Name: Selektive Viral Transduktion von Adult-geboren olfaktorischen Neuronen für chronische In vivo Optogenetische Stimulation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-12-28T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Lernen Sie die optogenetische Stimulation erwachsener Neuronen im Bulbus olfactorius mit lentiviralen Vektoren und LED-Implantation. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle neuronaler Aktivität für Verhaltensstudien.

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Diese Arbeit wurde von der Versicherungsgesellschaft &quot;Novalis-Taitbout&quot;, Ecole des Neurosciences de Paris (ENP), die Agence Nationale de la Recherche &quot;ANR-09-neur-004&quot; im Rahmen des &quot;ERA-NET NEURON&quot; der unterstützten RP7-Programm von der Europäischen Kommission, &quot;Foundation pour la Recherche Medicale&quot;, die Letten-Stiftung und der Pasteur-Stiftung.

1. Stereotaktische Injektion <ol><li> Das Virus in diesen Experimenten verwendet wird ein Replikations-defizienten lentiviralen Vektors auf das HIV-Virus basiert auf Channelrhodopsine2-YFP (gelb fluoreszierendes Protein) exprimieren Fusionskonstrukt angetrieben von einem Synapsin Förderer 6. Das Plasmid wurde freundlicherweise von K. Deisseroth 's Research Group (sofern <a href="http://www.stanford.edu/group/dlab/optogenetics/index.html">http://www.stanford.edu/group/dlab/optogenetics/index.html</a> ). Lentiviren können im Handel bezogen werden oder im Labor hergestellt nach etablierten Protokollen 7. Durchschnittliche Vektor-Titer wurden in der Reihenfolge 10 10 Transduktion Einheiten / ml. Viral Aliquots bei -80 ° C gelagert und sollte kurz vor Pipette loading aufgetaut werden. Mehrere Frost / Tau-Zyklen sollte vermieden werden. Nie Exposition der Virus-Lösung direkt auf Trockeneis. </li><li> Bereiten Glaspipetten mit Borosilikatglas Kapillaren auf Standard-Pipette Puller (Sutter P-97 Pipette puller). Das Ziehen Einstellung sollte richtig kalibriert werden, um eine lange und starre Pipette erhalten. Anschließend schneiden Sie die Spitze der Pipette mit einer Schere, um ein Trinkgeld von 30-40 &amp;mgr; m im Durchmesser erreichen. Shop gezogen Pipetten in einer staubfreien Box. </li><li> Richten Sie die Nanoject II Mikroinjektor mit den Anweisungen des Herstellers für die Lieferung von 50 nL. Bereiten Sie die Injektionspipette von Back-Füllung mit Mineralöl und fügen Sie ihn in den Mikroinjektor Kolben. Bringen Sie die Mikroinjektor auf einen stereotaktischen Rahmen. Teilweise leere Öl aus der Glaspipette vor dem Befüllen mit der Virus-Lösung </li><li> Mit einer Mikropipette, Transfer 2 ul-Virus-Lösung auf eine sterile Stück Parafilm. Senken Sie die Glaspipette in die Drop-Virus-Lösung und füllen Sie die Pipette mit 1-2 pl. Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen in der Pipette. </li><li> Anesthetize eine Maus mit 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin, in steriler Kochsalzlösung verdünnt. Entfernen Sie die Haare aus der Kopfhaut desTier mit Nagetier Klipper, Rasierklingen, Scheren oder chemische depilitory Agenten. Desinfizieren Sie die Kopfhaut mit drei Anwendungen von Wechselstrom 70% Ethanol und betadine. Alle chirurgischen Instrumente sollten auch autoklaviert werden und dann mit 70% Ethanol desinfiziert. Legen Sie das Tier in den stereotaktischen Rahmen mit Ohr Bars und Nase bar, sicherzustellen, dass der Kopf sicher ist. Übernehmen Augensalbe zu verhindern Austrocknen der Hornhaut. </li><li> Mit einem Skalpell, schneiden Sie die Kopfhaut vor zwischen den Augen, zwischen den Ohren. Ziehen Sie die Haut beiseite, um den Schädel zu entlarven und verankern Sie die Haut mit einem Paar Klammern. Reinigen Sie die Oberfläche des Schädels. Die stereotaktischen Apparat ist mit der Spitze der Glaspipette auf Bregma auf Null gestellt. Dann wird die Spitze an der Injektionsstelle (; Medio-Lateral, ± 0,82, für beide rechten und linken Hemisphäre bzw. von vorne nach hinten, 3,30) positioniert. Die Position der Nase bar ist nach der Berechnung der stereotaktischen Koordinaten angepasst werden. In unserem Experiment ist die Nase bar u eingestelltntil Bregma und der Injektionsstelle sind auf die gleiche Höhe ausgerichtet. </li><li> Identifizieren Sie die Einstichstelle. Mit einem High-Speed-chirurgische Bohrer vorsichtig bohren Löcher in die Schädel. Mit einer gebogenen Kanüle an der Spitze angeschlossen, entfernen Sie die Reste der dünnen Knochen, die Dura mater aussetzen. Prüfen Sie, ob das Loch an der richtigen Stelle zentriert ist. Achten Sie darauf, nicht zu brechen Blutgefäße auf der Oberfläche des Gehirns während des Bohrens. Wenn Blutgefäße zerrissen sind, vorsichtig auf die Oberfläche des Gehirns mit einem kleinen Wattestäbchen oder Gewebe für mehrere Sekunden drücken, bis der Blutfluss stoppt. </li><li> Senken Sie die Pipette und Null der Dorso-Ventral Höhe, wenn die Spitze der Pipette berührt die Oberfläche des Gehirns. Dann, um die richtige Dorso-Ventral Tiefe (Dorso-Ventral, 2,9 von Hirnoberfläche) niedriger und warten Sie 30 Sekunden für Druckausgleich. Inject 4 mal 50 nl von Viren für eine Gesamtmenge von 200 nl. Warten Sie 30 Sekunden zwischen jeder Injektion. </li><li> Eine Minute nach der letzten Injektion langsam zurückziehen Rohrtte. Wiederholen Sie die Punkte 1,6-1,8 für die andere Hemisphäre. Entfernen Sie das Tier von stereotaktischen Apparat, reinigen Sie den Schnitt und Stich der Schnitt Haut mit chirurgischen Fäden. Lassen Sie das Tier auf die Erwärmung pad vor der Rückkehr in Käfig zu erholen. Darüber hinaus können Tiere eine nicht-steroidale entzündungshemmende Schmerzmittel (zB Carprofen 4mg/kg) unmittelbar nach gegeben und 3 Tage nach der Operation. </li></ol> 2. Chronische LED Implantation in vivo optogenetische Stimulation im Riechkolben <ol><li> Tiere mit lentiviralen Partikel injiziert bilateral nächsten chronisch mit einem Miniatur-blauen LED (Osram, LED CMS 4.6W blau) implantiert. Löten Sie die LED-Pins, um eine weibliche Mini-Elektro-Anschluss, so dass der Stecker auf der gegenüberliegenden Seite der LED positioniert ist. Überprüfen Sie, dass es keinen elektrischen Kurzschluss und identifizieren Sie die positiven und negativen Pin am Stecker. Testen Sie die LED durch den Anschluss an einen Stromregler denn wenn Sie ein passendes Kabel LED. </li><li> Zur Messung und / oder setzt die absolute Lichtleistung der LED, montieren Sie die LED auf einem Mikromanipulator und die Position der LED in direkten Kontakt mit dem Photodetektor ein Leistungsmesser eines Peaks Lichtintensität bei 470 nm. Bohren Sie ein Loch von 3 mm Durchmesser in einem undurchsichtigen PVC Bord. Bringen Sie dieses Loch auf die Power-Meter und bauen eine Standardkurve der optischen Leistung im Vergleich zu Eingangsstrom auf die Leistung pro mm 2 zu berechnen. </li><li> Zur Messung der Ausbreitung von Licht durch das Gehirn, schneiden Blöcke von frischem Hirngewebe von 300, 500, 1000, 1500 und 2500 um Dicke in 0-4 ° C ACSF mit einem Vibratom 14. Legen Sie ein Stück Schädel mit einer Kraniotomie identisch mit der in lebenden Mäusen unter der LED durchgeführt. Zunächst messen die Lichtleistung ohne Gewebe auf LED zentriert. Legen Sie dann jeden Block von Gewebe zwischen den LED und dem Photodetektor des Leistungsmesser, und messen die Kraft. Erstellen Sie eine Kurve der Gewebedicke gegenüber der relativen Übertragung Fraktion, als das Verhältnis berechnetzwischen der Macht durch das Gewebe und ohne Gewebe gemessen. </li><li> Anesthetize eine Maus mit 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin, in steriler Kochsalzlösung verdünnt. Reinigen und desinfizieren Sie die LED mit 70% Ethanol. Entfernen Sie die Haare aus der Kopfhaut des Tieres und desinfizieren Sie die Kopfhaut mit drei Anwendungen von Wechselstrom 70% Ethanol und betadine. Dann legen Sie das Tier in den stereotaktischen Rahmen. Übernehmen Augensalbe zu verhindern Austrocknen der Hornhaut. Befestigen Sie die Sendeeinheit einen stereotaktischen Halter. Die Position der Nase bar sollte so eingestellt, bis die Oberfläche des Schädels über den Riechkolben ist perfekt horizontal und parallel zur Oberfläche der Miniatur-LED sein. </li><li> Mit einem Skalpell, schneiden Sie die Kopfhaut von 3 mm vor den Augen bis 3 mm hinter den Ohren. Ziehen Sie die Haut beiseite und verankern mit einem Paar Klammern. Kratzen entfernt die Membranen an der Oberfläche des Schädels mit einer Rasierklinge. Reinigen und trocknen Sie den Schädel. Tragen Sie eine dünne Abdeckung des Cyanacrylat-Klebstoff auf nachfolgende ad ermöglichenmenhalt der zahnärztlichen Acryl. </li><li> Mit einem High-Speed-chirurgische Bohrer, führen Sie einen rechteckigen Kraniotomie (1 mm und 3 mm kaudal lateral; zentriert auf 5,1 mm caudal, 0 mm lateral vom Bregma) über den Riechkolben. Um dies zu tun, sorgfältig dünnen Schädel, bis nur noch eine dünne Schicht des Knochens bleibt. Entfernen Sie vorsichtig die restlichen Knochen mit Hilfe einer gebogenen Kanüle. Besondere Vorsicht ist geboten, um zu vermeiden Punktion der Dura Materie und Bersten der großen Blutgefäße, die zwischen den beiden Hemisphären und in die hintere Begrenzung der Riechkolben liegen. Blut Akkumulation und Koagulation bei der Hirnoberfläche schließt optimale Lichteinfall in das Gewebe. Spülen Sie die Kraniotomie und der Oberfläche des Gehirns mit einer sterilen Kochsalzlösung und dann trocknen den Schädel. </li><li> Bringen Sie die Miniatur-LED, um den Anschluss. Senken Sie die Miniatur auf der Oberseite der Riechkolben LED. Die Hauptachse des Miniatur-LED sollte parallel zu den rostral-kaudale Achse der Maus, Clean mit steriler Kochsalzlösung und dry des Schädels. Dann sichern die LED auf den Schädel mit einer ersten Schicht aus Acryl (dh Polycarboxylatzement), gefolgt von einer zweiten Schicht von zahnärztlichen Acryl gefolgt. Die Zugabe von zwei kleinen Schrauben erforderlich, um die LED zu beheben. Die Schrauben sollten auf dem Schädel eingefügt werden (hinter der LED-Position) und mit beiden Acryl. Während die Acryl noch flüssig ist, zurück zu ziehen und kleben Sie die freien Kanten der Kopfhaut auf der Oberfläche des zahnärztlichen Acryl. Achten Sie darauf, alle Acryl auf den Anschluss beantragen. Nach dem Acryl ausgehärtet ist, entfernen Sie das Tier von stereotaktischen Apparat und lassen Sie es auf eine wärmende Unterlage wieder vor der Rückkehr in Käfig. Die Tiere sind in ihrem Käfig, aus dem Eingriff für mindestens sieben Tage erholen links isoliert. Darüber hinaus können Tiere eine nicht-steroidale entzündungshemmende Schmerzmittel (zB Carprofen 4mg/kg) unmittelbar nach gegeben und 3 Tage nach der Operation. LEDs sollten vor der Implantation und nach Beendigung der Experimente getestet werden. </li><li> Ein leichter elektrischercal-Kabel wird verwendet, um tether das Tier mit einem Stromregler für LED gekoppelt mit einem Impulsgeber (Master-8), um das Timing und die Intensität der LED-Steuerung. Die dünnen Kabel ermöglicht volle Bewegungsfreiheit. Achten Sie auf die Polarität der Stecker achten. Umkehren der Polarität kann brechen die LED. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: ChR2-YFP ist in transduzierten Neuronen etwa 48 Stunden nach der Injektion zum Ausdruck, und bleibt für mehrere Monate 7 stabil. Abbildung 1 ist ein repräsentatives Bild von einem Sagittalschnitt einer Paraformaldehyd-fixierten Tier 15 Tage nach der Injektion. Beachten Sie die dichten Kennzeichnung und die Größe der Injektionsstelle in das RMS. Eine große Zahl von Neugeborenen Zellen entlang der RMS migriert, die verschiedenen Schichten der Riechkolben (Abb. 1) zu besiedeln. Das Fusionsprotein wird in allen Neuronen Fächer, einschließlich der Soma, Dendriten und Dornen ausgedrückt. Miniatur-LED IMPLA ntation ermöglicht in großem Maßstab und kostengünstige optische Stimulation von einem breiten Bereich von Interesse. Das Tier ist es, die LED-Controller mit einem leichten elektrischen Kabel, die eine völlige Bewegungsfreiheit ermöglicht angebunden. Mit der Charakterisierung der Lichtstreuung in das Hirngewebe und die Schwelle von ChR2 Aktivierung, schätzen wir, dass die optische Aktivierung in einer Tiefe von ~ 2 mm unterhalb der Oberfläche der LED (Abb. 2A) ausgelöst werden könnten. Zur Überwachung der funktionellen Aktivierung von ChR2-exprimierenden Neuronen in vivo, kann die Expression von c-fos, einem Marker der neuronalen Aktivität, nach wiederholtem Licht-Stimulation (Abb. 2B) analysiert werden. Als Alternative, können in vitro elektrophysiologische Ableitungen von ChR2-exprimierenden Neuronen gekoppelt fokalen Licht Stimulation 14 durchgeführt werden. Schließlich haben Zwei-Photonen gezielt loose-Patch-Aufnahmen verwendet worden, um die funktionelle Aktivierung von ChR2-exprimierenden kortikalen Neuronen durch ähnliche Miniatur in vivo 9 LED studieren. ntent "&gt; <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3380/3380fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. ChR2-YFP Ausdruck von lentiviralen Injektion in den rostralen wandernde Bach. Representative konfokalen Bildern einer saggital Abschnitte der Riechkolben der Maus 15 Tage nach den Injektionen der ein Lentivirus im rostralen RMS. Beachten Sie die Anwesenheit von zerstreuten YFP neugeborenen Neuronen Migration von Ende der RMS, die verschiedenen Schichten der OB. Die meisten Neugeborenen-Zellen (95%) sind Körnerzellen, die Soma liegen in der Körnerzellschicht (GCL) und Dendriten verzweigen in die externe Plexiform Layer (EPL). Eine kleine Population von neugeborenen Neuronen wandern bis zu den oberflächlichen Schichten des OB, in der glomerulären Layer (GL). Scale-bar, 100 um. Inset, hoher Vergrößerung eines neugeborenen Körnerzellen, welche die Membran Ausdruck ChR2-YFP in den Dendriten als auch in Dornen. Scale-bar, 20 um. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3380/3380fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Schematische Darstellung der implantierten LED auf der Oberseite der Riechkolben und Licht-evozierte c-fos-Expression in ChR2-YFP exprimieren neuen Körnerzellen. A, Schematische Darstellung des implantierten über den Riechkolben LED. B, Vertreter konfokalen Bildern zeigt Doppel-markierten ChR2-YFP + c-fos + Körnerzellen eine Stunde nach Licht Stimulation der Riechkolben. C-fos-Expression offenbart mit einem Kaninchen-anti-c-fos primärer Antikörper (Calbiochem, 1:5000) und A568-konjugierten Anti-Kaninchen-Sekundärantikörper (Invitrogen, 1:1000). Scale-bar, 10 um.

<ol><li>Lledo, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+neurogenesis+and+functional+plasticity+in+neuronal+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Adult neurogenesis and functional plasticity in neuronal circuits.</a> Nat. Rev. Neurosci. 7, 179-193 (2006).</li>
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<li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multimodal+fast+optical+interrogation+of+neural+circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry.</a> Nature. 446, 633-639 (2007).</li>
<li>Wang, X., McManus, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lentivirus+Production%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Lentivirus Production.</a> J. Vis. Exp. (32), e1499-e1499 (2009).</li>
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<li>Huber, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sparse+optical+microstimulation+in+barrel+cortex+drives+learned+behaviour+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Sparse optical microstimulation in barrel cortex drives learned behaviour in freely moving mice.</a> Nature. 451, 61-64 (2010).</li>
<li>Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+light-induced+activation+of+neural+circuitry+in+transgenic+mice+expressing+channelrhodopsin-2%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54, 205-218 Forthcoming.</li>
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<li>Gradinaru, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+cellular+approaches+for+diversifying+and+extending+optogenetics%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Molecular and cellular approaches for diversifying and extending optogenetics.</a> Cell. 141, 154-165 (2010).</li>
<li>Valley, M., Wagner, S., Gallarda, B. W., Lledo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Affordable+LED+Arrays+for+Photo-Stimulation+of+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Using Affordable LED Arrays for Photo-Stimulation of Neurons.</a> J. Vis. Exp. (57), e3379-e3379 (2011).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Optogenetische Werkzeuge haben vor kurzem unsere Kontrolle über selektive neuronale Populationen, einschließlich der Erwachsenenbildung geboren Neuronen im olfaktorischen System erhöht. Hier beschreiben wir, wie Sie eine stereotaktische Injektion eines lentiviralen Vektor, ChR2-YFP in einer bestimmten Population von Erwachsenen geboren Neuronen führen. Durch die sorgfältige Überwachung der Zeit nach der Injektion, sind wir in der Lage zu analysieren und zu manipulieren, die Aktivität von einer Kohorte von Erwachsenen ge...

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Firma </td><td> Katalog Nr. </td></tr><tr><td> Ketamin </td><td> Merial </td><td> Imalgène 1000 </td></tr><tr><td> Xylazin </td><td> Bayer Health Care </td><td> Rompum 0,2% </td></tr><tr><td> Pipette Puller </td><td> Sutter </td><td> P-97 </td></tr><tr><td> Glaskapillaren (3,5 &quot;) </td><td> Drummond Scientific </td><td> 3-000-203-G / X </td></tr><tr><td> Nanoject II Mikroinjektor </td><td> Drummond Scientific </td><td> 3-000-204 </td></tr><tr><td> High-Speed-chirurgische Bohrer </td><td> Feine Science Tools </td><td> 18000-17 </td></tr><tr><td> Micro Drill Stahl Grate 0,7 mm Spitzendurchmesser </td><td> Feine Science Tools </td><td> 19008-07 </td></tr><tr><td> LED CMS blau 4,6 W </td><td> OSRAM </td><td> LBW5SN </td></tr><tr><td> Kabeldose (2,54 mm) </td><td> Fischer Elektronik </td><td> BL5.36Z </td></tr><tr><td> Stromregler für LED (max: 1A) </td><td> A1W Electronik </td><td> HKO-KL50-1000 </td></tr><tr><td> Impulsgeber </td><td> AMPI </td><td> Meister-8 </td></tr><tr><td> Optisches Leistungsmessgerät </td><td> Thor Labs </td><td> PM100 </td></tr><tr><td> Cyanacrylat-Klebstoff </td><td> Loctite </td><td> 454 </td></tr><tr><td> Polycarboxylatzement (erste Schicht Zement) </td><td> Septodont </td><td> Selfast (# 0068Q) </td></tr><tr><td> Methacrylat-Zement (zweite Schicht Zement) </td><td> GC InternationalCorp. </td><td> Unifast Trad - Liquid (# 339292) Unifast Trad - Pulver (# 339114) </td></tr><tr><td> Carprofen </td><td> Pfizer </td><td> Rimadyl </td></tr></tbody></table>

selektive viral transduktion von adult-geboren olfaktorischen neuronen für chronische in vivo optogenetische stimulation

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Lokale Interneurone werden kontinuierlich in den Riechkolben der erwachsenen Nagetieren 1-3 regeneriert. In diesem Prozess, genannt adulte Neurogenese, neuronale Stammzellen in den Wänden der Seitenventrikel Anlass zu Neuroblasten, die für mehrere Millimeter entlang der rostralen wandernden Strom (RMS) zu erreichen und in den Riechkolben enthalten migrieren. Zur Untersuchung der verschiedenen Schritte und die Auswirkungen der Erwachsenen-geboren Neuron Integration in bereits vorhandene Geruchs-Schaltungen ist es notwendig, gezielt Label und Manipulation der Aktivität dieser speziellen Population von Neuronen. Die jüngste Entwicklung der optogenetische Technologien bietet die Möglichkeit, Licht zu verwenden, um genau zu aktivieren diese spezifische Gruppe von Neuronen, ohne die umliegenden Neuronen 4,5. Hier präsentieren wir eine Reihe von Verfahren, die viral ausdrückliche Channelrhodopsin2 (ChR2)-YFP in einer zeitlich beschränkten Gruppe von Neuroblasten in der RMS, bevor sie den Riechkolben zu erreichen und zu Erwachsenen-geboren neurons. Darüber hinaus zeigen wir, wie zu implantieren und zu kalibrieren eine Miniatur für chronische in vivo Stimulation von ChR2-exprimierenden Neuronen LED.

Adult-geboren Neuronen des Bulbus kann optogenetically gesteuert werden mit Channelrhodopsin2-exprimierenden lentiviralen Injektion in den rostralen wandernde Bach und chronischen Photostimulation mit einem implantierten Mini-LED.

Selektive Viral Transduktion von Adult-geboren olfaktorischen Neuronen für chronische In vivo Optogenetische Stimulation

Lokale Interneurone werden im Riechkolben adulter Nagetiere kontinuierlich regeneriert1-3. In diesem Prozess, der als adulte Neurogenese bezeichnet wird, bilden neurale Stammzellen ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, mithilfe einer Fernsteuerung Geruchsbirnen-Neuronen zu aktivieren und zu beobachten, wie sich ihre Aktivierung auf das Verhalten auswirkt. Dies wird erreicht, indem ein Transgen für Channelrhodopsin-2, gekoppelt an YFP, mittels stereotaktischer Injektionen eines lentiviralen Vektors in die Zielneuronen von erwachsenen Tieren eingeführt wird. Anschließend wird eine LED kalibriert und für die Implantation vorbereitet, um eine grobe Vorstellung von der Menge des ins Gehirn übertragenen Lichts zu erhalten.Der letzte Schritt des Verfahrens ist die Implantation der LED über dem Riechkolben, wobei auf eine korrekte Positionierung und Befestigung geachtet werden muss. Letztlich wird die neuronale Aktivierung durch CFOs, Immunfärbungen sowie die Ergebnisse von Verhaltensuntersuchungen bestätigt. Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu bestehenden Methoden wie der herkömmlichen elektrischen Stimulation oder pharmakologischen Störungen liegt darin, dass die optogenetische Stimulation markierter Neuronen hinsichtlich des Typs und der Anzahl der aktivierten Neuronen äußerst spezifisch ist.Die Bedeutung dieser Technik liegt in der Therapie oder Diagnose neurodegenerativer Erkrankungen begründet, da sie eine präzise zeitliche und räumliche Kontrolle ermöglicht. Diese Methode kann Einblicke in die Rolle erwachsener Knochenneuronen im olfaktorischen Knochennetzwerk liefern. Sie kann auf andere oberflächennahe Regionen wie kortikale oder zerebrale Lungenneuronen angewendet werden.Beginnen Sie damit, die vorbereiteten Vektor-Titer aus dem Gefrierschrank bei minus 80 Grad Celsius zu entnehmen. Halten Sie sie vor der Verwendung gefroren und entsorgen Sie alle übrigen Titer. Schneiden Sie die Spitze der gebündelten Borsilikatglas-Pipetten mit einer Schere ab.Das Ziel besteht darin, Spitzen mit einem Durchmesser von 30 bis 40 Mikrometern herzustellen. Lagern Sie die vorbereiteten Pipetten in einer staubfreien Box. Richten Sie anschließend einen Mikroinjektor ein, um 50 Nanoliter Rückfüllflüssigkeit in die vorbereitete Pipette mit Mineralöl zu injizieren, und führen Sie diese in den Kolben des Mikroinjektors ein, der am stereotaktischen Rahmen befestigt sein sollte.Nachdem der virale Titer aufgetaut wurde, entleeren Sie den Glaspipettenschaft teilweise von Öl und füllen ihn anschließend erneut mit dem Titer. Geben Sie zwei Mikroliter Virus auf ein steriles Stück Parafilm. Senken Sie die Glaspipette vorsichtig in den Tropfen und füllen Sie die Pipette mit ein bis zwei Mikrolitern Virus. Überprüfen Sie, dass sich keine Luftblasen in der Pipette befinden, und bereiten Sie anschließend das Tier vor, nachdem Sie eine Maus mit in steriler Kochsalzlösung verdünntem Ketamin und Xylazin anästhesiert haben. Stellen Sie sicher, dass die Maus nicht auf schmerzhafte Reize wie einen Zehenquetsch reagiert, bevor Sie fortfahren. Entfernen Sie nun das Haar von der Kopfhaut der Maus und desinfizieren Sie die Kopfhaut. Stellen Sie das Tier in einen stereotaktischen Halter und sichern Sie den Kopf mit Ohrstiften und einem Nasenstift. Schneiden Sie mit einem Skalpell die Kopfhaut von zwischen den Augen bis zwischen den Ohren auf. Ziehen Sie die Haut zur Seite, um den Schädel freizulegen, und befestigen Sie die Haut mit einer Klemme.Danach die Schädeloberfläche mit steriler Kochsalzlösung reinigen. Die stereotaktische Vorrichtung mit der Spitze der Glaspipette am Bregma nullen. Anschließend die Spitze am Injektionsort positionieren.Passt die Position der Nasenhalterung entsprechend der Berechnung der stereotaktischen Koordinaten an. Mithilfe dieser Koordinaten werden das bgma und die Injektionsstelle auf dieselbe Höhe ausgerichtet. Bohrt mit einem Hochgeschwindigkeitschirurgiebohrer vorsichtig jeweils ein kleines Loch in den Schädel an jeder Injektionsstelle.Achten Sie darauf, beim Bohren keine Blutgefäße an der Oberfläche des Gehirns zu verletzen. Entfernen Sie nun mit einer gebogenen Spritzennadel, deren Spitze einen Haken aufweist, die Reste des dünnen Knochens, um die URA-Mater freizulegen. Überprüfen Sie, ob das Loch in der korrekten Position zentriert ist.Senken Sie die Pipette ab und nullen Sie die dorsoventrale Höhe. Wenn die Spitze der Pipette die Oberfläche des Gehirns berührt, senken Sie die Pipette auf die korrekte dorsoventrale Tiefe ab und warten Sie 30 Sekunden, bis sich der Druck ausgeglichen hat. Injizieren Sie nun viermal jeweils 50 Nanoliter Virus, insgesamt also 200 Nanoliter Virus, wobei zwischen den Injektionen jeweils 30 Sekunden gewartet wird.Eine Minute nach der letzten Injektion die Pipette langsam zurückziehen und die Maus aus dem Apparat nehmen. Die Schnittstelle mit Betadine-Lösung reinigen und die Haut vernähen. Die Maus mit chirurgischem Faden versehen und auf einer Wärmematte ausruhen lassen, bevor sie schließlich in ihren Käfig zurückgebracht wird, bevor die Miniatur-Blau-LED implantiert wird.Für die optogenetische Stimulation muss diese vorbereitet und getestet werden. Die LED-Stifte werden an einen weiblichen elektrischen Stecker angelötet, sodass der Stecker auf der der LED gegenüberliegenden Seite angeordnet ist. Überprüfen Sie, dass kein elektrischer Kurzschluss vorliegt, und identifizieren Sie den positiven und den negativen Stift am Stecker.Zum Schluss testen Sie die LED, indem Sie sie an einen LED-Controller anschließen, um die absolute Lichtleistung der LED-Halterung und der auf einem Mikromanipulator befestigten LED zu messen oder einzustellen, und bereiten Sie das Lichtmessgerät vor. Bohren Sie ein drei Millimeter durchmessendes Loch in eine lichtundurchlässige PVC-Platte und befestigen Sie diese an dem Leistungsmesser. Positionieren Sie nun die LED direkt am Fotodetektor des Leistungsmessers und nehmen Sie Messungen bei maximaler LED-Lichtintensität vor, die gewöhnlich bei 470 Nanometern liegt.Verwenden Sie das Leistungsmessgerät, um eine Standardkurve der optischen Leistung in Abhängigkeit vom Eingangsstrom aufzustellen. Nutzen Sie diese anschließend, um die Leistung pro Quadratmillimeter zu berechnen und die Lichtausbreitung durch das Gehirn zu messen. Gewinnen Sie mit einem Vibram-Schneidgerät frische Gehirngewebeproben mit Dicken von 300, 500, 1000, 1500 und 2500 Mikrometer, indem Sie ein Schädelfragment verwenden, das eine Kraniotomie aufweist, die identisch mit derjenigen an lebenden Mäusen ist.Platzieren Sie es zwischen der LED und dem Detektor. Messen Sie nun die Lichtleistung ohne Gewebe. Anschließend platzieren Sie jeden Gewebeprobeblock zwischen der LED und dem Fotodetektor des Leistungsmessgeräts und messen Sie die Änderung der Leistung.Erstellen Sie eine Kurve der Gewebestärken in Abhängigkeit vom relativen Transmissionsanteil. Der Transmissionsanteil ist das Verhältnis der durch das Gewebe hindurch gemessenen Leistung zur Leistung ohne das Gewebe. Verwenden Sie diese Daten, um die LED zu kalibrieren, und führen Sie anschließend die Implantationschirurgie durch.Bereiten Sie die LED und den Verbinder vor, indem Sie diese mit 70 % Ethanol desinfizieren und den Verbinder an einer stereotaktischen Halterung befestigen. Nachdem eine anästhesierte Maus im stereotaktischen Rahmen positioniert wurde, verwenden Sie eine Nasenhalterung, um die Schädeloberfläche exakt horizontal und parallel zur Oberfläche der Miniatur-LED auszurichten. In diesem Fall wird der Bereich des Schädels, der dem Riechkolben entspricht, ausgerichtet.Jetzt mit einem Skalpell den Kopfhautschnitt von drei Millimetern vor den Augen bis drei Millimeter hinter den Ohren durchführen. Die Haut zur Seite ziehen und mit einer Klemme fixieren. Die Membranen an der Oberfläche des Schädels mit einer Rasierklinge abschaben.Bereiten Sie eine rechteckige Kraniotomie über den Off-Effekt-Bulben vor. Zuerst dünnt man mit einem Hochgeschwindigkeitsbohrer vorsichtig den Schädel, bis nur noch eine dünne Knochenschicht verbleibt. Danach entfernt man vorsichtig den verbleibenden Knochen mithilfe einer gebogenen Spritzennadel.Vermeiden Sie sorgfältig das Durchstechen der Dura mater. Spülen Sie den Operationsbereich nun mit steriler Kochsalzlösung aus und trocknen Sie den Schädel anschließend ab. Nach der Reinigung und Trocknung des freigelegten Schädels tragen Sie eine dünne Grundschicht aus Cyanoacrylat-Klebstoff auf den Schädel auf, um später die Haftung von Dentalacrylat zu gewährleisten.Die Befestigung der LED erfordert möglicherweise die Anbringung von zwei kleinen Schrauben. Die Schrauben sollten hinter der LED in den Schädel eingebracht und anschließend mit beiden Acrylarten bedeckt werden. Nachdem der LED-Anschluss am Halter befestigt wurde, senken Sie die Miniatur-LED über die Riechkolben, wobei ihre Hauptachse parallel zur rostralen kordalen Achse ausgerichtet sein sollte.Danach die LED mit zwei Schichten Zahnacryl am Schädel befestigen. Während das Acryl noch flüssig ist, die freien Ränder der Kopfhaut zurückziehen und an zwei Schichten Zahnacryl ankleben. Nach dem Aushärten des Acryls darauf achten, dass kein Acryl auf den Verbinder gelangt.Entfernen Sie das Tier aus dem Rahmen und lassen Sie es auf einer Wärmematte aufwachen. Nach der Rückgabe in den Käfig dauert die vollständige Erholung mindestens sieben Tage. Ein dünnes, leitfähiges Kabel dient dazu, das Tier an einen LED-Controller anzuschließen, wodurch ausreichend Bewegungsfreiheit gewährleistet ist; beachten Sie dabei die Polarität des Kabels, da eine Umkehrung. Die Polarität kann die LED beschädigen. Nach dem Experiment entfernen Sie die LED, um zu überprüfen, ob es sich um ein funktionales CH-Opsin handelte. Zwei YFP wurden in transduzierten Neuronen etwa 48 Stunden nach der Injektion exprimiert und blieben über mehrere Monate stabil.Ein sagittaler Schnitt eines paraldehydfixierten Tieres 15 Tage nach der Injektion zeigte eine intensive Markierung und die Größe der Injektionsstelle. Im RMS wanderte eine große Anzahl neugebildeter Zellen entlang des RMS, um die verschiedenen Schichten des Riechkolbens zu besiedeln. Das Fusionsprotein wurde in allen Neuronenkompartimenten exprimiert, einschließlich Soma, Dendriten und Dornen. Die Implantation miniaturisierter LEDs ermöglichte eine großflächige und kostengünstige optische Stimulation eines weiten interessierenden Bereichs, indem die Lichtstreuung im Gehirngewebe und die Schwelle der Kanalaktivierung bei zwei Aktivierungen charakterisiert wurden. Die optische Aktivierung wurde geschätzt, dass sie in einer Tiefe von etwa zwei Millimetern unterhalb der Oberfläche der LED ausgelöst wird, um die funktionelle Aktivierung der Kanalaktivierung zu überwachen, wobei zwei exprimierende Neuronen in vivo untersucht wurden. Die Expression der CFOs.Ein Marker der neuronalen Aktivität wurde nach wiederholter Lichtstimulation analysiert. Ein Master. Diese Technik kann innerhalb einer Stunde durchgeführt werden, um das Virus zu injizieren, und nach mindestens drei Wochen weitere zwei Stunden, um das LAD zu implantieren.Die Kalibrierung des LAD ist wichtig und erfordert zusätzliche Zeit nach diesem Verfahren. Andere Methoden, wie beispielsweise die in-vivo-Elektrochirurgie-Aufzeichnung, können durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu klären, beispielsweise über die Beziehung zwischen der Aktivierung eines bestimmten Zelltyps und der Reaktion in einer anderen nach deren Entwicklung. Diese Technik ebnete den Forschern auf dem Gebiet der System-Neurowissenschaften den Weg, präzise Korrelationen zwischen der Aktivierung neugebildeter Neuronen und der olfaktorischen Wahrnehmung im Maus-Riechsystem zu untersuchen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man einen viralen Vektor unter Verwendung stereotaktischer Koordinaten injiziert, wie man eine LED für die Implantation vorbereitet und kalibriert, wie man die LED implantiert und wie man mit Sauerstoff und Stimulation Verhaltensexperimente durchführt. Bitte bedenken Sie außerdem, dass die Verwendung viraler Vektoren äußerst gefährlich sein kann und entsprechende Vorsichtsmaßnahmen wie eine angemessene Schulung sowie die fachgerechte Entsorgung von Gefahrstoffen getroffen werden müssen.

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Research

Forschung

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