Name: 一种多功能自动化平台微尺度细胞刺激实验 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 21 s
Description: 学习使用半自动化微流控平台进行微尺度细胞培养与刺激实验，通过数字微流控模块精确输送试剂并回收细胞裂解物进行分子分析。该平台适用于珍贵细胞群体的研究，可减少细胞与试剂消耗，提高实验重复性。

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作者感谢 Ronald F. Renzi 和 Michael S. Bartsch 在数字微流控（DMF）装置及 DMF 中心的设计与开发中所做出的贡献。本研究由桑迪亚国家实验室的实验室主导研究与开发项目全额支持。桑迪亚是一个多项目实验室，由洛克希德·马丁公司全资子公司桑迪亚公司负责管理和运营，为美国能源部国家核安全管理局提供服务，合同编号为 DE-AC04-94AL85000。

本通用实验方案旨在支持该平台在多种研究中的应用；本报告所述代表性研究的特定细节已用方括号单独标出。 图2 展示了一项使用该方案进行的代表性研究。请注意，在该方案中，所有“instruct”命令均通过预先设定的脚本实现自动化。同样需要注意的是，步骤2可与步骤1并行进行例如 在步骤1.7和1.8期间），且步骤2.1通常被跳过（因为已制备图案/涂覆的数字微流控（DMF）装置板可清洗后重复使用；参见步骤5.2）。
1. 组装并填充细胞灌注室
<ol>
	<li>通过以下步骤，使用纤连蛋白包被已灭菌（高压灭菌）的微毛细管（熔融石英材质；外径679 μm，内径534 μm，长15 cm）的内表面：指令注射泵将无菌纤连蛋白溶液（每根微毛细管加入30 μl，浓度为50 μg/ml）吸入，于37 °C孵育2小时，再指令注射泵将溶液抽出，并让微毛细管在室温（RT）下干燥6小时。</li>
	<li>使用CapTite接头，将每根包被有纤连蛋白的微毛细管（灌注室）连接至聚碳酸酯管（外径500 μm，内径100 μm），并将管路连接至多通道注射泵（6个灌注室，8通道注射泵）。</li>
	<li>使用胶带将每个灌注室的主体固定在设定为所需温度（37 °C）的加热块上。</li>
	<li>将灌注室的开放端浸入含有细胞（P388D.1 小鼠巨噬细胞）的储液器（微量离心管或微孔板孔）中，细胞悬浮于新鲜培养基（RPMI-1640，10% FBS，500 单位/ml 青霉素，500 μg/ml 链霉素）中，浓度为106 个细胞/ml。</li>
	<li>指令注射泵将细胞（10 μl，104 个细胞）吸入每个灌注室，随后吸入足够量的空气，使液柱（约4.5 cm）移动至固定在加热块上的区段。</li>
	<li>让细胞在灌注室内包被有纤连蛋白的内表面贴壁（37 °C，1–2 小时）。在此期间，将灌注室的开放端从细胞储液器转移至另一个含有新鲜培养基的新储液器中。</li>
	<li>贴壁期结束后，指令注射泵将液柱（条件培养基和未贴壁细胞）排至废液，抽出新鲜培养基（10 μl），并随后吸入足够量的空气，使新的液柱（新鲜培养基）位于已贴壁细胞上方。</li>
	<li>以固定时间间隔（每2小时）继续进行培养基更换（即重复步骤1.7），直至细胞群体达到充分平衡并扩增（微尺度培养16–24小时后，每个腔室产生约1,000个细胞的群体）。</li>
</ol>
2. 制备数字微流控设备并组装集线器结构
<ol>
	<li>如先前所述14,29，通过光刻和蚀刻工艺在数字微流控（DMF）装置的底板上制备四十六个氧化铟锡（ITO）电极（液滴驱动电极），并依次涂覆5 μm厚的聚对二甲苯-C（Parylene-C）和50 nm厚的聚四氟乙烯-AF（Teflon-AF）。按上述方法，在未图案化的ITO玻璃基底上涂覆Teflon-AF，形成DMF装置的顶板。</li>
	<li>使用金属压紧框架将DMF板固定于带有凹槽的聚合物模具14,30中，以保持板间400 μm的间距；该间距结合驱动电极尺寸（2.5 mm2），决定了每个电极对应的液滴体积（2.5 μL 每电极）。需注意，DMF装置的组装亦可通过更简单的方法实现24。</li>
	<li>将涂覆Teflon的转移微毛细管（外径360 μm，内径100 μm；长度3.5–4.0 cm）插入DMF板之间的空隙中，并将其定位至与其对应驱动电极边缘对齐的位置。</li>
	<li>在每根转移微毛细管的另一端连接CapTite接头。</li>
	<li>连接电气接口，以向ITO电极施加电压。电极激活序列通过运行预设脚本的计算机控制电子接口自动完成。</li>
	<li>可选步骤：将组装好的DMF装置置于配备电荷耦合器件（CCD）相机（DCR-HC96（Sony，日本））的显微镜（SZ-6145TR（Olympus，日本））载物台，以便追踪液滴运动31。</li>
</ol>
3. 将灌流室连接至DMF集线器并刺激细胞群体
<ol>
	<li>将灌流室的开口端从培养基储液罐（见步骤1.6）中取出，并插入固定在DMF集线器转移微毛细管末端的CapTite接头中（见步骤2.4）。</li>
	<li>指示注射泵将灌注室中的液体塞（条件培养基）排入废液。</li>
	<li>指示 DMF 集线器吸取刺激物（E. coli 在新鲜培养基中加入终浓度为100 μg/ml的BioParticles，并添加0.1% Pluronic F127（w/v），从片上储液池中吸取该溶液，向每根转移毛细管输送适当体积（10 μl）的液滴。片上储液池由圆柱形腔室（每个1.5 × 1.5 cm）组成，并通过管路与数字微流控中心（DMF Hub）相连。</li>
	<li>指示注射泵将刺激液滴吸入转移微毛细管中，并随后吸入足量空气，以将液滴定位在灌流室中的细胞群上方。</li>
	<li>将细胞与刺激物共同孵育（37 °C，1–4 小时）。可选：更换为新鲜刺激物即 以固定时间间隔重复步骤 3.2–3.4。</li>
</ol>
4. 终止刺激并收集细胞裂解液用于分析
<ol>
	<li>可选：如果需要刺激后阶段，将含有刺激物的液体段替换为新鲜培养基（即 重复步骤 3.2 - 3.4，用新鲜培养基替代刺激物，并根据需要继续孵育和更换。</li>
	<li>将灌注室中的液体栓更换为洗涤缓冲液（Prelude Direct Lysis Module Buffer B）即 重复步骤 3.2 - 3.4，用洗涤缓冲液代替刺激物，并根据需要孵育（5 分钟）。</li>
	<li>将液体栓塞（洗涤缓冲液）更换为裂解液（Prelude Direct Lysis Module Buffer A 加 0.1% Pluronic F127 w/v）即 重复步骤 3.2 - 3.4，用裂解液替代刺激物，并根据需要孵育（5 分钟）。</li>
	<li>指示注射泵将液体塞（细胞裂解液）输送至数字微流控中心。</li>
	<li>拆卸数字微流控（DMF）集线器，取下DMF装置的顶板（注意不要侧向倾斜，以免导致液滴混合），并使用移液器或注射器收集裂解液，用于平台外分析（通过qPCR进行基因表达谱分析）。</li>
</ol>
5. 清洁平台硬件以供重复使用
<ol>
	<li>将转移微毛细管和 CapTite 接头浸入 10% 次氯酸钠溶液（v/v，溶于水）中，在室温下放置 10 分钟，然后用去离子水充分冲洗，并用氮气干燥。</li>
	<li>将数字微流控（DMF）装置的板浸入 10% 次氯酸钠溶液中，在室温下放置 10 分钟，先用异丙醇充分冲洗，再用去离子水冲洗，随后用氮气干燥，最后在 160 °C 下烘烤 10 分钟。</li>
	<li>注射泵的聚碳酸酯管路、DMF 装置的聚合物铸件和压缩框架可重复使用，无需清洗。灌注室微毛细管在每次实验后均应丢弃。</li>
</ol>

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</ol>

作者声明不存在相互竞争的经济利益。

我们开发了一种简单且多功能的自动化平台，用于微尺度细胞培养和刺激实验。该平台使我们能够使用小体积的培养液和少量细胞群体（1–20 μl 和 100–2,000 个细胞）进行操作， 每 腔室）；通过使用直径更小的微毛细管，培养规模还可进一步缩小。在此尺度下操作可降低常规研究的成本，并使需要使用珍贵试剂和/或细胞的研究成为可能。由平台执行的实验还表现出更小的变异性，这可能是由于自动化平台在细胞和液体处理方面具有更高的精确性和可重复性。
当前平台的配置通过外部储液器（微量离心管或微孔板孔）吸取细胞和培养基，用于在灌流腔室中接种、平衡以及扩增细胞群体。这是一种简单有效的方法，用于解决培养基需求之间的不匹配问题例如 700 μl，如上文代表性实验所述）以及DMF装置板载储液池的容量（每个24 μl）。然而，该配置需要在实验过程中进行人工干预，以在两个储液池之间切换（步骤1.6）并将灌注室连接至DMF集线器（步骤3.1）。未来的配置可包括大容量（例如 1 ml）的板载储液池，可实现所有材料通过数字微流控（DMF）中心进行传输，从而无需在实验...

培养细胞的研究体外 分析）已为揭示调控复杂生物系统和人类健康的最基本原理与分子机制提供了宝贵见解。传统的细胞培养、刺激及用于分析的细胞收集方法依赖于培养皿和微量滴定板，其设计初衷是用于研究大规模细胞群体（≥105) 在毫升级培养体积（≥0.1 ml）中。然而，在许多情况下，可获得的细胞数量极为有限（例如 原代细胞），或需要少量细胞群体时（例如 以减少群体中细胞间的变异性），或所需试剂难以获得或价格过于昂贵（例如 纯化的细胞分泌因子）。通过缩小培养规模可成功解决此类问题，同时还能减少试剂消耗量 全部 进行实验所需的试剂 体外 分析1,2遗憾的是，传统设备和方法无法支持对微尺度培养进行精确且可重复的操作，而目前可用的基于微流控的自动化系统3-11 对于大多数实验室的常规使用而言，过于复杂和专业化。
在本报告中，我们描述了一种简单且多功能技术平台的组装与使用方法，该平台可用于在微尺度体积（1–20 μl）下对少量细胞群体（100–2,000个细胞）进行自动化培养、刺激和回收。该平台架构（图1）采用模块化设计：一组经纤连蛋白包被的微毛细管（“细胞灌注室”模块）作为建立、维持和刺激微尺度细胞培养的场所；而配备“转移”微毛细管的数字微流控（DMF）12,13装置（“中央枢纽”模块）14,15则负责将细胞和试剂在灌注室之间进行输送。DMF技术使用户能够同时独立操控多个液滴，并可在不改变设备硬件的前提下灵活调整或重新排序操作步骤（即 重新配置样品处理流程）。其极高的灵活性已使其成为多种应用中的关键技术，包括细胞培养16,17、酶活性检测18,19、免疫分析20,21、DNA分析22,23、蛋白质处理24,25以及临床样本处理26,27。我们的中央枢纽充分利用了DMF装置固有的灵活性，并通过引入微毛细管接口进一步增强其功能，使得部分操作（例如 细胞培养）可在专用的外围模块中进行，而非直接在DMF装置上完成。以这种方式对处理流程进行区室化，不仅简化了平台架构的设计（无需构建一个能完成所有处理步骤的DMF装置），也便于在需要新增功能时进行平台升级（根据需要集成新的外围模块即可）。中央枢纽内部的细胞与试剂运输由DMF装置中电极顺序激活所产生的电润湿力驱动13,28；而向灌注室输送、从中取出以及在灌注室内移动则由高精度注射泵产生的压力变化提供动力。所有这些流体运动均通过一个简单的电子接口进行控制，并借助预设脚本实现自动化操作。
作为一个代表性示例，我们展示了该平台用于研究免疫细胞在受到细菌刺激后所引发的转录响应图2）。在该平台上进行这些实验使我们能够使用少量细胞（约1,000个）开展工作 每 实验条件），最大限度地减少实验间差异，节约试剂，并重新分配人工操作时间。鉴于该平台所具有的优势及其易用性和多功能性，它应在多种实验室和应用中得到广泛应用，尤其有助于对数量有限的细胞和刺激物进行分析。

<table><tbody><tr><td>前奏直接裂解模块</td><td>NuGEN</td><td>1400-24</td><td></td></tr><tr><td>台盼蓝（0.4% w/v）</td><td>GIBCO</td><td>15250-061</td><td></td></tr><tr><td>细胞剥离剂（Cell Stripper）</td><td>Cellgro</td><td>25-056-C1</td><td></td></tr><tr><td>Ovation PicoSL 全转录组扩增试剂盒</td><td>NuGEN</td><td>3310-048</td><td></td></tr><tr><td>Agencourt RNAClean XP 磁珠</td><td>Beckman Coulter Genomics</td><td>A63987</td><td></td></tr><tr><td>pHrodo 生物颗粒</td><td>Invitrogen</td><td>P35361</td><td></td></tr><tr><td>CCL4 TaqMan qRT-PCR 检测试剂盒</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm00443111_m1</td><td></td></tr><tr><td>CCL5 TaqMan qRT-PCR 检测试剂盒</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm01302428_m1</td><td></td></tr><tr><td>PTGS2 TaqMan qRT-PCR 检测试剂盒</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm00478374_m1</td><td></td></tr><tr><td>TNF TaqMan qRT-PCR 检测试剂盒</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm00443258_m1</td><td></td></tr><tr><td>GAPDH TaqMan qRT-PCR 检测试剂盒</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm99999915_g1</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F127</td><td>Sigma Chemical</td><td>2594628</td><td></td></tr><tr><td>氟化液 Fluorinert FC-40</td><td>Sigma Chemical</td><td>51142-49-5</td><td></td></tr><tr><td>聚对二甲苯-C 二聚体</td><td>Specialty Coating Systems</td><td>28804-46-8</td><td></td></tr><tr><td>Teflon-AF</td><td>DuPont</td><td>AF1600</td><td></td></tr><tr><td>聚酰亚胺胶带</td><td>ULINE</td><td>S-11928</td><td></td></tr><tr><td>氧化铟锡（ITO）镀膜玻璃基底</td><td>Delta Technologies</td><td>CB-40IN-1107</td><td></td></tr><tr><td>DMF 中心用特氟龙涂层熔融石英微毛细管</td><td>Polymicro Technologies</td><td>TSU100375</td><td></td></tr><tr><td>灌注室微毛细管</td><td>Polymicro Technologies</td><td>TSP530700</td><td></td></tr><tr><td>管路与微毛细管接头</td><td>Sandia National Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>聚碳酸酯管</td><td>Paradigm Optics</td><td>CTPC100-500-5</td><td></td></tr><tr><td>配备 30 mm（500 &amp;#956;l 容量）注射器的 8 通道精密注射泵</td><td>Hamilton Company</td><td>54848-01</td><td></td></tr><tr><td>聚对二甲苯-C 气相沉积仪器</td><td>Specialty Coating Systems</td><td>PDS 2010 Labcoter 2</td><td></td></tr><tr><td>高压函数发生器</td><td>Trek</td><td>615A-1 615-3</td><td></td></tr><tr><td>MVX10 显微镜</td><td>Olympus</td><td></td><td>可选（有助于追踪 DMF 中心上的液滴）</td></tr><tr><td>QIClick 数字化 CCD 相机</td><td>QImaging</td><td>QIClick-F-CLR-12</td><td>可选（有助于追踪 DMF 中心上的液滴）</td></tr></tbody></table>

一种用于微尺度细胞刺激实验的多功能自动化平台

A Versatile Automated Platform for Micro-scale Cell Stimulation Experiments

对培养细胞（体外分析）的研究已为复杂生物系统的理解提供了重要见解。传统的体外分析方法和设备适用于在毫升级体积（≥0.1 ml）中研究大量细胞（≥105）。然而，在许多情况下，有必要或希望缩小培养规模，以减少目标细胞和/或其培养、刺激或处理过程中所需试剂的消耗。遗憾的是，传统方法无法实现对微尺度培养的精确且可重复的操作，而目前可用的基于微流控的自动化系统对于大多数实验室的常规使用而言又过于复杂和专业化。为解决这一问题，我们开发了一种简单且多功能的技术平台，可用于在微尺度体积（1–20 μl）中对少量细胞群体（100–2,000个细胞）进行自动化的培养、刺激和回收。该平台包括一组经纤维连接蛋白包被的微毛细管（“细胞灌注室”），用于建立、维持和刺激微尺度培养；一个配备“转移”微毛细管（“中央枢纽”）的数字微流控（DMF）装置，用于将细胞和试剂在灌注室与中央枢纽之间输送；一台高精度注射泵，用于驱动物质在灌注室与中央枢纽之间的传输；以及一个电子接口，可通过预设脚本协调并自动化控制物质的传输过程。例如，我们利用该平台促进了对免疫细胞在受到细菌刺激后所引发的转录响应的研究。使用该平台使我们能够减少细胞和试剂的消耗，最大限度降低实验间变异，并重新分配人工操作时间。鉴于其优势以及易用性和多功能性，该平台有望广泛应用于各类实验室和研究场景，尤其有助于对数量极为有限的细胞和刺激物进行分析。

作为自动化平台的示范应用，我们利用该平台开展了一项研究，其中将少量免疫细胞在微尺度培养体系中培养，经细菌刺激后裂解，用于平台外的促炎反应分析（图2）。
六个细胞灌注室中的每一个均接种了104个免疫细胞（P388D.1 小鼠巨噬细胞），细胞重悬于10 μl培养基中。经过贴壁阶段（37 °C，2小时）并更换培养基后，每个灌注室的内表面仍附着约500个细胞（图3A），该数值通过平行微尺度培养物分析测定（经螯合剂处理释放细胞，并通过血细胞计数板和光学显微镜计数）。随后在37 °C继续培养16小时，期间每2小时更换一次培养基，使各室细胞数量扩增至约1,000个细胞每室（图3B）（测定方法同上，通过对平行微尺度培养物进行分析）。在六个灌注室中的四个中，细胞群体被E. coli细菌（pHrodo BioParticles）刺激，细菌重悬于生长培养基中，以感染复数（MOI）为20的浓度递送（即每个细胞平均暴露于20个Bio...

我们开发了一种用于微尺度细胞刺激实验的自动化细胞培养与检测平台。该平台在培养和刺激少量细胞群体以及回收裂解液用于分子分析方面，具有操作简便、功能多样和控制精确的优点。该平台非常适合使用珍贵细胞和/或试剂的研究。

细胞培养研究（体外分析）为深入了解复杂的生物系统提供了重要见解。传统的细胞培养方法和设备在……

本实验的总体目标是组装并使用一种基于半自动化微流控技术的平台，用于培养和刺激少量细胞群体，并回收细胞裂解液以进行分子分析。首先，在经纤连蛋白包被的微毛细管（称为细胞灌注室）中建立微尺度细胞培养体系；第二步，将灌注室连接至数字微流控（DMF）模块，该模块可灵活地将试剂输送至微尺度细胞培养体系中或从中移除。接下来，数字微流控模块将目标刺激物递送至灌注室，细胞在预设的暴露时间内与该刺激物共同孵育。最后，通过化学方法裂解细胞，并将裂解液回收至数字微流控模块中用于分子分析。回收的裂解液随后采用定量反转录聚合酶链式反应（qRT-PCR）进行分析，以表征细胞群体对刺激物的转录响应。与传统的细胞培养方法相比，该技术的主要优势在于，可以利用少量细胞进行细胞刺激研究，同时使用少量试剂。我们的研究已证明，该平台在微尺度上对细胞和试剂的精确操控，能够最大限度地减少实验间的差异。该平台还具有很高的多功能性。数字微流控模块能够以高度灵活的方式将细胞和试剂引导至灌注室或从灌注室引出，从而可快速、简便地定制和重新配置实验。首先，配制无菌的纤连蛋白溶液（50 微克/毫升），并使用多通道注射泵将 30 微升该溶液吸入每个微毛细管中，以加速微毛细管内表面的包被。在 37 摄氏度下孵育 2 小时，随后吸出并弃去纤连蛋白溶液，让微毛细管在室温下干燥 6 小时。接下来，使用卡式接头将涂有光纤的微型毛细管或灌流室连接到聚碳酸酯管路，并将管路连接至注射泵。此处所示装置采用支持六个灌流室的辅助端口注射泵。使用胶带将每个灌流室的主体固定在加热块上，并将加热块的温度设定为 37 摄氏度。然后将灌流室的开口端浸入含有细胞的储液器中，细胞用新鲜培养基悬浮，浓度为每毫升100万个细胞，均匀分散。指示注射泵将10微升细胞悬液吸入每个灌流室中。随后将灌流室的开口端从细胞悬液中取出，并指示注射泵吸入足够的空气，以推动液柱进入固定在加热块上的区域。将细胞在37摄氏度下孵育一至两小时，使其贴附于包被有纤维连接蛋白的灌注腔内表面。在此期间，将灌注腔的开口端转移至含有新鲜培养基的新储液槽中。贴壁完成后，指示注射泵将液体段推入废液，并向每个灌注腔吸入10 µL新鲜培养基，随后吸入足量空气，使新鲜培养基位于贴壁细胞上方。继续在 37 摄氏度下孵育细胞，每两小时更换一次培养基，直至细胞培养物充分平衡并扩增。图案。数字微流控模块的底板，带有 46 个氧化铟锡电极。采用标准光刻技术，通过化学气相沉积在数字微流控模块的底板上涂覆 5 微米厚的 Lene C，然后以旋涂法覆盖 50 纳米厚的 Teflon af。接下来，在未图案化的氧化铟锡玻璃基底上旋涂50纳米厚的聚四氟乙烯AF，用作上层电极板。使用金属压缩框架将电极板固定在具有凹槽的聚合物铸模中，以保持电极板之间400微米的间距。该间距与2.5平方毫米的驱动电极尺寸相结合，使每个电极对应的液滴体积为2.5微升。然后将带有聚四氟乙烯涂层的转移微毛细管插入数字微流控芯片两板之间的空隙中，每根毛细管应定位至其对应的驱动电极边缘，并延伸至转移路径的另一端。在微毛细管上安装帽式接头。接下来，连接电气接头以向氧化铟锡电极施加电压。电极激活序列通过运行预设脚本的计算机控制电子接口自动完成。然后，向数字微流控（DMF）模块上的储液池中加入用于细胞刺激、洗涤和裂解的适当试剂。在某些情况下，最好在即将使用时才从已加载的板载储液器中取出刺激物，并将其加载到数字微流控（DMF）模块上，分配微滴。测试微滴的操作，包括微滴在DMF模块与转移微毛细管之间的运输。Blais。首先，用新鲜培养基配制刺激物，其中添加0.1%的Pluronic F127，终浓度为100微克/毫升。然后将80至100微升的刺激液加入指定的片上储液池中。接着，将灌流室的开放端从介质储液池中取出，并插入固定在转移微毛细管末端的接头中，随后指示注射泵将灌流室内的液塞转移至废液容器。接下来，指示数字微流控（DMF）模块生成10微升的刺激液滴，并通过转移微毛细管将其递送至灌流室中。如有需要，将细胞在37摄氏度条件下与刺激物共同孵育1至4小时。在刺激结束后，定期更换为新鲜的刺激物。指示注射泵将刺激物输送至废液容器，并指示DMF模块向每个灌注室输送10 µL洗涤缓冲液。 将细胞与洗涤缓冲液孵育五分钟。然后将洗涤缓冲液更换为10 µL裂解液，再孵育额外五分钟。接着，指示注射泵将每个细胞裂解物送入数字微流控（DMF）模块。取下数字微流控（DMF）模块的上层板时，注意不要将板子侧向倾斜，以免导致液滴之间的交叉污染。最后，使用移液器手动从开放的DMF模块中收集裂解液，用于平台外分析，例如通过定量逆转录聚合酶链式反应（qRT-PCR）进行基因表达谱分析，并为下一次实验准备平台。首先，将转移用微毛细管、CAPITE接头和DMF模块板浸入10%次氯酸钠溶液中，在室温下处理10分钟，随后用异丙醇冲洗DMF模块板，再用去离子水冲洗，并用氮气吹干，然后在160摄氏度下烘烤10分钟。本方案中所述的接种方法可使每个灌注腔室中约有500个miren巨噬细胞贴壁。在37摄氏度培养基中孵育细胞16小时后，细胞数量增加一倍，达到每个灌注腔室约1000个细胞。图中显示的是对四个已知在细菌固有免疫反应中发挥重要作用的基因进行定量R-T-P-C-R分析的结果。巨噬细胞在常规培养或微尺度培养体系中生长，并用大肠杆菌生物颗粒刺激一小时或四小时。蓝色柱表示常规培养细胞在刺激后基因表达的平均倍数增加，而红色柱表示在微尺度培养体系中生长并受到刺激的细胞的诱导表达水平。微尺度培养中的误差线表示三次独立实验中生物学重复之间的标准差。基因表达谱结果非常相似，尽管传统培养使用的是96孔板，每孔约50,000个细胞，而微尺度培养使用的是微毛细管，每个灌注腔室约1,000个细胞。实验间变异性至少与传统培养相当，通常在微尺度培养中更小，这由较短的误差线所示。与传统实验相比，微尺度操作减少了五倍的细胞消耗，以及三至五十倍的试剂消耗。该方法可用于培养几乎所有类型的贴壁细胞，在某些情况下可使用不同的细胞外基质成分或培养基。非贴壁细胞类型的培养可能具有挑战性，但细胞锚定策略在类似条件下已显示出成功效果。本文所述方法支持微尺度培养，最长可达24小时。该平台还具备长期培养所需的所有功能，但需要开发细胞传代方案。可通过微毛细管互连结构将额外模块集成至数字微流控芯片中。通过这种方式，数字微流控系统作为中心枢纽，连接外围模块以执行复杂的实验流程。我们主要致力于表征宿主对感染性病原体的转录响应，但该平台设计极为灵活，因此应能支持多种多样的研究应用。

a-versatile-automated-platform-for-micro-scale-cell-stimulation

Research

科研

JoVE Journal

Bioengineering

生物工程

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