Name: 清醒小鼠小胶质细胞动力学和神经元活动的同时成像 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-23T13:15:00.000+00:00
Duration: 8 min 26 s
Description: 了解清醒小鼠小胶质细胞动力学与神经元活动的同时成像方法。本研究结合AAV注射与颅窗植入技术，利用双光子显微镜实现高帧率成像，为神经科学研究提供实时观察小胶质细胞与神经元相互作用的有效工具。

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我们感谢近藤雅史博士和松崎正则博士提供病毒载体。本研究得到了科学研究费补助金（20H00481、20A301、20H05894、20H05895，授予S.O.）、日本医疗研究开发机构（JP19gm1310003 和 JP17gm5010003，授予S.O.；JP19dm0207082，授予H.M.）、东京大学人类行为综合科学中心（CiSHuB）以及日本科学技术振兴机构Moonshot研发计划的支持。&amp;#38;D（JPMJMS2024，授予H.M.），脑科学基金会（授予H.M.）

所有实验均经东京大学研究生院医学系研究科及医学部动物伦理委员会和基因重组实验安全委员会批准，并依照其指南进行。
1. 准备
<ol>
	<li>使用高压灭菌器或70%乙醇对所有手术所需的器械和装置进行灭菌。</li>
	<li>玻璃移液管的制备。
	<ol>
		<li>将一支75 µL的校准毛细管牢固地固定在微电极拉制仪的夹持器上。将拉制仪设置为推荐参数程序：P（压力）= 500，HEAT = 680，PULL = 30，VEL = 60，TIME = 180。</li>
		<li>程序完成后（通常耗时4.5至5秒），毛细管被拉成两根带有锥形尾部的玻璃移液管。随后用镊子折断尾部远端部分，使尖端直径保持在30–50 µm范围内。具体操作为：在斜面末端远端1 cm处折断尾部。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>进行开颅手术时，通过紫外光固化试剂将一个直径4 mm、厚度0.15 ± 0.02 mm的较大外层玻璃圆片粘合到一个直径2 mm、厚度0.525 ± 0.075 mm的较小内层玻璃圆片上，制备颅窗（图2A）。</li>
</ol>
2. AAV 注射
<ol>
	<li>注射装置的制备
	<ol>
		<li>将连接至26 G Hamilton注射器的玻璃移液管通过导管置于体视定位仪的移液管架上，然后将移液管架从垂直轴向前倾斜60°图1A，B).</li>
		<li>用液体石蜡填充玻璃移液管、注射器和连接管。将注射器置于显微注射仪上。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>手术操作步骤 
	注意：以下手术在无菌操作台中进行，必要时使用体视显微镜进行手术。
	<ol>
		<li>麻醉一只雄性 CX3CR1-EGFP 小鼠（详细信息见下文） 材料表在7至8周龄（体重22–26 g）时，将小鼠置于密闭麻醉舱内，使用3%异氟烷进行麻醉。3分钟后，当小鼠除呼吸外失去自主活动能力时，将其从舱内取出，并通过鼻罩连接持续给予2%异氟烷以维持麻醉。 
		注意：异氟烷已知可激活小胶质细胞。然而，由于成像在手术后4周进行，成像过程中异氟烷对小鼠无影响。尽管在成像前将小鼠置于立体定位仪时会使用数分钟的异氟烷麻醉（步骤4.2.1），但我们发现这种短暂麻醉的影响可忽略不计。</li>
		<li>手术过程中，使用37 °C加热垫保持小鼠体温，以防低体温。在双眼涂抹眼膏，防止角膜干燥，并皮下注射美洛昔康（5 mg/kg）。将小鼠固定于辅助耳杆上，随后将其背侧朝上固定于立体定位仪中。</li>
		<li>手术过程中，通过监测呼吸和心率，将异氟烷浓度调整至适当百分比（1%–2%）。使用脱毛膏去除毛发，并用含碘或氯己定的消毒液及酒精，以环形动作多次擦拭头部进行消毒。&#160;然后，皮下注射0.1 mL 1%利多卡因，并覆盖无菌手术巾以固定手术区域。</li>
		<li>用剪刀沿中线切开头皮，切口长约2厘米，以充分暴露右侧初级视皮层上方的颅骨。切开头皮后，在整个操作过程中用生理盐水冲洗头部，防止暴露的颅骨和脑组织干燥。</li>
		<li>使用镊子去除暴露颅骨上的骨膜。在立体定位坐标处钻孔：中线外侧3 mm，人字缝前方0.5 mm，形成直径约0.5 mm的小孔。必要时清除钻头上的血液和组织碎屑。</li>
		<li>使用以下步骤，将滴度为 8.3 × 10 的 rAAV2/1-hSyn-R-CaMP1.07 装入玻璃移液管，体积为 1 µL12 病毒载体基因组/毫升22.
		<ol>
			<li>将注射器向前推进，从玻璃移液管中推出1 µL液体石蜡。取一片约2 cm × 2 cm的透明薄膜，覆盖在小鼠暴露的颅骨上，使用移液器在薄膜上滴加1 µL AAV溶液。</li>
			<li>将玻璃移液管尖端插入薄膜上的 AAV 溶液液滴中，轻轻拉动注射器以吸取 AAV 溶液。喷出后，旋转 T 形旋塞阀以释放管内及玻璃移液管中的压力。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>通过步骤 2.2.5 中创建的孔，将玻璃移液管插入脑表面以下 500 µm 深度，然后使用微注射器注射 0.5 µL AAV 溶液图1C）。使用2.0 µL/h的注射流速；注射0.5 µL需15分钟，随后等待5分钟。</li>
		<li>注射后，轻轻抽出玻璃移液管，并用生理盐水冲洗脑表面。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 颅窗植入
注意：颅窗植入手术与 AAV 注射在同一天进行。
<ol>
	<li>在颅骨上标记一个直径为 2.5 mm 的圆，圆心位于人字缝外侧 3 mm 处。沿标记线用钻头在颅骨上刻出环形凹槽。清理钻屑，因其可能影响颅骨的可视性；钻孔过程中应使用生理盐水冲洗，以防止局部过热。</li>
	<li>为检查环形凹槽的钻孔深度是否足以移除中央颅骨碎片，可用镊子轻轻按压中央颅骨区域。若其能轻微阻力下垂直移动，则表明钻孔深度已足够。</li>
	<li>当凹槽达到足够深度后，将镊子尖端插入中央颅骨碎片底部，轻柔抬起并移除该碎片，以暴露脑表面（图 1D）。</li>
	<li>使用 27 G 针头在暴露脑表面边缘处刺破并撕开硬脑膜。将镊子尖端从硬脑膜边缘所形成的孔中插入，夹住硬脑膜后将其剥离，以完全暴露脑表面。 
	注意：若出现出血，需用生理盐水冲洗脑表面，直至出血停止。</li>
	<li>用镊子将止血纤维逐根分散于 3.5 mm 培养皿中的生理盐水中，然后将止血纤维沿骨窗边缘放置，覆盖有被切断硬脑膜的区域。</li>
	<li>将步骤 1.3 中预先制备的颅窗放置于暴露的脑表面，随后在轻压颅窗使其与颅骨紧密贴合的同时，使用瞬干胶将其粘附固定于颅骨上。</li>
	<li>之后，将瞬干胶涂布于整个暴露的颅骨表面，然后小心地将头固定板贴附至颅骨，确保颅窗位于头固定板方形孔的中心位置（图 2C）。确保头固定板表面与玻璃颅窗表面平行。</li>
	<li>待胶水充分固化后，在暴露的颅骨区域涂抹牙科水泥，以增强头部与头固定板之间的固定强度（图 2）。 
	注意：若实验涉及向小鼠呈现视觉刺激，应避免杂散光进入成像区域。建议将活性炭混入牙科水泥中，使其变黑，以减少光反射。</li>
	<li>待牙科水泥充分硬化后，撤除小鼠的麻醉。随后将小鼠单独放入新笼中恢复。</li>
	<li>在确认小鼠意识恢复并能自主活动，表明已完全苏醒后，将其放回原饲养笼。恢复期间，若出现明显的疼痛相关行为，可根据需要给予第二次或更多次美洛昔康（每 24 小时一次，持续 1–3 天）。</li>
</ol>
4. 在体 双光子成像技术观察小胶质细胞与神经元钙动力学
<ol>
	<li>小鼠对显微镜装置的适应
	<ol>
		<li>手术后三周，使用3%异氟烷对小鼠进行麻醉，并利用定制的立体定位仪将小鼠置于双光子显微镜的25倍物镜下（图3C）。在此设置中，将小鼠放置于跑步机顶部，使其可自由奔跑。</li>
		<li>约10分钟后，将小鼠从显微镜载物台上取下并放回饲养笼中。在进行双光子成像前，每隔一天重复适应过程至少3次。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>双光子图像采集 
	注意：建议在手术后超过4周再进行图像采集，因为小胶质细胞的激活会逐渐恢复至基础水平。
	<ol>
		<li>与步骤4.1相同，使用3%异氟烷对小鼠进行麻醉，并利用定制的立体定位仪将小鼠置于双光子显微镜的物镜下。</li>
		<li>安装定制的遮光装置和用于视觉刺激的液晶显示器，如下所述（图3D）。
		<ol>
			<li>调整物镜使其聚焦于脑表面，然后将此位置设为初始Z轴位置。保持X-Y坐标不变，抬升物镜；将小鼠及立体定位仪从物镜和跑步机上移开。</li>
			<li>使用混有炭黑粉末而呈黑色的硅胶将遮光装置固定在头板顶部，并确保头板与遮光装置之间的空隙密封良好。</li>
			<li>向遮光装置内注入蒸馏水，然后再次将小鼠及其立体定位框架固定于物镜下方和跑步机上。仔细重新设定脑表面的焦平面，并检查物镜的深度。 
			注意：为避免损坏物镜，应先设定XYZ坐标，再安装遮光装置。也可先安装盖板再调整坐标，但此操作需格外谨慎。</li>
			<li>用黑色铝箔覆盖物镜，以防止用于视觉刺激的液晶显示器光线通过物镜进入系统造成光污染（图3D）。在小鼠眼睛前方12.5 cm处放置一个10英寸的液晶显示器，用于呈现视觉刺激（图3D）。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>配置荧光发射收集滤光片：EGFP荧光使用525/50 nm发射滤光片，R-CaMP荧光使用593/46 nm发射滤光片，激发波长设为1,000 nm。使用25倍、1.1 NA物镜和GaAsP PMT，以0.25 µm/像素的空间分辨率采集图像。</li>
		<li>在第2/3层中寻找可同时成像R-CaMP(+)神经元和EGFP(+)小胶质细胞的成像区域。本实验设置中，图4和视频1的数据是在软脑膜表面下100 µm深度处，通过实时图像预览获得的。保持激发激光功率尽可能低，以避免光漂白以及因成像区域局部温度升高造成的损伤。</li>
		<li>以30 Hz的帧率采集图像。在图像采集的同时，向小鼠呈现漂移光栅视觉刺激，对比度为100%，频率为1.5 Hz，空间频率为0.04 cycles/度，在0°至150°范围内以30°为步长共6个方向，每个方向包含12个运动方向17。</li>
		<li>图像采集完成后，将小鼠从显微镜载物台上取下，拆除其头部的遮光装置和立体定位仪，并将小鼠放回饲养笼中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>数据配准
	<ol>
		<li>使用Fiji或显微镜配套软件，将采集到的图像数据（本例中为nd2格式）转换并保存为每个荧光通道的一系列tiff图像文件。</li>
		<li>应用Fiji插件Turboreg，设置模式为“平移”（translation）进行图像配准。使用EGFP通道的tiff图像生成平均图像，并将其作为参考图像。</li>
		<li>使用MATLAB对每一帧执行以下处理。 
		注意：尽管以下处理使用MATLAB完成，但描述主要聚焦于各步骤的目的，以便研究者可使用Python等其他编程软件进行数据分析。
		<ol>
			<li>使用imread函数分别读取同一帧在配准前后两个EGFP tiff图像；使用imread函数读取同一帧的R-CaMP tiff图像。</li>
			<li>使用normcorr2函数计算步骤4.3.3.1中读取的两个GFP图像向量化变量之间的相关函数。</li>
			<li>使用max函数检测相关函数中具有最高互相关值的线性索引，然后使用ind2sub函数计算配准图像相对于原始图像的位移位置。</li>
			<li>使用imwarp函数将R-CaMP图像平移到步骤4.3.3.3计算出的位置，然后使用imwrite函数保存配准后的R-CaMP图像。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>钙信号轨迹生成
	<ol>
		<li>使用MATLAB执行以下处理。使用imread函数读取步骤4.3.3.4生成的所有已配准R-CaMP tiff图像。若这些图像已作为变量加载至工作区，则可跳过此步骤。</li>
		<li>使用mean函数生成时间投影图像。使用imshow函数将平均图像显示为图示；使用roipoly函数生成目标结构（本数据中为树突棘）的二值化感兴趣区域（ROI）掩模。</li>
		<li>将二值化掩模与各帧图像相乘后所得图像作为输入变量，结合mean函数计算每个帧中ROI内的平均荧光强度。</li>
		<li>如先前所述17，对步骤4.4.3获得的变量应用Butterworth频率滤波器（截止时间=1.6 s），以去除高频噪声；随后应用滑动中值滤波器（时间窗口=200 s），以去除低频噪声。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

我们描述了在清醒小鼠中进行AAV注射和开颅手术以同时成像小胶质细胞动态与神经元活动的实验方案，以及数据处理方法。该技术能够揭示小胶质细胞动态与神经元活动在从亚秒级到数十秒时间尺度上的协调关系。
手术方案包含多个技术要求较高的步骤。AAV注射是其中关键的步骤之一。AAV注射失败可能导致R-CaMP表达显著降低。主要原因有两个：玻璃移液管堵塞和组织损伤。玻璃移液管堵塞会减少甚至完全阻断AAV溶液的喷出。通过使用快绿等染料对AAV溶液进行染色，并在注射过程中直接观察，可避免这一情况的发生。AAV注射造成的组织损伤会抑制注射位点中心附近外源基因的表达。这种损伤可能是由于移液管内部压力积聚后，移液管尖端突然产生大量流出液所致。因此，在注射过程中应保持AAV溶液从玻璃移液管中持续稳定地流出。选用尖端直径略宽的玻璃移液管可解决此问题。在颅窗植入过程中，手术速度至关重要。若手术耗时过长，脑组织可能遭受严重损伤。因此，必须通过反复练习以确保手术的快速与流畅。此外，在手术后至成像前的4周内，采用传统方法时，颅窗与脑组织之间的组织再生可能降低成像质量17。本文所述方法通过使用较厚的玻璃作为颅窗内层玻璃片，抑制组织再生，从而保持颅窗清晰透明。在本系统中，使用厚度为0.525 ± 0.075 µm的内层玻璃片时，该效果尤为明显。
该方法可成功应用于4周龄以上的小鼠，但用于较年幼的小鼠可能存在困难。在幼年小鼠中，颅骨生长迅速且显著，会导致颅骨与玻璃窗之间出现不匹配。
在一些前沿研究中，体内双光子成像被用于研究小胶质细胞与神经元之间的相互作用12,21,23。特别是Merlini等人开创性的工作中，他们同时对小胶质细胞动态和神经元胞体内的神经活动进行了体内成像21。本方法通过使用较厚的颅窗内层玻璃，可抑制深度方向上的运动伪影，从而实现对树突棘等微结构中神经元活动的稳定测量。该方法有助于在清醒小鼠中研究突触与小胶质细胞突起之间的相互作用。
最近， 体外 研究结果表明，细长的丝状伪足样小胶质细胞突起比粗突起具有更快的运动速度，提示其较快的运动能力在监视功能中具有重要意义19该系统能够以亚秒至数十秒的时间分辨率追踪小胶质细胞细小突起的运动，这一特性有助于阐明其运动行为在监视功能中的重要作用。 体内.
未来，将该成像技术与干预手段（如应用于局部神经回路或脑区间神经连接的光遗传学24或化学遗传学25）相结合，将有助于揭示小胶质细胞在突触发育和可塑性中的新功能，从而阐明其对神经回路特性的塑造作用。此外，进一步整合成像、干预与行为学任务，将有助于揭示小胶质细胞与神经元在特定行为背后的协同机制。

越来越多的证据表明，机体的内部状态会持续影响动物的大脑功能1,2,3,4,5。因此，为了更深入地理解大脑功能，关键在于阐明大脑中的胶质细胞如何监测外周的生物学状态，并将这些信息传递给神经元。
小胶质细胞是大脑中的免疫细胞，参与突触的发育和可塑性，从而塑造大脑神经环路的特征6,7,8,9。例如，Wake 等人的开创性研究证明，在小鼠新皮层中，小胶质细胞的突起以神经元活动依赖的方式与突触发生接触，而人工诱导的缺血会在与小胶质细胞长期接触后导致突触丢失10。Tremblay 等人发现，视觉经验的改变会影响小胶质细胞与突触相互作用的方式。在关键期，当双眼剥夺增强初级视觉皮层（V1）树突棘的周转率时，黑暗适应会降低小胶质细胞突起的运动性，同时增加其与突触间隙的接触频率以及小胶质细胞内细胞包涵体的数量11。这些结果表明，小胶质细胞的突起能够感知神经活动及其周围环境，从而重塑神经环路。此外，最近一项研究报道，小胶质细胞的监视行为在清醒状态与麻醉状态下存在差异，提示在生理条件下研究神经元-小胶质细胞通讯时，使用清醒小鼠进行实验的重要性12。
体内双光子钙成像是一种强大的工具，可用于记录活体动物中数百个神经元同时发生的钙动力学，从而反映正在进行的神经元放电活动13,14,15。神经元中的钙成像通常需要数赫兹以上的时间分辨率，以追踪快速的神经元反应16,17。相比之下，以往研究小胶质细胞动态的工作通常以低于0.1 Hz的较低时间分辨率对小胶质细胞结构进行采样18,19,20。最近一项研究应用了同步双光子成像技术来理解神经元与小胶质细胞之间的通讯21。然而，在清醒小鼠中，小胶质细胞动态过程如何以数赫兹以上的时间分辨率响应周围神经元活动，目前仍不清楚。为了解决这一问题，我们描述了一种在清醒小鼠中以高于1 Hz的时间分辨率同步进行体内双光子成像以记录神经元活动与小胶质细胞动态的方法。该方法使我们能够在清醒小鼠中以更高的帧率实现稳定的成像（最大可达30 Hz，像素帧尺寸为512 × 512像素），并为研究小胶质细胞的监视行为或其与神经元活动的相互作用提供了更理想的技术途径。

<table><tbody><tr><td>10英寸液晶显示器</td><td>EIZO</td><td>DuraVision FDX1003</td><td>用于呈现光栅视觉刺激</td></tr><tr><td>26G Hamilton 注射器</td><td>Hamilton</td><td>701N</td><td></td></tr><tr><td>27G 针头</td><td>Terumo</td><td>NN-2719S</td><td></td></tr><tr><td>AAV-hSyn-R-CAMP1.07</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>由 Matsuzaki 教授实验室惠赠&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>活性炭粉末</td><td>Nacalai Tesque</td><td>07909-65</td><td></td></tr><tr><td>黑色铝箔</td><td>THORLABS</td><td>BKF12</td><td></td></tr><tr><td>CX3CR1-EGFP 小鼠</td><td>Jackson 实验室</td><td>IMSR_JAX: 005582</td><td>&lt;em&gt;CX3CR-1EGFP/+&lt;/em&gt; 基因敲入/敲除小鼠，在内源性 &lt;em&gt;Cx3cr1&lt;/em&gt; 位点调控下于脑内小胶质细胞中表达 EGFP。</td></tr><tr><td>DENT SILICONE-V</td><td>Shofu 公司</td><td>N/A</td><td>用于将遮光装置固定在头板上</td></tr><tr><td>牙科水泥（快干树脂，液体）</td><td>Shofu 公司</td><td>N/A</td><td>AB</td></tr><tr><td>牙科水泥（快干树脂，粉末）</td><td>Shofu 公司</td><td>N/A</td><td>B 色 3 号</td></tr><tr><td>钻机</td><td>Toyo Associates</td><td>HP-200</td><td></td></tr><tr><td>玻璃毛细移液管</td><td>Drummond 科学公司</td><td>2-000-075</td><td></td></tr><tr><td>玻璃圆片（大）</td><td>Matsunami</td><td>N/A</td><td>直径 4 mm，厚度 0.15&amp;plusmn;0.02 mm</td></tr><tr><td>玻璃圆片（小）</td><td>Matsunami</td><td>N/A</td><td>直径 2 mm，厚度 0.525&amp;plusmn;0.075 mm</td></tr><tr><td>头板</td><td>定制</td><td>N/A</td><td>材质：SUS304，厚度：0.5 mm，形状见图2B</td></tr><tr><td>止血纤维</td><td>Davol 公司</td><td>1010090</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ Fiji 软件</td><td></td><td>免费软件</td><td>用于数据配准</td></tr><tr><td>瞬干胶（Aron alpha）</td><td>第一三共</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>辉瑞</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>利多卡因</td><td>阿斯利康</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>MATLAB 2017b</td><td>MathWorks</td><td>N/A</td><td>用于数据配准与处理</td></tr><tr><td>美洛昔康</td><td>东京化成工业</td><td>M1959</td><td></td></tr><tr><td>微量注射器</td><td>KD Scientific</td><td>KDS-100</td><td></td></tr><tr><td>微电极拉制仪</td><td>Sutter 仪器公司</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>多光子激发显微镜</td><td>尼康</td><td>N/A</td><td>商品名称为 &quot;A1MP+&quot;。</td></tr><tr><td>物镜</td><td>尼康</td><td>N/A</td><td>商品名称为 &quot;CFI75 平场复消色差 25×C W&quot;。</td></tr><tr><td>石蜡油</td><td>Nacalai Tesque</td><td>26132-35</td><td></td></tr><tr><td>Psychtoolbox</td><td></td><td>免费软件</td><td>用于呈现光栅视觉刺激</td></tr><tr><td>遮光装置</td><td>定制</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>体视显微镜</td><td>徕卡</td><td>M165 FC</td><td></td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>成岛科学仪器</td><td>SR-611</td><td>用于手术</td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>定制</td><td>N/A</td><td>用于在双光子显微镜下固定小鼠</td></tr><tr><td>三通阀</td><td>ISIS</td><td>VXB1079</td><td></td></tr><tr><td>外科缝合丝线</td><td>爱惜康</td><td>K881H</td><td></td></tr><tr><td>跑步机</td><td>定制</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>紫外光固化剂</td><td>Norland 产品公司</td><td>NOA 65</td><td></td></tr><tr><td>蒸发器</td><td>Penlon</td><td>Sigma Delta</td><td>麻醉机</td></tr></tbody></table>

清醒小鼠中小胶质细胞动态与神经元活动的同步成像

Simultaneous Imaging of Microglial Dynamics and Neuronal Activity in Awake Mice

由于大脑功能持续受到来自外周组织信号的影响，阐明脑内胶质细胞如何感知机体外周的各种生物学状态，并将这些信号传递给神经元，具有重要意义。小胶质细胞作为脑内的免疫细胞，参与突触的发育与可塑性调节。因此，应通过活体成像技术，对小胶质细胞动态与神经元活动之间的关系进行实时观察，以严谨地检验小胶质细胞在响应机体内部状态时对神经环路构建的贡献。
在此，我们描述了一种用于在清醒小鼠中同时成像小胶质细胞动态与神经元活动的技术。将编码R-CaMP（一种红色荧光蛋白基因编码的钙离子指示剂）的腺相关病毒注射至CX3CR1-EGFP转基因小鼠初级视皮层第2/3层，该小鼠的小胶质细胞表达EGFP。病毒注射后，在注射区域的脑表面安装颅窗。 体内 手术后4周对清醒小鼠进行双光子成像，结果表明可在亚秒级时间分辨率下同时记录神经元活动与小胶质细胞动态。该技术可揭示小胶质细胞动态与神经元活动之间的协调关系，其中前者响应外周免疫状态，而后者编码大脑内部状态。

我们按照本实验方案所述，在一只8周龄的CX3CR1-EGFP转基因小鼠的V1区进行了AAV注射和颅窗植入。术后4周，我们进行了同步 体内 基于R-CaMP的V1区2/3层神经活动与小胶质细胞动态的双光子成像图4 和 视频 1）。成像过程中，将小鼠置于跑步机上使其自由奔跑。以30 Hz的帧率和空间分辨率 0.25 µm/pixe使用25倍、1.1 NA物镜和GaAsP光电倍增管进行成像。EGFP和R-CaMP均以1,000 nm波长激发，同时采集EGFP荧光信号（525/50 nm发射滤光片）和R-CaMP荧光信号（593/46 nm发射滤光片）。对采集的数据进行配准以最小化运动伪影，每四帧取平均合并为一帧以降低背景噪声。向小鼠呈现光栅视觉刺激，并分析神经元及单个树突棘的视觉反应（图4D）。小胶质细胞突起表现出快速的动态变化，并在10秒内改变其形态（图4E 和 视频 1）。如讨论部分所述，当AAV注射失败时，无法检测到R-CaMP的表达。如果手术未成功，则无法观察到EGFP和R-CaMP的信号。
<img alt="使用玻璃移液管和注射器进行脑部手术的立体定位手术装置；包含示意图。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64111/64111fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图1"> 
图1：AAV 注射。 (A) 使用硅胶管将玻璃移液管连接至26 G Hamilton注射器。B) AAV 注射装置示意图。C) 注射了 AAV 溶液 通过 玻璃移液管倾斜 60° 垂直轴前方。D) 开颅手术操作流程示意图（详见步骤 3.3）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64111/64111fig01large.jpg" target="_blank">请点击此处以查看此图的放大版本。</a>
<img alt="小鼠脑部手术装置；研究中的示意图与工具使用；立体定位仪。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64111/64111fig02v2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图2"> 
图2：颅窗与头固定板。 （A）颅窗植入的示意图。 （B）使用定制的头固定板。在右半球进行成像时，应将较短的一侧置于右侧。 （C）植入颅窗和头固定板后小鼠的背侧视图。 （D）图2C中所示颅窗的高倍放大视图。 （E）使用定制立体定位仪固定的背侧小鼠视图。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64111/64111fig02large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="用于跑步机上光学研究的立体定位装置设置；透镜、遮光装置、显示器集成。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64111/64111fig03.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图 3"> 
图 3：体内双光子成像的实验装置。（A）遮光装置的背侧视图。（B）遮光装置的侧面视图。（C）佩戴遮光装置的小鼠置于物镜下，头部固定于头固定板上的视图。小鼠被放置在跑步机上。（D）双光子激发显微镜下的视图。用于呈现视觉刺激的显示器位于图像右侧。物镜被遮光装置及黑色铝箔包裹，以避免来自显示器的光线进入物镜。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64111/64111fig03large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="使用EGFP/R-CaMP进行细胞神经元活动成像；ΔF/F荧光图分析示意图。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64111/64111fig04.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图 4"> 
图 4：小胶质细胞动态与树突棘中的视觉反应。（A-C）12周龄CX3CR1-EGFP转基因小鼠V1区第2/3层中EGFP(+)小胶质细胞与R-CaMP(+)神经元的时间平均图像。每个通道的信号强度均独立归一化。（D）树突棘中的视觉反应。条纹图中黑色箭头表示在灰色柱所示时间呈现的光栅刺激方向。钙信号迹线中，灰色线条表示单次反应，黑色线条表示其平均值。右上插图中，黄色箭头指示生成感兴趣区域（ROI）以获取钙信号迹线的树突棘。（E）小胶质细胞突起（青色箭头）在10秒内快速回缩。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64111/64111fig04large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
视频 1：神经元活动与小胶质细胞动态的双光子成像。 在12周龄CX3CR1-EGFP转基因小鼠V1区第2/3层中，EGFP(+)小胶质细胞与R-CaMP(+)神经元的成像数据。视频左侧，品红色表示神经元中的R-CaMP，绿色表示小胶质细胞中的EGFP。视频中央显示EGFP信号，右侧显示R-CaMP信号。各通道信号强度均独立归一化。视频帧速率为实际速度的40倍。比例尺 = 10 µm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64111/220330CatMovieForJoVE_IntNormalized-2.mp4" target="_blank">请点击此处下载该视频。</a>

本文介绍了一种结合腺相关病毒注射与颅窗植入的技术方案，用于在清醒小鼠中同时成像小胶质细胞动态与神经元活动。

由于大脑功能持续受到来自外周组织信号的影响，阐明胶质细胞如何在……

本方案能够实现对清醒小鼠中微胶质细胞动态和神经元活动的同步成像，可广泛应用于研究微胶质细胞的监视行为或其与神经元的相互作用。该方法的优势在于，由于头部固定牢固，运动伪影不易污染成像数据。此外，高帧率成像后的图像重建使我们能够消除数据中的运动伪影。该方法中的AAV注射和颅窗植入手术在技术上要求较高。初学者常会遇到失败，请不要气馁，应多加练习。为准备注射装置，将一根通过导管连接至26号Hamilton注射器的玻璃移液管放置在体视定位仪的移液管架上。然后，将移液管架从垂直轴向前倾斜60度。用液体石蜡填充玻璃移液管、注射器及连接导管，并将注射器安装至微量注射仪上。对麻醉后的小鼠给予镇痛处理，并安装辅助耳杆。随后将动物固定于立体定位仪上，使其背部朝上。剪除手术区域的毛发并消毒手术部位后，沿中线在头皮做一处长约两厘米的切口，确保充分暴露右侧初级视皮层上方的颅骨。使用镊子去除暴露颅骨上的骨膜。在立体定位坐标处钻孔，位置为中线外侧3毫米、人字缝前方5毫米，钻出一个直径约0.5毫米的小孔。然后，将一块大小约为2厘米×2厘米的透明薄膜放置在小鼠暴露的颅骨上。使用移液器将一微升 AAV 溶液液滴排到薄膜上。推进注射器，将玻璃移液管尖端插入薄膜上的 AAV 溶液液滴中，轻轻拉动注射器以吸取 AAV 溶液。接下来，通过颅骨上创建的孔洞，将玻璃移液管插入至脑表面以下500微米深度。然后，使用微注射器以每小时2微升的注射体积流速注入0.5微升AAV溶液。注射完成后撤出针头，并用生理盐水冲洗脑表面。沿颅骨上的标记处钻出环形沟槽。清除碎屑以确保颅骨清晰可见，并滴加生理盐水以防止钻孔过程中过热。用镊子轻轻按压颅骨中央。如果钻孔深度足够，钻头应能垂直移动且阻力很小。当沟槽达到足够深度时，将镊子尖端插入颅骨中央碎片的底部，轻轻抬起并移除该碎片，以暴露脑表面。使用27号针头，在暴露的脑表面边缘刺破并撕开硬脑膜。将镊子尖端插入硬脑膜边缘所形成的孔中，剥离硬脑膜以暴露脑表面。将止血纤维逐根在生理盐水中散开后，沿硬脑膜断端存在的孔洞边缘放置止血纤维。将颅窗放置在暴露的脑表面，然后在轻轻按压颅窗的同时，使用瞬干胶将其粘附到颅骨上。随后，将瞬干胶涂抹在整个暴露的颅骨表面。接着，小心地将头固定板贴附到颅骨上，使颅窗位于头固定板方孔的中央。待胶水充分固化后，在暴露的颅骨上涂抹牙科水泥，以加强头部与头固定片之间的连接。安装自制的遮光装置和用于视觉刺激的液晶显示器时，首先调整透镜位置，使其聚焦于脑表面，然后将此透镜位置设定为初始Z位置。保持XY坐标不变，提升物镜。 将小鼠和立体定位仪从物镜下移开。使用硅胶将遮光装置固定在头板顶部，确保头板与遮光装置之间的空间密封良好。向遮光装置中注入蒸馏水。然后，将小鼠固定在立体定位仪框架下，并置于物镜下方。仔细调整焦平面至脑表面，检查物镜的深度。用黑色铝箔覆盖物镜，以避免LCD显示器的光线干扰。将一台10英寸的LCD显示器设置在小鼠眼睛前方12.5厘米处，用于呈现视觉刺激。配置用于EGFP和R-CaMP的荧光信号采集滤光片，并将激发波长设为1,000纳米。以每像素0.25微米的空间分辨率采集图像。找到可同时成像 R-CaMP 阳性神经元和 EGFP 阳性小胶质细胞的成像区域。在第 2 层和第 3 层，以 30 赫兹的帧率采集图像。在进行图像采集的同时，向小鼠呈现漂移光栅视觉刺激，共12个方向、6种方位，角度从0度到150度，以30度为步长。图像采集完成后，将小鼠从显微镜载物台上取下，拆除小鼠身上的遮光装置和立体定位仪，并将小鼠放回其饲养笼中。采用本方案，对一只八周龄的转基因小鼠初级视皮层进行 AAV 注射和颅窗植入，随后利用基于 R-CaMP 的双光子成像技术，观察第 2 层和第 3 层神经元活动及小胶质细胞动态。向小鼠呈现光栅视觉刺激，并通过钙信号轨迹分析树突棘中的视觉反应。小胶质细胞突起表现出快速动态变化，可在 10 秒内改变其形态。在一只12周大的转基因小鼠初级视皮层第2层和第3层中，通过双光子成像观察到神经元中的R-CaMP（图中呈洋红色）。小胶质细胞中的EGFP呈绿色。EGFP和R-CaMP的单个信号也被分别观察到。成功的AAV注射对该方法至关重要。AAV注射失败的主要原因包括钟表玻璃毛细管和组织损伤。小胶质细胞的监视行为及其与SNAP的小胶质细胞相互作用已被证实广泛存在于多种致病机制中，例如阿尔茨海默病。我们的方法对该领域的研究具有积极意义。

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清醒小鼠中小胶质细胞动态与神经元活动的同步成像

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