Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

تقسيم العظام الصدغية البشرية عالي السرعة لتقييم أمراض الأذن الوسطى المرتبطة ب COVID-19

Published: May 18, 2022 doi: 10.3791/64012
Automatic Translation
1, 2, 3, 1
1Department of Otolaryngology - Head & Neck Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2W. Harry Feinstone Department of Molecular Microbiology and Immunology, Johns Hopkins University Bloomberg School of Public Health, 3Department of Pathology, Johns Hopkins University School of Medicine

Summary

تصف هذه المقالة تقنية لتقسيم العظام الصدغية البشرية السريعة التي تستخدم منشارا دقيقا مع شفرات الماس المزدوجة لتوليد شرائح رقيقة لإزالة الكلس السريع وتحليل الكيمياء المناعية للعظام الصدغية.

Abstract

يعد التحليل النسيجي المرضي لأقسام العظام الصدغية البشرية تقنية أساسية لدراسة أمراض الأذن الداخلية والوسطى. يتم تحضير أقسام العظام الصدغية عن طريق حصاد العظام الصدغي بعد الوفاة ، والتثبيت ، وإزالة الكلس ، والتضمين ، والتلطيخ. نظرا لكثافة العظم الصدغي ، فإن إزالة الكلس هي عملية تستغرق وقتا طويلا وكثيفة الاستخدام للموارد. قد يستغرق إعداد الأنسجة الكامل 9-10 أشهر في المتوسط. هذا يبطئ أبحاث أمراض الأذن ويعيق الدراسات الحساسة للوقت ، مثل تلك المتعلقة بجائحة COVID-19. تصف هذه الورقة تقنية للتحضير السريع وإزالة الكلس من أقسام العظام الصدغية لتسريع معالجة الأنسجة.

تم حصاد العظام الصدغية بعد الوفاة باستخدام التقنيات القياسية وتثبيتها في الفورمالين بنسبة 10٪. تم استخدام منشار دقيق مع شفرات الماس المزدوجة لقطع كل قسم إلى ثلاثة أقسام سميكة. ثم تم إزالة الكلس من أقسام العظام الصدغية السميكة في محلول إزالة الكلس لمدة 7-10 أيام قبل أن يتم تضمينها في البارافين ، وتقسيمها إلى أقسام رقيقة (10 ميكرومتر) باستخدام التبريد ، وتركيبها على شرائح غير مشحونة. ثم تم إزالة عينات الأنسجة وإعادة ترطيبها لتلطيخ الأجسام المضادة (ACE2 و TMPRSS2 و Furin) وتصويرها. خفضت هذه التقنية الوقت من الحصاد إلى تحليل الأنسجة من 9-10 أشهر إلى 10-14 يوما. قد يزيد تقسيم العظام الصدغي عالي السرعة من سرعة أبحاث أمراض الأذن ويقلل من الموارد اللازمة لإعداد الأنسجة ، مع تسهيل الدراسات الحساسة للوقت مثل تلك المتعلقة ب COVID-19.

Introduction

توفر أبحاث العظام الصدغية البشرية موردا لا يقدر بثمن لدراسة علم الأمراض والفيزيولوجيا المرضية للأذن الداخلية والوسطى. قبل القرن التاسع عشر ، لم يكن يعرف سوى القليل عن مرض الأذن1،2،3. لفهم مرض الأذن بشكل أفضل و "إنقاذ الجراحة السمعية من أيدي الدجالين" ، طور جوزيف توينبي (1815-1866) طرقا لدراسة الأقسام النسيجية للعظم الصدغي البشري3. تم تعزيز هذا العمل من قبل آدم بوليتزر (1835-1920) في فيينا وغيرها في جميع أنحاء أوروبا خلال الفترة المتبقية من القرن التاسع عشر ، الذي استخدم أقسام العظام الصدغية لوصف الأنسجة المرضية للعديد من الحالات الشائعة التي تؤثر على الأذن2،3،4.

تم افتتاح أول مختبر للعظام الصدغية البشرية في الولايات المتحدة في عام 1927 في مستشفى جونز هوبكنز ، حيث طورت نقابة ستايسي (1890-1966) طرقا لتقسيم العظام الصدغية 5,6. تألفت الطرق التي طورتها النقابة من عملية مدتها 9-10 أشهر شملت حصاد ما بعد الوفاة ، والتثبيت ، وإزالة الكلس في حمض النيتريك ، والجفاف في الإيثانول ، وتضمين السيلويدين ، والتقسيم ، والتلطيخ ، والتركيب. تم إجراء تعديلات على هذه التقنية في وقت لاحق من قبل هارولد شوكنخت (1917-1996)7. ومع ذلك، فإن المكونات الأساسية لهذه العملية لا تزال دون تغيير جوهري.

شكلت الموارد الكبيرة اللازمة للحفاظ على مختبر العظام الصدغي تحديا لأبحاث العظام الصدغية ومن المحتمل أن تسهم في انخفاض شعبيتها على مدى السنوات ال 30 الماضية 4,8. يجب تخصيص جزء كبير من موارد مختبر العظام الصدغي لعملية إعداد العظام الصدغية لمدة 9-10 أشهر. واحدة من أكثر الخطوات التي تستغرق وقتا طويلا في التحضير هي إزالة الكلس من العظم الصدغي ، وهو أكثر العظام كثافة في جسم الإنسان. عادة ما يتم إجراء إزالة الكلس في حمض النيتريك أو حمض الإيثيلين ديامين رباعي الأسيتيك (EDTA) ويستغرق أسابيع إلى أشهر بينما يتطلب التغيير المتكرر للمحاليل 7,9. علاوة على ذلك ، قد تعوق عملية التحضير البطيئة هذه الدراسات الحساسة للوقت للأذن البشرية ، مثل تلك المتعلقة بجائحة COVID-19. تصف هذه الورقة تقنية لتقسيم العظام الصدغية عالية السرعة تستخدم منشارا دقيقا من الماس لتوليد أقسام سميكة تسمح بإزالة الكلس السريع وتحليل الأنسجة في غضون 10-14 يوما من حصاد العظام الصدغي.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تم تطوير هذا البروتوكول بموافقة IRB (IRB00250002) ووفقا للسياسات المؤسسية لاستخدام الأنسجة البشرية والمواد المعدية. قدم كل متبرع بالعظام الصدغية موافقة خطية قبل الوفاة، أو تم الحصول على الموافقة بعد وفاته من عائلة المتبرع. راجع جدول المواد للحصول على تفاصيل حول جميع المواد والمعدات والبرامج المستخدمة في هذا البروتوكول.

1. حصاد العظام الزمنية

  1. الحصول على موافقة مجلس المراجعة المؤسسية المحلية (IRB) ، ومراجعة السياسات المؤسسية لاستخدام المواد البشرية والمعدية ، والحصول على موافقة للتبرع بالأنسجة قبل استخدام هذا البروتوكول.
  2. ضع معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) قبل العمل مع الأنسجة من المتبرعين بالعظام الصدغية المصابين ب COVID-19. تأكد من أن معدات الوقاية الشخصية تتكون من جهاز تنفس N-95 ودرع للوجه (أو بدلا من ذلك نظام تنقية الهواء بضغط إيجابي) ، وثوب ، وزوجين من القفازات. راجع تقنيات ارتداء معدات الوقاية الشخصية والتخلص منها بشكل صحيح قبل البدء في هذا البروتوكول10.
  3. حصاد أنسجة العظام الصدغية في غضون 12-24 ساعة من وفاة المتبرع. إذا لم يتم تبريد الجسم ، فتأكد من أن الحصاد يحدث في غضون 8 ساعات من الوفاة.
    1. حصاد العظام الصدغية أثناء تشريح الجثة باستخدام طريقة الشق الرباعي ، الكتلة بواسطة osteotome7.
      1. بعد بضع القحف ، قم بإزالة الدماغ وتقسيم الأعصاب القحفية إلى القناة السمعية الداخلية بشكل حاد.
      2. قم بعمل أول شق عظمي باستخدام العظم العظمي الموازي والإنسي للجزء الحرشفي من العظم الصدغي.
      3. قم بإجراء الشق العظمي الثاني بالتوازي مع الأول عند الحدود الإنسية للعظم الصدغي.
      4. ثم ، اجعل الشق الثالث 3-4 سم أماميا وموازيا للتلال الصخرية.
      5. اجعل الشق الرابع موازيا تقريبا للشق الثالث ، 2 سم الخلفي إلى التلال الصخرية.
        ملاحظة: تأكد من أن جميع الشقوق تمتد عبر قاعدة الجمجمة.
      6. ثم قم بإزالة العظم الصدغي باستخدام تشريح حاد لتحرير مرفق الأنسجة الرخوة على طول الحافة السفلية للعينة. إذا كان من المقرر إجراء التحنيط بعد حصاد العظام الصدغي ، فقم بربط جذع الشريان السباتي.

2. تثبيت الأنسجة ، وإزالة الكلس ، والتقسيم

  1. ضع الأنسجة على الفور في 200-300 مل من الفورمالين المخزن مؤقتا بنسبة 10٪ (الفورمالديهايد) بحيث يتم غمر الأنسجة بالكامل. اترك الأنسجة في الفورمالديهايد لمدة لا تقل عن 72 ساعة في درجة حرارة الغرفة ، مع تغيير المحاليل يوميا. قم بتخزين الأنسجة في حاوية محكمة الإغلاق وقم بإجراء تغييرات في المحلول تحت غطاء الدخان أثناء ارتداء معدات الوقاية الشخصية المناسبة لمنع انتشار الفيروس.
    ملاحظة: بعد فترة التثبيت البالغة 72 ساعة، لم تعد هناك حاجة إلى اعتبار العينات معدية.
  2. استخدم منشارا دقيقا مع شفرات ماسية مزدوجة لقطع كل عينة إلى ثلاثة أقسام "سميكة" للسماح بإزالة كلس الأنسجة بسرعة أكبر. اضبط شفرات الماس المزدوجة على مسافة 5 مم ، بحيث يكون القسم المركزي من العظم الصدغي بسمك 5 مم. تأكد من أن أقسام الأنسجة على كلا الطرفين بسماكة 3-5 مم.
  3. ضع المقاطع السميكة في 200-300 مل من محلول إزالة الكلس من حمض الفورميك بنسبة 23٪ واط لمدة 7-10 أيام في درجة حرارة الغرفة ، حتى يصبح النسيج ناعما بما يكفي لتضمين البارافين. تغيير الحلول يوميا. تحقق من إزالة كلس الأنسجة بشكل كاف عن طريق ملامسة العينة ، والتي يجب أن تشعر بالنعومة.
    ملاحظة: يمكن أيضا التحقق من إزالة الكلس عن طريق الأشعة السينية.
  4. شطف العينات في مياه الصنبور الجارية لمدة 24 ساعة عن طريق وضعها في كوب كبير تحت صنبور الجري.
  5. تجفيف الأنسجة في سلسلة من الكحوليات ذات التركيز المتزايد7. غمر الأنسجة في 100-200 مل من الإيثانول 70 ٪ لمدة 1.5 ساعة ، تليها ثلاث غسلات في 95 ٪ و 100 ٪ الإيثانول لمدة 1.5 ساعة لكل منهما ، على التوالي. بعد ذلك ، اغسل المنديل 3 × 1.5 ساعة في الزيلين.
  6. قم بتضمين الأقسام السميكة في البارافين ، مع أربعة علاجات لمدة 45 دقيقة لكل منها.
  7. استخدم المبرد لقطع مقاطع رقيقة (10 ميكرومتر). ضع الأنسجة بحيث يتم قطع الأنسجة في المستوى المحوري. قطع أقسام أكثر سمكا (20 ميكرومتر) إذا رغبت في ذلك.

3. الكيمياء النسيجية المناعية والتصوير

  1. إذا كان تلطيخ الهيماتوكسيلين والإيوسين التقليدي مطلوبا (غير موضح هنا) ، فقم بإجراء التلطيخ قبل تركيب الأقسام على الشرائح الزجاجية7.
  2. قم بتركيب الأقسام على شرائح زجاجية مشحونة إيجابيا.
  3. تخبز الشرائح على طبق ساخن على حرارة 60 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة.
  4. ضع الشرائح في حامل واغمرها في محلول تجاري للمعالجة المسبقة يحتوي على مذيب عضوي (ديثانولامين في هذه الحالة) والإيثانول لإزالة البارافينات وإعادة الترطيب وكشف النقاب عن الأنسجة.
    ملاحظة: هذه الخطوة ضرورية لتحقيق نتائج مرضية مع الكيمياء النسيجية المناعية للأنسجة الثابتة بالفورمالين والبارافين.
  5. سخني الشرائح في قدر ضغط على ضغط عال لمدة 20 دقيقة.
  6. ضع الشرائح في غرفة رطبة وقم بسد الأنسجة بمحلول حجب تجاري.
  7. قم بفحص أقسام الأنسجة باستخدام الجسم المضاد الأساسي ضد الإنزيم المحول للأنجيوتنسين 2 (ACE2 ؛ 1:50) ، وسيرين البروتياز عبر الغشاء 2 (TMPRSS2 ، 1: 1000) ، وبروتياز فورين (1: 250).
    ملاحظة: يتم استخدام الأجسام المضادة ACE2 و TMPRSS2 و Furin لأنه يعتقد أن هذه البروتينات تلعب دورا في عدوى SARS-CoV-2 11,12 ، وسعى هذا البروتوكول إلى التحقيق في الآليات المحتملة التي قد يصيب بها SARS-CoV-2 الأذن الوسطى 13.
  8. علاج مع HRP المقترنة الجسم المضاد الثانوي للأرانب (ACE2 ، فورين ؛ تخفيف 1:100) أو مضاد الماعز (TMPRSS2 ، 1:100 تخفيف) الأجسام المضادة الثانوية.
  9. قم بتلطيخ الشرائح بنسبة 70٪ من الهيماتوكسيلين في الماء.
  10. احصل على صور على مجهر ضوئي باستخدام كاميرا رقمية مثبتة. احصل على صور للغشاء المخاطي للأذن الوسطى وأنبوب استاكيوس عند تكبير 20x و 10x ، على التوالي.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

أظهر تلطيخ الهيماتوكسيلين والإيوسين في الغشاء المخاطي للأذن الوسطى وأنبوب استاكيوس الحفاظ على الغشاء المخاطي للأذن الوسطى وأنسجة الأذن الوسطى تحت المخاطية بعد المعالجة (الشكل 1). أظهرت الصور الكيميائية النسيجية المناعية تعبيرا عن بروتينات ACE2 و TMPRSS2 و Furin داخل الغشاء المخاطي للأذن الوسطى وأنبوب استاكيوس (الشكل 1). يوفر وجود هذه البروتينات داخل الأذن الوسطى طريقا محتملا قد يصيب SARS-CoV-2 ظهارة الجهاز التنفسي داخل الأذن الوسطى11,12,13. علاوة على ذلك ، قد يفسر التعبير عن هذه البروتينات داخل أنبوب استاكيوس الطريق الذي يدخل به الفيروس إلى الأذن الوسطى ، وينتقل إلى الأذن الوسطى من البلعوم الأنفي عبر أنبوب استاكيوس .

Figure 1
الشكل 1: مثال على أنسجة الأذن الوسطى الملطخة. يوضح الشكل الهيماتوكسيلين والإيوسين ، ACE2 ، TMPRSS2 ، وتلطيخ فورين للغشاء المخاطي للأذن الوسطى (الصف العلوي ، تكبير 20x) وأنبوب Eustachian (الصف السفلي ، تكبير 10x). أشرطة المقياس = 50 ميكرومتر (الصف العلوي) ؛ 100 ميكرومتر (الصف السفلي). الاختصارات: H & E = الهيماتوكسيلين والإيوزين. إنزيم تحويل الأنجيوتنسين 2 ؛ TMPRSS2 = البروتياز عبر الغشاء ، سيرين 2. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

تعد أبحاث العظام الصدغية البشرية أمرا بالغ الأهمية لدراسة أمراض الأذن الداخلية والوسطى ولكنها تظل مسعى كثيف الوقت والموارد. تصف هذه الورقة تقنية تستخدم المنشار الدقيق الماسي لتوليد أقسام عظمية صدغية سميكة يمكن إزالتها بسرعة قبل مزيد من التقسيم بحيث يمكن تقليل الوقت من حصاد الأنسجة إلى الدراسة من 9-10 أشهر إلى 10-14 يوما. قد تقلل هذه التقنية من الموارد اللازمة لمعالجة العظام الصدغية وتسهل الدراسات الحساسة للوقت ، مثل تلك المتعلقة بأمراض الأذن الوسطى والداخلية13 COVID-19 ، والتي كانت الدافع لتطوير هذا البروتوكول. سمح هذا البروتوكول بتصور تعبير ACE2 و TMPRS22 و Furin داخل الأذن الوسطى وأنبوب استاكيوس ، مما يوفر آلية محتملة يمكن من خلالها ل SARS-CoV-2 أن يصيب الأذن الوسطى عن طريق الانتشار من البلعوم الأنفي عبر أنبوب استاكيا.

الابتكار الأساسي لهذا البروتوكول هو استخدام منشار الماس الذي يقطع الأنسجة قبل إزالة الكلس ، والذي يولد أجزاء "سميكة" من العظام الصدغية التي يمكن إزالتها بسرعة عن طريق زيادة مساحة سطح الأنسجة المعرضة لعامل إزالة الكلس. تسمح هذه الخطوة بإزالة كلس الأنسجة في غضون 7-10 أيام بدلا من 1-2 أشهر التي قد تتطلبها البروتوكولات التقليدية لإزالة الكلس. يمكن أيضا تجفيف الأجزاء "السميكة" من الأنسجة التي تم إنشاؤها باستخدام المنشار الماسي بسرعة أكبر من الكتلة القياسية من أنسجة العظام الصدغية ، مما يقلل من الوقت بين إزالة الكلس والتضمين. علاوة على ذلك ، يستخدم هذا البروتوكول البارافين كعامل تضمين بدلا من السيلويدين ، والذي يستغرق حوالي 3 أشهر لتصلب7. في حين أن السيلويدين يوفر حفظا متفوقا لهياكل القوقعة الصناعية ، فإن البارافين يصلب بشكل أسرع بكثير ويسهل تلطيخ المناعة. مع هذه التعديلات ، يمكن معالجة أنسجة العظام الصدغية في 10-14 يوما بدلا من 9-10 أشهر المطلوبة في استراتيجيات المعالجة التقليدية 7,9.

يحتوي هذا البروتوكول على العديد من القيود. قطع الأنسجة بالمنشار الماسي قبل التضمين يخاطر بإتلاف عضو Corti (OOC). وقد تضررت OOC بشدة في معظم العينات أثناء تطوير هذه التقنية ، مما قد يحد من قيمة هذه التقنية لدراسة الأمراض مثل فقدان السمع المرتبط بالعمر ، حيث من الضروري الحفاظ على الهياكل الدقيقة للأذن الداخلية. قد يكون من الممكن وضع العينة بحيث لا يقطع المنشار الماسي مباشرة عظم الكبسولة الأذنية ويحافظ على هياكل الأذن الداخلية ، ولكن هذا لا يزال مجالا للتحقيق النشط. قد توفر النماذج الحيوانية أداة قيمة لزيادة تحسين هذا البروتوكول وزيادة فرصة الحفاظ على هياكل الأذن الداخلية في هذه العينات البشرية القيمة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن جودة الأنسجة في هذا البروتوكول محدودة باستخدام عامل تضمين البارافين ، والذي تم اختياره بسبب ضيق الوقت. يحافظ تضمين السيلويدين بشكل أفضل على السلامة الخلوية في عينات علم العيون ولكنه يستغرق شهورا لتصلب7. وأخيرا، لا يزال هذا البروتوكول يتطلب قدرا كبيرا من الوقت والاستثمار في الموارد. يعد استخدام المنشار الدقيق الماسي تكلفة إضافية للمواد اللازمة لإعداد العظام الزمنية التقليدية ، ولا تزال الأيام 7-10 اللازمة لإزالة الكلس طويلة. في المستقبل ، قد يكون من الممكن الجمع بين هذه الطرق وإزالة الكلس بمساعدة الميكروويف14 لزيادة تقصير الوقت اللازم للمعالجة.

على الرغم من قيوده ، فإن بروتوكول معالجة العظام الصدغية عالية السرعة الموصوف هنا يوفر أداة أخرى لدراسة أمراض الأذن الوسطى ، وربما الأذن الداخلية. كانت هذه التقنية مفيدة خلال جائحة COVID-19 وقد تقلل أيضا من التكاليف المرتبطة بالحفاظ على مختبر نشط للعظام الصدغية عن طريق تقليل الوقت والعمالة اللازمة لمعالجة الأنسجة. انخفضت شعبية أبحاث العظام الزمنية داخل الولايات المتحدة ، حيث انخفضت من 28 مختبرا نشطا في 1980s إلى 4 مختبرات نشطة فقط في الوقت الحاضر4. قد يكون هذا الانخفاض في عدد مختبرات العظام الصدغية العاملة مرتبطا بالتكاليف الكبيرة المرتبطة بحصاد ومعالجة العظام الزمنية 4,8. وبالتالي ، من المهم أن نهدف إلى تطوير تقنيات تقلل من الموارد اللازمة لمعالجة العظام الصدغية وكذلك تلك التي تسمح بدراسة أمراض العظام الصدغية في سياقات جديدة ، مثل جائحة COVID-19. علاوة على ذلك ، قد تساعد معالجة الأنسجة عالية السرعة ، مثل تلك الموضحة في هذا البروتوكول ، في استخدام تقنيات بيولوجية جديدة (على سبيل المثال ، الكيمياء النسيجية المناعية ، النسخ) التي تسمح بتقييم أمراض الأذن الوسطى والداخلية على المستوى الجزيئي15،16،17،18،19 . بالكاد خدشنا السطح من حيث استخدام التقنيات الجزيئية لدراسة الأنسجة البشرية في أمراض الأذن ، وقد توفر رؤى مهمة لا يمكن توفيرها بواسطة النماذج الحيوانية.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان.

Acknowledgments

ونشكر محمد ليهار على مساعدته في هذا المشروع. تم دعم هذا العمل جزئيا من قبل المعاهد الوطنية للصحة (T32DC000027 ، NSA).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anti-ACE-2 Antibody (1:50 applied dilution) Novus Biologicals SN0754
Anti-Furin Antibody (1:250 dilution) Abcam EPR 14674
Anti-TMPRSS2 Antibody (1:1,000 dilution) Novus Biologicals NBP1-20984
BX43 Manual System Microscope Olympus Life Science Solutions
CBN/Diamond Hybrid Wafering Blade Pace Technologies WB-007GP
Collin Mallet - 8'' Surgical Mart SM1517
DS-Fi3 Microscope Camera Nikon
Dual Endogenous Enzyme Block (commercial blocking solution) Dako S2003
Eaosin Stain Sigma-Aldrich 548-24-3
Formalin solution, neutral buffered 10% Sigma-Aldrich HT501128
Formical-4 Decalcifier (formic acid decalcifying solution) StatLab 1214-1 GAL
Hematoxylin Stain Sigma-Aldrich H9627
HRP-Conjugated Anti-Rabbit Secondary Antibody (1:100 dilution) Leica Biosystems PV6119
ImmPRESS HRP Horse Anti-Goat igG Detection Kit, Peroxidase (1:100 dilution) Vector Laboratories MP-7405
Lambotte Osteotome Surgical Mart SM1553
Metallographic PICO 155P Precision Saw Pace Technologies PICO 155P microsaw
NIS Elements Software Version 4.6 Nikon
Paraplast Plus Sigma-Aldrich P3683 paraffin
Positive Charged Microscope Slides with White Frosted End Walter Products 1140B15
Thermo Shandon Crytome FSE Cryostat Microtome New Life Scientific Inc. A78900104 cryotome
Triology Pretreatment Solution (commercial pretreatment solution) Sigma-Aldrich 920P-05
Xylene Sigma-Aldrich 920P-05

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Nogueira, J. F., et al. A brief history of otorhinolaryngology: Otology, laryngology and rhinology. Brazilian Journal of Otorhinolaryngology. 73 (5), 693-703 (2007).
  2. Pappas, D. G. Otology through the ages. Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 114 (2), 173-196 (1996).
  3. Schuknecht, H. F. Otopathology: The past, present, and future. Auris Nasus Larynx. 23, 43-45 (1996).
  4. Monsanto, R. D. C., Pauna, H. F., Paparella, M. M., Cureoglu, S. Otopathology in the United States: History, current situation, and future perspectives. Otology & Neurotology. 39 (9), 1210-1214 (2018).
  5. Crowe, S. J., Guild, S. R., Polvogt, L. M. Observations on the pathology of high-tone deafness. Journal of Nervous and Mental Disease. 80, 480 (1934).
  6. Andresen, N. S., et al. Insights into presbycusis from the first temporal bone laboratory within the United States. Otology & Neurotology. 43 (3), 400-408 (2022).
  7. Schuknecht, H. Pathology of the Ear. , Lea and Febiger. Philadelphia, PA. (1993).
  8. Chole, R. A. Labs in crisis: Protecting the science--and art--of otopathology. Otology & Neurotology. 31 (4), 554-556 (2010).
  9. Nager, G. T. Pathology of the Ear and Temporal Bone. , Williams and Wilkins. Baltimore, MD. (1993).
  10. COVID-19 Personal Protective Equipment (PPE). , Available from: https://www.cdc.gov/niosh/emres/2019_ncov_ppe.html (2022).
  11. Essalmani, R., et al. Distinctive roles of Furin and TMPRSS2 in SARS-CoV-2 infectivity. Journal of Virology. 96 (8), 0012822 (2022).
  12. Ueha, R., Kondo, K., Kagoya, R., Shichino, S., Yamasoba, T. ACE2, TMPRSS2, and Furin expression in the nose and olfactory bulb in mice and humans. Rhinology. 59 (1), 105-109 (2021).
  13. Frazier, K. M., Hooper, J. E., Mostafa, H. H., Stewart, C. M. SARS-CoV-2 virus isolated from the mastoid and middle ear: Implications for COVID-19 precautions during ear surgery. JAMA Otolaryngology - Head & Neck Surgery. 146 (10), 964-966 (2020).
  14. Cunningham, C. D., Schulte, B. A., Bianchi, L. M., Weber, P. C., Schmiedt, B. N. Microwave decalcification of human temporal bones. Laryngoscope. 111 (2), 278-282 (2001).
  15. Stephenson, R., et al. Immunohistochemical location of Na+, K+-ATPase α1 subunit in the human inner ear. Hearing Research. 400, 108113 (2021).
  16. McCall, A. A., et al. Extralabyrinthine manifestations of DFNA9. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 12 (2), 141-149 (2011).
  17. Wu, P. Z., O'Malley, J. T., de Gruttola, V., Liberman, M. C. Age-related hearing loss is dominated by damage to inner ear sensory cells, not the cellular battery that powers them. The Journal of Neuroscience. 40 (33), 6357-6366 (2020).
  18. Miller, M. E., Lopez, I. A., Linthicum, F. H., Ishiyama, A. Connexin 26 immunohistochemistry in temporal bones with cochlear otosclerosis. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 127 (8), 536-542 (2018).
  19. Lopez, I. A., et al. Immunohistochemical techniques for the human inner ear. Histochemistry and Cell Biology. 146 (4), 367-387 (2016).

Tags

علم المناعة والعدوى، العدد 183،
تقسيم العظام الصدغية البشرية عالي السرعة لتقييم أمراض الأذن الوسطى المرتبطة ب COVID-19
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Andresen, N. S., Wood, M. K.,… More

Andresen, N. S., Wood, M. K., Čiháková, D., Stewart, C. M. High-Speed Human Temporal Bone Sectioning for the Assessment of COVID-19-Associated Middle Ear Pathology. J. Vis. Exp. (183), e64012, doi:10.3791/64012 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter