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Die physikalische Interaktion zwischen zwei Proteinpartnern moduliert nachgelagerte biologische Mechanismen.
Um Protein-Protein-Wechselwirkungen mit dem enzymgebundenen Immunosorbent-Assay ELISA nachzuweisen, verwenden Sie eine Multi-Well-Immunoassay-Platte. Fügen Sie einen Beschichtungspuffer hinzu, der eines der interagierenden Proteine – das Köderprotein – enthält, und inkubieren Sie. Die Köderproteine werden über unspezifische hydrophobe Wechselwirkungen an der Well-Oberfläche adsorbiert.
Entsorgen Sie die verbrauchte Lösung und waschen Sie die Platte mit einem Puffer, um ungebundene Proteine zu entfernen. Fügen Sie eine Blockierungslösung hinzu und inkubieren Sie, so dass die Blockierungsmoleküle der Lösung unspezifische Bindungsstellen auf der Oberfläche der Vertiefung blockieren können.
Fügen Sie den interagierenden Proteinpartner – das Beuteprotein – hinzu, das mit Histidinresten markiert ist, um die Quantifizierung zu erleichtern. Inkubieren Sie, so dass das Beuteprotein spezifisch an seinen interaktiven Partner – den Köder – binden kann. Fügen Sie eine Lösung von Anti-Histidin-Antikörpern hinzu, die mit Meerrettichperoxidase-Enzymen konjugiert sind, die an die Beute binden und einen Köder-Beute-Antikörper-Komplex bilden.
Eine Lösung, die das Substrat des Enzyms und Wasserstoffperoxid enthält, pipettieren und inkubieren.
Das Meerrettichperoxidase-Enzym verwendet Wasserstoffperoxid für die katalytische Oxidation seines Substrats – und bildet ein blau gefärbtes Produkt. Fügen Sie eine saure Lösung hinzu, die das Enzym denaturiert, um die Reaktion zu stoppen und ein gelbes Reaktionsprodukt zu bilden.
Messen Sie mit einem Mikroplatten-Reader die Farbintensität des Produkts, die proportional zur Menge des gebundenen Beuteproteins ist und eine erfolgreiche Protein-Protein-Interaktion anzeigt.
Zur Vorbereitung des ELISA geben Sie 100 Mikroliter Proteinlösung in jede Vertiefung einer Polysorp-Mikrotiterplatte. Verschließen Sie die Platten mit dem Deckel und lagern Sie sie über Nacht bei 4 Grad Celsius, um die Immobilisierung des Proteins in den Mikrotiterplatten-Vertiefungen zu erleichtern. Entsorgen Sie die Lösung aus der Mikrotiterplatte, indem Sie sie kopfüber über die Spüle kippen. Waschen Sie dann die Vertiefungen dreimal mit 300 Mikrolitern PBS pro Vertiefung.
Blockieren Sie die beschichteten Vertiefungen 1 Stunde lang bei Raumtemperatur mit PBS mit 2,5 Gewichtsprozent BSA. Nach dem Entfernen der Blockierungslösung waschen Sie die Vertiefungen dreimal mit 300 Mikrolitern PBST pro Vertiefung. Geben Sie nun 100 Mikroliter 50 nanomolare rekombinante His-markierte PH zu jeder Probe. Geben Sie in die Kontrollvertiefungen nur 100 Mikroliter PBS-BSA. Inkubieren Sie die Platte 1 Stunde lang bei Raumtemperatur.
Nach der Inkubation verwerfen Sie die Proteinlösung und entfernen die ungebundenen Proteine, indem Sie die Vertiefungen dreimal mit 300 Mikrolitern PBST pro Vertiefung waschen. Fügen Sie dann 100 Mikroliter PBS-BSA hinzu, das Meerrettichperoxidase-konjugierte polyklonale Anti-His-Antikörper enthält.
Nach einer 1-stündigen Inkubation bei Raumtemperatur waschen Sie die Vertiefungen dreimal mit 300 Mikrolitern PBST pro Vertiefung. Weisen Sie die Antigen-Antikörper-Komplexe nach, indem Sie 100 Mikroliter ELISA-Nachweisreagenz in jede Vertiefung geben. Fügen Sie dann 50 Mikroliter 1 molare Schwefelsäure pro Vertiefung hinzu, um die Reaktion zu stoppen. Messen Sie die optische Dichte der Vertiefungen bei 450 Nanometern mit einem Mikroplatten-Reader.