使用开源液滴微流控进行质粒稳定性分析

提出了一种可访问的开源微流控工作流程，用于细菌中质粒保留的并行分析。通过使用荧光显微镜来定量凝胶微滴内单细胞微菌落中质粒的存在，该方法为传统平板计数提供了一种精确、可访问且可扩展的替代方案。

我们开发了高通量嗜微 IC 方法来研究细胞群多样性和细胞间相互作用。在这种情况下，凝胶微滴使我们能够在被捕获的细胞中以高度麻痹的方式执行有用的方案步骤，例如裂解染色 DNA作和显微镜检查。微滴检测工作流程以超高通量和多功能性而闻名，但采用通常受到对高端仪器和专业知识需求的限制。

我们的方案使用高通量、单细胞分析、荧光染色和可访问的开源显微镜工作流程改进了传统技术。它通过微流体将细胞封装在凝胶微滴中，以同时分析微细胞和微菌落。虽然散装和平板培养缺乏特异性和分辨率，但这种方法可以精确和具有代表性地统计各种现象。

我们的方案将液滴微流体、荧光显微镜和开源硬件结合在基于标记的方法中。这种方法使单细胞分析更加灵活和经济，使科学界能够解决有关微生物群落的复杂科学问题。首先，在 Luria Bertani 或 LB 肉汤中以 2% 至 90 摄氏度的浓度加热超低温琼脂糖。

在温控摇床中摇动混合物 10 分钟，然后将恒温摇床的温度降至 39 摄氏度以冷却琼脂糖溶液。将大肠杆菌悬吊管放入恒温摇床中 4 分钟，使其加热至 39 摄氏度。将细菌悬液和琼脂糖溶液以一比一的比例混合，以达到 1% 的琼脂糖浓度，细胞悬液为 3.1 乘以 10 倍/毫升 6 个细胞的幂。

使用 LB 和琼脂糖悬浮液以 1：1 的比例制备用于污染监测的阴性对照溶液。获取完整的开源流量平台，包括气体压力驱动器和流量传感器。在设置中包括载玻片和移液器吸头加热器，以控制琼脂糖细胞样品进入芯片时的温度。

接下来，将微流控芯片放置在频闪增强显微镜载物台上，确保液滴生成连接可见。使用控制软件界面将移液器吸头加热器和载玻片加热器设置为 40 摄氏度。使用带有管道和 PDMS 塞的注射器，将 1% 琼脂糖细胞悬浮液混合物加载到 200 微升移液器吸头中。

将尖端插入尖端加热器，并将其放在微流体芯片中水相的入口处。将吸头的 PDMS 密封件更换为连接到流量控制系统管路的密封件。接下来，将油管插入第二个入口，将出口管端插入废液管。

然后在用户界面上将默许和油相的压力设置为 80 毫巴，并开始输注细胞悬液和油。将油相调整为 320 毫巴，将默许相调整为 180 毫巴。请等待 1 分钟以稳定液滴的产生。

液滴生成稳定后，将出口管从废液管转移到收集管。继续在冰上收集液滴，直到样品储液槽为空。收集后，将试管在 4 摄氏度下放置 1 小时，让琼脂糖凝胶进入液滴内。

将含有细菌的凝胶微滴和阴性对照液滴在 37 摄氏度下孵育 4 小时或过夜以进行菌落生长。孵育后，使用带有 21 号针头的 3 毫升注射器小心地去除凝胶微滴乳液基底上的油。将 50 微升凝胶微滴转移到新的微管中，并将其储存在 4 摄氏度下以进行进一步的液滴分析，加入氟化油与 PFO 的一对一混合物，其体积等于剩余的乳液。

接下来，在乳液顶部添加大约 200 微升 0.9% 氯化钠缓冲液。涡旋混合物，然后在定速离心机中短暂旋转。小心地从液体界面底部去除油相，并从顶部丢弃 100 微升氯化钠溶液。

将 2 μL 凝胶微滴转移到成像室载玻片中，并添加 5 μL 氟化油以帮助形成单层液滴以实现最佳成像。在显微镜上，从顶部激活白色 LED 矩阵照明以进行明场成像。安装准备好的载玻片。

聚焦样品以定位单层液滴并捕获明场图像。接下来，调整滤光片轮以与绿色波长滤光片对齐。切换到 470 纳米 LED 进行激发，无需移动样品即可捕获菌落的荧光图像。

将两微升碘化丙啶染色的微凝胶转移到成像室芯片中，并加入 5 微升 0.9% 氯化钠溶液以形成单层微凝胶。密封芯片的入口和出口，以防止成像过程中蒸发。调整用于碘化丙啶成像的红色波长间隔滤光片，并捕获明场和荧光图像。

通过明场显微镜证实凝胶微滴中的细胞包埋，其显示均匀的液滴具有不同的包埋细胞。使用荧光比率分析鉴定丢失质粒编码荧光的菌落。在分析的 2， 785 个菌落中，有 100 个菌落失去荧光，表明质粒丢失率为 3.6%