March 17th, 2014
我们所描述的琼脂珠的方法建立持久的长期慢性铜绿假单胞菌呼吸道感染的小鼠模型。
该程序的总体目标是在小鼠中建立持续性长期慢性假单胞菌气道感染。这是通过首先培养选定的假单胞菌气原细菌菌株来实现的。第二步是将细菌与琼脂和矿物油在 50 摄氏度下混合,然后在 4 摄氏度下缓慢、连续搅拌,将混合物冷却到小琼脂珠中。
接下来,通过用 PBS 洗涤几次去除矿物油,将琼脂珠的等分试样匀浆并接种在琼脂平板上。为了测定细菌含量,最后一步是将几微升琼脂珠悬浮液注射到小鼠的气管中,以建立慢性气原假单胞菌肺部感染。最终,支气管肺泡灌洗液和肺可以在不同的时间点从攻击中恢复,并接种在琼脂平板上,以检测慢性感染小鼠的百分比和存活小鼠电波中的细菌载量。与现有方法相比,这些 aga bits 方法的主要优点是它允许在高比例的小鼠中进行稳定的长期慢性感染,从而导致稳定的细菌负荷持续长达一个月。
AGA bit 方法在小鼠肺中提供微需氧条件,允许细菌以微菌落的形式生长。与囊性纤维化患者粘液中的生长类似,这些方法可以帮助研究人员解决有关囊性纤维化和其他呼吸系统疾病发病机制的关键问题,并测试针对假单胞菌 sgin 慢性肺部感染的新疗法。这些方法还可用于实现其他病原体的慢性感染,包括 bur XO Apache 或鸢尾葡萄球菌与不同病原体的共同感染或竞争 实验也可以证明该程序将是博士后表型和我实验室的博士生 Camil Riva 在小鼠挑战前三天, 将充满假单胞菌空气发生器的环从零下 80 摄氏度的原液培养物接种到 Try Toay 大豆琼脂平板中,并在 37 摄氏度下孵育过夜。
后天。挑选一个菌落,接种在 5 毫升 try toay 大豆肉汤中,并在 37 摄氏度下以 200 RPM 的转速在振荡培养箱中过夜,第二天早上,在 1 至 50 的磷酸盐缓冲盐水中稀释一小份细菌过夜培养物。然后测量 600 纳米处的光密度。
接下来,通过在含有 20 毫升新鲜 TSB 的新管中加入两个 OD 的细菌悬浮液来稀释过夜细菌培养物,该管在 37 摄氏度下孵育约 3 至 4 小时,以 200 RPM 在振荡培养箱中以 200 RPM 进行对数期,直到达到总共 10 至 50 OD。一旦空气假单胞菌达到对数期,通过离心 2, 700 次收集细菌细胞,在 4 摄氏度下重力 15 分钟,并弃去上清液。然后。
Resus 将细菌沉淀悬浮在一毫升无菌 PBS 中,并彻底涡旋以使其完全重悬。然后将 1 毫升细菌悬浮液与 9 毫升预先平衡至 50 摄氏度的液体 TSA 混合。将此混合物加入 50 摄氏度的预热重矿物油中。
立即在室温下搅拌 6 分钟。搅拌必须在油中产生可见的涡流。随后将混合物冷却至 4 摄氏度,以最低速度搅拌 35 分钟。
然后在冰中再静置 20 分钟。然后,将琼脂珠转移到 50 毫升 falcon 管中,并以 2, 700 倍离心。在 4 摄氏度的重力下 15 分钟。
准确去除矿物油并用无菌 PBS 洗涤琼脂珠沉淀。洗涤 3 次后重复该过程 6 次。珠子可以通过重力沉淀,而不是在最后一次洗涤后使用离心机。
将琼脂珠重悬于 20 至 30 毫升 PBS 无菌匀浆的 0.5 毫升珠子中。接下来,在 900 微升无菌 PBS 中稀释 100 微升匀浆珠,并连续稀释。将珠子稀释 6 次,以 1 比 10 的比例稀释至负六分之一至负六分之一。
然后在 TSA 板上进行板系列稀释,包括未稀释的板。取样至 10 至负六度,并在 37 摄氏度下孵育板。使用倒置光学显微镜在多个领域测量珠子直径。
在小鼠攻击之前,珠子直径必须在 100 到 200 微米之间。计算 TSA 平板上的菌落形成单位的数量,以确定琼脂珠悬浮液中每毫升的 CFU 数量。然后将琼脂珠的体积调整为每毫升 10 至第 7 CFU 的 2 至 4 倍,以达到 50 微升中 10 至第 6 至 10 至 6 倍的最佳接种量。
将先前用氯胺酮和甲苯噻嗪麻醉的 6 至 8 周龄雄性小鼠仰卧在加热垫上,用 70% 乙醇消毒其外套。通过垂直切割皮肤来暴露气管。接下来,使用镊子分离覆盖气管的肌肉。
然后用 1 毫升注射器取多达 50 微升琼脂珠悬浮液。之后,用导管插管气管,并将带有琼脂珠悬浮液的 1 毫升注射器连接到导管上。轻轻推动注射器的柱塞,使微珠植入肺部。
然后使用缝合夹闭合切口。在此步骤中。将安乐死的小鼠置于仰卧位,并用 70% 乙醇消毒其外套。
接下来,通过垂直切割皮肤来暴露气管和胸廓。之后,通过切割横膈膜来暴露肺部。使用镊子将缝合线插入气管下,并用导管插管。
然后拉动缝合线的两端,将导管绑定到气管上,而不是将线绑在气管上。现在使用 1 毫升注射器取 1 毫升细胞培养基并将其连接到导管上。推动注射器的柱塞清洗肺部,立即回收液体并将其储存在 15 毫升管中。
用总共 3 毫升的培养基重复此步骤 3 次,然后将支气管肺泡灌洗液储存在冰上,用于收集和分析肺。切除小鼠的肺。用无菌 PBS 冲洗它们。
然后分开叶子。将它们放入装有 2 毫升无菌 PBS 的圆底管中,并储存在冰上。无菌均质化肺并连续。
在 PBS 中以 1 比 10 的比例稀释匀浆。然后将连续稀释液(包括未稀释的样品)接种在 TSA 板上,并在 37 摄氏度下孵育过夜。从冰中取出 BAL 液体,在倒置光学显微镜下用 Turk 溶液以 1 比 2 的比例稀释。
计数伯克细胞计数室中的细胞总数,用于差异细胞计数,将 BAL 液体以 330 倍重力在 4 摄氏度下离心 8 分钟。接下来,弃去上清液,将沉淀以每毫升 100 万个细胞的浓度重悬于含有 10% 胎牛血清的细胞培养基中。显微镜载玻片和滤光片在细胞旋转的适当插槽中,纸板滤光片朝向其中心。
将每个样品的 150 微升移液到胞嘧啶的相应孔中,离心以 300 倍比重离心细胞 5 分钟。然后,在显微镜下进行斑点差异计数染色后,应观察细胞斑点。该图显示了假单胞菌气原慢性感染 PA oh one 参考菌株和 RP 73 的时间进程。
每个时间点的临床应变。直方图表示红色表示菌血症引起的死亡率百分比,灰色表示存活率,白色表示清除感染的动物百分比,绿色表示能够建立慢性感染的动物的百分比。与 PA oh one 实验室菌株相比,气原假单胞菌 RP 73 临床菌株在建立慢性感染方面更有效。
在指定的时间点对存活的小鼠实施安乐死,收获肺,匀浆并在 TSA 平板上培养以确定细菌载量。小鼠肺中 P oh one 和 RP 73 菌株的生长曲线显示,与 RP 73 相比,P oh one 感染后 3 天的细菌数量更高。然后从建立慢性感染的 7 天开始,在慢性感染 RP 73 临床菌株 7 天后,两种菌株的细菌载量稳定在每肺 10 至 4 和 10 至 5 CFU 之间,评估 BAL 液中的炎症细胞募集。
与未感染的小鼠相比,RP 73 感染的小鼠的总白细胞数量要高得多。最具代表性的细胞是中性粒细胞,表明先天免疫系统对慢性感染有相当大的反应。在下面的框中,箭头表示中性粒细胞和巨噬细胞,如细胞离心后载玻片上的一个点所示。
这里显示的是慢性感染 rp 7 天后小鼠肺组织学切片上的血红素和伊红染色。在支气管腔和细菌细胞的微菌落中可以观察到箭头指示的 73 种临床菌株珠。在感染区域,支气管和肺实质的特征是大量炎症细胞募集。
虽然未感染小鼠的气道没有炎症细胞,但 BES 的直径和最终浓度是非常重要的细节。为了获得良好的结果,重要的是要记住,在冷却阶段,BE 大小会受到转向速率的影响,并且细菌的起始量会影响珠子的最终稀释。此外,选择合适的假单胞菌菌株,这会导致小鼠的低死亡率和高慢性感染百分比,将最大限度地减少使用的小鼠数量。
小鼠感染后,进行细菌计数。此外,在支气管 VIR 水平下,可以进行液体细胞因子分析、melo 过氧化物酶测定和组织学分析,以研究溃疡对细菌感染的反应。不要忘记,与假单胞菌等机会性病原体一起工作可能会滋生胡须,并且必须始终采取应用措施,例如戴手套、在生物安全柜下处理细菌以及使用无菌技术。
适当的动物模型的开发允许对新型抗菌和抗炎分子进行临床前测试。这是未来囊性纤维化或其他呼吸系统疾病患者肺部感染治疗干预的重要一步。
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本文介绍了一种在小鼠模型中建立持久长期慢性假单胞菌气道感染的琼脂珠法。该方法允许稳定的细菌负荷持续存在,便于对慢性感染的研究。
Establishing stable chronic infection models is critical for evaluating therapeutic candidates targeting persistent bacterial pathogens in cystic fibrosis and related respiratory diseases. The agar-beads method enables reproducible long-term Pseudomonas aeruginosa lung infection in mice, supporting preclinical assessment of antibacterial and anti-inflammatory compounds. This approach addresses a key translational gap by providing a disease-relevant system with measurable infection persistence and host response.
The method fits within the discovery continuum from target validation through lead optimization to preclinical efficacy testing, particularly for anti-infective and host-modulating therapies.