Name: 延时结构照明显微镜线粒体核素的特定标签 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 53 s
Description: 了解延时结构照明显微镜技术，利用SYBR Gold染料对活细胞线粒体核素进行特异性标记，实现高分辨率动态追踪。该方法无需荧光蛋白过表达，适用于HeLa细胞及不可转染细胞类型，为线粒体动力学研究提供可靠工具。

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作者感谢Asifa Akhtar和Angelika Rambold（均来自马克斯·普朗克免疫生物学与表观遗传学研究所）提供了HeLa细胞。

注意：此处提到的所有细胞系均在高糖 Dulbecco 改良 Eagle 培养基（DMEM）中培养，培养基中添加 10% 胎牛血清（FBS）、谷氨酰胺、青霉素/链霉素和丙酮酸钠。在标记和成像当天，将所有培养基和补充物置于 5% CO2 培养箱中预热至 37 °C 以平衡温度。所有细胞培养操作（包括标记步骤）均在超净工作台内的无菌条件下进行。
1. 活细胞标记
<ol>
	<li>标记操作前一天，在35 mm玻璃底培养皿（#1.5玻璃）中加入2 mL培养基，接种4 × 105个HeLa细胞。也可使用多孔板腔室载玻片，但体积需根据孔体积按比例调整。将细胞悬液稀释至约50,000个细胞/mL，并向35 mm培养皿中接种2 mL细胞悬液。</li>
	<li>配制SYBR Gold（SG）商品化储存液的稀释液：1:5,000。在不含酚红的培养基中配制Mitotracker Deep Red（远红染料）或Mitotracker CMXRos Red（红色染料）（材料表；商品化储存液稀释1:2,000）。picoGreen的稀释比例与SG相同。 
	注意： 步骤1.2中所述溶液为2倍标记工作液。所有含荧光染料的溶液应尽可能避光保存。</li>
	<li>用2 mL PBS轻柔洗涤贴壁细胞一次。向35 mm培养皿中加入1 mL不含酚红的培养基。对于8孔腔室载玻片，加入体积为总孔容量一半的培养基（例如，若总孔容量为250 µL，则加入125 µL）。</li>
	<li>向35 mm培养皿中加入1 mL步骤1.2配制的2倍标记溶液。对于8孔腔室载玻片，加入体积为总孔容量一半的标记溶液。将细胞置于37 °C、5% CO2条件下孵育30分钟。 
	注意： 不得将细胞与SG标记溶液孵育超过1小时，否则会导致细胞核DNA被标记。</li>
	<li>小心吸除含荧光染料的培养基，并用PBS洗涤细胞一次。</li>
	<li>加入不含酚红的细胞培养基，将细胞置于37 °C、CO2培养箱中避光保存，直至成像。</li>
	<li>使用配备孵育装置的SR-SIM显微镜对活细胞进行成像（见下文）。</li>
</ol>
2. 超分辨结构光照明显微成像采集
<ol>
	<li>在显微镜载物台上安装台式培养箱。设定所需的温度和CO2浓度（例如，哺乳动物细胞通常为37 °C和5%），并在开始图像采集前至少预热1小时。</li>
	<li>开启SR-SIM显微镜的所有组件（包括激光器），并让其预热至少1小时。</li>
	<li>选择显微镜制造商推荐用于SR-SIM的高倍率、高数值孔径（NA）浸油物镜（例如，100倍，1.46 NA油镜）。</li>
	<li>将带有标记细胞的腔室载玻片或35 mm培养皿（来自步骤1.6）安装到恒温显微镜载物台上。</li>
	<li>使用目镜定位样品中的目标区域。为获得最佳的SR-SIM成像质量，应选择牢固贴附在玻璃表面的细胞。</li>
	<li>使用背照式高端电子倍增电荷耦合器件（EM-CCD）相机采集SR-SIM图像。</li>
	<li>通过图像采集软件，设置适用于所用相机的高EM增益（例如，300）。</li>
	<li>在进行核质体动态追踪的时间序列采集前，先对同一视野采集双色SR-SIM图像：一个通道用于线粒体染色，另一个通道用于SG信号。根据所用线粒体染料设置第一通道参数（例如，对于远红染料，激发波长设为633 nm或更长，发射滤光片使用650 nm长通滤光片）。对于SG信号，激发波长设为488 nm，发射滤光片使用500–550 nm带通滤光片。</li>
	<li>通过软件将488 nm和远红染料激光线的激光功率设为尽可能低的水平。 
	注意：典型设置是通过声光可调滤波器（AOTF）将激光输出功率调节至1%。</li>
	<li>如果SIM显微镜只能顺序采集通道（单相机系统），则关闭远红染料检测通道。</li>
	<li>通过取消勾选软件中的Z-stack选项，关闭Z轴层扫功能，仅设置单个焦平面的采集。</li>
	<li>将EM-CCD相机的曝光时间设为最短可能值。</li>
	<li>将光栅旋转次数设为三次，而非五次。</li>
	<li>为提高帧率，在软件的Acquisition选项卡中，设置相机仅读取传感器中央区域的数据，而不是&#34;Full Chip&#34;全芯片模式。 
	注意：例如，将读取区域从完整的1,000 × 1,000像素传感器缩小至仅256 × 256像素，可使相机曝光时间从50 ms减少至13.4 ms，总帧时间从1.8 s减少至1.2 s。若仅读取传感器中央部分，则对于SR-SIM常用的63倍或100倍物镜而言，视场将非常小。较短的曝光时间会降低图像的信噪比。</li>
	<li>优化激光功率和相机曝光时间：在多个激光功率水平（例如0.5%、1%、1.5%、2%）和多个曝光时间（例如13.4 ms、25 ms、50 ms）下，采集标记细胞的SR-SIM二维（2D）图像。</li>
	<li>处理原始SIM数据集（参见步骤3.1）。</li>
	<li>选择能够产生清晰线粒体内亮点（即核质体）且SIM处理后无明显伪影的激光功率和相机曝光时间组合。检查线粒体外区域的背景信号（例如，488 nm固态激光器1%功率，EM-CCD相机25 ms曝光）。</li>
	<li>使用在步骤2.15–2.17中优化后的参数设置，开始时间序列图像的采集。</li>
</ol>
3. 数据处理与分析
<ol>
	<li>使用合适软件的结构照明显微成像模块（材料表）处理原始SIM数据集：在SIM处理参数中选择自动复选框。若需批量自动处理多个文件，请使用批量处理工具，取消勾选对批处理使用当前设置，点击运行批处理，然后选择多个文件进行SIM处理。</li>
	<li>使用Imaris文件转换软件（即与Imaris软件版本相对应的版本）将经过SIM处理的时间序列数据集转换为ims格式。</li>
	<li>在已获得Lineage（或Track）模块许可的软件（版本8.4.1或更高版本）中打开已转换的文件。</li>
	<li>点击添加新斑点图标，启动&#34;斑点&#34;创建向导，系统将启动创建向导。</li>
	<li>选择该向导中的创建选项卡。</li>
	<li>在向导的第一步中，点击追踪斑点（随时间），然后进入向导的第二步。</li>
	<li>将估计的XY直径设置为0.1–0.15 µm，点击背景减除，然后进入第三步。</li>
	<li>通过拖动直方图中的垂直线，调整&#34;质量&#34;滤波器中的阈值，使大多数类核体被检测为&#34;斑点&#34;，而伪影不被检测（即检测到的斑点以叠加在图像上的球体形式标出）。检查每一帧是否符合此情况，必要时重新调整阈值。随后进入向导的第四步和第五步。</li>
	<li>选择自回归运动算法。将最大距离设为0.5 µm，将最大间隙大小设为0。</li>
	<li>查看时间序列中的每一帧，检查是否存在错误的轨迹或轨迹间出现间隙（向导根据当前设置生成的轨迹会立即以叠加在图像上的线条形式标出）。如有必要，调整&#34;最大距离&#34;。进入向导的第六步，选择轨迹持续时间滤波器，并将阈值设为3–5秒。</li>
	<li>如果当前检测到的斑点或轨迹并非最优，可使用向导窗口底部的导航按钮返回之前的步骤，以微调斑点或轨迹创建的任何参数。</li>
	<li>当经过微调的参数使软件能够正确检测所有斑点并构建轨迹后，点击向导中的绿色箭头导航按钮，确认轨迹的创建。</li>
	<li>点击统计图标窗口，提取轨迹的统计数据。选择所需的统计参数（在统计下的详细信息和平均值选项卡），然后点击软盘图标，将数值导出为csv文件，用于定量分析和可视化。 
	注意：最大轨迹速度、平均轨迹速度、轨迹长度和轨迹位移是重要参数的示例。</li>
	<li>如果图像数据集需要展示或发表，可使用快照或动画工具创建代表延时序列的静态图像和/或视频文件，可选择性地叠加轨迹。</li>
</ol>
4. 共聚焦图像采集
<ol>
	<li>在显微镜载物台上安装台式培养箱，设定所需的温度和CO2浓度（例如，哺乳动物细胞为37 °C和5%），并在开始图像采集前至少预热1小时。</li>
	<li>开启共聚焦激光扫描显微镜的所有组件，包括激光器，并使其预热至少1小时。</li>
	<li>根据奈奎斯特采样标准，选择合适的中高倍物镜和空间采样参数。</li>
	<li>对于SG通道，设定激发波长为488 nm，检测范围为500–550 nm；对于线粒体染料通道，若使用红色染料，则设定激发波长为561 nm，发射波长范围为570–630 nm；若使用远红染料，则设定激发波长为633 nm，发射波长大于&#62;650 nm。</li>
	<li>设置尽可能低的激光功率（通常为1%或更低），以确保在PMT探测器增益为700 mV时仍能获取信号。</li>
	<li>采集细胞的双色共聚焦图像，其中线粒体核样结构在&#34;SG通道&#34;中检测，线粒体则在&#34;红色&#34;或&#34;远红&#34;通道中检测。</li>
</ol>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

该实验方案包含几个关键步骤：为实现对线粒体DNA的优先标记，孵育过程中DNA结合染料的浓度应保持极低（例如，将常见的商品化原液稀释1:10,000），孵育时间应为30分钟，且绝不能超过1小时。必须使用SYBR Gold染料；其他DNA结合染料在低浓度标记时亮度不足，无法产生强信号。
本方案的局限性在于，染料会在透化步骤中从线粒体核样结构中被洗脱。因此，所述操作步骤不适用于常规的免疫荧光实验。在此情况下，可使用其他技术对固定细胞中的核样结构进行有效标记，例如针对DNA或线粒体转录因子（TFAM）的抗体标记法。
使用DNA结合有机染料对线粒体核样体进行直接标记，相较于荧光蛋白标记具有多项优势：可在不到&#60;1 h的时间内对任何类型的细胞进行标记，无需考虑瞬时或稳定表达荧光蛋白融合构建体所需的时间或其他限制条件。此外，现有方案中报道，对TFAM进行常规荧光蛋白标记可能导致假象。而且，SG仅在线粒体膜电位完整时才能有效染色核样体，这可避免对生物学上无关的&#34;状态不良&#34;和死亡细胞进行成像，而基于荧光蛋白的染色方法无法避...

16.5 kbp 的环状 DNA 分子构成了线粒体的遗传物质，编码 22 种 tRNA、2 种 rRNA 以及线粒体氧化磷酸化复合物所需的 13 种多肽。与线粒体转录因子 A（TFAM）及其他多种蛋白质结合的线粒体 DNA 形成线粒体核样体1,2,3,4线粒体核样体在线粒体网络的各个组分之间移动并重新分布5,6 在其形态重塑过程中，会根据细胞周期阶段、应激状态及其他因素发生分裂或融合（详见 Pernas 等人的综述）7此外，线粒体核样体的运动与系统性红斑狼疮疾病相关8 可能在其他疾病中也发挥作用。荧光显微镜是一种用于细胞器活细胞研究的简便技术，但该技术的分辨率为 &#62;200 nm，大于线粒体拟核的尺寸（约100 nm）9,10,11,12）。这一限制已通过所谓的 &#34;超分辨率&#34; 技术，如受激发射损耗（STED）和单分子定位显微镜（SMLM）13,14到目前为止，线粒体核样体及其他DNA已在活细胞中通过直接随机光学重建显微镜（dSTORM）成像。15在活细胞中，通过STED观察到与mtDNA位置相关的精细亚线粒体结构16然而，这些超分辨率技术需要高强度的照明，这会对活细胞产生光毒性效应17因此，对线粒体核样体进行超越衍射极限分辨率的活细胞成像具有挑战性。为解决这一问题，我们采用了超分辨率结构光照明显微镜（SR-SIM）18SIM所需的照明功率剂量远低于STED和SMLM19此外，与STED和SMLM技术相比，SIM能够实现简便的多色三维（3D）成像，且无需荧光染料具备特殊的光物理特性，也无需特定的成像缓冲液成分19.
在活细胞中标记线粒体核样体的传统策略是使用荧光标记的线粒体核样体蛋白，例如TFAM20。然而，在许多情况下，该策略并不适用。此外，荧光蛋白标记的TFAM过表达会产生严重的假象21。与基于荧光蛋白（FP）的策略相比，使用有机染料对DNA进行标记具有优势。有机染料不受FP标记相关限制的影响：它们可用于任何类型的细胞或组织，并可在实验的任意时间点施用。已有研究报道使用多种DNA结合染料对活细胞中的线粒体核样体进行成像，包括DAPI22、SYBR Green23、Vybrant DyeCycle24和picoGreen15,25,26。然而，大多数DNA结合染料用于核样体标记的一个显著缺点是它们会染色细胞内的全部DNA。因此，将染料特异性地靶向线粒体DNA具有重要意义。为实现这一目标，必须谨慎选择具有合适理化性质的染料。已知具有离域正电荷的亲脂性染料（如罗丹明123）会在线粒体膜电位保持负值的活线粒体中富集。此外，理想的线粒体核样体特异性标记染料应能以高亲和力结合DNA，并在结合DNA后发出明亮的荧光。基于这些要求，某些菁类染料（如picoGreen）具有应用前景，但这些染料在染色线粒体DNA的同时也会强烈染色细胞核DNA15,25,26。本实验方案描述了使用另一种菁类染料SYBR Gold（SG）在活细胞中特异性标记线粒体核样体，并通过时间序列超分辨率SIM视频追踪核样体动态的方法。此外，经SG染色的活细胞可使用任何配备488 nm光源、适用于活细胞成像的倒置荧光显微镜（如共聚焦、转盘式、落射荧光等）进行观察。

<table><tbody><tr><td>Elyra PS1</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>包含超分辨率结构光照明显微镜（SR-SIM）模块的多模态超分辨率显微镜</td></tr><tr><td>高糖DMEM</td><td>GIBCO/ThermoFisher</td><td>31966021</td><td></td></tr><tr><td>ibidi 35 mm培养皿，玻璃底</td><td>Ibidi Gmbh</td><td>81158</td><td></td></tr><tr><td>ibidi 8孔微孔载玻片，玻璃底</td><td>Ibidi Gmbh</td><td>80827</td><td></td></tr><tr><td>Imaris 8.4.1</td><td>Bitplane/Oxford Instruments</td><td></td><td>图像处理与可视化软件包</td></tr><tr><td>iXon 885</td><td>Andor Technologies</td><td></td><td>配备背照式传感器的EMCCD相机</td></tr><tr><td>LSM880 Airyscan</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>带阵列探测器的激光扫描共聚焦显微镜</td></tr><tr><td>Mitotracker CMXRos Red</td><td>ThermoFischer</td><td>M7512</td><td>红色活细胞线粒体染料</td></tr><tr><td>Mitotracker Deep Red FM</td><td>ThermoFischer</td><td>M22426</td><td>远红活细胞线粒体染料</td></tr><tr><td>picoGreen</td><td>ThermoFischer</td><td>P7581</td><td>细胞通透性DNA染料</td></tr><tr><td>Plan Apochromat 100x/1.46 Oil物镜</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SYBR Gold</td><td>ThermoFischer</td><td>S11494</td><td>细胞通透性DNA染料</td></tr><tr><td>Zen Black 2012软件</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>图像采集与处理软件</td></tr></tbody></table>

线粒体核样体的特异性标记用于延时结构光照明显微镜观察

Specific Labeling of Mitochondrial Nucleoids for Time-lapse Structured Illumination Microscopy

线粒体核样体是由线粒体DNA分子及其结合蛋白形成的致密颗粒。线粒体DNA编码多种tRNA、rRNA以及若干重要的线粒体多肽。线粒体核样体可在动态的线粒体网络中进行分裂并分布，该网络会经历分裂/融合及其他形态变化。高分辨率活细胞荧光显微镜技术可直接用于表征核样体的位置与运动。在该技术中，通常通过荧光标记其蛋白质组分（即转录因子A（TFAM））来标记核样体。然而，该策略需要过表达荧光蛋白融合构建体，可能导致实验假象（已有TFAM相关报道），并且在许多情况下不可行。有机DNA结合染料则无此类缺点。但这类染料总是同时染色细胞核DNA和线粒体DNA，因此缺乏对线粒体核样体的特异性。基于此类染料的理化特性，我们选用了一种核酸凝胶染料（SYBR Gold），实现了在活细胞中优先标记线粒体核样体。该染料在结合DNA后具有极高的荧光亮度，使得后续可通过超分辨率结构光照明显微镜的时间序列图像，对线粒体核样体的运动进行定量分析。

SG 活细胞标记的表征 
首先，通过共聚焦显微镜观察了细胞在不同稀释倍数的染料孵育后 SG 在细胞内的分布情况。当使用高浓度 SG 或 PicoGreen 孵育时，两种染料主要标记细胞核，并在细胞质中呈现点状染色（图 1），这与已发表的另一种带正电荷的花青染料（即 PicoGreen）的结果相似15。然而，在使用 1:10,000 稀释度的 SG 孵育时，细胞核中仅出现微弱染色，而在细胞质中则观察到明亮斑点的染色模式（图 1）。相比之下，使用 1:10,000 稀释的 PicoGreen 染料孵育后，染色主要位于细胞核。在相同浓度下，SG 的信号明显强于 PicoGreen。实验结果表明，与其他类似的 DNA 结合染料相比，SG 更适用于线粒体 DNA 的成像。
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本方案描述了使用 commercially available 的 DNA 凝胶染料对线粒体核样体进行特异性标记，通过超分辨率结构照明显微镜（SR-SIM）获取活细胞标记后的时间序列图像，以及对核样体运动的自动追踪。

线粒体核样体是由线粒体DNA分子与蛋白质结合形成的致密颗粒。线粒体DNA编码tRNA、rRNA以及……

该方案可实现对活细胞中线粒体核样体的特异性标记，并以高分辨率对其进行运动的定量研究。仅通过孵育荧光染料即可避免荧光蛋白过表达的需求，从而规避相关的人为假象和局限性，使本方案可应用于不可转染的细胞。为实现核样体的优先染色，应在我们已优化的条件下仅使用SYBR Gold，不得使用其他任何试剂。否则，可能会染色全部细胞DNA。在标记操作前一天，将4×10⁵个HeLa细胞接种于35毫米培养皿中，加入2毫升培养基进行培养。次日早晨，用2毫升PBS洗涤细胞，然后加入1毫升不含酚红的培养基和1毫升相应的2倍浓度标记溶液。在37摄氏度、5%二氧化碳条件下孵育30分钟后，小心吸除每个35毫米培养皿中含有染料的上清液，并用2毫升PBS洗涤细胞。随后用新鲜的酚红-free细胞培养基喂养细胞，并将培养物放回细胞培养箱中，避光保存直至进行活细胞成像。进行活细胞成像前，至少提前一小时将台式培养箱放置于超分辨率结构光照明显微镜载物台上，将温度设置为37摄氏度，二氧化碳浓度设置为5%。开启显微镜所有组件（包括激光器），并根据显微镜制造商对超分辨率结构光照明显微镜的推荐，选择高放大倍数、高数值孔径的浸油物镜。激光器预热完成后，将35毫米的培养皿安装到显微镜载物台上，并使用目镜定位培养皿底部附着细胞的兴趣区域。为了获取超分辨率结构光照明显微图像，需使用后端高端电子倍增电荷耦合器件相机。在图像采集软件中，根据相机推荐设置较高的电子倍增增益。在获取用于类核追踪的时间序列延时图像之前，需对同一视野采集双色超分辨率结构光照明显微图像，其中一通道用于线粒体染色，另一通道用于SYBR gold染色。将线粒体图像通道设置为所用线粒体染料对应的激发和发射波长，并为SYBR gold染料设置相应的激发和带通发射滤光片。两个通道均应使用尽可能低的激光功率。如果显微镜仅能顺序采集通道，则关闭用于线粒体染料检测的通道。在软件中取消勾选Z-stack选项框，以关闭Z-stack采集，设置为单个焦平面的图像采集，并将相机曝光时间设为尽可能短。设置光栅的三次旋转，对标记的细胞在多个激光功率值和多个曝光时间下采集二维图像，以优化激光功率和相机曝光时间。选择激光功率和相机曝光时间，以获得线粒体中具有明亮斑点且伪影极少或无伪影的结构照明显微图像，并使用优化后的设置开始采集延时序列图像。为分析延时图像，打开已转换的结构照明显微图像及具备斑点追踪模块的合适图像分析软件，点击“添加新斑点”以启动斑点创建向导。在“创建”选项卡下，点击“随时间追踪斑点”，并进入向导的第二步。将估计的 x-y 直径设置为 0.1 至 0.15 微米。点击背景减除，然后进入向导的第三步。拖动直方图中的垂直线，调整质量滤波器的阈值，直到大多数核苷酸被检测为亮点，而每个帧内均未检测到伪影。进入向导的第四步和第五步，选择自回归运动算法。将最大距离设置为 0.5 微米，最大间隙大小设置为零。当精细调整的参数使软件能够正确检测所有荧光点并构建轨迹后，单击“立即箭头”按钮以确认轨迹的生成，并单击统计图标以提取轨迹的统计信息。然后选择必要的统计参数，点击“另存为”以将数值导出为点 CSV 文件，用于定量和可视化分析。使用高浓度的 SYBR Gold 或 PicoGreen 染色时，细胞核呈现强烈染色，细胞质内出现点状染色。在较低浓度下，细胞核内 SYBR Gold 信号较弱，而在细胞质中可观察到明亮斑点的染色模式。低浓度PicoGreen标记主要产生细胞核染色。与低浓度SYBR Gold及远红光线粒体染料同时染色显示，几乎所有的SYBR Gold信号均位于线粒体内；而在高浓度下标记，则会导致细胞核和细胞质出现显著染色。时间推移成像显示，45分钟后，类核染色接近饱和。固定会导致染料轻微重新分布至细胞核，而对固定后的细胞进行通透处理则会消除线粒体的点状染色模式，并增强细胞核的染色。如果在固定和通透处理之后再向细胞中加入SYBR Gold，则染料会在细胞质和细胞核中均匀分布，从而导致染色特异性的丧失。通过超分辨率结构光照明显微镜对活细胞进行三维成像，可揭示线粒体核样体为线粒体内的明亮斑点。以超越衍射极限的分辨率追踪拟核的位置表明，大多数拟核表现出短距离的随机运动，这些运动可能局限于线粒体网络内。需要注意的是，本方案与样品固定不兼容。然而，我们的方案应适用于多种基于活细胞成像的检测方法，可用于研究分子和细胞器的形态、动态及活性。本研究阐明了将无机染料重新靶向用于基于细胞技术的优势，可能启发人们探索其他荧光染料在细胞研究中的应用。

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Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

延时结构照明显微镜线粒体核素的特定标签

来源：Kennedy, L. H., 等人 利用腺相关病毒和共聚焦显微镜对脑片中少突胶质细胞细胞器进行可视化与活体成像 视频实验杂志...

器官型脑切片培养中少突胶质细胞内线粒体运动的共聚焦成像

本文介绍了一种在活细胞细胞器中对单个膜蛋白进行多色定位的实验方案。通过使用自标记蛋白来连接荧光染料，可对同一细胞器不同膜区室中分布的蛋白质实现约18...

活体哺乳动物细胞器中单个膜蛋白的多色定位显微成像

我们提出了一种研究线粒体和内质网在基因改造后于全细胞中分布的方案，该方案结合了相关光镜与三维电子显微镜技术，包括抗坏血酸过氧化物酶2和辣根过氧化物酶染色、在同一切片中对含有或不含目标基因的细胞进行连续切片，以及通过电子显微镜进行连续成像。...

线粒体与内质网的光与体电子显微镜关联成像

面包酵母线粒体基因组编码八种多肽。本实验方案的目标是对所有这些多肽进行标记，随后将它们作为独立的条带进行可视化观察。...

酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）线粒体基因组表达产物的标记与可视化

本文描述了一种利用多孔板和自动免疫荧光成像技术，在细胞中研究线粒体DNA（mtDNA）代谢动态过程的方法，可用于检测和定量mtDNA的合成与分布。该方法可进一步用于研究各种抑制剂、细胞应激以及基因沉默对mtDNA代谢的影响。...

高通量成像法对线粒体DNA合成及分布的定量分析

本方案介绍了一种用于培养SH-SY5Y细胞和原代大鼠海马神经元的增殖、分化与染色的工作流程，旨在通过受激发射损耗（STED）显微镜对线粒体超微结构进行可视化与分析。...

利用活细胞STED成像技术可视化神经元细胞模型中线粒体内膜的超微结构

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利用共聚焦显微镜测定活细胞中线粒体形态

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通过动态三维荧光显微图像理解线粒体形态的变化

我们提出了一种三色染色质单分子定位显微镜（SMLM）染色与分析方案，可实现常染色质、异染色质和RNA聚合酶II（RNAP...

一种用于在致密核环境中研究染色质的多标记单分子定位显微镜实验方案

利用延时显微镜监测肌动蛋白解聚过程

了解延时结构照明显微镜技术，利用SYBR Gold染料对活细胞线粒体核素进行特异性标记，实现高分辨率动态追踪。该方法无需荧光蛋白过表达，适用于HeLa细胞及不可转染细胞类型，为线粒体动力学研究提供可靠工具。

线粒体核样体的特异性标记用于延时结构光照明显微镜观察

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