إنشاء نماذج Xenograft المستمدة من سرطان المعدة وخطوط الخلايا الأولية

* These authors contributed equally
Cancer Research

Your institution must subscribe to JoVE's Cancer Research section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

يصف البروتوكول الحالي طرق إنشاء نماذج xenograft (PDX) المستمدة من المريض وخطوط الخلايا السرطانية الأولية من عينات سرطان المعدة الجراحية. وتوفر هذه الأساليب أداة مفيدة لتطوير المخدرات وبحوث بيولوجيا السرطان.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Lu, J. h., Wang, Y., Meng, Q., Zeng, Z. l. Establishment of Gastric Cancer Patient-derived Xenograft Models and Primary Cell Lines. J. Vis. Exp. (149), e59871, doi:10.3791/59871 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

استخدام نماذج ما قبل السريرية لتعزيز فهمنا لبيولوجيا الورم والتحقيق في فعالية العوامل العلاجية هو المفتاح لبحوث السرطان. على الرغم من أن هناك العديد من خطوط خلايا سرطان المعدة الراسخة والعديد من نماذج الماوس المعدلة وراثيا التقليدية للبحوث ما قبل السريرية، ومساوئ هذه في المختبر وفي نماذج الجسم الحي الحد من تطبيقاتها. لأن خصائص هذه النماذج قد تغيرت في الثقافة، فإنها لم تعد نموذج عدم تجانس الورم، واستجاباتها لم تكن قادرة على التنبؤ الاستجابات في البشر. وهكذا، يتم تطوير نماذج بديلة تمثل بشكل أفضل عدم تجانس الورم. تحافظ نماذج xenograft المستمدة من المريض (PDX) على المظهر الهيستولوجي للخلايا السرطانية، وتحافظ على عدم تجانس الورم، وتعكس بشكل أفضل المكونات البشرية ذات الصلة للبيئة الدقيقة للورم. ومع ذلك، عادة ما يستغرق 4-8 أشهر لتطوير نموذج PDX، وهو أطول من البقاء على قيد الحياة المتوقع من العديد من مرضى المعدة. ولهذا السبب، قد يكون إنشاء خطوط الخلايا السرطانية الأولية طريقة تكميلية فعالة لدراسات الاستجابة للأدوية. يصف البروتوكول الحالي طرق إنشاء نماذج PDX وخطوط الخلايا السرطانية الأولية من عينات سرطان المعدة الجراحية. وتوفر هذه الأساليب أداة مفيدة لتطوير المخدرات وبحوث بيولوجيا السرطان.

Introduction

سرطان المعدة هو خامس أكثر أنواع السرطان شيوعًا في جميع أنحاء العالم وثالث سبب رئيسي للوفاة بالسرطان. في عام 2018، تم تشخيص أكثر من 1,000,000 حالة جديدة من سرطان المعدة على الصعيد العالمي، وقتل ما يقدر بـ 783,000 شخص بسبب هذا المرض1. لا يزال معدل الإصابة بسرطان المعدة والوفيات مرتفعة جداً في بلدان شمال شرق آسيا2و3. على الرغم من التقدم الكبير في مجال علاج السرطان، لا يزال تشخيص المرضى الذين يعانون من سرطان المعدة المتقدم ضعيفا، مع معدل البقاء على قيد الحياة لمدة خمس سنوات من حوالي 25٪4،5،6، . وبالتالي، هناك حاجة ملحة لتطوير استراتيجيات علاجية جديدة لسرطان المعدة

علاج سرطان المعدة هو التحدي بسبب عدم تجانسه عالية8،9. وهكذا، فإن مسألة كيفية التصدي لتحديات عدم تجانس الورم لتحقيق الطب الدقيق أمر أساسي لبحوث السرطان. في المختبر وفي نماذج الجسم الحي تلعب أدوارا حاسمة في توضيح الآليات غير المتجانسة وبيولوجيا سرطان المعدة. ومع ذلك، على الرغم من أن هناك العديد من خطوط خلايا سرطان المعدة والعديد من نماذج الماوس المعدلة وراثيا التقليدية للبحوث ما قبل السريرية، ومساوئ هذه النماذج تحد من تطبيقاتها10. لأن خصائص هذه النماذج قد تغيرت في الثقافة، فإنها لم تعد نموذج عدم تجانس الورم، واستجاباتها لم تكن قادرة على التنبؤ الاستجابات في البشر11. هذه القضايا تحد بشدة من إمكانية تحديد المجموعات الفرعية من مرضى السرطان التي سوف تستجيب للأدوية المستهدفة. الثقافة على المدى القصير من الأورام الأولية يوفر وسيلة سريعة نسبيا وشخصية للتحقيق في الخصائص الدوائية المضادة للسرطان، والتي من المرجح أن تكون السمة المميزة لعلاج السرطان شخصية.

ويفضل xenografts المستمدة من المريض (PDXs) كنموذج بديل قبل السريرية لالتنميط استجابة المخدرات12. وبالإضافة إلى ذلك، نماذج PDX تقدم أداة قوية لدراسة بدء وتطور السرطان13،14. نماذج PDX الحفاظ على المظهر الهيستلوجي للخلايا السرطانية، والاحتفاظ بالتباين داخل الورم، وتعكس بشكل أفضل المكونات البشرية ذات الصلة من الورم microenvironment15،16. ومع ذلك، فإن الحد من نماذج PDX المستخدمة على نطاق واسع هو معدل نجاح منخفض لإنشاء ونشر الأورام الصلبة البشرية بشكل تسلسلي. في هذه الدراسة، يتم وصف أساليب ناجحة بشكل لائق لإنشاء نماذج PDX وخطوط الخلايا الأساسية.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تمت الموافقة على هذه الدراسة البشرية من قبل مجلس مراجعة الأخلاقيات المؤسسية في مركز السرطان جامعة صن يات سين (SYSUCC، قوانغتشو، الصين). تمت الموافقة على الدراسة الحيوانية من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها في جامعة صن يات سين. ملاحظة: أجريت جميع التجارب وفقاً للقوانين والمبادئ التوجيهية المؤسسية ذات الصلة، بما في ذلك المبادئ التوجيهية للحماية من التعرض المهني ضد مسببات الأمراض المنقولة بالدم.

1. إعداد عينة

  1. الحصول على أنسجة سرطان المعدة (P0 = مرور 0) مباشرة من العملية. يجب أن تكون عينة الورم أكبرمن 0.5 سم 3.
  2. إعداد 3-4 مل من محلول الأسهم: على سبيل المثال، RPMI-1640 المتوسطة (1X) تستكمل مع 10٪ مصل البقر الجنيني (FBS)، 100 U / مل البنسلين و 0.1 ملغ / مل ستربيتماسين.
  3. وضع عينة الورم الطازجة في الأوراق المالية الحل في 4 درجة مئوية لمدة لا تزيد عن 4 ساعات.

2. إنشاء نموذج PDX (الشكل 1)

  1. لضمان وجود منطقة جراحية معقمة، قم بتطهير جميع المواد بالأشعة فوق البنفسجية لأكثر من 30 دقيقة قبل نقلها إلى المختبر الحيواني.
    ملاحظة: غرفة العمليات تحتاج إلى تطهيرها مع الأشعة فوق البنفسجية لمدة 30 دقيقة، قبل أن ننظف المكتب مع ثنائي كلورو حمض الإيزوسيانوريك حمض الصوديوم suppositoria مطهر. ثم يستخدم البوفيدون اليود لتطهير الجلد.
  2. باستخدام الملقط والمقص، تشريح بعناية أنسجة الورم وتقليم لهم إلى عدة قطع صغيرة (ما يقرب من 1 مم3 مكعبات) في ظروف معقمة.
  3. تخدير الإناث 5-7 أسابيع من العمر NOD-SCID-IL2rg (NSG) الفئران عن طريق التعرض ل1-1.5٪ isoflurane مع آلة التخدير.
    1. التخدير الماوس حتى يتوقف عن النضال ولكن يحافظ على التنفس حتى.
      ملاحظة: أنبوب 50 مل هو معدات بسيطة تعمل على غرار آلة التخدير. استخدام مرهم العين البيطرية لمنع الجفاف غير ضروري بسبب وقت التشغيل القصير.
  4. قم بعمل شق 1 سم على كلا الجناحين الظهري باستخدام مقص معقم، وزرع قطعة ورم واحدة في كل جانب من جوانب الماوس.
    1. للتأكد من أن قطعة الورم لا تنزلق، استخدم ملقط معقم لتعطيل الأنسجة تحت الجلد. ثم، مقطع قطعة من أنسجة الورم، ووضعها في الموقع العميق.
  5. إغلاق منطقة الزرع عن طريق خياطة تحت الجلد مع الإبر خياطة الجراحية، ووضع علامة على آذان الماوس مع علامات الأذن المسمى
  6. تعقيم الجرح باليود.
  7. وضع الفئران بلطف في قفص فارغ بعد الجراحة مع الحفاظ على recumbency صارمة. إيلاء اهتمام وثيق لحالة الفئران. يستيقظون ويبدأون في المشي حوالي 3-4 دقائق في وقت لاحق. وضع الفئران التي خضعت لعملية جراحية في قفص جديد آخر منفصلة عن تلك التي لم تخضع لعملية جراحية.
  8. تقييم حجم الورم عن طريق جس موقع الزرع. قياس الأورام مع الفرجار فيرنييه مرتين في الأسبوع.
  9. بمجرد أن يصل الورم إلى 10 مم في القطر، تزداد الحالة الحيوانية سوءاً، أو تقرح الورم، ويؤدي إلى قتل الماوس بطريقة معتمدة من قبل IRB. إعادة زرع شظايا الورم الطازجة حصادها في 2 الفئران الجديدة للتمرير، أو تخزين العينات مؤقتا في PBS على الجليد لعزل خطوط الخلايا الأولية.

3. حفظ الأنسجة بالتبريد

ملاحظة: يشير هذا الجزء بشكل أساسي أساليب "مجموعة التبريد مجموعة الأنسجة الحية". يتم سرد المجموعات والمعدات الرئيسية في جدولالمواد.

  1. قتل الفئران مع طريقة وافق IRB عندما يكون الورم أكبر من 10 ملم في القطر.
  2. باستخدام ملقط معقمة ومقص، عزل ببطء الورم من الفئران.
  3. غسل أنسجة الورم مع DPBS في طبق 10 سم. تشريح وإزالة المناطق النخرية والأنسجة الدهنية والجلطات الدموية والأنسجة الضامة مع ملقط ومقص.
  4. قطع أنسجة الورم إلى أقصى سمك 1 ملم مع قالب.
  5. تُغسل الشرائح مع DPBS في طبق بحجم 10 سم.
    ملاحظة: تتضمن عملية التزجيج استخدام أنابيب تحمل اسم V1/V2/V3 في الخطوات 3.6-3.8. المكونات الرئيسية هي DMSO والسكروز.
  6. نقل شرائح إلى أنبوب V1 مع ملقط، واحتضان الأنبوب في 4 درجة مئوية لمدة 4 دقائق.
  7. صب الحل V1 وشرائح في طبق 10 سم. نقل شرائح إلى أنبوب V2 مع ملقط، واحتضان أنبوب V2 في 4 درجة مئوية لمدة 4 دقائق.
  8. صب الحل V2 وشرائح في طبق 10 سم. نقل شرائح إلى أنبوب V3 مع ملقط، واحتضان الأنبوب في 4 درجة مئوية لمدة 5 دقائق.
    1. إذا كانت عدة شرائح لا تزال عائمة، لفة وعكس الأنبوب لفترة وجيزة، ووضع الأنبوب في 4 درجة مئوية مرة أخرى حتى تغرق جميع الشرائح تماما. إذا لزم الأمر، تجاهل الشرائح العائمة.
  9. صب الحل V3 وشرائح في طبق 10 سم.
  10. قطع أصحاب الأنسجة إلى الطول المناسب، ووضعها على الشاش المعقمة. نقل شرائح على أصحاب. التفاف أصحاب مع الشاش، ووضعها في النيتروجين السائل باستخدام ملقط، تليها الحضانة لمدة 5 دقائق.
  11. تسمية قارورة المبردة مع معلومات الأنسجة.
  12. نقل أصحاب مع شرائح الأنسجة في قارورة المبردة، والتي يتم تخزينها في النيتروجين السائل.

4. عزل الخلايا الأولية (الشكل 2)

  1. تعقيم ملقط ومقص مع ارتفاع ضغط البخار في 121 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
  2. استئصال عينات سرطان المعدة من عينات مقطعة أو أنسجة PDX حصادها. ضع الأنسجة على الجليد، ثم نقل الأنسجة إلى طبق ثقافة معقمة 10 سم.
  3. تشريح وإزالة المناطق النخرية والأنسجة الدهنية والجلطات الدموية والأنسجة الضامة مع ملقط ومقص.
  4. غسل أنسجة الورم مرة واحدة مع DPBS التي تحتوي على 100 U / مل البنسلين و 0.1 ملغ / مل العقديات في طبق 10 سم.
  5. قطع أنسجة الورم إلى 1 مم3 قطع على غطاء الطبق. يجب أن يكون سمك الحد الأقصى لكل قطعة 1 ملم.
  6. نقل الأنسجة في أنبوب الطرد المركزي 50 مل مع ما يقرب من 7 مل من نوع 1 كولاجيناز وتريبسين (1:14) الحل. دوامة الخليط لفترة وجيزة.
  7. حضانة الأنبوب في حمام مائي عند 37 درجة مئوية لمدة 30-40 دقيقة.
  8. إضافة حجم متساو من RPMI-1640 المتوسطة (1X) تستكمل مع FBS 10٪ إلى الأنبوب. دوامة الخليط جيدا.
  9. نقل الخليط إلى أنبوب الطرد المركزي 50 مل جديدة عن طريق الترشيح البطيء من خلال مرشح 40 درجة مئوية.
    ملاحظة: استخدم مرشحات 40 ميكرومتر لضمان نسبة أعلى من الخلايا السرطانية. إذا لزم الأمر، يمكن استخدام مرشحات 100 ميكرومتر للحفاظ على المزيد من أنواع الخلايا، مثل الخلايا المناعية.
  10. الطرد المركزي في filtrates في 113-163 × ز لمدة 5-7 دقيقة في RT. إزالة بعناية supernatant.
  11. غسل بيليه مع 5 مل من PBS، وإزالة بعناية supernatant.
  12. إذا كان بيليه أحمر، فإنه يحتوي على العديد من كريات الدم الحمراء. بلطف إعادة تعليق بيليه مع 500 درجة مئوية من الدم الأحمر حالة الدم العازلة اللليس. بعد 5 دقائق الحضانة، إضافة 5 مل من PBS، وإزالة بعناية supernatant.
  13. إعادة تعليق بيليه مع وسط الثقافة، ونقل الخليط إلى طبق معقم 10 سم.
  14. استبدل الوسط بوسيلة تحتوي على مصل كل 2-3 أيام.
  15. مرور الخلايا الأولية باستخدام التربسين / EDTA عندما تصل إلى التقاء 50٪.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

هنا، تم الحفاظ على أنسجة الورم من عملية في حل الأوراق المالية حتى الخطوة التالية. في غضون 4 ساعات، تم قطع أنسجة الورم إلى قطع صغيرة وزرعها في الأجنحة الظهرية من الفئران NSG التي تم تخديرها باستخدام القطن غارقة isoflurane. يمكن استئصال الأورام التي يزيد حجمها عن 1 سم3 لزرعها في فئران جديدة (الشكل1) أو تقطيعها بعناية والحفاظ عليها في النيتروجين السائل بعد البروتوكول. في هذه الدراسة، نمت أورام الجيل الأول ببطء أكثر من تلك التي في الأجيال اللاحقة، مع أخذ 3 أسابيع أو أكثر للوصول إلى الحجم المناسب. وكان معدل نجاح الجيل الأول من تكوين الورم تحت الجلد أكبر من 80٪. أكدنا هوية الخلايا السرطانية من نماذج PDX من قبل H & E تلطيخ تحت المجهر (الشكل3C). وأخيرا، كان معدل نجاح تشكيل الورم من أنسجة الورم المبردة ما يقرب من 95٪.

تم عزل الخلايا السرطانية الأولية كوسيلة أخرى للتحقيق في الورم الفردي. تم عزل الخلايا إما من عينات المنطوق أو نماذج PDX. تم غسل أنسجة الورم مع DPBS وقطع إلى قطع. تم هضم شظايا الأنسجة بدقة مع الكولاجين من النوع 1 والتربسين (1:14) قبل الترشيح. بعد إزالة كريات الدم الحمراء ، تم زراعة الخلايا بنفس الطريقة التي تم بها زراعة الخلايا السرطانية الأخرى. تموت الخلايا المازينشيمالية الباقيةفي الممرات اللاحقة (الشكل 2). استنادًا إلى الاختلافات في علم المورفولوجيا، يمكننا التعرف بسهولة على الخلايا السرطانية. الخلايا الطبيعية لها شكل وحجم موحد، ولكن الخلايا السرطانية تأتي في مختلف الأحجام والأشكال. بالإضافة إلى ذلك، في الخلايا السرطانية، نواة لديها هياكل غير منتظمة والسيتوبلازم صغيرة نسبيا. لذلك، تم توثيق الخلايا الأولية بشكل مستقل من قبل اثنين من علماء الأمراض تحت المجهر (الشكل3A). لمزيد من التأكيد، تم استخدام H & E تلطيخ لمراقبة مورفولوجيا الخلايا السرطانية بعد التثبيت (الشكل3B). وكان معدل العزل الناجح لخطوط الخلايا الأساسية حوالي 40 في المائة. يجب أن يتم مرور الخلايا الأساسية 4 أو 5 مرات بعد العزلة، وهناك حاجة إلى المصادقة المرضية. قد تستغرق هذه الخطوات حوالي 20 يومًا.

Figure 1
الشكل 1 مخطط لإنشاء نماذج xenograft المستمدة من المريض (PDX).
لإنشاء نماذج PDX بنجاح، قم باستئصال كتل الورم في غرفة العمليات للمعالجة الفورية. تقسيم الورم إلى عدة قطع صغيرة. وضع كرات القطن غارقة isoflurane في أنبوب 50 مل لالتخدير الفئران، وقطع الجروح في الأجنحة الظهرية. تشريح حادة الأنسجة تحت الجلد مع ملقط، واستخدام ملقط لوضع قطعة واحدة من الورم تحت الجلد بعيدا عن الجرح. خياطة وتعقيم الجروح. تتطلب عملية التخدير مراقبة دقيقة للعلامات الحيوية للماوس، مثل معدل التنفس. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2 مخطط لعزل الخلايا الأساسية.
الحصول على عينات الورم من غرفة العمليات. اغسل أنسجة الورم بسرعة، واقطعها إلى قطع. هضم عينات الورم مع نوع 1 كولاجيناز والتربسين في 37 درجة مئوية لمدة 30-40 دقيقة، وخلط الأنبوب كل 5 دقائق. ثم، إضافة حجم متساو من المتوسطة مع FBS 10٪، الطرد المركزي الخليط، ووضع فيلترات في أنبوب جديد. إزالة supernatant، وغسل بيليه. على أساس لون بيليه، تقرر ما إذا كان لlyse خلايا الدم الحمراء. نقل بيليه في طبق معقم جديد 10 سم، وثقافة الخلايا لعدة ممرات قبل فحص الخلايا السرطانية. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3 توثيق الخلايا السرطانية الأولية.
(أ) صور الخلايا الأولية من مرضى GC. تم عزل الخلايا مباشرة من الأنسجة الطازجة ومرورها أكثر من 5 مرات. قضبان المقياس: 200 ميكرومتر (يسار)، 100 ميكرومتر (وسط) و50 ميكرومتر (يمين). (ب) صور من H & E ملطخة خلايا سرطان المعدة الأولية. قضبان المقياس: 500 ميكرومتر (يسار)، 200 ميكرومتر (وسط) و100 ميكرومتر (يمين). (C) صور من أورام PDX H & E ملطخة. قضبان المقياس: 500 ميكرومتر (يسار)، 200 ميكرومتر (وسط) و100 ميكرومتر (يمين). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

سرطان المعدة هو مرض عدواني مع خيارات علاجية محدودة. وهكذا، أصبحت نماذج سرطان المعدة موردا حاسما لتمكين الدراسات البحثيةالوظيفية مع الترجمة المباشرة إلى العيادة 4،17. هنا، لقد وصفنا أساليب وبروتوكول إنشاء نماذج PDX سرطان المعدة وخطوط الخلايا الأولية. الأهم من ذلك، تم الاحتفاظ في الغالب كل من الخصائص المورفولوجية والبيولوجية لعينات سرطان المعدة في نماذج PDX.

هناك بعض النقاط الحرجة في البروتوكول لإنشاء نماذج PDX التي تحتاج إلى التأكيد على زيادة معدل الطعوم. ينصح NSG (NOD-SCID-IL2rg) الفئران كنموذج الماوس نقص المناعة لأن هذه الفئران هي أكثر بشدة مناعة وتعاني من نقص في الخلايا T، B وNK18،19،20،21. بالإضافة إلى ذلك ، بسبب نقص المناعة الشديد للفئران ، يجب الحفاظ على العقم في جميع التجارب. ويجب أن تظل جميع الأدوات، بما في ذلك الملقط والمقص، معقمة. يجب أن تربى الفئران NSG في كثافة منخفضة لتجنب العدوى. وبالإضافة إلى ذلك، قد تؤثر العديد من العوامل أيضا على تكوين الورم، مثل حجم العينة، ونسبة الخلايا mesenchymal في العينة، وموقع الزرع.

أحد الجوانب الرئيسية في إنشاء الخلايا السرطانية الأولية هو العقم. وعلاوة على ذلك، لأن الخلايا mesenchymal تنمو عادة أسرع من الخلايا السرطانية الأولية، قد تحتاج الخلايا إلى أن تمر لعدة أجيال حتى تموت الخلايا mesenchymal. وأخيراً، الخلايا المستزرعة تحتاج إلى مصادقة.

استخدمنا طريقة الحفظ بالتبريد الزجاجيل للحفاظ على عينات الورم PDX. والمزايا الرئيسية لطريقة الحفظ هذه هي كما يلي: (1) يمكن التخزين الطويل الأجل بعد التجميد (حوالي 10 سنوات)؛ (2) التخزين الطويل الأجل بعد التجميد (حوالي 10 سنوات)؛ (2) التخزين الطويل الأجل بعد التجميد (حوالي 10 سنوات)؛ (2) التخزين الطويل الأجل بعد التجميد (حوالي 10 سنوات)؛ (1) التخزين الطويل الأجل بعد التجميد (حوالي 10 سنوات)؛ (1) التخزين الطويل الأجل 2) مورفولوجيا بعد ذوبان يتسق مع أن من الأنسجة الطازجة؛ 3) الخلايا السرطانية الأولية لا يزال يمكن عزلها بعد ذوبان؛ 4) قدرة تشكيل الورم من PDXs لا يزال أساسا دون تغيير قبل وبعد الحفظ بالتبريد؛ 5) يمكن استخدام الأنسجة لجعل أقسام المجمدة ويمكن إصلاحها مع البارافين؛ 6) يتم الحفاظ على الحمض النووي، الحمض النووي الريبي والنشاط البروتين؛ و7) هذه الطريقة تنطبق على كل من العينات الجراحية والأنسجة خزعة.

الحد الرئيسي من نماذج PDX ينطوي على استخدام الفئران المناعية، والتي قد يخفف من تأثير البيئة الدقيقة الورم على نمو الورم والاستجابات المخدرات، وبالتالي الحد من تطبيق نماذج PDX في فحص العوامل المناعية. بالإضافة إلى ذلك، فإنه عادة ما يستغرق 4-8 أشهر لتطوير نموذج PDX، وهو أطول من البقاء على قيد الحياة المتوقع من العديد من مرضى المعدة. ولهذا السبب، قد يكون إنشاء خطوط الخلايا السرطانية الأولية طريقة تكميلية فعالة لدراسات الاستجابة للأدوية.

نماذج PDX وخطوط الخلايا الأولية أصبحت جزءا لا يتجزأ من تطوير المخدرات وبدء وتطور البحوث علم الأحياء الورم. تقدم هذه النماذج تمثيلات أكثر دقة للسرطان البشري من خطوط الخلايا السرطانية التقليدية ولها القدرة على تحسين التقييم قبل السريرية للعلاجات الجديدة المضادة للسرطان. وبالإضافة إلى ذلك، قد تكون هذه النماذج مفيدة في مقارنة الخصائص الجزيئية أو توقيعات الورم بين مجموعات فرعية مختلفة من مرضى السرطان. ومما لا شك فيه أن هذه الأدوات سوف تلعب في نهاية المطاف دورا أوسع في تطوير المخدرات وبحوث بيولوجيا السرطان.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgments

وقد دعمت هذا العمل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81572392)؛ البرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2016YFC1201704)؛ أفضل المواهب الشبابية العلمية والتقنية المبتكرة لبرنامج قوانغدونغ للدعم الخاص (2016TQ03R614).

ونحن نشكر على وجه التحديد قوانغتشو Sagene التكنولوجيا الحيوية المحدودة للمساعدة في إعداد الأرقام.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
40 μm Cell Strainer Biologix, Shandong, China 15-1040
Biological Microscope OLYMPUS, Tokyo, Japan OLYMPUS CKX41
Centrifuge Eppendorf, Mittelsachsen, Germany. 5427R
CO2 Incubator Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA HERACELL 150i
DPBS Basalmedia Technology, Shanghai, China L40601
Electro-Thermostatic Water Cabinet Yiheng, Shanghai, China DK-8AXX
Fetal bovine serum Wisent Biotechnology, Vancouver, Canada 86150040
Isoflurane Baxter, China CN2L9100
Live Tissue Kit Cryo Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2601
Live Tissue Thaw Kit Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2602
NSG Biocytogen, Beijing, China B-CM-002-4-5W
Penicilin&streptomycin Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 15140122
Red blood cell lysis buffer Solarbio, Beijing, China R1010
RPMI-1640 medium Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 8118367
Surgical Suture Needles with Thread LingQiao, Ningbo, China 3/8 arc 4×10
Tissue-processed molds and auxiliary blades Celliver Biotechnology, Shanghai, China LT2603
Trypsin-EDTA Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 2003779
Type 1 collagenase Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA 17100017

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. Ca-a Cancer Journal for Clinicians. 68, (6), 394-424 (2018).
  2. Sugano, K. Screening of gastric cancer in Asia. Best Practive & Research in Clinical Gastroenterology. 29, (6), 895-905 (2015).
  3. Nikfarjam, Z., et al. Demographic survey of four thousand patients with 10 common cancers in North Eastern Iran over the past three decades. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 15, (23), 10193-10198 (2014).
  4. Coccolini, F., et al. Advanced gastric cancer: What we know and what we still have to learn. World Journal of Gastroenterology. 22, (3), 1139-1159 (2016).
  5. Goetze, O. T., et al. Multimodal treatment in locally advanced gastric cancer. Updates in Surgery. 70, (2), 173-179 (2018).
  6. Graziosi, L., Marino, E., Donini, A. Multimodal Treatment of Locally Advanced Gastric Cancer: Will the West Meet the East? Annals of Surgical Oncology. 26, (3), 918 (2019).
  7. Choi, Y. Y., Noh, S. H., Cheong, J. H. Evolution of Gastric Cancer Treatment: From the Golden Age of Surgery to an Era of Precision Medicine. Yonsei Medical Journal. 56, (5), 1177-1185 (2015).
  8. Zhang, W. TCGA divides gastric cancer into four molecular subtypes: implications for individualized therapeutics. Chinese Journal of Cancer Research. 33, (10), 469-470 (2014).
  9. Tirino, G., et al. What's New in Gastric Cancer: The Therapeutic Implications of Molecular Classifications and Future Perspectives. International Journal of Molecular Sciences. 19, (9), (2018).
  10. Roschke, A. V., et al. Karyotypic complexity of the NCI-60 drug-screening panel. Cancer Research. 63, (24), 8634-8647 (2003).
  11. Wilding, J. L., Bodmer, W. F. Cancer cell lines for drug discovery and development. Cancer Research. 74, (9), 2377-2384 (2014).
  12. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73, (17), 5315-5319 (2013).
  13. Xu, C., et al. Patient-derived xenograft mouse models: A high fidelity tool for individualized medicine. Oncology Letters. 17, (1), 3-10 (2019).
  14. Lai, Y., et al. Current status and perspectives of patient-derived xenograft models in cancer research. Journal OF Hematology & Oncology. 10, (1), 106 (2017).
  15. Kawaguchi, T., et al. Current Update of Patient-Derived Xenograft Model for Translational Breast Cancer Research. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 22, (2), 131-139 (2017).
  16. Cassidy, J. W., Caldas, C., Bruna, A. Maintaining Tumor Heterogeneity in Patient-Derived Tumor Xenografts. Cancer Research. 75, (15), 2963-2968 (2015).
  17. Liu, X., Meltzer, S. J. Gastric Cancer in the Era of Precision Medicine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3, (3), 348-358 (2017).
  18. Shultz, L. D., et al. Human cancer growth and therapy in immunodeficient mouse models. (7), Cold Spring Harbor. 694-708 (2014).
  19. McDermott, S. P., et al. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116, (2), 193-200 (2010).
  20. Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma (c) (null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100, (9), 3175-3182 (2002).
  21. Wege, A. K., et al. Co-transplantation of human hematopoietic stem cells and human breast cancer cells in NSG mice: a novel approach to generate tumor cell specific human antibodies. MAbs. 6, (4), 968-977 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics