Name: Selektive Viral Transduktion von Adult-geboren olfaktorischen Neuronen für chronische In vivo Optogenetische Stimulation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-12-28T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Lernen Sie die optogenetische Stimulation erwachsener Neuronen im Bulbus olfactorius mit lentiviralen Vektoren und LED-Implantation. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle neuronaler Aktivität für Verhaltensstudien.

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Diese Arbeit wurde von der Versicherungsgesellschaft &quot;Novalis-Taitbout&quot;, Ecole des Neurosciences de Paris (ENP), die Agence Nationale de la Recherche &quot;ANR-09-neur-004&quot; im Rahmen des &quot;ERA-NET NEURON&quot; der unterstützten RP7-Programm von der Europäischen Kommission, &quot;Foundation pour la Recherche Medicale&quot;, die Letten-Stiftung und der Pasteur-Stiftung.

1. Stereotaktische Injektion <ol><li> Das Virus in diesen Experimenten verwendet wird ein Replikations-defizienten lentiviralen Vektors auf das HIV-Virus basiert auf Channelrhodopsine2-YFP (gelb fluoreszierendes Protein) exprimieren Fusionskonstrukt angetrieben von einem Synapsin Förderer 6. Das Plasmid wurde freundlicherweise von K. Deisseroth 's Research Group (sofern <a href="http://www.stanford.edu/group/dlab/optogenetics/index.html">http://www.stanford.edu/group/dlab/optogenetics/index.html</a> ). Lentiviren können im Handel bezogen werden oder im Labor hergestellt nach etablierten Protokollen 7. Durchschnittliche Vektor-Titer wurden in der Reihenfolge 10 10 Transduktion Einheiten / ml. Viral Aliquots bei -80 ° C gelagert und sollte kurz vor Pipette loading aufgetaut werden. Mehrere Frost / Tau-Zyklen sollte vermieden werden. Nie Exposition der Virus-Lösung direkt auf Trockeneis. </li><li> Bereiten Glaspipetten mit Borosilikatglas Kapillaren auf Standard-Pipette Puller (Sutter P-97 Pipette puller). Das Ziehen Einstellung sollte richtig kalibriert werden, um eine lange und starre Pipette erhalten. Anschließend schneiden Sie die Spitze der Pipette mit einer Schere, um ein Trinkgeld von 30-40 &amp;mgr; m im Durchmesser erreichen. Shop gezogen Pipetten in einer staubfreien Box. </li><li> Richten Sie die Nanoject II Mikroinjektor mit den Anweisungen des Herstellers für die Lieferung von 50 nL. Bereiten Sie die Injektionspipette von Back-Füllung mit Mineralöl und fügen Sie ihn in den Mikroinjektor Kolben. Bringen Sie die Mikroinjektor auf einen stereotaktischen Rahmen. Teilweise leere Öl aus der Glaspipette vor dem Befüllen mit der Virus-Lösung </li><li> Mit einer Mikropipette, Transfer 2 ul-Virus-Lösung auf eine sterile Stück Parafilm. Senken Sie die Glaspipette in die Drop-Virus-Lösung und füllen Sie die Pipette mit 1-2 pl. Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen in der Pipette. </li><li> Anesthetize eine Maus mit 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin, in steriler Kochsalzlösung verdünnt. Entfernen Sie die Haare aus der Kopfhaut desTier mit Nagetier Klipper, Rasierklingen, Scheren oder chemische depilitory Agenten. Desinfizieren Sie die Kopfhaut mit drei Anwendungen von Wechselstrom 70% Ethanol und betadine. Alle chirurgischen Instrumente sollten auch autoklaviert werden und dann mit 70% Ethanol desinfiziert. Legen Sie das Tier in den stereotaktischen Rahmen mit Ohr Bars und Nase bar, sicherzustellen, dass der Kopf sicher ist. Übernehmen Augensalbe zu verhindern Austrocknen der Hornhaut. </li><li> Mit einem Skalpell, schneiden Sie die Kopfhaut vor zwischen den Augen, zwischen den Ohren. Ziehen Sie die Haut beiseite, um den Schädel zu entlarven und verankern Sie die Haut mit einem Paar Klammern. Reinigen Sie die Oberfläche des Schädels. Die stereotaktischen Apparat ist mit der Spitze der Glaspipette auf Bregma auf Null gestellt. Dann wird die Spitze an der Injektionsstelle (; Medio-Lateral, ± 0,82, für beide rechten und linken Hemisphäre bzw. von vorne nach hinten, 3,30) positioniert. Die Position der Nase bar ist nach der Berechnung der stereotaktischen Koordinaten angepasst werden. In unserem Experiment ist die Nase bar u eingestelltntil Bregma und der Injektionsstelle sind auf die gleiche Höhe ausgerichtet. </li><li> Identifizieren Sie die Einstichstelle. Mit einem High-Speed-chirurgische Bohrer vorsichtig bohren Löcher in die Schädel. Mit einer gebogenen Kanüle an der Spitze angeschlossen, entfernen Sie die Reste der dünnen Knochen, die Dura mater aussetzen. Prüfen Sie, ob das Loch an der richtigen Stelle zentriert ist. Achten Sie darauf, nicht zu brechen Blutgefäße auf der Oberfläche des Gehirns während des Bohrens. Wenn Blutgefäße zerrissen sind, vorsichtig auf die Oberfläche des Gehirns mit einem kleinen Wattestäbchen oder Gewebe für mehrere Sekunden drücken, bis der Blutfluss stoppt. </li><li> Senken Sie die Pipette und Null der Dorso-Ventral Höhe, wenn die Spitze der Pipette berührt die Oberfläche des Gehirns. Dann, um die richtige Dorso-Ventral Tiefe (Dorso-Ventral, 2,9 von Hirnoberfläche) niedriger und warten Sie 30 Sekunden für Druckausgleich. Inject 4 mal 50 nl von Viren für eine Gesamtmenge von 200 nl. Warten Sie 30 Sekunden zwischen jeder Injektion. </li><li> Eine Minute nach der letzten Injektion langsam zurückziehen Rohrtte. Wiederholen Sie die Punkte 1,6-1,8 für die andere Hemisphäre. Entfernen Sie das Tier von stereotaktischen Apparat, reinigen Sie den Schnitt und Stich der Schnitt Haut mit chirurgischen Fäden. Lassen Sie das Tier auf die Erwärmung pad vor der Rückkehr in Käfig zu erholen. Darüber hinaus können Tiere eine nicht-steroidale entzündungshemmende Schmerzmittel (zB Carprofen 4mg/kg) unmittelbar nach gegeben und 3 Tage nach der Operation. </li></ol> 2. Chronische LED Implantation in vivo optogenetische Stimulation im Riechkolben <ol><li> Tiere mit lentiviralen Partikel injiziert bilateral nächsten chronisch mit einem Miniatur-blauen LED (Osram, LED CMS 4.6W blau) implantiert. Löten Sie die LED-Pins, um eine weibliche Mini-Elektro-Anschluss, so dass der Stecker auf der gegenüberliegenden Seite der LED positioniert ist. Überprüfen Sie, dass es keinen elektrischen Kurzschluss und identifizieren Sie die positiven und negativen Pin am Stecker. Testen Sie die LED durch den Anschluss an einen Stromregler denn wenn Sie ein passendes Kabel LED. </li><li> Zur Messung und / oder setzt die absolute Lichtleistung der LED, montieren Sie die LED auf einem Mikromanipulator und die Position der LED in direkten Kontakt mit dem Photodetektor ein Leistungsmesser eines Peaks Lichtintensität bei 470 nm. Bohren Sie ein Loch von 3 mm Durchmesser in einem undurchsichtigen PVC Bord. Bringen Sie dieses Loch auf die Power-Meter und bauen eine Standardkurve der optischen Leistung im Vergleich zu Eingangsstrom auf die Leistung pro mm 2 zu berechnen. </li><li> Zur Messung der Ausbreitung von Licht durch das Gehirn, schneiden Blöcke von frischem Hirngewebe von 300, 500, 1000, 1500 und 2500 um Dicke in 0-4 ° C ACSF mit einem Vibratom 14. Legen Sie ein Stück Schädel mit einer Kraniotomie identisch mit der in lebenden Mäusen unter der LED durchgeführt. Zunächst messen die Lichtleistung ohne Gewebe auf LED zentriert. Legen Sie dann jeden Block von Gewebe zwischen den LED und dem Photodetektor des Leistungsmesser, und messen die Kraft. Erstellen Sie eine Kurve der Gewebedicke gegenüber der relativen Übertragung Fraktion, als das Verhältnis berechnetzwischen der Macht durch das Gewebe und ohne Gewebe gemessen. </li><li> Anesthetize eine Maus mit 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin, in steriler Kochsalzlösung verdünnt. Reinigen und desinfizieren Sie die LED mit 70% Ethanol. Entfernen Sie die Haare aus der Kopfhaut des Tieres und desinfizieren Sie die Kopfhaut mit drei Anwendungen von Wechselstrom 70% Ethanol und betadine. Dann legen Sie das Tier in den stereotaktischen Rahmen. Übernehmen Augensalbe zu verhindern Austrocknen der Hornhaut. Befestigen Sie die Sendeeinheit einen stereotaktischen Halter. Die Position der Nase bar sollte so eingestellt, bis die Oberfläche des Schädels über den Riechkolben ist perfekt horizontal und parallel zur Oberfläche der Miniatur-LED sein. </li><li> Mit einem Skalpell, schneiden Sie die Kopfhaut von 3 mm vor den Augen bis 3 mm hinter den Ohren. Ziehen Sie die Haut beiseite und verankern mit einem Paar Klammern. Kratzen entfernt die Membranen an der Oberfläche des Schädels mit einer Rasierklinge. Reinigen und trocknen Sie den Schädel. Tragen Sie eine dünne Abdeckung des Cyanacrylat-Klebstoff auf nachfolgende ad ermöglichenmenhalt der zahnärztlichen Acryl. </li><li> Mit einem High-Speed-chirurgische Bohrer, führen Sie einen rechteckigen Kraniotomie (1 mm und 3 mm kaudal lateral; zentriert auf 5,1 mm caudal, 0 mm lateral vom Bregma) über den Riechkolben. Um dies zu tun, sorgfältig dünnen Schädel, bis nur noch eine dünne Schicht des Knochens bleibt. Entfernen Sie vorsichtig die restlichen Knochen mit Hilfe einer gebogenen Kanüle. Besondere Vorsicht ist geboten, um zu vermeiden Punktion der Dura Materie und Bersten der großen Blutgefäße, die zwischen den beiden Hemisphären und in die hintere Begrenzung der Riechkolben liegen. Blut Akkumulation und Koagulation bei der Hirnoberfläche schließt optimale Lichteinfall in das Gewebe. Spülen Sie die Kraniotomie und der Oberfläche des Gehirns mit einer sterilen Kochsalzlösung und dann trocknen den Schädel. </li><li> Bringen Sie die Miniatur-LED, um den Anschluss. Senken Sie die Miniatur auf der Oberseite der Riechkolben LED. Die Hauptachse des Miniatur-LED sollte parallel zu den rostral-kaudale Achse der Maus, Clean mit steriler Kochsalzlösung und dry des Schädels. Dann sichern die LED auf den Schädel mit einer ersten Schicht aus Acryl (dh Polycarboxylatzement), gefolgt von einer zweiten Schicht von zahnärztlichen Acryl gefolgt. Die Zugabe von zwei kleinen Schrauben erforderlich, um die LED zu beheben. Die Schrauben sollten auf dem Schädel eingefügt werden (hinter der LED-Position) und mit beiden Acryl. Während die Acryl noch flüssig ist, zurück zu ziehen und kleben Sie die freien Kanten der Kopfhaut auf der Oberfläche des zahnärztlichen Acryl. Achten Sie darauf, alle Acryl auf den Anschluss beantragen. Nach dem Acryl ausgehärtet ist, entfernen Sie das Tier von stereotaktischen Apparat und lassen Sie es auf eine wärmende Unterlage wieder vor der Rückkehr in Käfig. Die Tiere sind in ihrem Käfig, aus dem Eingriff für mindestens sieben Tage erholen links isoliert. Darüber hinaus können Tiere eine nicht-steroidale entzündungshemmende Schmerzmittel (zB Carprofen 4mg/kg) unmittelbar nach gegeben und 3 Tage nach der Operation. LEDs sollten vor der Implantation und nach Beendigung der Experimente getestet werden. </li><li> Ein leichter elektrischercal-Kabel wird verwendet, um tether das Tier mit einem Stromregler für LED gekoppelt mit einem Impulsgeber (Master-8), um das Timing und die Intensität der LED-Steuerung. Die dünnen Kabel ermöglicht volle Bewegungsfreiheit. Achten Sie auf die Polarität der Stecker achten. Umkehren der Polarität kann brechen die LED. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: ChR2-YFP ist in transduzierten Neuronen etwa 48 Stunden nach der Injektion zum Ausdruck, und bleibt für mehrere Monate 7 stabil. Abbildung 1 ist ein repräsentatives Bild von einem Sagittalschnitt einer Paraformaldehyd-fixierten Tier 15 Tage nach der Injektion. Beachten Sie die dichten Kennzeichnung und die Größe der Injektionsstelle in das RMS. Eine große Zahl von Neugeborenen Zellen entlang der RMS migriert, die verschiedenen Schichten der Riechkolben (Abb. 1) zu besiedeln. Das Fusionsprotein wird in allen Neuronen Fächer, einschließlich der Soma, Dendriten und Dornen ausgedrückt. Miniatur-LED IMPLA ntation ermöglicht in großem Maßstab und kostengünstige optische Stimulation von einem breiten Bereich von Interesse. Das Tier ist es, die LED-Controller mit einem leichten elektrischen Kabel, die eine völlige Bewegungsfreiheit ermöglicht angebunden. Mit der Charakterisierung der Lichtstreuung in das Hirngewebe und die Schwelle von ChR2 Aktivierung, schätzen wir, dass die optische Aktivierung in einer Tiefe von ~ 2 mm unterhalb der Oberfläche der LED (Abb. 2A) ausgelöst werden könnten. Zur Überwachung der funktionellen Aktivierung von ChR2-exprimierenden Neuronen in vivo, kann die Expression von c-fos, einem Marker der neuronalen Aktivität, nach wiederholtem Licht-Stimulation (Abb. 2B) analysiert werden. Als Alternative, können in vitro elektrophysiologische Ableitungen von ChR2-exprimierenden Neuronen gekoppelt fokalen Licht Stimulation 14 durchgeführt werden. Schließlich haben Zwei-Photonen gezielt loose-Patch-Aufnahmen verwendet worden, um die funktionelle Aktivierung von ChR2-exprimierenden kortikalen Neuronen durch ähnliche Miniatur in vivo 9 LED studieren. ntent "&gt; <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3380/3380fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. ChR2-YFP Ausdruck von lentiviralen Injektion in den rostralen wandernde Bach. Representative konfokalen Bildern einer saggital Abschnitte der Riechkolben der Maus 15 Tage nach den Injektionen der ein Lentivirus im rostralen RMS. Beachten Sie die Anwesenheit von zerstreuten YFP neugeborenen Neuronen Migration von Ende der RMS, die verschiedenen Schichten der OB. Die meisten Neugeborenen-Zellen (95%) sind Körnerzellen, die Soma liegen in der Körnerzellschicht (GCL) und Dendriten verzweigen in die externe Plexiform Layer (EPL). Eine kleine Population von neugeborenen Neuronen wandern bis zu den oberflächlichen Schichten des OB, in der glomerulären Layer (GL). Scale-bar, 100 um. Inset, hoher Vergrößerung eines neugeborenen Körnerzellen, welche die Membran Ausdruck ChR2-YFP in den Dendriten als auch in Dornen. Scale-bar, 20 um. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3380/3380fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Schematische Darstellung der implantierten LED auf der Oberseite der Riechkolben und Licht-evozierte c-fos-Expression in ChR2-YFP exprimieren neuen Körnerzellen. A, Schematische Darstellung des implantierten über den Riechkolben LED. B, Vertreter konfokalen Bildern zeigt Doppel-markierten ChR2-YFP + c-fos + Körnerzellen eine Stunde nach Licht Stimulation der Riechkolben. C-fos-Expression offenbart mit einem Kaninchen-anti-c-fos primärer Antikörper (Calbiochem, 1:5000) und A568-konjugierten Anti-Kaninchen-Sekundärantikörper (Invitrogen, 1:1000). Scale-bar, 10 um.

<ol><li>Lledo, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+neurogenesis+and+functional+plasticity+in+neuronal+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Adult neurogenesis and functional plasticity in neuronal circuits.</a> Nat. Rev. Neurosci. 7, 179-193 (2006).</li>
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<li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multimodal+fast+optical+interrogation+of+neural+circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry.</a> Nature. 446, 633-639 (2007).</li>
<li>Wang, X., McManus, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lentivirus+Production%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Lentivirus Production.</a> J. Vis. Exp. (32), e1499-e1499 (2009).</li>
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<li>Gradinaru, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+cellular+approaches+for+diversifying+and+extending+optogenetics%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Molecular and cellular approaches for diversifying and extending optogenetics.</a> Cell. 141, 154-165 (2010).</li>
<li>Valley, M., Wagner, S., Gallarda, B. W., Lledo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Affordable+LED+Arrays+for+Photo-Stimulation+of+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Using Affordable LED Arrays for Photo-Stimulation of Neurons.</a> J. Vis. Exp. (57), e3379-e3379 (2011).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Optogenetische Werkzeuge haben vor kurzem unsere Kontrolle über selektive neuronale Populationen, einschließlich der Erwachsenenbildung geboren Neuronen im olfaktorischen System erhöht. Hier beschreiben wir, wie Sie eine stereotaktische Injektion eines lentiviralen Vektor, ChR2-YFP in einer bestimmten Population von Erwachsenen geboren Neuronen führen. Durch die sorgfältige Überwachung der Zeit nach der Injektion, sind wir in der Lage zu analysieren und zu manipulieren, die Aktivität von einer Kohorte von Erwachsenen ge...

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Firma </td><td> Katalog Nr. </td></tr><tr><td> Ketamin </td><td> Merial </td><td> Imalgène 1000 </td></tr><tr><td> Xylazin </td><td> Bayer Health Care </td><td> Rompum 0,2% </td></tr><tr><td> Pipette Puller </td><td> Sutter </td><td> P-97 </td></tr><tr><td> Glaskapillaren (3,5 &quot;) </td><td> Drummond Scientific </td><td> 3-000-203-G / X </td></tr><tr><td> Nanoject II Mikroinjektor </td><td> Drummond Scientific </td><td> 3-000-204 </td></tr><tr><td> High-Speed-chirurgische Bohrer </td><td> Feine Science Tools </td><td> 18000-17 </td></tr><tr><td> Micro Drill Stahl Grate 0,7 mm Spitzendurchmesser </td><td> Feine Science Tools </td><td> 19008-07 </td></tr><tr><td> LED CMS blau 4,6 W </td><td> OSRAM </td><td> LBW5SN </td></tr><tr><td> Kabeldose (2,54 mm) </td><td> Fischer Elektronik </td><td> BL5.36Z </td></tr><tr><td> Stromregler für LED (max: 1A) </td><td> A1W Electronik </td><td> HKO-KL50-1000 </td></tr><tr><td> Impulsgeber </td><td> AMPI </td><td> Meister-8 </td></tr><tr><td> Optisches Leistungsmessgerät </td><td> Thor Labs </td><td> PM100 </td></tr><tr><td> Cyanacrylat-Klebstoff </td><td> Loctite </td><td> 454 </td></tr><tr><td> Polycarboxylatzement (erste Schicht Zement) </td><td> Septodont </td><td> Selfast (# 0068Q) </td></tr><tr><td> Methacrylat-Zement (zweite Schicht Zement) </td><td> GC InternationalCorp. </td><td> Unifast Trad - Liquid (# 339292) Unifast Trad - Pulver (# 339114) </td></tr><tr><td> Carprofen </td><td> Pfizer </td><td> Rimadyl </td></tr></tbody></table>

selektive viral transduktion von adult-geboren olfaktorischen neuronen für chronische in vivo optogenetische stimulation

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Lokale Interneurone werden kontinuierlich in den Riechkolben der erwachsenen Nagetieren 1-3 regeneriert. In diesem Prozess, genannt adulte Neurogenese, neuronale Stammzellen in den Wänden der Seitenventrikel Anlass zu Neuroblasten, die für mehrere Millimeter entlang der rostralen wandernden Strom (RMS) zu erreichen und in den Riechkolben enthalten migrieren. Zur Untersuchung der verschiedenen Schritte und die Auswirkungen der Erwachsenen-geboren Neuron Integration in bereits vorhandene Geruchs-Schaltungen ist es notwendig, gezielt Label und Manipulation der Aktivität dieser speziellen Population von Neuronen. Die jüngste Entwicklung der optogenetische Technologien bietet die Möglichkeit, Licht zu verwenden, um genau zu aktivieren diese spezifische Gruppe von Neuronen, ohne die umliegenden Neuronen 4,5. Hier präsentieren wir eine Reihe von Verfahren, die viral ausdrückliche Channelrhodopsin2 (ChR2)-YFP in einer zeitlich beschränkten Gruppe von Neuroblasten in der RMS, bevor sie den Riechkolben zu erreichen und zu Erwachsenen-geboren neurons. Darüber hinaus zeigen wir, wie zu implantieren und zu kalibrieren eine Miniatur für chronische in vivo Stimulation von ChR2-exprimierenden Neuronen LED.

Adult-geboren Neuronen des Bulbus kann optogenetically gesteuert werden mit Channelrhodopsin2-exprimierenden lentiviralen Injektion in den rostralen wandernde Bach und chronischen Photostimulation mit einem implantierten Mini-LED.

Selektive Viral Transduktion von Adult-geboren olfaktorischen Neuronen für chronische In vivo Optogenetische Stimulation

Lokale Interneurone werden im Riechkolben adulter Nagetiere kontinuierlich regeneriert1-3. In diesem Prozess, der als adulte Neurogenese bezeichnet wird, bilden neurale Stammzellen ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, mithilfe einer Fernsteuerung Geruchsbirnen-Neuronen zu aktivieren und zu beobachten, wie sich ihre Aktivierung auf das Verhalten auswirkt. Dies wird erreicht, indem ein Transgen für Channelrhodopsin-2, gekoppelt an YFP, mittels stereotaktischer Injektionen eines lentiviralen Vektors in die Zielneuronen von erwachsenen Tieren eingeführt wird. Anschließend wird eine LED kalibriert und für die Implantation vorbereitet, um eine grobe Vorstellung von der Menge des ins Gehirn übertragenen Lichts zu erhalten.Der letzte Schritt des Verfahrens ist die Implantation der LED über dem Riechkolben, wobei auf eine korrekte Positionierung und Befestigung geachtet werden muss. Letztlich wird die neuronale Aktivierung durch CFOs, Immunfärbungen sowie die Ergebnisse von Verhaltensuntersuchungen bestätigt. Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu bestehenden Methoden wie der herkömmlichen elektrischen Stimulation oder pharmakologischen Störungen liegt darin, dass die optogenetische Stimulation markierter Neuronen hinsichtlich des Typs und der Anzahl der aktivierten Neuronen äußerst spezifisch ist.Die Bedeutung dieser Technik liegt in der Therapie oder D

selective-viral-transduction-adult-born-olfactory-neurons-for-chronic

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir beschreiben hier eine Methode zur Biopsieentnahme Riechschleimhaut von Ratte und Mensch Nasenhöhlen. Diese Biopsien können entweder für die Identifizierung von molekularen Anomalien bei Schädigungen des Gehirns oder Isolieren multipotente adulte Stammzellen, die für die Zell-Transplantation in Tiermodellen für Hirn-Trauma / Krankheit eingesetzt werden kann genutzt...

Isolating Nasal Olfaktorische Stammzellen von Nagetieren oder Menschen

Wir präsentieren einen lentiviralen Technik zur genetischen Manipulation und Visualisierung von einzelnen Riechzelle Axon und seine...

Lentivirus-vermittelte Gen-Manipulation und Visualisierung von Riechzellen In vivo</em

Die zeitliche und räumliche Auflösung von genetischen Manipulationen bestimmt das Spektrum der biologischen Phänomene, die sie stören. Hier haben wir zeitlich und räumlich diskreten...

Targeting Riechhirn Neuronen mit kombinierten In Vivo Elektroporation und Gal4-Based Enhancer-Trap Zebrafischlinien

Adult-geboren Neuronen exprimiert ChR2 kann in Scheiben elektrophysiologischen Vorbereitungen manipuliert werden, um ihren Beitrag zur Funktion des olfaktorischen neuronale Schaltkreise zu untersuchen.

Mit Affordable LED Arrays für Photo-Stimulation von Neuronen

Wir beschreiben eine Methode zur Charakterisierung der funktionellen Topographie und der synaptischen Eigenschaften von Vorderhirnschaltkreisen unter Verwendung eines optogenetischen Ansatzes zur Photostimulation neuronaler Populationen in vitro.

Laser-Scanning-Photostimulation von optogenetisch ausgerichteten Vorderhirn-Schaltkreisen

Optogenetik ist zu einem mächtigen Werkzeug für den Einsatz in verhaltensneurowissenschaftlichen Experimenten geworden. Dieses Protokoll bietet eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für das Design und die Einrichtung von Lasersystemen und bietet ein vollständiges Protokoll für die Durchführung mehrerer und gleichzeitiger optogenetischer In-vivo-Stimulationen, die mit den meisten Verhaltenstestparadigmen von Nagetieren kompatibel sind.

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

Wir beschreiben ein Protokoll für die in vivo-Markierung von olfaktorischen sensorischen Neuronen durch Elektroporation und anschließende konfokale Laser-Scanning- oder Multiphotonenmikroskopie, um die neuronale Morphologie und ihre Entwicklung im Laufe der Zeit zu visualisieren.

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren In Vivo

Das Ziel dieses Protokolls ist es, einen Ansatz zur Analyse des Verhaltens von adulten neuronalen Stamm-/Vorläuferzellen als Reaktion auf die chemogenetische Manipulation eines bestimmten lokalen neuronalen Schaltkreises zu beschreiben.

Assaying Circuit Spezifische Regulation von adulthippocampal neuralen Vorläuferzellen

Ex-vivo-Gehirnschnitte können verwendet werden, um die Auswirkungen von flüchtigen Anästhetika auf evozierte Reaktionen auf afferente Inputs zu untersuchen. Optogenetik wird eingesetzt, um thalamokortikale und kortikokkortikale Afferenzen für nicht-primären Neokortex unabhängig zu aktivieren, und synaptische und Netzwerkantworten werden mit Isofluran moduliert.

Optogenetische Aktivierung afferenter Signalwege in Hirnschnitten und Modulation von Reaktionen durch flüchtige Anästhetika

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das die virale Transduktion diskreter Hirnregionen mit optogenetischen Konstrukten beschreibt, um eine synapsenspezifische elektrophysiologische Charakterisierung in akuten Nagetierhirnschnitten zu ermöglichen.

Ex vivo Optogenetische Befragung der synaptischen Übertragung und Plastizität über große Entfernungen vom medialen präfrontalen Kortex zum lateralen entohinalen Kortex

Wir beschreiben hier Methoden zur Induktion und Analyse des olfaktorischen erfahrungsabhängigen Umbaus von synaptischen Glomeruli des Antennenlappens im juvenilen Gehirn von Drosophila .

Erfahrungsabhängiger Umbau der synaptischen Konnektivität von olfaktorischen sensorischen Neuronen im juvenilen Gehirn in einer kritischen Phase im frühen Leben

Lernen Sie die optogenetische Stimulation erwachsener Neuronen im Bulbus olfactorius mit lentiviralen Vektoren und LED-Implantation. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle neuronaler Aktivität für Verhaltensstudien.

Selektive Viral Transduktion von Adult-geboren olfaktorischen Neuronen für chronische In vivo Optogenetische Stimulation

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