过敏性气道炎症在肺树突状细胞的成熟和迁移分析

该程序的目的是评估 Val Boomin 诱导的小鼠过敏性气道炎症过程中肺树突状细胞或 DC 成熟和迁移。这是通过首先用 Val Boomin 使小鼠敏感，然后用适合标记的 Val Boomin 进行气道攻击来实现的。接下来，收获肺和纵隔淋巴结。

最后，从肺和淋巴结组织制备单细胞悬液。最终，可以通过流式细胞术分析评估 FITC Val Boomin 攻击后在纵隔淋巴结中发现的 Pullman 读取树突状细胞的成熟状态和绝对细胞数。这种方法可以帮助我们回答有关肺免疫反应的关键问题，例如树突细胞是否成熟、抗原暴露下降以及它们是否迁移到评级淋巴结。

如果他们真的迁移了，那么迁移的速度是多少。首先在涡旋时以一比一的比例在一管明矾中滴加新鲜制备的 Val Boomin 溶液。将混合物搅拌 30 分钟，然后将 0.2 毫升混合物填充到 1 毫升注射器中。

用一只手食指上的拇指，抓住靠近颅底的脖子碎片要注射的鼠标。然后用另一只手将 Val Boomin 明矾溶液注射到小鼠的腹膜腔中。在明矾中第二次注射 Val 后 7 天，将明矾致敏动物中的麻醉 val 保持直立姿势，然后使用无菌移液器吸头将 100 微升和新鲜制备的 val in fxi 溶液以逐滴方式移液到小鼠的 NAS 上。

首先将 20 号导管连接到 1 毫升注射器上。然后在确认小鼠安乐死后，打开动物的胸腔，一直打开到颈部，露出并插管小鼠气管。灌洗肺部和充盈心脏以确保去除外周血中存在的所有污染肺泡巨噬细胞和单核细胞是绝对关键的。

并确保小心地执行接下来的两个步骤，当然，要用稳定的手。现在通过导管施用冰冷的 PBS 和 EDTA 3 次，以冲洗下呼吸道并从肺泡腔中取出细胞。然后，在 10 毫升注射器上安装 20 号针头后，通过心脏右心室用 10 毫升含有肝素的 PBS 灌注肺部。

当肺变白时，从肺血管系统中去除任何剩余的血细胞被认为是完全的。接下来，取出纵隔淋巴结，将它们放入单独的培养皿中。通过最大限度地减少组织的光照来防止贴合淬灭。

然后解剖灌注的肺，用剪刀将它们放入培养皿中，将肺切碎。接下来，在 37 摄氏度下以每毫升 250 单位的胶原酶 D 消化肺组织，孵育 25 分钟后，将 EDTA 添加到混合物中 5 分钟以停止胶原酶活性。最后，将消化的肺碎片通过 100 微米的细胞过滤器，并在红细胞中放置低渗缓冲液。

用细针梳理纵隔淋巴结，并用胶原酶消化它们，就像刚才为肺部展示的那样，然后在腹膜内、致敏和气道后通过细胞过滤器过滤组织。Val 在挑战中。炎症细胞的存在可以通过对照代表性肺切片中的血红蛋白、 toin 和伊红染色来评估。

水处理的动物，组织没有炎症，如上图所示。相比之下，炎症细胞在致敏和攻击动物的 Val 的整个肺切片中普遍存在，如底部所示。图形化的高碘酸位移染色可用于评估粘液的产生，如下图所示。

致敏小鼠 Val 攻击后气道过敏炎症的诱导通过粘液的存在得到证实。相反，对照表现出完全没有粘液产生。盐水处理的小鼠如上图所示，在攻击性肺 DC 中的 val 后经历成熟并随后迁移到引流淋巴结。

在这里，小鼠纵隔淋巴结的代表性分析表明，与盐水处理的小鼠相比，在用 Val Boomin 致敏和攻击的动物中检测到 CD 11 C 阳性细胞比例的适度但持续增加。此外，对致敏和攻击小鼠中 CD 11 C 阳性 CD 11 B 阳性 Val Boomin 的绝对细胞数的分析表明，与盐水处理的动物相比，攻击小鼠的 DC 值增加高出几倍。看完这个视频后，我们应该对我们分析肺树突状细胞成熟和迁移的技术有了很好的了解。

一旦你真正了解了这项技术，你就可以继续修改它，以评估肺树突状细胞对其他病原体以及其他实验因素的反应。