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Biology

Étude du métabolisme cardiaque dans le cœur de souris perfusé isolé avec spectroscopie RMN hyperpolarisée [1-13 C]pyruvate et 13C/31P

Published: April 21, 2023 doi: 10.3791/63188
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1, 1, 1, 1,2
1Department of Radiology, Hadassah Medical Organization and Faculty of Medicine, Hebrew University of Jerusalem, 2The Wohl Institute for Translational Medicine

Summary

Nous décrivons une configuration expérimentale pour administrer des métabolites hyperpolarisés marqués au 13C en mode de perfusion continue à un cœur de souris perfusé isolé. Une approche dédiée d’acquisition de 13C-RMN a permis de quantifier l’activité enzymatique métabolique en temps réel, et une analyse multiparamétrique 31P-RMN a permis de déterminer la teneur en ATP tissulaire et le pH.

Abstract

Le métabolisme est la base de processus importants dans la vie cellulaire. La caractérisation du fonctionnement des réseaux métaboliques dans les tissus vivants fournit des informations cruciales pour comprendre le mécanisme des maladies et concevoir des traitements. Dans ce travail, nous décrivons les procédures et les méthodologies pour étudier l’activité métabolique dans les cellules dans un cœur de souris rétrofusé en temps réel. Le cœur a été isolé in situ, en conjonction avec un arrêt cardiaque pour minimiser l’ischémie myocardique et a été perfusé à l’intérieur d’un spectromètre à résonance magnétique nucléaire (RMN). Dans le spectromètre et sous perfusion continue, du [1-13 C]pyruvate hyperpolarisé a été administré au cœur, et les taux de production de [1-13 C]lactate et de [13C]bicarbonate hyperpolarisés subséquents ont servi à déterminer, en temps réel, les taux de production de lactate déshydrogénase et de pyruvate déshydrogénase. Cette activité métabolique du [1-13C]pyruvate hyperpolarisé a été quantifiée par spectroscopie RMN de manière libre en utilisant l’approche d’acquisition sélective d’excitations saturantes de produits. 31 La spectroscopie P a été appliquée entre les acquisitions hyperpolarisées pour surveiller l’énergétique cardiaque et le pH. Ce système est particulièrement utile pour étudier l’activité métabolique dans le cœur de souris sain et malade.

Introduction

Les altérations du métabolisme cardiaque sont associées à une variété de cardiomyopathies et constituent souvent la base des mécanismes physiopathologiques sous-jacents1. Cependant, il existe de nombreux obstacles à l’étude du métabolisme dans les tissus vivants, car la plupart des tests biochimiques nécessitent l’homogénéisation de la lyse tissulaire et cellulaire et / ou le traçage radioactif. Par conséquent, il existe un besoin urgent de nouveaux outils pour étudier le métabolisme myocardique dans les tissus vivants. La résonance magnétique (RM) de substrats hyperpolarisés marqués au 13C permet de mesurer en temps réel le métabolisme dans les tissus vivants2, sans utiliser de rayonnement ionisant, en augmentant le rapport signal sur bruit (SNR) MR du ou des sites marqués de plusieurs ordres de grandeur3. Ici, nous décrivons une configuration expérimentale, une approche d’acquisition et une approche analytique pour étudier le métabolisme rapide dans le cœur isolé de souris et, en parallèle, présentons des indicateurs de l’énergétique générale des tissus et de l’acidité. Le pH cardiaque est un indicateur précieux, car l’équilibre acido-basique est perturbé dans les premiers stades des maladies cardiaques et des affections telles que l’ischémie myocardique, l’hypertrophie inadaptée et l’insuffisance cardiaque6.

La production hyperpolarisée de [1-13 C]lactate et de [13 C]bicarbonate à partir de [1-13C]pyruvate hyperpolarisé aide à déterminer les taux de production de lactate déshydrogénase (LDH) et de pyruvate déshydrogénase (PDH). La plupart des études précédentes réalisées à l’aide de substrats hyperpolarisés dans le cœur isolé de rongeurs ont soit utilisé des modèles cinétiques complexes pour dériver l’activité enzymatique de la LDH et de la PDH, soit rapporté les rapports d’intensité du signal du produit hyperpolarisé sur un substrat sans calculer les taux d’activité enzymatique réels 2,4,5,6,7,8,9,10, 11,12,13,14. Ici, nous avons utilisé l’approche d’excitation saturante sélective du produit 15, qui permet de surveiller l’activité enzymatique de manière sans modèle15,16. De cette façon, les taux enzymatiques absolus (c’est-à-dire le nombre de moles de produit produites par unité de temps) ont été déterminés. 31 La spectroscopie P a été utilisée pour observer les signaux du phosphate inorganique (Pi), de la phosphocréatine (PCr) et de l’adénosine triphosphate (ATP). Une analyse multiparamétrique a été utilisée pour caractériser la distribution du pH du cœur, comme le démontre le déplacement chimique hétérogène du signal Pi du tissu.

Le cœur de souris rétrofusé (cœur de Langendorff)17,18,19 est un modèle ex vivo pour le cœur battant intact. Dans ce modèle, la viabilité cardiaque et le pH sont préservés pendant au moins 80 minutes20, et il a montré un potentiel de récupération après une lésion ischémique prolongée21,22. Néanmoins, une variabilité involontaire pendant la microchirurgie peut entraîner une variabilité de la viabilité tissulaire entre les cœurs. Des études antérieures ont fait état de la détérioration de ce cœur au fil du temps19; Par exemple, une réduction de la fonction contractile de 5% à 10% par heure a été observée18. Il a déjà été démontré que le signal de l’adénosine triphosphate (ATP) rapportait l’état énergétique et la viabilité du myocarde23. Ici, nous avons noté que le cœur perfusé peut parfois présenter une variabilité involontaire des niveaux de viabilité, comme le démontre la teneur en ATP, malgré le fait que nous avions une perfusion et un apport en oxygène ininterrompus. Nous démontrons ici que la normalisation des taux de LDH et de PDH à la teneur en ATP du cœur réduit la variabilité inter-cardiaque de ces taux.

Dans le protocole suivant, nous décrivons l’intervention chirurgicale utilisée pour la canulation cardiaque, l’isolement et la perfusion consécutive dans le spectromètre RMN. Il convient de noter que d’autres approches chirurgicales visant à isoler et à perfuser le cœur de souris ont été décrites avant24,25.

Les méthodologies utilisées pour acquérir des données relatives aux taux enzymatiques dans le cœur battant (en utilisant la spectroscopie 13 C et le [1-13C]pyruvate hyperpolarisé) et la viabilité et l’acidité du cœur (en utilisant la spectroscopie RMN 31P) sont également décrites. Enfin, les méthodologies analytiques pour déterminer les activités enzymatiques métaboliques et la viabilité et l’acidité des tissus sont expliquées.

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Protocol

Le comité mixte d’éthique (IACUC) de l’Université hébraïque et du centre médical Hadassah a approuvé le protocole d’étude pour le bien-être animal (MD-19-15827-1).

1. Préparation du tampon Krebs-Henseleit

  1. Un jour avant l’expérience, préparez une version modifiée du tampon Krebs-Henseleit (KHB)26. Dans un premier temps, dissoudre 118 mM de NaCl, 4,7 mM de KCl, 0,5 mM de pyruvate, 1,2 mM de MgSO4, 25 mM deNaHCO3 et 1,2 mM KH 2PO4 dansduH2Obidistillé.
  2. Faire bouillonner ce mélange avec 95%/5%O2/CO 2 pendant 20 min, puis ajouter1,2 mM CaCl2.
  3. Ajustez le pH du tampon à 7,4 avec HCl ou NaOH.
  4. Le jour de l’expérience, ajouter 10 mM de glucose et 72 U/L d’insuline au KHB préparé à l’étape 1.2.
    NOTE: L’insuline est ajoutée au tampon de perfusion comme décrit dans les travaux de Kolwicz et al.26 et en accord avec des études antérieures rapportant que l’insuline augmente la fonction contractile27 et l’intensité du signal hyperpolarisé [13C]bicarbonate 28.

2. Préparation du système de perfusion

  1. Conserver un réservoir de 200 mL de KHB dans un bain-marie à 40 °C et faire des bulles avec 95 %/5 %O2/CO2 à un débit de 4 L/min pendant 1 h avant la perfusion cardiaque. Gardez le tampon bouillonnant continuellement avec ce mélange de gaz tout au long de l’expérience.
    1. Tout d’abord, réglez le bain-marie à 40 °C. Insérez le réservoir KHB. Utiliser une pompe péristaltique (voir le tableau des matériaux) et des rallonges de qualité médicale pour faire recirculer le KHB entre le réservoir tampon et le tube RMN de 10 mm à un débit constant de 7,5 mL/min.
    2. Connectez trois tubes en silicone durci au platine (3 mm i.d.) à la pompe (un tube d’entrée et deux tubes de sortie pour le tampon KH). Insérez les conduites d’écoulement et d’entrée dans le tampon KH chauffé. Ensuite, insérez la conduite d’oxygène dans le tampon KH chauffé.
    3. Utilisez des lignes minces d’éther polyéther cétone (PEEK, voir le tableau des matériaux) pour que le tampon et l’agent hyperpolarisé s’écoulent vers et depuis le tube RMN dans l’alésage du spectromètre.
  2. Assurez-vous que la température est maintenue entre 37 et 37,5 °C. Suivez les étapes ci-dessous.
  3. Envelopper la conduite d’entrée (du réservoir tampon au tube RMN) avec un ruban chauffant réglé à 42 °C.
  4. Chauffez le tube RMN à l’intérieur du spectromètre avec un flux d’air chaud qui est régulé par le spectromètre.
  5. Utilisez un capteur de température compatible RMN (voir le tableau des matériaux) pour mesurer la température à l’intérieur du tube RMN. La température est réglée à 37-37,5 °C.

3. Étalonnage et préparation du spectromètre RMN pour l’acquisition

  1. Le jour de l’expérience, insérez dans le spectromètre un échantillon étalon de 13 °C contenant du 1,4-dioxane (table des matériaux), et accordez et faites correspondre la sonde RMN pour 13°C. Ensuite, on obtient un spectre montrant le signal d’équilibre thermique du 1,4-dioxane avec un angle de nutation de 90°.
  2. Maintenant, échangez l’échantillon standard 13C avec un échantillon standard 31P (Table of Materials), qui contient 105 mM d’ATP en D2O. Accordez et faites correspondre la sonde RMN pour 31P.
    NOTE: Un spectre montrant les signaux de phosphate d’équilibre thermique est obtenu avec un angle de nutation de 50°.
  3. Insérez la conduite d’entrée, la conduite de sortie et la sonde de température dans un tube RMN de 10 mm, puis insérez le tube dans l’alésage magnétique. Réglez le ruban chauffant à 42 °C.
  4. Acquérir un spectre RMN 31 P du tampon KH circulant à utiliser dans cette expérience pendant 30min, avec un angle de nutation de 50° et un TR de 1,1 s (1 640 acquisitions).

4. Préparation animale, intervention chirurgicale et perfusion du cœur dans le tube RMN

  1. Anesthésier une souris mâle HSD:ICR (CD-1) contenant 3,3 % d’isoflurane dans l’air ambiant (table des matières) à 340 mL/min pendant 5 minutes à l’aide d’un système d’anesthésie gazeuse (tableau des matériaux) dans une chambre à induction.
  2. Utilisez l’anesthésie nasale pour le maintien de l’anesthésie générale avec 2,9% d’isoflurane.
    REMARQUE : Des précautions sont prises pour minimiser la douleur et l’inconfort de l’animal.
  3. Fixez les membres de l’animal avec du ruban adhésif, assurez-vous d’un réflexe de douleur de pédale négatif, puis injectez 300 UI d’héparine de sodium par voie intrapéritonéale.
  4. Mouillez soigneusement la paroi thoracique et l’abdomen de la souris avec de l’alcool à 70% pour assurer la propreté et éviter la contamination ou l’obstruction des cheveux pendant l’intervention chirurgicale.
  5. À 1 min après l’injection d’héparine, coupez la peau et le muscle de la cavité abdominale avec de petits ciseaux.
  6. Placez la petite pince anti-moustique à mâchoire incurvée à verrouillage hémostatique entre le processus xiphoïde et la peau de la poitrine pour soulever la poitrine et exposer le diaphragme. Percez et coupez le lobe droit du diaphragme.
  7. Coupez la poitrine sur la ligne médiane, rétractez-la sur les côtés, puis retirez-la.
  8. Injectez au ventricule gauche du cœur 200 UI d’héparine sodique pour prévenir la coagulation sanguine. Ensuite, injectez 0,1 mL de 0,5 mol/L de KCl glacé pour obtenir un arrêt cardiaque, comme décrit précédemment25. L’arrêt cardiaque est essentiel pour pouvoir canuler le cœur.
  9. Identifiez le thymus et retirez-le à l’aide de ciseaux pour exposer l’aorte. Retirez le tissu résiduel de la cage thoracique.
  10. Identifiez l’arc aortique et utilisez des pinces incurvées pour placer un nœud lâche avec une suture en soie 3-0 (table des matériaux) autour de l’aorte ascendante. Injectez 3 mL de KHB dans le ventricule gauche pour enlever les caillots sanguins de l’aorte.
  11. Utilisez des pinces incurvées pour rétracter le cœur de manière inférieure pour une meilleure visualisation de l’aorte ascendante.
  12. Effectuer la canulation in situ avec un cathéter intraveineux de 22 G (Tableau des matériaux). Appliquez un adhésif cyanoacrylate dans la région canulée, puis effectuez un double ligotage. Injectez un tampon KH supplémentaire dans le cœur et vérifiez qu’il circule dans le tube de canulation.
  13. Retirez les pinces incurvées. Déconnectez le cœur des viscères environnants et perfusez-le rétrograde avec du KHB glacé (4 °C) à travers le cathéter intraveineux.
  14. Connectez le cœur à la conduite d’entrée du système de perfusion via le cathéter intraveineux. Lors de l’initiation de la perfusion avec tampon chaud (37-37,5 °C) à 7,5 mL/min, le cœur commence à battre spontanément.
  15. Fixez le tube RMN avec le cœur battant, les lignes d’écoulement et la sonde de température, et insérez-le dans l’alésage du spectromètre, en vous assurant que le cœur est au centre de la sonde RMN.

5. Acquisition de données sur l’énergétique cardiaque et le pH

  1. Acquérir des spectres 31P pendant environ 1 h avec un angle de retournement de 50° et un TR de 1,1 s.

6. Polarisation et dissolution du spin DNP

  1. Préparer une formulation de 28,5 mg de [1-13C]pyruvate. Cette formulation est constituée de 11,1 mM à 14,0 mM de radical OX063 dans l’acide pur.
  2. Préparer 4 mL de milieu de dissolution. Le milieu de dissolution est constitué d’un tampon TRIS-phosphate, qui contient 11,2 mM NaH2PO4, 38,8 mMNa2HPO4,33 mM TRIS et 2 mM HCl. Cette composition en milieu est ajustée de telle sorte qu’à l’ajout de 28,5 mg de formulation d’acide [1-13C]pyruvique à 4 mL de ce tampon (en phase de dissolution), le pH de la solution obtenue sera de 7,4.
  3. Effectuer la polarisation de spin et la dissolution rapide dans un dispositif de polarisation de spin à dissolution-DNP (dDNP) conformément aux instructions du fabricant (Tableau des matériaux). Appliquer l’irradiation micro-ondes à une fréquence de 94,110 GHz pour la polarisation de la formulation d’acide [1-13C]pyruvique à 1,45 K à 1,55 K pendant environ 1,5 h.
  4. Mélanger rapidement les 4 mL de milieu hyperpolarisé du dispositif dDNP avec une solution bien oxygénée qui complète le milieu de dissolution hyperpolarisé pour obtenir une composition correspondant étroitement au milieu de perfusion.
    NOTE: Le volume final du milieu perfusant le cœur pendant les injections hyperpolarisées avec 14 mM hyperpolarisé [1-13C]pyruvate est de 26 mL. La composition finale du milieu injecté (après mélange) contient 4,7 mM de KCl, 1,2 mM de MgSO4, 70 mM de NaCl, 25 mM de NaHCO3, 1,2 mM KH 2 PO4, 10 mM de glucose, 1,2mM deCaCl2 et 72 U/L d’insuline.
  5. Administrer le milieu hyperpolarisé contenant du [1-13C]pyruvate au cœur isolé à l’aide d’une configuration à flux continu29.
    NOTE: Ceci est fait pour s’assurer que la perfusion cardiaque n’est perturbée à aucun moment de l’expérience et que le milieu hyperpolarisé est administré à un taux connu et pour une durée connue.

7. Spectroscopie hyperpolarisée 13C

  1. Acquérir des données hyperpolarisées 13Cà l’aide d’impulsions d’excitation saturante sélectives par produit 15 en appliquant des impulsions sinusoïdales cardinales (Sinc) de 2,5 ms, comme décrit précédemment15,16. Exciter sélectivement [1-13 C]lactate et [13C]bicarbonate consécutivement à des intervalles de 6 s pour obtenir un intervalle de 12s pour chaque métabolite.
  2. Pour la détection du [1-13 C]lactate, centrer l’impulsion Sinc sélective à la fréquence de l’hydrate de [1-13 C]pyruvate (179,4 ppm), ce qui donne un rapport d’intensité du signal (lac) de 0,113 pour les signauxC1 de [1-13 C]pyruvate à [1-13C]lactate.
  3. Pour la détection du [13 C]bicarbonate, centrer l’impulsion sélective Sinc à 157,7 ppm, soit 214 Hz en aval du signal de [13C]bicarbonate (161,1 ppm); il en résulte un rapport d’intensité du signal (bic) de 0,139 pour le signal C 1 de [1-13C]pyruvate à [13C]bicarbonate.

8. Détermination du poids et du volume humides des tissus

  1. À la fin de l’expérience, détachez le cœur du système de perfusion et séchez-le doucement avec du papier de soie. Par la suite, pesez le cœur pour obtenir le poids humide du tissu.
  2. Déterminer le volume du cœur à l’aide d’un facteur de densité de 1,05 g/cm3, tel que déterminé précédemment pour le cœur de souris30.

9. Quantification de la teneur en ATP

  1. Intégrer le signal γ-ATP d’une seule acquisition de l’échantillon standard ATP et d’une acquisition de 30 min (TR de 1,1 s et 1 640 acquisitions) du cœur isolé.
  2. Quantifier la teneur en ATP du cœur en comparant l’intégrale du signal γ-ATP du cœur à celle de l’étalon (Table of Materials), où ce dernier a une concentration connue (105 mM), et corriger le nombre d’acquisitions et d’effets de relaxation.

10. Résolution du signal Pi du cœur

NOTE: Afin d’évaluer le pH tissulaire, il est d’abord nécessaire de décomposer le signal Pi du cœur de celui du signal Pi total (Pit). Cela se fait en omettant le signal du KHB Pi (PiKH) de celui du Pit.

  1. Dans un spectre 31P de KHB qui montre un seul signal Pi (PiKH, Figure 1A), ajustez le signal PiKH à une fonction lorentzienne en utilisant Excel (Table of Materials).
  2. Le volume visible par la sonde RMN (Vp, 1,375 mL), contient plus de KHB lorsque le tube à échantillon ne contient pas le cœur. Pour corriger cet effet de remplissage, calculez le signal tampon atténué (Pib) à l’aide de l’équation 1A.
    Equation 1Éq. 1A
    où Vh est le volume du cœur, tel que déterminé à l’étape 8.
  3. Soustrayez ce signal du Pit selon Eq. 1B pour obtenir le signal Pi provenant uniquement du cœur perfusé (Pih, Figure 1B).
    Equation 2Éq. 1B

11. Analyse multiparamétrique du pH

  1. Effectuer la conversion de la distribution du décalage chimique du signal Pih en pH en référence au décalage chimique de PCr en utilisant Eq. 231.
    Equation 3Éq. 2
    où Δδ est la différence de décalage chimique, le pKa est de 6,72, δ base libre est de 5,69 et δ acide libre est de 3,27, comme décrit précédemment31.
  2. Corriger la courbe de distribution du pH résultante pour la non-linéarité entre l’échelle de décalage chimique Pih et l’échelle de pH selon Lutz et al.32. Une distribution typique du pH résultant de ce calcul est présentée à la figure 1C.
  3. Analyser la distribution du pH tissulaire avec une approche multi-paramétrique en utilisant sept paramètres statistiques suite aux travaux de Lutz et al. 32. Quatre de ces paramètres sont présentés ici car ils semblent être les plus descriptifs du pH tissulaire : 1) pH maximal global; 2) pH moyen pondéré; 3) pH médian pondéré; et 4) l’asymétrie du diagramme de pH (figure 1C).

12. Calcul des activités de LDH et de PDH

NOTE: Les taux de production des métabolites hyperpolarisés [1-13 C]lactate et [13C]bicarbonate sont utilisés pour calculer les activités LDH et PDH, respectivement. Dans l’approche d’excitation saturante sélectivedu produit 15, seuls les métabolites hyperpolarisés nouvellement synthétisés sont détectés par chaque excitation sélective.

  1. Utiliser le signal hyperpolarisé [1-13C]pyruvate comme référence pour déterminer le niveau de production de métabolites correspondant.
    1. Au cours de la perfusion avec le milieu hyperpolarisé, la concentration de [1-13 C]pyruvate dans le tube RMN augmente (wash-in), puis plafonne (à une concentration maximale de 14mM), puis diminue (wash-out).
    2. Pour identifier les points temporels auxquels la concentration de pyruvate a atteint un niveau constant (plateau), corriger le signal [1-13C]pyruvate pour la désintégration du signal résultant de la relaxation T1 et de la pulsation RF en utilisant la constante de relaxation effective, Teff.
    3. Pour chaque injection, définir le Teff en fonction de sa capacité à corriger la courbe de désintégration du [1-13C]pyruvate pour montrer cette dynamique d’écoulement (Eq.3).
      Equation 4Éq. 3
      où Equation 5 est le signal [1-13 C]pyruvate qui a été acquis lors de l’acquisition du [13C]bicarbonate. Le Teff moyen dans les expériences décrites ici s’est avéré être de 35,8 s ± 2,3 s (n = 5 cœurs).
    4. Sélectionner les points de données dans lesquels la concentration se situe à moins de 10 % du signal maximal corrigé du [1-13C]pyruvate pour une analyse plus approfondie.
  2. Utiliser les données correspondantes de la production de [1-13 C]lactate et de [13C]bicarbonate pour les points temporels sélectionnés à l’étape 12.1pour le calcul des taux de production de métabolites en utilisant Eq. 4A et Eq. 4B, à condition que le SNR du signal du métabolite soit supérieur à 2 (seuil d’analyse). Un exemple typique d’une telle sélection de points temporels est illustré à la figure 2B (fenêtre temporelle en surbrillance).
  3. Calculez les taux de production de chacun des points de données sélectionnés à l’aide de l’équation 4A et de l’équation 4B :
    Equation 17Éq. 4A
    Equation 6Éq. 4B
    où Equation 7 et sont les taux de production de [1-13 C]lactate ou de [13 C]bicarbonate à chaque point temporel, respectivement. et sont des facteurs qui représentent l’excitation relative du [1-13 C]pyruvate et Equation 8 Equation 10 des produits [1-13 C]lactate ou [13C]bicarbonate, respectivement.Equation 9 Ces facteurs ont été déterminés précédemment à 0,113 et 0,139, respectivement29. Vp est le volume détecté par la sonde RMN (1,375 mL), TR désigne l’intervalle de temps entre deux excitations sélectives de saturation sélectives consécutives du produit (12 s pour chaque produit), Equation 11 et sont les signaux de [1-13 C]lactate et [13 C]bicarbonate, respectivement, et sont Equation 14 les signaux de [1-13 C]pyruvate qui ont été acquis au cours du [1-13C]lactate et Equation 12 Equation 13 [13 C]bicarbonate excitations, respectivement. [Pyr] est la concentration de [1-13 C]pyruvate, qui était de 14mM pendant la phase de plateau.
    1. Déterminer le taux pour chaque point puis la moyenne par injection hyperpolarisée.

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Representative Results

Les spectres 31P enregistrés à partir d’un cœur de souris perfusé avec du KHB et du tampon seul sont représentés à la figure 1A. Les signaux de α, β et γ-ATP, PCr et Pi ont été observés dans le cœur. Le signal Pi était composé de deux composantes principales: dans le champ supérieur (côté gauche du signal), le signal Pi était principalement dû au KHB à un pH de 7,4; dans le champ inférieur (côté droit du signal), le signal Pi était plus large et moins homogène en raison de l’environnement plus acide. Ce dernier modèle provient du tissu cardiaque. Le signal Pi du tissu cardiaque est extrait en soustrayant le signal Pi du KHB (Figure 1B), puis converti de l’échelle ppm à l’échelle de pH (Figure 1C). Le pH est étudié à l’aide d’une analyse multiparamétrique du signal Pi tissulaire en calculant la moyenne pondérée, la médiane pondérée, le maximum global et l’asymétrie (Figure 1C).

Figure 1
Figure 1 : Spectres 31 P typiques, distinction entre le signal Pi du KHB et du cœur, conversion du décalage chimique vers les axes de pH et paramètres statistiques de la distribution du pH. (A) Le panneau supérieur affiche un spectre RMN typique de 31P obtenu à partir d’un cœur de souris perfusé avec KHB dans le spectromètre, tandis que le panneau inférieur montre un spectre obtenu à partir de KHB seul. La région spectrale marquée par un tiret est agrandie dans le panneau B. Abréviations : Pi = phosphate inorganique; PCr = phosphocréatine; ATP = adénosine triphosphate; ADP = adénosine diphosphate. (B) Le spectre original est indiqué en noir (Pit); la courbe en pointillés montre le signal Pi du tampon uniquement (Pib). Ce dernier a été obtenu en ajustant une forme de ligne lorentzienne avec son centre à la composante KHB correspondante du signal Pit et en ajustant la quantité de KHB dans la sonde après l’insertion du cœur (selon Eq. 1A). Le signal Pi attribué au cœur (Pih) est représenté en orange, et ceci est obtenu en soustrayant le signal Pib du signal Pit (selon Eq. 1B). (C) Conversion de la distribution du décalage chimique du signal Pih indiquée en (B) en une distribution de pH et une analyse multiparamétrique du pH. La non-linéarité entre le décalage chimique et les échelles de pH a été corrigée comme décrit précédemment32. Les résultats de l’analyse multiparamétrique du pH sont marqués par les lignes verticales. Pour cette distribution spécifique, les valeurs des paramètres statistiques sont fournies. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Avec l’approche d’acquisition sélective d’excitations saturantes de produits hyperpolarisés15, il est possible d’effectuer une quantification absolue des activités enzymatiques LDH et PDH. La figure 2 résume les étapes d’acquisition et de traitement requises pour cette détermination. Le tableau 1 montre la teneur en ATP et les taux de LDH et de PDH dans cinq cœurs différents. La normalisation des activités de la LDH et de la PDH à la teneur en ATP de chaque cœur a réduit la variabilité des mesures de LDH et de PDH dans le groupe, comme on peut le voir dans les colonnes d’activité enzymatique du tableau 1, qui sont exprimées en unités d’ATP nmol/s/μmol.

Figure 2
Figure 2 : Traitement hyperpolarisé des SRM 13Cet analyse du métabolisme du [1-13C]pyruvate. (A) Spectres RMN représentatifs 13Cacquis avec l’approche des excitations saturantes sélectives du produit lors d’une injection de 14 mM de [1-13C]pyruvate hyperpolarisé dans le cœur perfusé de souris. Assignation du signal : 1 = [1-13 C]lactate (183,2ppm); 2 = [1-13C]pyruvate (171 ppm); 3 = [13C]bicarbonate (161,1 ppm); * = impuretés provenant de la formulation de [1-13C]pyruvate33. (B) Évolution temporelle des intensités du signal hyperpolarisé affichées en A. Les intensités intégrées de [1-13C]pyruvate (gris) ont été ajustées pour la désintégration T1et la pulsation RF avec une constante de temps Teff de 32 s (noir), ce qui a donné la dynamique d’écoulement attendue pour le substrat (lavage, plateau, lavage). Une analyse plus approfondie a été effectuée sur les points de données dans la fenêtre temporelle au cours de laquelle le signal ajusté de [1-13 C]pyruvate a montré une concentration constante et maximale de [1-13C]pyruvate dans le tube RMN (surlignée en bleu clair). Les taux de production de LDH et de PDH (Equation 18 et ) pour les points temporels sélectionnés ont été calculés selon Eq. 4A et Equation 19Eq. 4B, puis moyennés. Les valeurs moyennes de cette injection (Equation 1 et Equation 1 ) sont exprimées en unités de nmol/s. À des fins d’affichage, le [1-13 C]pyruvate ajusté, le [1-13 C]lactate et le [13 C]bicarbonate ont été multipliés par 0,143, 10 et 80, respectivement, par rapport au signal [1-13C]pyruvate. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Coeur Non. ATP (μmol) Taux de LDH (nmol/s) Taux de PDH (nmol/s) Taux de LDH (nmol/s/μmol ATP) Taux de PDH (nmol/s/μmol ATP)
1 0.49 7.61 0.59 15.4 1.19
2 0.25 3.66 0.32 14.42 1.26
3 0.51 6.01 0.66 11.81 1.3
4 0.53 9.27 1.09 17.34 2.04
5 0.64 9.38 0.6 14.77 0.94
Moyenne (ET) 0.49 (0.13) 7.19 (2.15) 0.65 (0.25) 14.75 (1.78) 1.35 (0.37)
ET % Moyenne 26.00% 30.00% 38.30% 12.10% 27.50%

Tableau 1 : Teneur en ATP et taux de LDH et de PDH dans cinq cœurs. Abréviations : ET = Écart-type; % Moyenne SD = pourcentage de l’écart type par rapport à la moyenne.

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Discussion

Nous démontrons une configuration expérimentale conçue pour étudier le métabolisme hyperpolarisé du [1-13C]pyruvate, l’énergétique tissulaire et le pH dans un modèle cardiaque de souris isolé.

Les étapes critiques du protocole sont les suivantes : 1) s’assurer que le pH du tampon est de 7,4; 2) s’assurer que tous les composants du tampon sont inclus; 3) éviter la coagulation du sang dans les vaisseaux cardiaques par injections d’héparine; 4) éviter les dommages ischémiques au cœur en réduisant l’activité métabolique (injection de KCl et tampon glacé); 5) éviter l’introduction de bulles d’air dans le cœur à n’importe quel moment de la procédure; 6) valider la canulation réussie de l’aorte par la couleur du tissu, qui passe du rouge foncé au rose clair; 7) s’assurer que la perfusion est continue une fois que le cœur est déplacé vers un tampon chaud; 8) surveiller de près la température à l’intérieur du tube RMN dans le spectromètre à côté du cœur et la maintenir à 37 °C; 9) vérifier l’homogénéité du champ magnétique tout au long de la mesure; et 10) l’utilisation d’un étalonnage précis et à jour pour les impulsions RF.

Modifications et dépannage de la technique
Nous notons quelques modifications qui ont été apportées dans cette étude: 1) l’initiation de la perfusion avec du KHB glacé à la suite de la chirurgie a été utilisée pour protéger le cœur; et 2) la validation du pH tampon a été effectuée tout au long du processus pour s’assurer que ce paramètre était sous contrôle et n’était pas une source de variation dans les résultats. Cela a été fait dans les différentes étapes de préparation et d’expérimentation à l’aide d’un pH-mètre, de bandelettes d’indicateur de pH et du signal Pi sur le spectre 31P.

Sources de variabilité et comment les corriger
Le cœur de souris a été choisi pour tenir dans un tube RMN de 10 mm. Cependant, ce petit cœur fournit des signaux faibles, et la procédure chirurgicale délicate pour isoler et perfuser le cœur est difficile. Dans l’ensemble, cela conduit à une viabilité tissulaire et à une activité métabolique variables. Pour tenir compte de cette variabilité, nous avons normalisé les taux métaboliques de LDH et de PDH à la teneur en ATP (c.-à-d. mole/s/ATP). Une utilisation similaire de la teneur en ATP comme référence a déjà été rapportée dans des tranches de tumeurs mammaires de xénogreffe29. Ce type de normalisation est bénéfique car il permet la comparaison avec les résultats d’autres chercheurs et avec d’autres conditions. De plus, en utilisant un facteur de conversion de la quantité d’ATP à la masse tissulaire, on peut déduire l’activité enzymatique par poids tissulaire (pour le tissu dans lequel le métabolisme se produit).

En plus de la variabilité entre différentes préparations cardiaques isolées (c.-à-d. provenant de différents animaux), le déplacement chimique du tissu Pi (Pih) a montré une distribution non homogène dans cette étude. Lutz et al.32 ont démontré une distribution non homogène similaire dans les tumeurs xénogreffées, et cette distribution a été analysée à l’aide d’une approche multiparamétrique. Dans ce travail, cette méthodologie a été mise en œuvre dans le cœur de souris perfusé. Nous notons qu’il est probable que le signal Pih rapporte principalement le pH intracellulaire, comme indiqué précédemment16.

Incertitude
Une hypothèse sous-jacente dans la quantification de et est que la solution hyperpolarisée de Equation 18 [1-13C]pyruvate remplit tout le volume détecté par la sonde RMN (Vp, Eq. 4A et Equation 19 Eq. 4B). La solution hyperpolarisée de [1-13C]pyruvate circule à travers les artères coronaires du cœur pour remplir les compartiments extracellulaire et intracellulaire. Par conséquent, le volume cardiaque est supposé être rempli avec la solution hyperpolarisée dans la même mesure que le reste de la Vp.

En utilisant l’approche des excitations saturantes sélectives de produits hyperpolarisés15,29, l’activité enzymatique peut être quantifiée indépendamment de toute variation de T1 des métabolites et de la réversibilité de la réaction enzymatique. Cette détermination est robuste et insensible aux variations des profils T1 et d’excitation et est probablement plus reproductible d’un laboratoire à l’autre que les analyses de l’aire sous la courbe, qui dépendent des conditions d’acquisition spécifiques et de la configuration de chaque laboratoire.

L’étude du métabolisme du [1-13C]pyruvate, qui est au carrefour du métabolisme aérobie et anaérobie, est d’une grande valeur pour étudier l’hypoxie, l’ischémie, les lésions de reperfusion, la famine et l’altération du métabolisme cardiaque, comme dans la cardiomyopathie diabétique. Des analogues de pyruvate 13marqués au C hyperpolarisés ont été testés cliniquement 34,35,36,37,38,39,40,41,42,43 et, par conséquent, les résultats de ces études sont probablement translationnels. Plus important encore, notre approche permet de quantifier l’activité enzymatique dans la cellule dans l’ensemble de l’organe.

La préparation du cœur de rongeur isolé et les procédures et méthodologies impliquées dans cette recherche aideront à mieux comprendre l’effet d’une variété de facteurs de stress sur la fonction cardiaque, l’énergétique et le métabolisme, car les paramètres mesurés dans ce modèle sont attribués uniquement au cœur. Contrairement au cœur de rat, le cœur de souris convient à l’étude de modèles transgéniques.

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Disclosures

Il n’y a pas de divulgations.

Acknowledgments

Ce projet a reçu un financement de la Fondation israélienne pour la science en vertu de la convention de subvention n° 1379/18; la bourse Jabotinsky du ministère israélien de la Science et de la Technologie pour les sciences appliquées et les sciences de l’ingénieur pour les doctorants directs n ° 3-15892 pour D.S.; et le programme de recherche et d’innovation Horizon 2020 de l’Union européenne dans le cadre de la convention de subvention n° 858149 (AlternativesToGd).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
HyperSense DNP Polariser Oxford Instruments 52-ZNP91000 HyperSense, 3.35 T, preclinical dissolution-DNP hyperpolarizer
NMR spectrometer  RS2D NMR Cube, 5.8 T, equipped with a 10 mm broad-band probe
Peristaltic pump  Cole-Parmer 07554-95
Temperature probe Osensa FTX-100-LUX+ NMR compatible temprature probe
Somnosuite low-flow anesthesia system Kent Scientific
Lines, tubings, suture
Platinum cured silicone tubes Cole-Parmer HV-96119-16 L/S 16 I.D. 3.1 mm 
Thin polyether ether ketone (PEEK) lines Upchurch Scientific id. 0.040”
Intravenous catheter  BD Medical 381323 22 G
Silk suture Ethicon W577H Wire diameter of 3-0
Chemicals and pharmaceuticals
[1-13C]pyruvic acid Cambridge Isotope Laboratories CLM-8077-1
Calcium chloride Sigma-Aldrich 21074 CAS: 10043-52-4
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G7528 CAS: 50-99-77
Heparin sodium Rotexmedica HEP5A0130C0160
Hydrochloric acid 37% Sigma-Aldrich 258148 CAS: 7647-01-0
Insulin aspart (NovoLog) Novo Nordisk
Isoflurane Terrel
Magnesium Sulfate Sigma-Aldrich 793612 CAS: 7487-88-9
Potassium chloride Sigma-Aldrich P4504 CAS: 7447-40-7
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P9791 CAS: 7778-77-0
Sodium bicarbonate Gadot Group CAS: 144-55-8
Sodium chloride Sigma-Aldrich S9625 CAS: 7647-14-5
Sodium hydroxide Sigma-Aldrich 655104 CAS: 1310-73-2
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S7907 CAS: 7558-79-4
Sodium phosphate monobasic dihydrate Merck 6345 CAS: 13472-35-0
TRIS (biotechnology grade) Amresco 0826 CAS: 77-86-1
Trityl radical OX063 GE Healthcare AS NC100136 OX063
NMR standards
13C standard sample Cambridge Isotope Laboratories DLM-72A 40% p-dioxane in benzene-D6
31P standard sample Made in house 105 mM ATP and 120 mM phenylphosphonic acid in D2O
Software
Excel 2016 Microsoft
MNova Mestrelab Research

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References

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Biologie numéro 194 Métabolisme imagerie métabolique agent d’imagerie spectroscopie par résonance magnétique lactate déshydrogénase pyruvate déshydrogénase [1-13C]pyruvate pH phosphate inorganique
Étude du métabolisme cardiaque dans le cœur de souris perfusé isolé avec spectroscopie RMN hyperpolarisée [1-13 C]pyruvate et <sup>13</sup>C/<sup>31</sup>P <sup></sup>
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Shaul, D., Sapir, G., Lev-Cohain, N., Sosna, J., Gomori, J. M., Katz-Brull, R. Investigating Cardiac Metabolism in the Isolated Perfused Mouse Heart with Hyperpolarized [1-13C]Pyruvate and 13C/31P NMR Spectroscopy. J. Vis. Exp. (194), e63188, doi:10.3791/63188 (2023).

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