro-agitateurs dans une variété de formes et de configurations de conception définies par la conception assistée par ordinateur (CAD), permettant ainsi une contrôlabilité plus facile et plus précise sur le mouvement désiré lors de la pratique Applications. Enfin, la capacité des appareils d’impression à épaisseur variable qui présentent des propriétés de propulsion différentes est démontrée.

Cette étude fournit un plan pour la fabrication de SPMS avec RSF à l’échelle micrométrique à millimétrique. L’utilisation de la technologie RIJ pour la fabrication de micro-agitateurs RSF ouvre la porte à la production très polyvalente de micro-agitateurs à partir de matériaux tels que les échafaudages ou les hydrogels produits in situ, qui ne sont pas autrement en mesure d’être déposés ou fabriqués par d’autres moyens comme l’évaporation. Après une nouvelle fonctionnalisation appropriée (p. ex. enzymes), ces SPMS peuvent convenir à la remédiation environnementale3, comme le nettoyage des toxines biologiques, des polluants organiques et des agents de guerre chimiques et biologiques4.

Protocol

Attention: Veuillez consulter les fiches techniques pertinentes de sécurité avant d’utiliser du peroxyde d’hydrogène, du carbonate de sodium, de l’éthanol, du chlorure de calcium et du méthanol. Assurez-vous de porter tous les équipements de protection individuelle appropriés, y compris les contrôles techniques, tout en manipulant les produits chimiques utilisés dans ce protocole.

1. extraction de fibroine

  1. Coupez 5 g de cocons de soie nettoyés dans ~ 1 cm2 petits morceaux à l’aide de ciseaux.
  2. Faire bouillir 2 l d’eau désionisée (DI) dans un bécher de 2 L sur une plaque chauffante magnétique sous une hotte d’aspiration.
  3. Ajouter 4,24 g de carbonate de sodium graduellement et lentement dans l’eau bouillante pour éviter de faire bouillir et laisser se dissoudre à l’aide d’une barre de remuez magnétique.
  4. Attendre que la solution commence à bouillir à nouveau et ajouter les morceaux coupés de cocons dans la solution. Assurez-vous que toute la soie est immergée dans la solution et maintenez la solution bouillante sous agitation constante pendant 90 min. Couvrez le bécher légèrement avec une feuille d’aluminium et rechargez-le avec de l’eau DI préchauffée régulièrement pour reconstituer la perte d’eau due à l’évaporation.

2. séchage des fibroses

  1. Retirer les fibres de fibroine extraites de la solution de carbonate de sodium avec une tige de verre ou une spatule et laver 3x avec 1 L d’eau DI préchauffée pour chaque lavage, diminuant graduellement la température pour chaque étape de lavage (environ 60 ° c, 40 ° c, et la température ambiante, 25 ° C).
  2. Étaler les fibres de fibroine sur un plat de cristallisation en verre borosilicaté de 750 mL et la placer dans un four de séchage à 60 ° c sous pression atmosphérique et laisser sécher pendant la nuit. Une fois séché, rangez la fibroine dans un récipient fermé à température ambiante.

3. dissolution de fibroine

  1. Préparer une solution ternaire (réactif d’Ajisawa) contenant 4,8 g d’eau DI, 3,7 g d’éthanol et 3,1 g de chlorure de calcium17.
  2. Placer un flacon à fond rond à deux cols (100 mL) dans un bain d’eau, en remplissant un plat de cristallisation en verre borosilicaté de 750 mL avec 600 mL d’eau DI, sur une plaque chauffante magnétique. Placer la solution ternaire à l’intérieur du flacon.
  3. Placez un thermomètre dans l’un des cous pour surveiller la température de la solution avec précision. Recouvrir l’autre manche d’une feuille d’aluminium pour éviter le dessèchement de la solution due à l’évaporation (ou utiliser un condenseur à reflux refroidi à l’eau). Chauffer la solution à 80 ° c.
    Remarque: Assurez-vous que l’ampoule du thermomètre est à l’intérieur de la solution.
  4. Lorsque la température de la solution est stable à 80 ° c, retirer la feuille d’aluminium et ajouter 1 g de fibroine séchée à la solution. Ajouter une petite barre de remuage magnétique pour s’assurer que la solution est bien mélangée tout au long du processus de dissolution. Recouvrir de nouveau le deuxième col avec une feuille d’aluminium pour minimiser l’évaporation, mais garder le système ouvert. Laisser dissoudre pour 90 min.

4. dialyse de la solution de fibroine

  1. Après 90 min de dissolution, laisser la solution de fibroine pendant 10 min pour refroidir à température ambiante.
  2. Prendre un tube de dialyse de 1 15 cm de long (poids moléculaire coupé 12000 − 14000 kDa) et nouer un nœud dans l’une des deux extrémités. Lavez-le pendant quelques minutes avec l’eau de DI courante du robinet.
  3. Ouvrez l’autre extrémité et versez la solution de fibroïne à l’intérieur. À l’aide d’une pince métallique, fermez l’autre extrémité du tube de dialyse en veillant à ce que le tube soit fermé aussi fermement que possible. Fixez l’une des extrémités du tube de dialyse à l’aide d’un bouchon à vis dans un flacon en plastique vide de 30 mL pour permettre au tube de dialyse de flotter dans l’eau.
  4. Remplissez un bécher de 2 L avec 2 L d’eau DI et placez le tube de dialyse à l’intérieur. Changez l’eau à intervalles réguliers. Vérifiez la conductivité de l’eau chaque fois qu’elle est changée pour suivre le processus de dialyse. L’étape de dialyse se termine une fois que la conductivité de l’eau est inférieure à 10 μS/cm.
    Remarque: ce processus prend habituellement environ 24 − 36 h avec 5 changements d’eau.
  5. Une fois la dialyse terminée, coupez une extrémité du tube de dialyse avec des ciseaux et versez la solution dans une série de tubes de 1,5 mL. Ensuite, Centrifugez pendant 5 min à 16 000 x g pour éliminer les particules à l’intérieur de la solution de fibroine. Prélever le surnageant dans un flacon plastique de 30 mL et le ranger à 4 ° c.

5. détermination de la concentration de la solution RSF

  1. Peser une lame de verre propre (W1). Ajouter 200 μL de solution de soie (V1).
  2. Laisser la lame de verre dans un four à 60 ° c pendant 2 h.
  3. Peser de nouveau la glissière en verre (W2).
  4. Calculez la concentration de la solution de soie (w/v) à l’aide de la formule suivante:
    Equation 1

6. préparation des encres pour l’impression

  1. Préparer l’encre A (volume final 1,5 mL) en mélangeant la solution de fibroine (40 mg/mL), le polyéthylène glycol 400 (PEG400; 14 mg/ml) et l’eau désionisée pour l’impression du corps principal des spmss.
  2. Pour l’impression du moteur catalytique des SPMSs, mélanger la fibroine (40 mg/mL), PEG400 (12 mg/ml), catalase (6 mg/ml avec une activité catalytique de > 20000 unités/mg) et de l’eau désionisée pour faire 1,5 ml d’encre B.
  3. Préparer 1,5 mL d’encre C en dissolvant le bleu brillant de Coomassie (0,05 mg/mL) dans le méthanol.
    Remarque: le méthanol est utilisé pour convertir les bobines aléatoires de fibroine en feuilles bêta rigides en imprimant de l’encre C sur le dessus de l’encre A ou de l’encre B. Coomassie bleu brillant est utilisé pour fournir une couleur contrastée de SPMSs pour aider le suivi automatique des SPMSs pendant la propulsion.

7. impression 3D jet d’encre réactive

Remarque: l’imprimante à jet d’encre utilisée dans ces expériences est basée sur des dispositifs de projection piézo-électriques avec buses en verre. Il existe plusieurs imprimantes jet d’encre disponibles dans le commerce pour la recherche qui peuvent dupliquer ces fonctions.

  1. Utiliser des dispositifs de jet avec un diamètre de buse de 80 μm pour imprimer les encres sur un substrat de silicium placé sur la scène à une distance de travail entre la buse et le substrat si-Wafer d’environ 5 mm. Les formes géométriques des SPMSs sont définies numériquement sous la forme d’une série de points de coordonnées X-Y dans un fichier de feuille de calcul.
    Remarque: l’imprimante lit les coordonnées en série et exécute l’imprimante en conséquence. Chaque point de coordonnées fait le jet d’imprimante une fois par le dispositif de jet. Des fichiers de feuille de calcul distincts sont créés pour les encres A et B (voir fichiers supplémentaires [SPMS main body. xlsx et SPMS Engine. xlsx]).
  2. Chargez les trois encres (A, B et C) dans trois réservoirs (1,5 ml chacun), puis ajustez la contre-pression à l’aide de la soupape de contre-pression pour chaque canal individuel afin de s’assurer que l’encre ne coule pas des dispositifs de jet.
    Remarque: trois dispositifs de jet sur des canaux indépendants sont nécessaires.
  3. Ajustez les paramètres de jet (temps de montée 1, temps de repos, temps de chute, temps d’éco, temps de montée 2, tension de ralenti, tension d’arrêt, tension d’écho) pour chaque canal pour s’assurer que chaque encre donne une bonne formation stable de gouttelettes (figure 2).
    Remarque: ces paramètres sont des dispositifs de jet et d’encre dépendants et devront être ajustés en conséquence.
  4. Imprimez l’encre de fibroine de soie couche par couche alternant avec le méthanol sur les substrats polis de si-Wafer purs: étape 1, impression de l’encre A (corps principal); étape 2: impression de l’encre C (encre de durcissement); étape 3: impression de l’encre B (encre catalytique pour les sites du moteur); étape 4: impression de l’encre C (encre de durcissement); étape 5: répéter les étapes 1-4 pour les couches souhaitées (p. ex., 100).
    Remarque: deux exemples de modèles pour les 4 étapes sont inclus dans les fichiers supplémentaires; Le corps principal de SPMS. xlsx est utilisé pour l’étape 1 et l’étape 2, et le moteur de SPMS. xlsx est utilisé pour l’étape 3 et l’étape 4.
  5. Imprimez deux lots de spmss fibroïne avec 200 couches et 100 épaisseurs de couches, respectivement.
    Remarque: le moteur de la catalase est situé sur le côté d’une extrémité de chaque agitateur. Ainsi, les agitateurs ont un moteur catalytique (voir figure 1 région rouge).
  6. Pour retirer les échantillons des wafers si, immerger les échantillons dans de l’eau DI et agiter doucement jusqu’à ce que le détachement se produise.

8. acquisition/suivi des données et analyse de trajectoire des agitateurs automoteurs

  1. Nettoyez une boîte de Petri en verre (9 cm de diamètre) avec de l’eau DI en veillant à ce que la surface soit exempte de poussière.
  2. Une fois propre et sec, ajouter 10 mL de pré-filtré (0,45 μm) 5% p/v H2O2 dans la boîte de Petri et laisser s’installer. Illuminez le fond de la boîte de Petri avec une source lumineuse à diode électroluminescente blanche fraîche (LED) et utilisez un appareil photo à grande vitesse avec objectif macro zoom pour capturer le mouvement d’en haut. Enregistrez les vidéos sous forme de fichiers. avi.
    Remarque: Voir le tableau des matériaux pour plus de détails sur l’équipement utilisé.
  3. Lavez les agitateurs de soie imprimés pendant 10 min en les immergeant dans de l’eau DI pour enlever tout PEG400non relié. Prendre avec précaution un agitateur lavé avec la pointe d’une aiguille de seringue stérile et le placer au centre de la boîte de Petri. Lorsque l’agitateur lavé touche le carburant H2O2 , des bulles commencent à se former autour du moteur et le mouvement circulaire de l’agitateur est observé. Lorsque le système apparaît stable (généralement 10 − 30 s plus tard), appuyez sur Enregistrer dans le logiciel d’enregistrement pour commencer à capturer la vidéo.
  4. Effectuer le suivi des micro-agitateurs sur une trame par trame, en traquant chaque extrémité des agitateurs comme indiqué par les points A et B de la figure 3.
    Remarque: Ceci peut être fait manuellement ou à l’aide du logiciel de suivi.
  5. À partir des données de suivi obtenues, calculez la vitesse instantanée entre deux trames consécutives (p. ex. 1 et 2) en utilisant l’équation ci-dessous et en moyenne les vitesses résultantes de l’ensemble de la séquence pour obtenir la vélocité instantanée moyenne.
  6. En outre, calculez l’angle d’orientation φ. Utilisez ensuite le taux de variation de φ pour déterminer la vitesse de rotation (figure 3).
    Equation 2
    Remarque: lors du calcul des vélocités instantanées à partir des données d’image suivies, il est important que l’image initiale d’un objet avec des dimensions connues soit prise pour pouvoir calculer les valeurs de pixel à micromètre correctes. Ces valeurs dépendront de la caméra, de l’objectif et de la distance utilisés. Selon le type de particule imprimée, choisissez différents points de suivi pour le calcul de la vélocité. Par exemple, ici les points de suivi A, B et C (Centre de masse) sont tous utilisés pour déterminer les vitesses instantanées (figure 3).

9. caractérisation des SPEM par SEM

  1. Retirer les SPMSs inutilisés et usagés de la plaquette si ou de la solution en vrac et les transférer sur des tampons adhésifs en carbone de 10 mm de large montés sur des talons en microscopie électronique à balayage (SEM) en aluminium. Sécher les échantillons dans un four de séchage pendant 10 min à 60 ° c.
  2. Chargez les talons de l’échantillon sur l’étape du Coater du pulvérisation. Couche de Sputter (plasma d’argon à 0,05 Torr) 50 – 100 nm d’or sur les échantillons, assurant une couverture homogène de la surface dorée de l’échantillon.
  3. Retirer les échantillons du Coater et de l’image de la spatule dans un SEM sous vide à 5,0 kV.
    Remarque: des tensions d’accélération très élevées peuvent brûler la soie et donner lieu à de fausses caractéristiques.

Representative Results

Après ébullition de la soie, on s’attend à ce que les fibres séchées sont autour d’un tiers plus léger qu’avant, indiquant l’enlèvement réussi de la séricine. Lors de la dissolution de la soie dans le réactif d’Ajisawa, les fibres doivent être complètement dissoutes, et un liquide visqueux jaune doit être récupéré. Après dialyse, la solution de soie doit être moins visqueuse, mais toujours montrer une couleur légèrement jaune. Si la soie est transformée en gel, cela indique que la dissolution n’a pas été effectuée avec succès.

Les gouttelettes stables formées à partir des dispositifs de jet permettront la définition plus élevée des échantillons imprimés. La figure 2 montre un exemple d’une goutte unique stable pour donner de bons résultats d’impression tels que les agitateurs de soie imprimés illustrés à la figure 4. Il est normal, selon la façon dont l’encre est visqueuse, que la propagation se produit sur le substrat.

Selon les imprimantes à jet d’encre utilisées et la taille des gouttelettes, la distance entre chaque gouttelette imprimée doit être ajustée de telle sorte qu’elles se chevauchent pour générer des lignes connectées. Si les gouttelettes sont trop éloignées, la structure imprimée se rompent. En plus de cela, si pas assez de couches sont imprimées, il y a une chance de briser les micro-agitateurs lorsqu’ils sont placés dans une solution de carburant. Une fois que les agitateurs ont été retirés du substrat et lavés, les placer dans la solution de combustible de peroxyde d’hydrogène devrait provoquer instantanément des bulles se forment. Le taux de réussite d’une bonne libération de bulles dépend fortement de l’activité enzymatique; Si l’activité enzymatique est faible, moins de bulles se formeront entraînant ainsi des résultats de propulsion médiocre. La figure 5 montre comment la morphologie superficielle des agitateurs est altérée en raison de la libération des bulles des structures internes générant de petits pores. Un micro-agitateur réussi ressembla à ceux qui peuvent être vus dans la figure 6 et les deux vidéos supplémentaires S1 et S2 respectivement.

La figure 6 montre des cadres vidéo fixes de deux micro-agitateurs représentatifs, 100 (figure 6a) et 200 (figure 6B) dans 5% de carburant H2O2 . Les lignes rouge et verte indiquent les trajectoires suivies (voir vidéos supplémentaires S1 et S2). La vitesse de rotation peut être déterminée par le taux de changement d’orientation (ɸ, figure 3) comme illustré à la figure 7. La comparaison des micro-agitateurs dopés à la catalase de la couche 100 et de la couche 200 montre une augmentation distinctive de la vitesse de rotation de ~ 0,6 fois de 60 ± 6 tr/min à 100 ± 10 tr/min (figure 7).

Figure 1
Figure 1: illustration schématique de la décomposition catalytique du peroxyde d’hydrogène dans l’eau et l’oxygène par la catalase incorporée dans l’échafaudage de l’agitateur à des endroits souhaités (indiqués en rouge). Les bulles d’oxygène du produit fournissent la propulsion nécessaire pour déplacer l’agitateur. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2: les images temporelles de la formation de gouttelettes de RSF à partir d’un dispositif de largage (diamètre de buse 80 μm). Les chiffres en dessous des images représentent le temps écoulé, en microsecondes (μs), depuis l’initiation du jet de la gouttelette d’encre de soie. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3: représentation schématique du suivi des particules sur deux trames consécutives. A et B indiquent les points de suivi et C indique le centre de masse. φ indique l’angle d’orientation. La direction de la trajectoire SPMS est indiquée par la flèche noire incurvée. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4
Figure 4: Micrographe léger d’un micro-agitateur imprimé fraîchement RIJ (100 couches) avant le lavage. La boîte rouge désigne la région dopée par la catalase (région du moteur). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5
Figure 5: images SEM du corps principal et de la partie moteur de la catalase d’un SPMS après que les pores sont formés en raison de la libération de bulles. Les pores peuvent être clairement vus sur la surface du moteur dans les images SEM des SPMS provenant de la libération de la bulle d’oxygène. (A) micro-agitateurs de soie avant exposition à une solution de carburant de 5% w/v H2O2 . (B) SPMS de soie après exposition à 5% w/v H2O2 solution de combustible. Les images sur la droite sont des agrandissements des régions rouges. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 6
Figure 6: cadres vidéo de deux micro-agitateurs dans une solution de carburant de 5% montrant la trajectoire dans le temps. A) micro-agitateurs à couche 100. B) micro-agitateurs à couche 200. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 7
Figure 7: Comparaison de l’angle d’orientation (φ) pour les micro-agitateurs à couche 100 (60 ± 6 tr/min) et 200 couches (100 ± 10 tr/min). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Vidéo supplémentaire S1: micro-agitateur auto-motile représentatif 100-Layer en 5% p/v H 2 les deux O 2 les deux en cours de propulsion. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Vidéo supplémentaire S2: micro-agitateur auto-motile représentatif 200-Layer en 5% p/v H 2 les deux O 2 les deux en cours de propulsion. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Une caractéristique clé des SPMSs produites dans ce protocole est la capacité de concevoir rapidement et facilement différentes formes et structures par l’intermédiaire de RIJ de la soie dopé avec des enzymes telles que la catalase et réalisent le mouvement chimiquement entraîné par la propulsion de bulle5. Ceci ainsi que la biocompatibilité élevée18 de ces agitateurs les rend hautement désirables pour les applications futures pour les deux défis d’assainissement de l’eau ainsi que pour les applications Lab-on-a-Chip pour les dispositifs de diagnostic médical.

Ici, la capacité de propulsion est démontrée en utilisant une conception de ligne simple avec une partie du moteur imprimée sur le côté de celui-ci comme illustré à la figure 1. Les points rouges représentent les pièces de moteur catalytiquement actives de la catalase dopées et les points bleus représentent les parties inactives. Pour pouvoir générer des formes 3D via RIJ, il est nécessaire d’imprimer plusieurs calques afin de générer une hauteur z-axes. Ici, les nombres de couches déposées sur une plaquette si étaient 100 et 200. En variant le nombre de couches, une différence dans la vitesse de propulsion/rotation comparable au dépôt du double de la quantité de matière peut être trouvée. Afin d’avoir des structures bien définies lors de l’impression jet d’encre, il est important que les paramètres de jet corrects soient sélectionnés afin d’obtenir une gouttelette bien définie comme illustré à la figure 2. Ces paramètres varient en fonction de l’encre utilisée et des dispositifs de jet. Si l’encre ne produit pas de gouttelettes stables, l’encre n’est probablement plus adaptée à l’impression et commence probablement à se transformer en gel. Il est important de noter que la limite de résolution dépend fortement de la taille de la buse utilisée, et les buses plus petites permettent une résolution plus élevée et de plus petites structures/particules en cours d’impression.

Un exemple d’agitateur en soie imprimé RIJ est illustré à la figure 4, où la partie moteur de la catalase dopée (comme indiqué par la région marquée rouge) peut être vue attachée sur le côté du corps principal (voir également le schéma de la figure 1 pour plus de détails). L’échafaudage en soie imprimé est un matériau qui permet à la solution de carburant de se répandre dans toute la structure 3D, et donc des bulles d’oxygène se forment lors de la décomposition du peroxyde d’hydrogène via la catalase. Les bulles d’oxygène libérées génèrent des pores à l’échelle du micron dans la structure de l’échafaudage de soie, comme on peut le voir en comparant les micrographies de SEM avant l’exposition au combustible H2o2 (figure 5A) et après l’exposition h2o2 ( Figure 5B). Afin de s’assurer que le mouvement est dû à la décomposition de H2O2 combustible, mais pas de tension de surface entraînée par la libération de PEG400, il est important que les agitateurs sont initialement immergés dans l’eau pendant une période d’au moins 10 min et testé dans di l’eau pour le mouvement de tension de surface avant la propulsion dans la solution de combustible.

L’utilisation de PEG400 permet une meilleure libération des bulles de la surface de soie19 comme expliqué précédemment par Gregory et al.5 mais peut aussi donner lieu à une propulsion par traction superficielle, qui peut être souhaitable en fonction de l’application comme précédemment décrite20. Ce deuxième mécanisme donne également la possibilité de produire des SPMS avec deux mécanismes qui sont dépendants du temps et peuvent être avantageux pour certaines applications qui, par exemple, s’attendent à une agitation vigoureuse initiale au début suivie d’un ralentissement continu en remuant pendant de longues périodes de temps20.

En conclusion, en utilisant RIJ pour produire des dispositifs autonomes automoteurs, une vaste gamme de formes et de tailles peut être facilement conçu et imprimé. La soie comme matériau de base pour les dispositifs donne l’occasion d’encapsuler facilement des enzymes et d’autres portions dans les structures donnant la possibilité d’ajouter des fonctions à ces dispositifs.

Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Les auteurs aimeraient reconnaître le soutien de l’EPSRC via l’impression jet d’encre réactive de X. Zhao des prix des matériaux de soie (EP/N007174/1 et EP/N023579/1), la bourse d’accélération de carrière S. J. Ebbens et la bourse d’impact des technologies de la santé (EP/J002402/ 1 et EP/N033736/1). Les auteurs remercient également le Dr. Qingyou Xia du laboratoire d’État clé de biologie du génome du ver à soie, Université Southwest, Chine pour la fourniture de cocons de soie.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sodium Carbonate Alfa Aesar 11552 anhydrous, 99.5%, granular
Calcium Chloride Fluka Analytical C1016 anhydrous, >93%, granular
Ethanol Fisher Scientific 10542382 HPLC grade
PEG-400 Aldrich Chemistry 202398 average Mn 400, tetramer mol wt ~250 kDa 
Catalase Sigma Life Science E3289 >20K units
Methanol Acros Organics 268280025 HPLC grade
Hydrogen Peroxide Sigma Aldrich 31642 30% (w/w)
Silk Southwest University, China NA Raw Cleaned Silk Cocoons, Bombox Mori
Dialysis Tubes Sigma Aldrich D9777 Cellulose, avg, flat width 25 mm, Typical molecular weight cut-off = 14000
Fisherbrand Hoffman Clips  Fisher Scientific 12744396 Clips used to close the ends of the dialysis tubes
Si-Wafer Sigma Aldrich 647535 Used as printing substrate
Balance OHAUS Pioneer  PA214C  Analytical Balance
Conductivity meter Mettler Toledo FG3 Mettler Toledo FiveGo Portable conductivity meter
Centrifuge Thermo Scientific 10355052 Heraeus Biofuge fresco sold by Thermo Scientific
Hotplate Stuart US152 Stuart US152 Magnetic Stirrer
Camera PixeLink PL-D732CU-T High Speed Colour Camera
Lens Navitar Navitar 1-60135 Macro Zoom Lens
Jetting Devices Microfab Technologies Inc. MJ-AT-01-40-8MX 80um nozzle diameter Jetting device
MJ-AT-01-80-8MX 80um nozzle diameter Jetting device
Lightpad AGPTEK UN-HL0245-EUUN Light for the swimming experiment
Pipettors Eppendorf 3123000063 single-channel, variable,  100 – 1,000 µL, blue
3123000055 single-channel, variable, 20 – 200 µL, yellow
Microscope Nikon LV100ND Manual, upright microscope
SEM Fei F50 Used for Scanning electron micrographs

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References

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