重组离子通道的相对细胞表面表达的总用流式细胞仪测定

该方法的总体目标是使用荧光间隔测定法定量膜蛋白的细胞表面表达。该技术的主要优点是流式细胞术分析可在单个实验中提供大量活细胞的可量化终点。该技术的意义延伸到心室性心律失常的诊断和治疗，因为这些病理通常与导致心脏离子通道运输缺陷的基因突变有关。

通常，刚接触这种方法的个体很难为表位找到合适的外侧插入位点，该位点不会损害其蛋白质功能，并在偶联抗体存在下产生强烈的荧光信号。演示此程序的是我实验室的研究助理 Benoite Bourdin。首先，在细胞内 C 端用 mCherry 双标签 DNA 构建体。

此外，表达一个面向细胞的额外血凝素表位，可以使用荧光抗体进行测量以估计膜蛋白的细胞表面表达。接下来，使用标准技术培养一板 TSA201 细胞，直到它们达到 90% 汇合。对于每个样品，在两个试管中制备转染试剂。

准备一根 1.5 mL 试管，其中装有 4 μg DNA 和 250 μL 减血清培养基，第二支试管装有 10 μL 脂质体介导的转染试剂和 250 μL 血清减血清培养基。轻轻混合两管，并在室温下孵育 5 分钟。然后，轻轻混合试管 1 和试管 2 的内容物，并在室温下孵育脂质体 DNA 复合物 20 分钟。

将复合物添加到培养的细胞中，轻轻摇动培养皿。将培养皿放回 37 摄氏度，在 5% 二氧化碳气氛中放置 24 小时。加入转染试剂 24 小时后，从培养皿中取出培养基，并用 400 μL 预热的胰蛋白酶-EDTA 小心洗涤细胞。

然后，加入 400 μL 胰蛋白酶-EDTA，并在培养皿中孵育 5 分钟，使细胞从培养皿中分离。分离后，向细胞中加入 1 毫升不含青霉素或链霉素的冷培养基，以停止酶消化。在板上轻轻吸取培养基 4 到 5 次，以洗涤表面的所有细胞。

然后，将细胞收集在无菌的 1.5 毫升试管中，并立即将它们置于冰上。对于下一步，使用冰冷的溶液并将细胞保持在 4 度，以防止表面表位内化。此外，减少细胞暴露在光线下，以限制荧光信号的光漂白。

接下来，离心管以沉淀细胞。然后，小心吸出并丢弃所得上清液。重悬沉淀，使用 1 mL PBS 制备单细胞悬液。

然后，短暂离心试管。再次沉淀并重悬细胞，以完全去除培养基。接下来，将细胞沉淀重悬于 600 微升 PBS 中。

测量细胞浓度并将其调整为至少每毫升 300 万个细胞。然后，将细胞分装到新的 1.5 毫升试管中。确保包括适当的对照，以区分特异性染色和非特异性染色，以及细胞外染色和细胞内染色。

同位素对照抗体将有助于评估背景染色的水平，并且应与一抗、吉祥同位素和荧光团相匹配。使用相同浓度的对照同位素抗体和荧光抗体很重要。为了估计膜蛋白的细胞表面表达，首先使用荧光偶联抗体仅标记面向细胞外的 HA 表位。

然后，向试管中加入 5 μg/mL 的 FITC 偶联抗 HA 单克隆抗体。短暂涡旋细胞，然后在黑暗中的摇床平台上孵育它们。从黑暗中取出细胞并加入 900 微升 PBS。

然后离心管以沉淀细胞并吸出上清液。接下来，通过将沉淀重悬于 1 毫升 PBS 中并短暂涡旋细胞来洗涤细胞。然后，重复离心步骤以再次沉淀细胞。

重复此洗涤步骤总共 3 次，以去除任何未结合的抗体。最后一次洗涤后，将细胞重悬于 500 μL PBS 中，并将单细胞悬液转移到 5 mL 流式细胞仪管中。将细胞置于 4 摄氏度的黑暗中，直到样品运行。

为了估计总蛋白的细胞内表达，接下来标记透化细胞。这是使用与细胞外标记类似的方案完成的，但添加了基于皂苷的细胞透化缓冲液。沉淀细胞，弃去上清液，直接从制备的原液中将细胞重悬于 100 微升固定透化溶液中。

将细胞在 4 摄氏度的黑暗中孵育 20 分钟。然后，加入 100 微升新鲜制备的透化洗涤缓冲液，并短暂涡旋细胞。接下来，沉淀细胞并使用透化洗涤缓冲液再洗涤两次。

然后，加入 5 μg/mL 的 FITC 偶联单克隆抗 HA 抗体和 100 μL 透化洗涤缓冲液。短暂涡旋细胞，并在 4 摄氏度的黑暗中孵育细胞 30 分钟。接下来，加入 100 微升透化洗涤缓冲液。

沉淀细胞并在 100 μL 相同缓冲液中洗涤 3 次，如前所述。最后一次洗涤后，将细胞重悬于 500 μL PBS 中，并将单细胞悬液转移到 5 mL 流式细胞仪管中。在同一天通过流式细胞仪运行未透化和透化的细胞。

首先，启动流式细胞术分析软件并导入在流式细胞术期间创建的 fcs 文件。单击第一个样本，然后在侧向散射与前向散射图中开始门控过程。接下来，使用活细胞周围的椭圆图标绘制 P1 门，以消除任何碎片、死细胞或聚集体。

然后，绘制 mCherry 与 FITC 荧光强度的管参数等值线图。将 P2 门设置为 FITC 和 mCherry 阳性细胞周围，将 P3 门设置为荧光阴性细胞群周围。接下来，选择 P2 和 P3 门，然后单击原始工作区窗口中的 add statistics 图标。

点击 count，然后点击 mean。最后，将门参数和统计数据应用于细胞仪探测的所有样品。该方案用于表征 N-糖基化对 TSA201 细胞中 CaV Alpha 2 Delta 1 总表达和细胞表面表达的作用。

为了获得细胞表面蛋白表达，在非透化细胞上测量 HA，这些细胞在 4 个位点、16 个位点或无位点破坏了 N-糖基化位点。野生型 FITC 水平很强，具有 N-糖基化细胞的细胞在 4 个位置被破坏，但在 16 个位置被破坏的细胞中仅发现背景水平。对于透化细胞，FITC 荧光在所有条件下均增强，表明所有转染的、HA 标记的 CaV Alpha 2 Delta 1 蛋白均被抗 HA FITC 抗体染色和检测。

此外，透化和非透化细胞的 mCherry 荧光水平相似，这意味着透化不会改变相对 mCherry 信号。细胞透化后进行的分析表明，无论是从透化细胞中的 FITC 荧光还是从非透化和透化细胞中测量的组成型 mCherry 荧光推断，具有 16 个位置被破坏的细胞的总蛋白表达也显着降低。除了此过程外，还可以进行额外的生理记录，以关联离子通道的表达和功能。

该技术还为医学领域的研究人员研究基因突变、翻译后修饰、microRNA、小 GTP 酶的影响以及伴侣在重组细胞或天然细胞中表达的膜蛋白运输中的作用铺平了道路。观看本视频后，您应该对如何在重组细胞中进行 DNA 转染、NTAC 和透化细胞染色以及对样品进行数据分析有很好的了解。不要忘记，与活细胞一起工作需要采取预防措施，例如在用于固定的乙酰化液中工作，并在处理化学品时戴手套。