Name: Visualisierung der DNA-Replikation in den Wirbeltier-Modellsystem DT40 mit der DNA Fiber-Technik (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-27T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 18 s
Description: Erfahren Sie die Visualisierung der DNA-Replikation auf Einzelmolekülebene in DT40-Zellen mit der DNA-Faser-Technik. Diese Methode ermöglicht die quantitative Analyse von Replikationsgabeldynamiken.

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Wir danken Dr. T. Helleday und Dr. E. Petermann für die Hilfe bei der Faser-Technik sowie die Mitglieder des Labors für hilfreiche Diskussionen. WN wird von einem Senior International Research Fellowship von der Association for International Cancer Research und vom polnischen Staat Committee for Scientific Research Grant (N301 165935) unterstützt.

Die hier beschriebene Methode wurde in der folgenden Publikation verwendet: Schwab et al, EMBO J., 29 (4) :806-18 5.. 1. DT40 Zellkultur Materialien: fötales Rinderserum (FBS), Huhn Serum, Penicillin / Streptomycin, 2-Mercaptoethanol, RPMI <ol><li> Bereiten Zellkulturmedium: add 7% FBS, 3% Hühnerserum, 1x Penicillin / Streptomycin und 10 uM 2-Mercaptoethanol in RPMI Medium. </li><li> DT40 Zellen werden in sterile Zellkulturflaschen bei 38 ° C gezüchtet und 5% CO 2 in einem befeuchteten Inkubator. Split-Zellen jeden Tag bis zu einer Dichte von 5 x 10 5 Zellen / ml 6. </li></ol> 2. In-vivo-Markierung Materialien: IdU, CldU <ol><li> Stammlösungen von Nukleotid-Analoga: Man löst IdU bis 5 mm und CldU bis 2,5 mM in Medium. Hitze beide Lösungen kurz auf 60 ° C und vortexen, bis die NukleotidanalogDie Werte sind völlig aufgelöst. </li><li> Add IdU bis zu einer Endkonzentration von 25 uM bis exponentiell wachsenden DT40 Zellen und mischen die Zellsuspension gut. Inkubieren Zellen für 20 Minuten bei 38 ° C und 5% CO 2. </li><li> Nach der Inkubation mit dem ersten Etikett, fügen CldU bis zu einer Endkonzentration von 250 uM und behandeln Zellen als in den vorherigen Schritt beschrieben. </li><li> Wash-Zellen mit eiskaltem PBS resuspendieren und sie in einer Konzentration von 7,5 x 10 5 Zellen / ml in kaltem PBS. Halten Sie die markierten Zellen auf Eis. </li></ol> Die Kennzeichnung beschriebene Verfahren ist nur ein Vorschlag und kann modifiziert werden, um spezifische Fragen zu beantworten sein. Bitte beachten Sie die Diskussion für weitere Informationen auf experimentelles Design. 3. Zell-Lyse und DNA Verbreitung Material: Glas Dias, Faser-Lyse-Lösung <ol><li> Bereiten Sie die Faser Lyse-Lösung: 50 mM EDTA und 0,5% SDS in 200 mM Tris-HCl, pH 7,5 </li><li spot ul der zellsuspension zu einem ende glasplatte. air-dry f minuten oder bis das volumen des tropfens ist stark reduziert aber nicht trocken.><li> Pipettieren 7 ul Lyse-Lösung auf der Zellsuspension und vorsichtig mit der Pipettenspitze auf die Lösungen zu mischen rühren. Inkubieren für 2 Minuten für die Zell-Lyse, um fortzufahren. </li><li> Tilt Dias bis 15 °, damit die Fasern entlang der Folie verteilen. </li><li> Sobald die Faser-Lösung der Unterseite der Folie erreicht hat, legen Sie sie horizontal an der Luft trocknen. Nach dem Trocknen sollte eine dünne, opake Linie sichtbar entlang der Folie. An dieser Stelle sollte der Beginn der gestreckten Fasern mit einem Bleistift als nach dem Färben wird die Linie nicht mehr sichtbar gekennzeichnet sein. Dieses Zeichen wird später helfen, die Fasern unter dem Mikroskop zu finden. </li></ol> 4. Immunfluoreszenzfärbung Materialien: Methanol, Essigsäure, HCl, 5% BSA in PBS, Küvette, anti-BrdU (Maus)-Antikörper,anti-BrdU (Ratte)-Antikörper, Schaf-anti-Maus-Cy3 Antikörper, Ziege-anti-Ratte Alexa Fluor 488 Antikörper, Vectashield Eindeckmedium, Deckgläser, Nagellack <ol><li> Tauchen Sie gleitet in Methanol / Essigsäure (3:1) in einer Küvette und inkubieren für 10 Minuten. </li><li> Waschen Sie die Objektträger in destilliertem H 2 O, dann tauchen in 2,5 M HCl für 80 Minuten. </li><li> Waschen Sie die Objektträger dreimal in PBS für 5 Minuten. </li><li> Die Objektträger aus der Küvette und sammeln überschüssige PBS mit einem Papiertuch. Setzen Sie die Dias horizontal und Pipette 5% BSA übereinander gleiten. Decken Sie die Folien vorsichtig mit einem Deckglas auf die BSA gleichmäßig über die Folie und inkubieren für 20 Minuten. </li><li> Verdünnen Sie die primären Antikörper in 5% BSA in den folgenden Konzentrationen: 1:25 anti-BrdU (Maus) und 1:400 anti-BrdU (Ratte). </li><li> Bewegen Sie das Deckglas vorsichtig ins Glas Folie, um sie zu entfernen. Bitte keine Gewalt anwenden, wenn das Deckglas klebt an der Folie. Die Folie kann in PBS rehydriert werden, bis das Deckglas wird locker eind kann leicht entfernt werden. Sammeln Sie überschüssige BSA mit einem Papiertuch und Objektträger horizontal. Pipet 50 ul der Primärantikörper-Lösung auf jeder Folie. Deckel wieder mit einem Deckglas auf die Antikörper-Lösung gleichmäßig über die Folie und inkubieren in einer feuchten Kammer für 2 Stunden. </li><li> Nach dem Entfernen der Deckgläser, waschen Sie die Objektträger dreimal in PBS für 5 Minuten </li><li> Verdünnen Sie die Sekundärantikörper in 5% BSA in den folgenden Konzentrationen: 1:500 Schaf Anti-Maus-Cy3 und 1:400 Ziegen-anti-Ratte Alexa Fluor 488. </li><li> Übernehmen 50 ul der sekundären Antikörper-Lösung als für den primären Antikörper beschrieben. Schützen Sie die Folien aus Licht und Inkubation für 1 Stunde. </li><li> Nach dem Entfernen der Deckgläser, waschen Sie die Objektträger dreimal in PBS für 5 Minuten. </li><li> Fügen Sie einen Tropfen Vectashield Eindeckmedium auf jeder Folie auftragen und Deckglas. Drücken Sie vorsichtig die Deckgläser und die überschüssige Flüssigkeit entfernt um sie mit einem Papiertuch. Seal Deckgläser mit transparenten Nagel polish und trocknen lassen. Bewahren Sie die Objektträger bei -20 ° C. </li></ol> 5. Bildaufnahme Materialien: Fluoreszenz-Mikroskop, Kamera Geben Sie einen Tropfen Immersionsöl auf eine Folie in der Nähe der Bleistift und starten Auffinden der Fasern. In der Regel gibt es eine Haupt-Faserbündel, aber diese Fasern sind zu verstrickt und kann später nicht mehr analysiert werden. Entfernen Sie sich von der Haupt-Bundle zu Bereichen, in denen Fasern deutlich voneinander (Abb. 2) sind getrennt zu finden. Wir würden uns wählen Bilder nur mit einem Farbkanal, um Verzerrungen zu vermeiden. Dann würden wir etwa 10 Bilder von jedem Zeitpunkt, Konzentrations-oder Zell-Linie. Allerdings hängt die Anzahl der Bilder auf, wie viele Fasern können auf jedes Bild gezählt werden. Bewegen Sie sich entlang der Folie, um die verschiedenen Bilder zu machen, wenn ein Bereich einer Folie nicht liefern können Vertreter Faserlängen oder Replikation Strukturen. 6. Datenanalyse Materialien: Picture-Analyse-Programm, z. B. ImageJ ( <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a> ) Importieren von Bildern in ein Bild-Analyse-Programm. Messen Sie die Länge der Nervenbahnen und / oder die Anzahl der verschiedenen Replikations-Strukturen (Abb. 3). Nur zählen Fasern, die deutlich sichtbar und welche nicht über den Rand des Bildes zu erweitern sind. Wir messen typischerweise die Länge von etwa 100 Fasern und zählen 150-200 Replikation Strukturen und wir würden wiederholen einzelnen Versuchen mindestens dreimal. 7. Repräsentative Ergebnisse: Neu replizierte DNA kann als Linien von Antikörper-markierten Nukleotid-Analoga visualisiert werden. In unseren Experimenten eine laufende Gabel ist neben roten und grünen Signale (Abb. 3) dargestellt. Die doppelte Kennzeichnung Protokoll erlaubt uns auch, vier große Klassen von Replikation Strukturen zu definieren: 1) neue Einleitung Ereignisse können divid werden ed in Herkunft, die ausgelöst werden, während die Zellen mit dem ersten Label und Herkunft, die während der Inkubation mit dem zweiten Label gefeuert haben inkubiert haben. Erstere bestehen aus benachbarten Grün-Rot-Grün-Signale und die letztere von einer grünen Linie. 2) Kündigung Ereignisse manifestieren sich als angrenzende rot-grün-roten Signalen. 3) durchsetzt Ursprünge sind Stellen im Genom mit eng beieinander liegenden Ursprünge. Solche Seiten bestehen aus aufeinander Herkunft und Stopp-Signale. 4) je nach experimentellem Design, gekippt / zusammengebrochen Gabeln kann entweder als nur rot-Signal 7 oder eine rote Linie durch einen kurzen grünen Trakt 8,9 gefolgt definiert werden. Mit den hier beschriebenen Bedingungen, Wildtyp DT40 Zellen haben eine durchschnittliche Gabel Geschwindigkeit von 0,4 mu m / min. Wir können erkennen, etwa 63% laufenden Gabeln, 10% Herkunft, 16% ins Stocken geraten Gabeln (red nur Flächen), 8% Kündigungen und 3% durchsetzt Fasern. Abbildung 1 "/&gt; . Abbildung 1 (A) Die linke Seite der Karikatur zeigt den ersten Schritt der DNA-Markierung vor: Zugabe IdU exponentiell wachsenden DT40 Zellen führt das Nukleotid-Analogon zu leicht in die neu synthetisierten und nacheilenden DNA-Stränge eingebaut werden. Dies kann durch Verwendung eines spezifischen Antikörpers sichtbar gemacht werden, und wird als eine rote Linie angezeigt, wenn unter dem Mikroskop betrachtet. Anschließend wird die gleiche Prozedur mit CldU wiederholt auf der rechten Seite der Abbildung dargestellt. Nach der Inkubation mit dem zweiten Nukleotid-Analogon, wird eine aktive Gabel sichtbar sein als eine angrenzende Rot-Grün-Darm-Trakt. Die durchschnittliche Faserlänge ist proportional zur Inkubationszeit der Nukleotid-Analoga. (B) DNA aus lysierten DT40 Zellen wird durch die Schwerkraft auf einen Objektträger gestreckt und die inkorporierte Nukleotid-Analoga werden visualisiert durch die Verwendung von spezifischen Antikörpern und Fluoreszenzmikroskopie. BBILDUNG 2 "/&gt; Abbildung 2. Ein Vertreter Fluoreszenzbild zeigt Fasern, die aus Wildtyp DT40 Zellen anschließend mit IdU und CldU für jeweils 20 Minuten markiert. Die meisten Fasern sind gut voneinander getrennt und können somit leicht analysiert werden. Der weiße Balken repräsentiert 10 pm. <img src="/files/ftp_upload/3255/3255fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> . Abbildung 3 Die Doppel-Kennzeichnung Faser Technik erlaubt es, zwischen verschiedenen Replikation Strukturen zu unterscheiden; 1 - aktiv repliziert Gabeln, 2 - neue Standorte der DNA-Replikation (Abfeuern von neuen Wurzeln), 3 - Gabel Kündigungen (zwei konvergierenden Gabeln), 4 - durchsetzt Fasern (Seiten von eng beieinander liegenden Ursprünge) und 5 - ins Stocken geraten Gabeln (nur rot-Signal).

<ol><li>Caldwell, R. B., Fiedler, P., Schoetz, U., Buerstedde, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+function+analysis+using+the+chicken+B-cell+line+DT40%5BTitle%5D)+AND+%22Methods.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Gene function analysis using the chicken B-cell line DT40.</a> Methods. Mol. Biol. 408, 193-210 (2007).</li>
<li>Petes, T. D., Williamson, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiber+autoradiography+of+replicating+yeast+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell.+Res%22%5BJournal%5D)">Fiber autoradiography of replicating yeast DNA.</a> Exp. Cell. Res. 95, 103-110 (1975).</li>
<li>Takeuchi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+frequency+of+initiation+sites+of+DNA+replication+in+Werner%27s+syndrome+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Genet%22%5BJournal%5D)">Altered frequency of initiation sites of DNA replication in Werner's syndrome cells.</a> Hum. Genet. 60, 365-368 (1982).</li>
<li>Jackson, D. A., Pombo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Replicon+clusters+are+stable+units+of+chromosome+structure%3A+evidence+that+nuclear+organization+contributes+to+the+efficient+activation+and+propagation+of+S+phase+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Replicon clusters are stable units of chromosome structure: evidence that nuclear organization contributes to the efficient activation and propagation of S phase in human cells.</a> J. Cell. Biol. 140, 1285-1295 (1998).</li>
<li>Schwab, R. A., Blackford, A. N., Niedzwiedz, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ATR+activation+and+replication+fork+restart+are+defective+in+FANCM-deficient+cells%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO.+J%22%5BJournal%5D)">ATR activation and replication fork restart are defective in FANCM-deficient cells.</a> EMBO. J. 29, 806-818 (2010).</li>
<li>Saribasak, H., Arakawa, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+cell+culture+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Subcell.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Basic cell culture conditions.</a> Subcell. Biochem. 40, 345-346 (2006).</li>
<li>Conti, C., Seiler, J. A., Pommier, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mammalian+DNA+replication+elongation+checkpoint%3A+implication+of+Chk1+and+relationship+with+origin+firing+as+determined+by+single+DNA+molecule+and+single+cell+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Cycle%22%5BJournal%5D)">The mammalian DNA replication elongation checkpoint: implication of Chk1 and relationship with origin firing as determined by single DNA molecule and single cell analyses.</a> Cell. Cycle. 6, 2760-2767 (2007).</li>
<li>Petermann, E., Orta, M. L., Issaeva, N., Schultz, N., Helleday, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydroxyurea-stalled+replication+forks+become+progressively+inactivated+and+require+two+different+RAD51-mediated+pathways+for+restart+and+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Hydroxyurea-stalled replication forks become progressively inactivated and require two different RAD51-mediated pathways for restart and repair.</a> Mol. Cell. 37, 492-502 (2010).</li>
<li>Edmunds, C. E., Simpson, L. J., Sale, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PCNA+ubiquitination+and+REV1+define+temporally+distinct+mechanisms+for+controlling+translesion+synthesis+in+the+avian+cell+line+DT40%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell%22%5BJournal%5D)">PCNA ubiquitination and REV1 define temporally distinct mechanisms for controlling translesion synthesis in the avian cell line DT40.</a> Mol. Cell. 30, 519-529 (2008).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Wir beschreiben eine Methode, die für die quantitative Analyse von Parametern, die DNA-Synthese während der Einfluss der S-Phase zu einem einzelnen Molekül ermöglicht. In den vergangenen zehn Jahren wurden verschiedene Versionen der DNA-Faser Fluorographie Technik entwickelt, um die Bewegung der einzelnen Replikationsgabeln in lebenden Zellen sichtbar zu machen. Die kritischen Parameter in allen diesen Techniken ist das Verfahren verwendet werden, um den bestmöglichen Streckung der DNA auf Glasflächen bietet der Bereich getrennt DNA Fasern zu erreichen. Ein entscheidender Schritt, um dies zu erreichen, ist die Inkubationszeit der Zellsuspension auf dem Objektträger sowie Lyse Zeit. Diese Parameter sind abhängig von der Temperatur und der Luftstrom in einem bestimmten Labor und sollten empirisch ermittelt werden. Der praktische Teil eines DNA-Faser-Experiment ist in der Regel innerhalb eines Tages durchgeführt. Allerdings ist die nachträgliche Bild Erfassung und Analyse mehr Zeit in Anspruch und erfordert Übung. Die Kennzeichnung Protokoll kann ad werdenApted zu verschiedenen wissenschaftlichen Fragestellungen zu beantworten: mit Hilfe eines Agenten, der mit der Replikation stört während der zweite Puls Kennzeichnung überwacht Gabel Dehnung / Abwürgen in Reaktion auf replikativen Stress. In diesem Szenario wird das erste Etikett muss nicht als das zweite Nukleotid gewaschen werden im Überschuss zugegeben. Alternativ können Medikamente, die die Replikation behindern in Kombination oder auch nur nach der Zugabe des ersten Etiketts verwendet werden. Dies erfordert das erste Etikett und das Medikament vor dem zweiten Nukleotid-Analogon entfernt werden angewandt wird. Dieses Verfahren erlaubt es, die Bedeutung der verschiedenen DNA-Reparatur-Faktoren auf replikativen Gabel Stabilität / Recovery unter den Bedingungen der replikativen Stress (zB Gabel Abwürgen und / oder Kollaps) zu bestimmen. Bemerkenswert ist, könnte eine genauere Analyse der Angaben der DNA-Replikation Programm mit der Verwendung eines alternativen Ansätzen kombiniert DNA Kämmen und die Fluoreszenz in situ Hybridisierung durchgeführt werden. Dies ist jedoch technisch anspruchsvoll und erfordert teuresive Anlagen. Die Fähigkeit, qualitativ und quantitativ zu analysieren Angaben der DNA-Replikation bietet ein wesentliches Instrument für die Untersuchung von Defekten in der DNA-Replikation selbst als auch die Wege, die genomische Instabilität mit Replikationsgabeln assoziiert zu unterdrücken. Zweifellos wird dieser Test weiter helfen, Licht auf die Mechanismen der Replikation-vermittelten DNA-Reparatur, die normalen Zellen zu reagieren / Anpassung an Veränderungen der Umwelt und wie Krebszellen nutzen diese Mechanismen, um die Toxizität von Medikamenten, die an Replikationsgabeln widerstehen können vergossen.

<table border="1"><tbody><tr><th> Name des Reagenzes </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare (optional) </th></tr><tr><td> Rinderfötenserum Gold (FBS) </td><td> PAA </td><td> A15-151 </td><td></td></tr><tr><td> Hühnerserum </td><td> Sigma </td><td> C5405 </td><td></td></tr><tr><td> Penicillin / Streptomycin </td><td> PAA </td><td> P11-010 </td><td></td></tr><tr><td> RPMI 1640 </td><td> Gibco </td><td> 21875 </td><td></td></tr><tr><td> 5-Iod-2&#39;-desoxyuridin (IDU) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I7125 </td><td></td></tr><tr><td> 5-Chlor-2&#39;-desoxy-Uridin (CldU) </td><td> Sigma </td><td> C6891 </td><td></td></tr><tr><td> Objektträger SuperFrost </td><td> VWR </td><td> 631-0910 </td><td></td></tr><tr><td> Deckgläser No1 </td><td> Scientific Labor suppplies </td><td> MIC3234 </td><td></td></tr><tr><td> Vectashield Eindeckmedium </td><td> H-1000 Vector Labor </td><td> H-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Anti-BrdU-Antikörper (Maus) </td><td> BD Biosciences </td><td> 347580 </td><td></td></tr><tr><td> Anti-BrdU-Antikörper (Ratte) </td><td> Abcam </td><td> ab6326 </td><td></td></tr><tr><td> Schaf-anti-Maus-Cy3 </td><td> Sigma </td><td> C2181 </td><td></td></tr><tr><td> Ziege-anti-Ratte Alexa Fluor 488 Antikörper </td><td> Invitrogen </td><td> A110060 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualisierung der dna-replikation in den wirbeltier-modellsystem dt40 mit der dna fiber-technik

Visualization of DNA Replication in the Vertebrate Model System DT40 using the DNA Fiber Technique

Wartung von Replikationsgabel Stabilität ist von größter Bedeutung für sich teilende Zellen lebensfähig zu erhalten und Krankheiten vorzubeugen. Die Prozesse sorgen nicht nur für Gläubige Genomduplikation in das Gesicht von endogenen und exogenen DNA-Schäden, sondern auch verhindern, dass genomische Instabilität, einem anerkannten ursächlicher Faktor bei der Tumorentstehung. Hier beschreiben wir eine einfache und kostengünstige Fluoreszenzmikroskopie-basierte Methode zur DNA-Replikation in den Vogelgrippe B-Zell-Linie DT40 zu visualisieren. Diese Zelllinie ist ein leistungsstarkes Tool, um Protein-Funktion in vivo durch reverse Genetik in Vertebraten-Zellen 1 zu untersuchen. DNA-Faser Fluorographie in DT40 Zellen fehlt ein bestimmtes Gen ermöglicht es, die Funktion dieses Genprodukt in der DNA-Replikation und Stabilität des Genoms aufzuklären. Traditionelle Methoden zur Replikationsgabel Dynamik in Zellen von Wirbeltieren zu analysieren verlassen sich auf die Messung der Gesamtrate der DNA-Synthese in einer Population von Puls-markierten Zellen. Dies ist ein quantitativer Ansatz und nicht für die qualitative Analyse der Parameter, die DNA-Synthese beeinflussen können. Im Gegensatz dazu kann die Geschwindigkeit der Bewegung des aktiven Gabel direkt verfolgt werden, wenn Sie die DNA-Faser-Technik 2-4. In diesem Ansatz wird entstehenden DNA in vivo durch den Einbau von Halogen-Nukleotiden (Abb. 1A) gekennzeichnet. Anschließend werden einzelne Fasern auf einen Objektträger gestreckt, und die markierte DNA-Replikation Verträge werden mit spezifischen Antikörpern angefärbt und im Fluoreszenzmikroskop (Abb. 1B). Initiation der Replikation sowie Gabel Ausrichtung wird durch die fortgesetzte Verwendung von zwei unterschiedlich modifizierten Analoga bestimmt. Darüber hinaus die Dual-Label-Ansatz für die quantitative Analyse von Parametern, die DNA-Synthese Einfluss während der S-Phase ermöglicht, dh Replikation Strukturen wie laufende und installiert Gabeln, Replikationsursprung Dichte sowie Gabel Kündigungen. Schließlich können die experimentellen Verfahren werden erreichened innerhalb eines Tages, und erfordert nur allgemeiner Laborgeräte und einem Fluoreszenz-Mikroskop.

DT40, ein Modell Wirbeltieren genetische System bietet ein leistungsfähiges Werkzeug zur Funktion von Proteinen zu analysieren. Hier beschreiben wir eine einfache Methode, die qualitative Analyse der Parameter, die DNA-Synthese Einfluss während der S-Phase in DT40 Zellen bei der Ebene einzelner Moleküle erlaubt.

Visualisierung der DNA-Replikation in den Wirbeltier-Modellsystem DT40 mit der DNA Fiber-Technik

Die Aufrechterhaltung der Stabilität der Replikationsgabel ist für teilende Zellen von größter Bedeutung, um die Lebensfähigkeit zu bewahren und Erkrankungen vorzubeugen. Die beteiligten Prozesse ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die DNA-Replikation auf Ebene einzelner Moleküle sichtbar zu machen. Beginnen Sie damit, halogenierte Nukleotid-Analoga in die neu synthetisierte DNA einzubauen. Markieren Sie in lebenden Zellen die Zellen mit markierter DNA und platzieren Sie sie auf einem Mikroskop. Die Zellen werden dann auf dem Objektträger aufgetragen und das DNA wird auf dem Mikroskopobjektträger ausgestreckt. Anschließende immunhistochemische Färbung der DNA-Fasern und Analyse der fluoreszenzmikroskopischen Bilder können die globalen Replikationsgabel-Dynamiken sichtbar machen, um eine quantitative Analyse von Parametern zu ermöglichen, die das gesamte Replikationsprogramm beeinflussen. In den letzten Jahren wurden verschiedene Versionen der DNA-Faser-Fluor-Techniken entwickelt, um die Bewegung einzelner Replikationsgabeln in lebenden Zellen sichtbar zu machen.Dieses In-vivo-Experiment an DT 40-Zellen, das Sie gleich beobachten werden, kann innerhalb eines Tages durchgeführt werden und erfordert nur allgemeine Laborausrüstung sowie ein Fluoreszenzmikroskop. Die Durchführung der Methode wird Dr. Rebecca Schwab, eine Postdoktorandin in meinem Labor, demonstrieren. Um DT 40-Zellen in vivo zu markieren, beginnen Sie mit einer exponentiell wachsenden Kultur. Geben Sie die IDU-Markierung zu einer Endkonzentration von 25 µM hinzu und mischen Sie die Zellsuspension. Die Zellen 20 Minuten bei 38 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid gut inkubieren. Anschließend die CLDU-Markierung zu einer Endkonzentration von 250 Mikromolar hinzufügen. Mischen und die Zellsuspension inkubieren.Waschen Sie die DT 40-Zellen nun mit eiskalter PBS erneut. Suspendieren Sie die Zellpellets in kalter PBS und bewahren Sie die markierten Zellen auf Eis auf. Geben Sie zwei Mikroliter der Zellsuspension auf ein Ende der Objektträger auf und lassen Sie sie an der Luft trocknen, bis das Volumen des Tropfens stark reduziert, aber nicht vollständig trocken ist.Fügen Sie nun sieben Mikroliter Faserlyselösung auf die Zellsuspension hinzu und mischen Sie die Lösungen vorsichtig durch Verrühren mit einer Pipettenspitze; anschließend zwei Minuten inkubieren. Danach kippen Sie die Objektträger um 15 Grad, damit sich die Fasern entlang des Objektträgers ausbreiten können. Sobald die Faserlösung das untere Ende des Objektträgers erreicht hat, legen Sie diesen horizontal zur Lufttrocknung ab.Zu diesem Zeitpunkt sollte ein dünner, undurchsichtiger Strich entlang des Objektträgers sichtbar sein. Markieren Sie den Anfang der gedehnten Fasern mit einem Bleistift. Tauchen Sie die Objektträger zunächst für 10 Minuten in ein Gemisch aus Methanol und Essigsäure im Verhältnis 3:1.Spülen Sie die Objektträger mit destilliertem Wasser, anschließend tauchen Sie sie 80 Minuten lang in 2,5 molarer Salzsäure ein. Waschen Sie die Objektträger dreimal fünf Minuten lang in PBS ab. Entfernen Sie überschüssiges PBS mit einem Papiertuch.Dann orientieren Sie die Objektträger horizontal. Geben Sie nun 5 % BSA in PBS auf jeden Objektträger und setzen Sie ein Deckglas auf, das 20 Minuten inkubiert wird. Bewegen Sie das Deckglas vorsichtig entlang des Objektträgers nach unten.Entfernen Sie das überschüssige BSA mit einem Papiertuch. Geben Sie dann 50 Mikroliter der primären Anti-BRDU-Antikörperlösung auf jede Probe.Bedecken Sie eine Probe mit einem Deckglas und inkubieren Sie sie zwei Stunden lang in einer befeuchteten Kammer. Nach dem Entfernen der Deckgläser waschen Sie die Objektträger dreimal für jeweils fünf Minuten in PBS. Geben Sie 50 Mikroliter der sekundären Antikörperlösung auf die Probe, setzen Sie die Deckgläser auf und schützen Sie die Objektträger zudem vor Licht.Anschließend eine Stunde inkubieren. Die Deckgläser entfernen und die Objektträger dreimal für jeweils fünf Minuten in PBS waschen. Zum Schluss einen Tropfen Vector Shield-Mounting-Medium auf jeden Objektträger geben.Drücken Sie vorsichtig auf ein Deckglas und entfernen Sie die überschüssige Flüssigkeit darum herum. Versiegeln Sie die Deckgläser mit durchsichtigem Nagellack und lassen Sie sie an der Luft trocknen. Lagern Sie die Objektträger bei minus 20 Grad Celsius.Bringen Sie einen Tropfen Immersionsöl nahe der Bleistiftmarkierung auf einen Objektträger auf und beginnen Sie, die Fasern zu lokalisieren. Bewegen Sie sich weg vom Hauptbündel, um Bereiche zu finden, in denen die Fasern deutlich voneinander getrennt sind. Wählen Sie in einem typischen Experiment Bilder ausschließlich unter Verwendung eines Farbkanals aus, um eine Verzerrung zu vermeiden.Nehmen Sie anschließend etwa 10 Aufnahmen von jeder Probe auf. Bewegen Sie sich entlang des Objektträgers, um die verschiedenen Bilder aufzunehmen, da ein einzelner Bereich eines Objektträgers möglicherweise keine repräsentativen Faserlängen oder Replikationsstrukturen liefert. Importieren Sie die Bilder in ein Bildanalyseprogramm.Messen Sie die Längen der 100 Fasertrakte und/oder zählen Sie 150 bis 200 verschiedene Replikationsstrukturen. Die doppelt markierte Fasertechnik ermöglicht es, verschiedene Replikationsstrukturen zu unterscheiden. Neu replizierte DNA kann als Linien aus Antikörper-markierten Nukleotid-Analoga sichtbar gemacht werden.Hier wird eine fortlaufende elongierende Gabel als benachbarte rote und grüne Signale dargestellt. Neue Initiierungsereignisse können in zwei Gruppen unterteilt werden: Ursprünge, die aktiviert wurden, während die Zellen mit der ersten Markierung inkubiert wurden, und Ursprünge, die während der Inkubation mit der zweiten Markierung aktiviert wurden. Erstere bestehen aus benachbarten grünen, roten und grünen Signalen, letztere hingegen aus einer ausschließlich grünen Linie.Terminationsereignisse zeigen sich als benachbarte rot-grün. Rot markierte Signale sind verstreut. Replikationsursprünge bestehen aus aufeinanderfolgenden Ursprüngen und Terminierungssignalen.Je nach experimentellem Design können blockierte oder kollabierte Gabeln entweder als reines rotes Signal oder als rote Linie, gefolgt von einem kurzen grünen Abschnitt, definiert werden. In diesem Experiment weisen die wildtypischen DT 40-Zellen eine durchschnittliche Gabelgeschwindigkeit von 0,4 µm pro Minute auf. Mit 63 % fortlaufenden Gabeln, 10 % Ursprüngen, 16 % blockierten Gabeln, 8 % Abschlüssen und 3 % verstreuten Fasern.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Dynamik der Replikationsgabel in DT 40-Zellen visualisieren und analysieren kann. Dies wird Ihnen ein wesentliches Werkzeug zur Untersuchung von Defekten in der DNA-Replikation liefern.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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Abbildung replikativer Domänen in ultrastrukturell konserviertem Chromatin mittels Elektronentomographie

Die Methodik hilft bei der Analyse der Variation der DNA-Replikationsdynamik in Gegenwart von Nanopartikeln. Je nach Zytotoxizität des interessierenden Materials können unterschiedliche Methoden angewendet werden. Darüber hinaus wird eine Beschreibung der Bildanalyse bereitgestellt, um bei der DNA-Faseranalyse zu helfen.

Demonstration des DNA-Faser-Assays zur Untersuchung von DNA-Schäden und Reparaturdynamik durch Nanopartikel

Dieses Protokoll demonstriert die Durchführung eines Einzelmolekül-Assays zur Live-Visualisierung der DNA-Abwicklung durch CMG-Helikase. Sie beschreibt (1) die Herstellung eines DNA-Substrats, (2) die Reinigung der fluoreszenzmarkierten Drosophila melanogaster CMG-Helikase, (3) die Vorbereitung einer mikrofluidischen Durchflusszelle für die Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie (TIRF) und (4) den Einzelmolekül-DNA-Entwindungsassay.

Einzelmolekül-Echtzeit-Visualisierung der DNA-Abwicklung durch CMG-Helikase

Im Folgenden wird das Verfahren zur Analyse des Replikationsverlaufs durch pathogene, strukturanfällige Wiederholungen mittels 2-dimensionaler Gelelektrophorese skizziert.

Elektrophoretische Analyse der Replikation durch strukturanfällige DNA-Wiederholungen innerhalb des SV40-basierten humanen Episoms

Dieses Protokoll stellt einen auf Fluoreszenzmikroskopie basierenden Einzelmolekül-DNA-Replikationsassay dar, der die Echtzeit-Visualisierung von Wechselwirkungen zwischen DNA-Polymerasen und Hindernissen wie G-Quadruplex-Strukturen ermöglicht.

Einzelmolekül-Fluoreszenz-Visualisierung der DNA-Polymerase-Dynamik an G-Quadruplexen

Erfahren Sie die Visualisierung der DNA-Replikation auf Einzelmolekülebene in DT40-Zellen mit der DNA-Faser-Technik. Diese Methode ermöglicht die quantitative Analyse von Replikationsgabeldynamiken.

Visualisierung der DNA-Replikation in den Wirbeltier-Modellsystem DT40 mit der DNA Fiber-Technik

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