Summary
L’allogreffe composite vascularisée offre des bienfaits qui altèrent la vie aux receveurs de greffe, mais les causes biologiques du rejet du greffon et de la vasculopathie demeurent mal comprises. Le modèle chirurgical des rongeurs présenté ici offre un modèle de transplantation reproductible, cliniquement pertinent, permettant aux chercheurs d’évaluer les événements de rejet et les stratégies thérapeutiques potentielles pour prévenir leur apparition.
Abstract
L’allotransplantation composite vascularisée (VCA) est un domaine relativement nouveau dans la chirurgie reconstructive. Les réalisations cliniques dans le VCA humain comprennent les greffes de la main et du visage et, plus récemment, la paroi abdominale, l’utérus et les greffes urogénitales. Les résultats fonctionnels ont dépassé les attentes initiales, et la plupart des bénéficiaires bénéficient d’une meilleure qualité de vie. Cependant, comme l’expérience clinique s’accumule, le rejet chronique et les complications de l’immunosuppression doivent être abordées. Dans de nombreux cas où les greffés ont échoué, la pathologie causal a été la vasculopathie ischémique. Les mécanismes biologiques du rejet aigu et chronique associés à l’evt, en particulier la vasculopathie ischémique, sont des domaines importants de la recherche. Cependant, en raison du très petit nombre de patients VCA, l’évaluation des mécanismes proposés est mieux abordée dans un modèle expérimental. Plusieurs groupes ont utilisé des modèles animaux pour répondre à certaines des questions non résolues pertinentes dans le rejet VCA et la vasculopathie. Plusieurs conceptions de modèles impliquant une variété d’espèces sont décrites dans la littérature. Nous présentons ici un modèle reproductible du volet ostéomyocutané du membre postérieur de VCA hétérootopique dans le rat qui peut être utilisé pour la recherche translationnelle de VCA. Ce modèle permet l’évaluation en série de la greffe, y compris les biopsies et les différentes modalités d’imagerie, tout en conservant un faible niveau de morbidité.
Introduction
La chirurgie reconstructive pour la perte de tissu catastrophique causée par l’amputation, les blessures par explosion, les tumeurs malignes et les malformations congénitales est limitée par la disponibilité des tissus du patient et la morbidité additionnelle provoquée sur le site du donneur. Dans certains cas, comme les victimes de brûlures ou les amputés quadrilatéraux, les tissus viables pour la reconstruction ne sont pas disponibles chez le patient. En 1964, la première transplantation de main moderne a été réalisée en Équateur. Bien qu’il s’agissait d’un succès technique, l’immunosuppression disponible à l’époque était insuffisante pour prévenir le rejet, et la greffe a été perdue en moins de 3 semaines1. En 1998 et 1999, les transplantations de première main à l’ère moderne de l’immunosuppression ont été réalisées à Lyon, France2 et Louisville, Kentucky, USA3. Pour la première fois, les chirurgiens reconstructifs pourraient remplacer comme avec. La transplantation faciale a été réalisée pour la première fois en 20054, et un certain nombre d’autres greffes VCA sont maintenant régulièrement exécutées, comme la paroi abdominale5, l’utérus et les transplantations urogénitales6.
Contrairement à la transplantation d’organes solides, la plupart des techniques de VCA impliquent la présence de la peau de donneur hautement antigénique. L’expérience clinique a déterminé que le rejet aigu de la peau est relativement facile à contrôler, mais peut contribuer au rejet chronique des tissus et des vaisseaux sous-jacents, qui ne répondent pas bien au traitement7. Le dysfonctionnement vasculaire associé à une réponse alloimmune est un obstacle plus inquiétant pour le domaine de la VCA7. Les macrovasculopathies entraînent des déficits de perfusion, une guérison retardée et des conditions proinflammatoires. La vasculopathie et l’hyperplasie intimique focale du grand vaisseau sont présentes dans les receveurs de greffe de main7. En outre, les microvasculopathies peuvent également contribuer aux complications de l’VCA et peut même conduire à des événements de rejet. Bien que les facteurs immunologiques et non-immuns jouent probablement un rôle dans la vasculopathie des receveurs de greffe de la main, les mécanismes spécifiques favorisant la dysfonction distale des vaisseaux dans le VCA ne sont pas connus, en particulier dans le contexte du rejet chronique de bas grade. Ces questions sans réponse nécessitent le développement d’un modèle animal VCA qui permettra l’évaluation en série de la greffe pendant le cours clinique de rejet/d’entretien VCA et de vasculopathie. Un tel modèle offrira un aperçu du rejet et de la vasculopathie face à l’immunosuppression, au défi infectieux et/ou à d’autres lésions traumatiques postopératoires8,9.
Présenté ici est un modèle de Rabat ostéomyocutané du membre postérieur hétérootopique de l’VCA de rat allogénique. Sur la base des modèles VCA déjà publiés, cette procédure est techniquement facile à réaliser, reproductible dans un grand nombre, et présente une morbidité et une gêne minimes pour l’animal récepteur. Ce modèle a été conçu pour permettre des évaluations cliniques et histopathologiques de l’acceptation VCA par rapport au rejet, et offre la possibilité d’évaluer les mécanismes immunitaires et non-immuns sous-jacents impliqués dans le rejet.
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Protocol
Toutes les chirurgies animales ont été effectuées conformément aux protocoles approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels de l’Université de Louisville (protocole 18198 approuvé par l’IACUC) et le guide des instituts nationaux de santé (NIH) pour le soin et l’utilisation des Animaux de laboratoire10. Mâle brun-Norvège de quatre mois (RT1. An) et le mâle de 4 mois Lewis (RT1. Al) les rats ont été utilisés comme donneurs et receveurs de VCA, respectivement.
1. récolte des allogreffes des donateurs
- Séchez l’animal donneur à l’aide d’un isoflurane vaporisé appliqué dans une chambre.
- Raser la zone de donneur de greffe (membre postérieur), ainsi que les zones de l’aine et de l’abdomen. Ensuite, traitez avec de la crème dépilatoire afin de réduire la quantité de fuzz laissée par les tondeuses.
- Anesthésier profondément les animaux donneurs à l’aide de la kétamine intrapéritonéale (60 mg/kg)/xylazine (15 mg/kg)/Acepromazine (2 mg/kg). Administrer une dose initiale de 0,2 mL/100 g de poids corporel et des doses additionnelles de 0,2 mL chaque h. Pour plus de commodité, il est facultatif d’effectuer cette étape avant l’étape 2.
- Surveillez continuellement les animaux pendant l’anesthésie pour la respiration, la température corporelle, et la profondeur de l’anesthésie, en utilisant le test de réflexe de retrait de pincement.
- Administrer 30 U de solution d’héparine sous-cutanée (SC) dans la zone de lavage avant la chirurgie pour prévenir la coagulation.
- Portez un masque, un couvre-chef, une robe d’isolement jetable et des gants jetables.
- Placez l’animal donneur sur un coussin chauffant. Produisez un champ chirurgical stérile en préparant, en frottant et en drissant la zone chirurgicale, y compris les aspects ventraux et dorsaux de la jambe. Don de gants stériles.
- Faire une incision cutanée de 3 cm dans la concavité de l’aine à l’aide de la lame de scalpel #15 et refléter le tampon de graisse inguinale latéralement à l’aide de ciseaux à iris.
- Exposer les vaisseaux fémoraux communs et placer un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux.
- À l’aide d’un microscope de dissection (40x), disséquer le pédicule proximalement de l’émergence des vaisseaux fémoraux communs sous le ligament inguinale et distalement à la confluence des vaisseaux poplités dans la greffe.
- En utilisant des microclips et des pinces de bijouteurs bipolaires, ligaturer et divisez les grandes branches artérielles et veineuses, telles que les vaisseaux fémoraux latéraux circonflexe, les vaisseaux épigastriques superficiels, l’artère saphène et les vaisseaux fémoraux caudaux proximaux, pour mobiliser les principaux vaisseaux fémoraux. Cauterize les petites branches à l’aide de pinces bipolaires fines.
- Faire une incision cutanée à partir du centre de la peau précédente coupée le long du côté ventrale du membre postérieur, à la zone de la cheville, en utilisant des ciseaux à iris.
- Coupez le muscle gracilis, ainsi que les autres muscles adducteur en dessous, de façon verticale pour exposer et ligature les vaisseaux géniculaires proximaux médial, les petits vaisseaux profonds ramification, et le nerf sciatique.
Remarque: À ce stade, sur une table chirurgicale distincte, l’autre chirurgien doit intuber et anesthésier (2,5% – 3% isoflurane) l’animal récepteur; Cela permet aux chirurgiens de préparer le site chirurgical du receveur à temps pour le placement du greffon et de minimiser le temps ischémique du greffon. - Sur l’animal donneur, faire des incisions de la peau circonférentielle au niveau du genou et de la cheville. Désarticuler le genou et la cheville, enlever les muscles et les tissus étrangers et faire une incision cutanée verticale sur le côté dorsal du membre postérieur pour libérer la greffe. À ce stade, le greffon (composé de fibule et de tibia, recouvert de muscles apparentés et d’une île de la peau nourrie par ses perforatrices) est relié uniquement par le pédicule.
- Placer les petits pinces aussi proximalement que possible sur l’artère fémorale et la veine, et couper le pédicule aussi proximalement que possible, près du ligament inguinale.
- Pour rincer la greffe de sang, injecter de la solution saline hépariné (30 U/mL) dans l’artère fémorale à l’aide d’une canule émoussée de 27 G de rinçage.
Remarque: La dilatation de l’artère avant le rinçage de l’héparine permet un accès facile à l’insertion de la canule. Au cours de la chasse, surveiller attentivement l’écoulement de la veine fémorale. Une fois que le liquide dégagé quitte la veine fémorale, arrêtez la chasse d’eau. - Enveloppez la greffe isolée dans une gaze tiède imbibée de solution saline et transportez-la immédiatement à la table de l’animal receveur. À ce moment, le site chirurgical du receveur devrait déjà être préparé pour l’anastomose vasculaire.
- Après la récolte du greffon, euthanasier immédiatement le rat donneur par pneumothorax.
2. chirurgie de transplantation de receveur
- Après l’induction de la sédation par l’isoflurane vaporisé appliqué dans une chambre, anesthésiez profondément l’animal récepteur via un tube endotrachéal contrôlé par le ventilateur et 2,5% – 3% d’isoflurane.
Remarque: À ce stade, le rat donneur est encore anesthésié. - Surveillez continuellement la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire, la température corporelle et la profondeur de l’anesthésie de l’animal récepteur, en utilisant le test de réflexe de sevrage par pincement des orteils.
- Afin d’éviter la déshydratation et l’hypoglycémie, injecter 2 mL de solution de Ringer lactée et 2,5% de dextrose par voie sous-cutanée au début et 2 mL à la fin de la chirurgie.
- Rasez la zone de l’aine, puis traitez avec de la crème dépilatoire afin de réduire la quantité de fuzz laissée par les Clippers.
- Portez un masque, un couvre-chef, une robe d’isolement jetable et des gants stériles.
- Placez l’animal sur un coussin chauffant. Appliquez une pommade ophtalmique pour prévenir les abrasions de la cornée pendant l’anesthésie. Produisez un champ chirurgical stérile en préparant, en frottant et en drayant la zone chirurgicale.
- Faire une incision cutanée de 3 cm dans la concavité de l’aine à l’aide de la lame de scalpel #15 et refléter le tampon de graisse inguinale latéralement à l’aide de ciseaux à iris.
- Exposer les vaisseaux fémoraux communs et placer un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux.
- Ligate et diviser les branches de Murphy.
- En utilisant des sutures interrompues en nylon 10-0, les vaisseaux de donneur s’anastomosent aux vaisseaux récepteurs par la technique veineuse de bout en bout et la technique artérielle de bout en extrémité. Relâchez graduellement les pinces de l’artère puis de la veine. Surveillez les sites anastomotiques pour les saignements et ajoutez des sutures supplémentaires si nécessaire.
- Évaluer visuellement l’anastomose vasculaire afin d’assurer une reperfusion efficace de la greffe.
- Encart la greffe dans la poche inguinale et l’orienter à l’envers, avec l’articulation de la cheville supérieure et l’articulation du genou inférieure.
- En utilisant des sutures de rentrant, fixez la greffe aux muscles adjacents. Fermez la peau par l’intermédiaire d’une peau de matelas horizontale interrompue absorbable 4-0 sutures.
- Enlevez l’animal du receveur de l’anesthésie et sevtez-le de l’aérateur. Placez l’animal sur un coussin chauffant pour le support thermique.
Remarque: La durée de fonctionnement globale est comprise entre 3 et 4 h, selon l’expérience du chirurgien et la connaissance de l’intervention chirurgicale. - Administrer le méloxicam (1 mg/kg) sous-cutanée pour la suppression de la douleur et surveiller jusqu’à ce que l’animal soit entièrement récupéré et mobile.
3. surveillance du destinataire VCA
- Loger les rats receveurs individuellement et les surveiller quotidiennement pour des signes cliniques de douleur, de déshydratation, de perte de poids, et une diminution de l’activité en plus d’une défaillance chirurgicale (pour les premières 48 – 72 h) ou le rejet. Administrer le méloxicam par voie sous-cutanée (1 mg/kg) par jour pendant les 3 premiers jours pour la suppression de la douleur.
- En fonction du point de terminaison de la recherche, choisissez un médicament immunosuppresseur à administrer.
4. histologie
- Sous anesthésie à l’isoflurane inhalée (2,5% – 3%), obtenir la peau sérielle et les biopsies musculaires sous-jacentes de la greffe du donneur aux points de temps souhaités. La peau doit être nettoyée et drapée avant d’obtenir une biopsie, et un champ et une technique stériles doivent être exécutés.
- Fermez la plaie avec un à deux points, en utilisant des sutures 4-0 absorbables. Retournez l’animal à sa cage et laissez-le se rétablir de l’anesthésie.
- Fixer les tissus biopsiés dans des tubes distincts dans 10% de formol.
- Au point de temps terminal et sous anesthésie isoflurane inhalée (2,5% – 3%), prendre une plus grande biopsie cutanée qui s’étend sur la bordure du donneur/receveur. Localisez soigneusement la paire de laisse de navire sur le site des anastomoses; le site approprié sera apparent en raison des sutures. Prélever les échantillons de vaisseaux souhaités de l’artère et/ou de la veine. Fixer tous les échantillons séparément dans 10% de formol. Après la collecte des échantillons de tissus, et tandis que l’animal est encore sous anesthésie isoflurane, immédiatement euthanasier l’animal par pneumothorax.
- À l’aide d’un processeur tissulaire (ou d’une autre technique d’incorporation préférée), incorporer chaque biopsie dans son propre bloc. Pour les échantillons cutanés, orientez le tissu de façon à ce que toutes les couches épidermiques et cutanées puissent être observées en une seule tranche. Pour les échantillons de vaisseaux, orienter les vaisseaux de sorte que les coupes transversales puissent être obtenues.
- À l’aide d’un microtome, coupez des sections de 6 μM d’épaisseur et appliquez-les aux lames pour la coloration de l’hématoxyline et de l’éosine (H & E).
- Tache pour H & E en utilisant un protocole standard.
- Obtenez des images représentatives de tous les échantillons de tissus souhaités à l’aide de techniques de microscopie fond clair.
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Representative Results
Le modèle de Rabat ostéomyocutané du membre postérieur hétérootopique du rat VCA permet une survie à long terme de l’allogreffe sous immunosuppression. Le modèle est fiable, reproductible et simple à réaliser. Le rabat est bien caché dans la zone de l’aine et constitue une morbidité et un inconfort minimes pour l’animal. La présentation cutanée est une manifestation clinique de la survie et du rejet de l’allogreffe (figure 1). La conception des volets permet une surveillance clinique brute et crée une opportunité pour diverses techniques d’imagerie, telles que le Doppler laser (figure 2). Les biopsies sérielles de la peau, des muscles et des artères permettent d’obtenir un suivi histopathologique et une analyse à différents stades de rejet (figure 3).
Figure 1 : Images représentatives des animaux transplantés. A) survie à long terme del'VCA syngeneique, sans traitement d’immunosuppression, le jour postopératoire 45 (pod 45); noter la différence de direction de la croissance de la fourrure en raison de l’orientation inversée du greffon. (B) VCA allogénique, traité quotidiennement avec un médicament immunosuppresseur, sur le pod 5. Csurvie à long terme de l’VCA allogénique, traitée quotidiennement avec un médicament immunosuppresseur, sur le pod 40; noter une croissance normale de la fourrure indiquant une bonne perfusion du greffon, sans signes de rejet. (D) VCA allogénique en rejet sur le POD 33. Le traitement d’immunosuppression a été complètement arrêté sur le POD 14; noter les signes cliniques de rejet (atrophie cutanée, desquamation, perte de fourrure). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
La figure 2 : Système d’imagerie Doppler laser pour surveiller la revascularisation superficielle de la peau de l’allogreffe. L’allogreffe présentée a été surveillée sur les jours 4, 14 et 64 postopératoires. Les panneaux sur la gauche montrent la perfusion sanguine mesurée par imagerie Doppler, tandis que les panneaux à droite montrent la zone imagée par le Doppler. Notez le passage de la perfusion sanguine minimale immédiatement après VCA à la revascularisation complète du rabat le jour 64. Cette allogreffe a été maintenue sous immunosuppression appropriée sans signes de rejet. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : H &Amp; E histopathologie de l’allogreffe dans les greffes syngéniques versus allogéniques. (A) biopsie cutanée d’une allogreffe syngénique sur le pod 45 (grossissement 10x); noter la morphologie normale des composants de la peau (épiderme, adnexa, et aucun signe d’infiltration de cellules mononucléelles). Bbiopsie cutanée d’un allogreffon allogénique en rejet sur le pod 75, traitée quotidiennement avec une dose plus faible d’un immunosuppresseur (grossissement 10x); noter une atrophie épidermique, une atrophie de l’annexes, une infiltration de cellules mononucléaires, une infiltration perivasculaire et une thrombose capillaire. Cbiopsie musculaire d’un allogreffon syngénique sur le pod 45 (grossissement 10x); noter la morphologie normale du muscle strié. Dbiopsie musculaire d’un allogreffon allogénique en rejet sur le pod 98, traité quotidiennement avec une dose plus faible d’un immunosuppresseur (grossissement 10x); noter l’atrophie musculaire et l’infiltration des cellules mononucléelles. Ebiopsie de l’artère fémorale d’un allogreffon syngénique sur le pod 45 (grossissement 20x); noter la morphologie normale de l’artère. Fbiopsie de l’artère fémorale d’un allogreffon allogénique en rejet sur le pod 98, traitée quotidiennement avec une dose plus faible d’un immunosuppresseur (grossissement 20x); noter l’hyperplasie intimique, la lumière étroite et l’infiltration perivasculaire. Barre d’échelle = 200 μm (A–D); 100 μm (E et F). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Dans l’élaboration de ce modèle d’EVC, plusieurs questions clés ont été examinées. Premièrement, il était important d’inclure l’OS intact (tibia et péroné), la moelle osseuse et la peau dans la greffe. Bien que les greffes cliniques de mains de donneurs adultes ne transfèrent pas de quantités significatives de moelle hématopoïétique active, les études du rôle de la niche de la moelle osseuse sont mieux reflétées à l’aide d’un OS intact, vascularisé plutôt que d’un os long coupé, ce qui se traduit par fibrose de la moelle exposée. De plus, la conception des volets ostéomyocutanés en os fermés réduit le risque d’infection et de saignement. La moelle osseuse et la peau sont des tissus hautement immunogéniques, qui peuvent être utilisés pour déclencher une réponse immunitaire si désiré. Deuxièmement, il n’était pas nécessaire que la greffe soit fonctionnelle, éliminant la nécessité d’un modèle orthotopique nécessitant une ostéosynthèse et une réenervation complexes du greffon. Cela évite également certaines des conséquences gênantes bien connues des modèles orthotopiques, comme une intervention chirurgicale prolongée et l’inconfort animal11,12. Cependant, il est important de noter que la conception hétérootopique ne permet pas de mesurer les résultats fonctionnels de l’os et du cartilage, ainsi que la fonction musculaire, qui sont tous d’intérêt significatif dans la recherche VCA. Troisièmement, la greffe devait être accessible aux systèmes d’imagerie, au suivi clinique et aux biopsies sérielles. Enfin, à des fins de débit, les chirurgies de greffage devaient être facilement exécutées sans complications. Avec ces considérations à l’esprit, un modèle ostéomyocutané de rat modifié de VCA a été développé dans lequel le membre postérieur distale, entre le genou et la cheville du donneur (brun-Norvège), y compris la peau sus-jacente et vasculature associée, a été transplanté dans le région inguinale sur le receveur (Lewis). Dans ce cas, l’apport vasculaire à la greffe s’est produit par l’artère fémorale et les anastomoses veineuses.
Parce que la peau est un facteur clé important pour surveiller le rejet de VCA, des soins spécifiques ont été pris dans la préparation de la greffe afin de préserver les petits perforateurs artériels soutenant la perfusion cutanée. Lors de l’établissement de ce modèle, nous avons effectué des expériences préliminaires utilisant l’angiographie de vert d’indocyanine (ICG) (résultats non montrés) pour confirmer la conception de perfusion cutanée du modèle.
Étant donné que la greffe est orientée à l’envers, de sorte que la partie distale de la greffe est supérieure et la partie proximale de la greffe est inférieure, un pédicule long est nécessaire afin d’éviter les entorses. Par conséquent, il convient de souligner que les vaisseaux fémoraux des donneurs doivent être divisés aussi proximalement que possible et que l’artère fémorale réceptrice doit être divisée aussi distale que possible.
La participation simultanée de deux chirurgiens est recommandée lors de la préparation/isolement final de la greffe du donneur; un chirurgien doit terminer l’isolement du greffon, tandis que l’autre chirurgien anesthésiera et IntUBE l’animal récepteur et commence à préparer les vaisseaux pour les anastomoses. Si l’espace et l’équipement sont disponibles, un troisième chirurgien pourrait préparer un deuxième animal récepteur et les deux pattes du donneur peuvent être utilisées pour les greffes VCA. Les chirurgiens doivent se coordonner les uns avec les autres pour assurer un temps ischémique de greffe minimal avant les anastomoses. Dans notre expérience, la plupart des mortels postopératoires sont attribués à la technique d’anesthésie. Si possible, nous recommandons qu’un autre membre de l’équipe soit en charge de la surveillance de l’anesthésie pendant la chirurgie. Il va sans dire que, afin d’exécuter ce modèle avec succès, un chirurgien formé avec des techniques microvasculaires de base est nécessaire. Selon l’expérience du chirurgien, le modèle peut être atteint avec succès après deux à six tentatives de chirurgie.
Les rats syngénériques peuvent être utilisés comme groupe témoin pour tenir compte de la dynamique de guérison sans rapport avec le rejet. La jambe contralatérale du rat receveur peut également être utilisée comme un contrôle, en particulier lors de la réalisation d’imagerie et de biopsies.
La repousse de la fourrure sur la peau transplantée est l’une des meilleures indications d’une perfusion réussie d’allogreffes. D’autre part, la perte de fourrure, l’érythème cutané et la déépithéliisation peuvent indiquer un événement de rejet et une diminution de l’apport sanguin à certaines parties du rabat. Dans un stade de rejet très avancé, la peau peut présenter une nécrose et une exfoliation. Une diminution de la masse musculaire de l’allogreffe est montrée dans un stade avancé à cause de l’atrophie de la dénervation. Les animaux perdent généralement du poids corporel (jusqu’à 10%) dans les 7 à 10 premiers jours, mais ensuite récupérer et prospérer. Nous recommandons d’ajouter du gel d’eau enrichi nutritionnellement (par exemple, DietGel Recovery) dans les premiers jours postopératoires pour soutenir la nutrition du rat receveur. Chez un très petit nombre d’animaux (deux sur plus de 50 animaux expérimentaux), nous avons été témoins d’une infection cutanée et d’une autophagie.
En conclusion, le modèle modifié de greffon de VCA ostéomyocutané hétérootopique, allogénique, présenté ici offre un paradigme de transplantation reproductible et polyvalent. Les biopsies sérielles et l’imagerie offrent des informations sur le déroulement des événements de rejet. La variété des symptômes cliniques qui peuvent être étudiés avec cette méthode en font un modèle translationnel très adaptable avec le potentiel de nombreuses découvertes perspicaces dans les années à venir.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été appuyé par le Bureau du sous-secrétaire à la défense pour les affaires de santé par l’entremise du programme de recherche médicale dirigé par le Congrès au titre du prix no. W81XWH-13-2-0057. Les opinions, les interprétations, les conclusions et les recommandations sont celles des auteurs et ne sont pas nécessairement approuvées par le ministère de la défense.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acepromazine | Henry Schein | 5700850 | |
| Adventitia Scissors | ASSI | SAS15R8 | |
| Approximator Clamp (Double) | ASSI | ABB2V, ABB22V | |
| Approximator Clamp (single) | FST | 00398-02 | |
| Clamp Applying Forceps | ASSI | CAF4 | |
| Dissecting Scissors | ASSI | SDS18R8 | |
| Flushing blunt needle 27 G | SAI | ||
| Heparin Sodium | Sagent | 25021-400-30 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | |
| Jewelers Bipolar | ASSI | 103000BPS03 | |
| Jewelers forceps #3 | FST | 11231-30 | |
| Ketamine HCl 100 mg/mL | Zoetis | 043-304 | DEA License required |
| Lactated Ringer Solution | Hospira | 0409-7953-03 | |
| Lactated Ringer Solution + 5% Dextrose | Hospira | 0409-7953-09 | |
| Meloxicam | Henry Schein | 11695-6925-2 | |
| Micro forceps | ASSI | JFAL3 | |
| Micro needle holder | ASSI | B138 | |
| Prograf (Tacrolimus) 5 mg/mL | Astellas | 0469-3016-01 | |
| Suture, 10-0 Prolene | Ethicon | W2790 | or 10-0 Ethilon (2830) |
| Suture, 4-0 Coated Vicryl | Ethicon | J714D | |
| Vessel Dilator Forceps | ASSI | D5AZ | |
| Xylazine | VetOne | 13985-612-50 |
References
- Gilbert Fernandez, J. J., Febres-Cordero, R. G., Simpson, R. L. The Untold Story of the First Hand Transplant: Dedicated to the Memory of one of the Great Minds of the Ecuadorian Medical Community and the World. Journal of Reconstructive Microsurgery. , (2018).
- Dubernard, J. M., et al. Human hand allograft: report on first 6 months. Lancet. 353 (9161), 1315-1320 (1999).
- Jones, J. W., Gruber, S. A., Barker, J. H., Breidenbach, W. C. Successful hand transplantation. One-year follow-up. Louisville Hand Transplant Team. The New England Journal of Medicine. 343 (7), 468-473 (2000).
- Devauchelle, B., et al. First human face allograft: early report. Lancet. 368 (9531), 203-209 (2006).
- Broyles, J. M., et al. Functional abdominal wall reconstruction using an innervated abdominal wall vascularized composite tissue allograft: a cadaveric study and review of the literature. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (1), 39-44 (2015).
- Kollar, B., et al. Innovations in reconstructive microsurgery: Reconstructive transplantation. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 800-806 (2018).
- Kaufman, C. L., et al. Graft vasculopathy in clinical hand transplantation. American Journal of Transplantation. 12 (4), 1004-1016 (2012).
- Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
- Kaufman, C. L., et al.
- Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, Institute for Laboratory Animal Research, Division on Earth and Life Studies, National Research Council of the National Academies. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, 8th edition. , National Academies Press. Washington, DC. (2011).
- Nazzal, J. A., Johnson, T. S., Gordon, C. R., Randolph, M. A., Lee, W. P. Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat. Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).
- Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation. Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).
