Name: Eine Duplex-Digital-PCR-Assay für Simultaneous Quantifizierung der Enterococcus spp. Und das menschliche Fecal-assoziierte HF183 Marker in Waters (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 14 s
Description: Lernen Sie die Duplex-Digital-PCR-Methode zur gleichzeitigen Quantifizierung von Enterococcus spp. und dem HF183-Marker in Gewässern. Diese Technik eliminiert Standardkurven und reduziert systematische Fehler.

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Die Autoren haben keine Danksagungen.

1. Assay-Mischung Vorbereitung <ol><li> Machen Sie 100 &amp; mgr; mol / L Lager Konzentrationen für alle Primer in UPW Wasser und Sonden in TE pH 8 - Puffer [Entero F1A, Entero R1, GPL813TQ 12; HF183-1, BthetR1, BthetP1 3]. Hinweis: Die Sonden für die beiden Ziele sind fluoreszierend mit unterschiedlichen Fluorophore 7 , wie in Liste der Materialien / Ausrüstung bezeichnet. </li><li> Bereiten Sie Master-Mix durch Mischen, pro Reaktion geplant, 12 ul digitale PCR-Mix (2x Lager, siehe Liste der Materialien / Geräte), 0,216 ul jeder Vorwärts- und Rückwärts-Primer, 0,06 &amp; mgr; l jeder Fluoreszenzsonde und 5,016 ul Nuclease freies Wasser (Endkonzentration : 900 nM von jedem Primer, 250 nM jede Sonde). Pipette nach oben und unten mindestens 10 Mal zu mischen, während Vorsicht nehmen keine Luftblasen in der Lösung einzuführen. </li><li> Pipette 18 ul Master-Mix (aus Schritt 1.2) in eine reguläre PCR-Röhrchen oder Platte, Mischen in 6 ul DNA-Matrize (wie frü extrahiertschlauen 13) Assay - Mischung zur Tropfenerzeugung zu machen. Wenn laufen die Proben im Doppel, pipettieren 36 &amp; mgr; l Master-Mix und 12 &amp; mgr; l DNA-Matrize in jede Vertiefung. Lassen Sie die entsprechenden Wiederholungsvertiefungen auf dem Teller leer. Fügen Sie positive Kontrollen (siehe Liste der Materialien / Ausrüstung) und keine Template - Kontrollen (NTC) (dh mit UPW Wasser als Vorlage verwendet). Anmerkung: Positive Kontrolle ist notwendig, der Test ordnungsgemäß ausgeführt wird, um sicherzustellen, und der NTC ist notwendig, um sicherzustellen, dass keine Kontamination innerhalb der Platte ist und die Fluoreszenzbasislinie einzustellen später in der Datenanalyse. Erstbenutzer sind sowohl unverwässert und verwässert DNA-Proben zu verwenden, empfohlen. </li></ol> 2. Tröpfchenerzeugung und PCR-Platten-Setup <ol><li> Mischen Sie die Testgemische durch Pipettieren von oben nach unten etwa 15-mal mit einer Mehrkanalpipette verwenden. Stellen Sie sicher, dass die Pipettenspitze innerhalb Flüssigkeit bleibt überschüssige Blasen in der Mischung zu vermeiden, zu machen. </li><li> insert Patrone 1 (mit 8 Vertiefungen) in einen weißen Kassettenhalter und klicken Sie auf den Patronenhalter zu. Kartusche 1 ist jetzt fest an seinem Platz und kann nicht aus dem Halter verdrängt werden, während Tröpfchen zu erzeugen. Mit einer Mehrkanal-Pipette, Transfer sanft 20 ul Testmischung in die mittlere Position der Kassette markiert &#39;Sample&#39; ohne Luftblasen einzuführen. </li><li> Pipettieren in 70 &amp; mgr; l Tropfenerzeugung Öl auf die linke Seite der Kassette (markiert &quot;Öl&quot;). </li><li> Abdeckung Patrone mit einer Dichtung dafür, dass die Dichtung eben ist und gleichmäßig durch die 4 gehalten Zecken auf den Rand der Patrone. Drücken Sie die grüne beleuchtete Taste auf dem Tropfengenerator zu öffnen und die Kassette legen. Drücken Sie die grüne beleuchtete Taste erneut, um den Generator zu schließen. Hinweis: Sobald die Tür schließt, wird die Schaltfläche abgeblendet, kann die Tür nicht wieder geöffnet werden und Tropfenerzeugung beginnt sofort für ca. 1 min fortgesetzt. </li><li> Wenn mehr als 8 Reaktionen zu tun, statt Patrone 2 in einer zweitenweiß Patronenhalter und bereiten in der gleichen Weise wie Patrone 1, während die Tröpfchenerzeugung läuft Gesamtaufbauzeit zu sparen. </li><li> Öffnen Sie den Tropfengenerator Tür, wenn das trübe beleuchtete Taste grün leuchtet Abschluss der Tropfenerzeugung angibt. Entfernen Sie die weiße Patronenhalter enthaltende Patrone 1, beiseite stellen und Platz Patrone 2 auf den Tröpfchengenerator. </li><li> Entfernen Sie die Dichtung aus der Patrone 1 und entsorgen. übertragen Sie vorsichtig das Gesamtvolumen (ca. 40 &amp; mgr; l) der erzeugten Tröpfchen aus der dritten Spalte der Patrone (Aufschrift &quot;Droplets &#39;) auf eine endgültige PCR-Platte (bei Raumtemperatur gehalten) für thermische Zyklen. Hinweis: Verwenden Sie nicht die weiße Patronenhalter als Aktion unclick die neu erzeugten Tröpfchen brechen; nur öffnen Sie die Patronenhalterung, nachdem die Tröpfchen auf die endgültige Platte übertragen worden sind. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2,1-2,7 für zusätzliche Proben. </li><li> Wenn alle Tröpfchen in der letzten PCR-Platte sind, legen Sie eine durchstechbareFolienabdeckung auf der Oberseite der Platte und legen Sie es auf Abklebefolie. Stellen Sie die Versiegelung auf 180 ° C, drücken Sie &quot;Play&quot; auf der Versiegelung und lassen Dichtung für 10 Sekunden. </li></ol> 3. Thermische Radfahren und Droplet Lesen <ol><li> Legen Sie die versiegelte Platte auf dem Thermocycler, ein kompatibel mit dem endgültigen PCR-Platte verwendet in Schritt 2.7 und einer Temperatur Rampengeschwindigkeit von 2,0 ° C / s. </li><li> Thermo Programm starten wie folgt: 10 min bei 95 ° C, gefolgt von 40 Zyklen von 30 Sekunden bei 94 ° C und 60 Sekunden bei 60 ° C, gefolgt von einer 10 min Halten bei 98 ° C (optional: Endverweilzeit bei 4 oder 15 ° C). </li><li> Nach Abschluss des Radsports, übertragen Sie die Platte auf ein Droplet Reader zur automatischen Messung der Fluoreszenz in jedem Tröpfchen in jeder Vertiefung. Alternativ speichern Sie die Platte bei 4 ° C bis zu 3 Tage vor Tröpfchen Lesen. Sicherstellen, dass die Tröpfchen bei Raumtemperatur sind, bevor mit dem Lesen fortfahren. <ol><li> Öffnen Sie die mitgelieferte Software die Tröpfchen Lesen einrichten. Imdie Standard-Menü &quot;Setup&quot; ein Schema einer leeren 96-Well-Platte, klicken Sie doppelt auf gut A1 zu öffnen Sie das Menü mit drei Abschnitte enthält: &quot;Sample&quot;, &quot;Test 1&quot; und &quot;Assay 2.&quot; </li><li> In der &#39;Sample&#39; Abschnitt geben Sie die Proben-ID in das Feld mit der Bezeichnung &quot;Name&quot; und drücken Sie die Eingabetaste oder die Box auf der rechten markiert überprüfen &quot;Übernehmen&quot;. Als nächstes klicken Sie auf das Dropdown-Menü mit der Bezeichnung &#39;Experiment&#39; und geben Sie &#39;RED&#39; (seltene Ereigniserkennung) und klicken Sie wählen. </li><li> Verschieben Sie in dem Abschnitt &#39;bezeichnet Assay 1. &quot; In der &#39;Name&#39; Abschnitt füllen Sie den Test (zB Enterococcus) und drücken Sie die Eingabetaste. In der unten stehenden Tabelle als &#39;Typ&#39; klicken Sie auf das Dropdown-Menü und wählen Sie &quot;Kanal 1 Unknown&quot; und drücken Sie die Eingabetaste. </li><li> Verschieben Sie in dem Abschnitt &#39;bezeichnet Assay 2. &quot; In der &#39;Name&#39; Abschnitt füllen Sie den Test (zB HF183) und drücken Sie die Eingabetaste. In der unten stehenden Tabelle als &#39;Typ&#39; klicken Sie auf das Dropdown-Menü eind &#39;Kanal 2 Unknown &quot;wählen und drücken Sie die Eingabetaste. Alle Informationen aus den Schritten 3.3.2 bis 3.3.4 ist jetzt in gut A1. </li><li> Nennen Sie alle nachfolgenden Vertiefungen, die Tröpfchen. Um insgesamt Rüstzeit speichern, klicken Sie auf &quot;Shift&quot; oder &quot;Strg&quot;, um mehrere Vertiefungen gleichzeitig wählen. </li><li> Wenn die digitale Darstellung der Platte spiegelt die physische Platte, drücken Sie &quot;OK&quot; an der unteren rechten Ecke des Menüs. Im neuen Menü, das an der Oberseite der Platte schematisch, unter der &quot;Vorlage&quot; Abschnitt wählen &quot;Speichern unter&quot; und den Namen und speichern Sie die Platte erscheint. </li><li> Auf der linken Seite des Bildschirms klicken Sie auf &quot;Ausführen&quot; und wählen Sie die entsprechende Farbstoffsatz im Pop-out &quot;Ausführungsoptionen&quot; Fenster. Datenerfassung initiiert und wird in Echtzeit in der Software angezeigt. </li></ol></li></ol> 4. Datenanalyse und Bericht <ol><li> Wenn der Leser beendet ist und ein Feld &quot;Run Schließe&quot; angezeigt, die besagt, klicken Sie auf &quot;OK&quot;. Hinweis: Die weichenware zeigt die letzte Datendatei unter dem Abschnitt der Software &quot;Analysieren&quot;. In dieser Ansicht hat die Software alle Vertiefungen in der Platte ausgewählt und standardmäßig auf das Diagramm &quot;2D-Amplitude&quot;. </li><li> Überprüfen Sie den Abstand zwischen den positiven und negativen Tröpfchen. Stellen Sie sicher, dass die Fluoreszenz in aller Tröpfchen in den NTC-Brunnen in der Nähe von Baseline sind. </li><li> Klicken Sie auf die Schaltfläche mit der Bezeichnung &quot;Events&quot;. pro Vertiefung Auf der rechten Seite des dargestellten Histogramm auf das Feld namens &#39;Total&#39; und die Box namens &quot;Single&quot; am unteren Rand die Gesamtzahl der akzeptierten Tröpfchen anzuzeigen. Schließen Sie alle Vertiefungen , die &lt;10.000 Tröpfchen 7 indem Sie die Strg - Taste gedrückt halten und auf die auch (s) ausgeschlossen werden. </li><li> Klicken Sie auf die Schaltfläche bezeichnet als &quot;1D Amplitude&quot; bei etwa einer Standardabweichung der Fluoreszenzschwelle einzustellen (500-700 Fluoreszenzeinheiten) über die negativen Tröpfchen in NTC Brunnen für beide Ziele. Ganz am linken Bildschirmrand under die &quot;Auto Analysieren &#39;zeigt zwei Schwellen Tasten, wählen Sie das Symbol auf der rechten Seite, die eine solide rosa horizontale Linie durchzogen. </li><li> Klicken Sie in das Feld auf der linken Seite &#39;Set Threshold&#39; unter jedem der Amplitudendiagramme und geben Sie die entsprechenden Fluoreszenzschwellenwerten. Die Zielkonzentrationen in Kopie pro ul Reaktion werden dann automatisch berechnet. Anmerkung: Die Schwellen müssen nicht für die unterschiedlichen Ziele identisch. </li><li> Exportieren Sie die Ergebnisse in einer CSV-Datei, indem Sie den &quot;Export&quot; Button in der linken oberen Ecke einen Klick auf den 1D-Amplitude-Bildschirm. In der CSV - Datei, multiplizieren Sie die exportierte Zielkonzentration von 4 es von Target (23S - Gen von Enterococcus spp. Oder der HF183 Marker) von Kopie zu konvertieren pro ul Reaktion von Ziel pro ul DNA - Vorlage zu kopieren. </li></ol>

<ol><li>Recreational Water Quality Criteria. EPA. , Office of Water. Washington, DC. 820-F-12-058. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://water.epa.gov/scitech/swguidance/standards/criteria/health/recreation/">http://water.epa.gov/scitech/swguidance/standards/criteria/health/recreation/</a> (2012).</li>
<li>Boehm, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+of+forty-one+microbial+source+tracking+methods%3A+A+twenty-seven+lab+evaluation+study%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Performance of forty-one microbial source tracking methods: A twenty-seven lab evaluation study.</a> Water Res. 47 (18), 6812-6828 (2013).</li>
<li>Layton, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+of+human+fecal+anaerobe-associated+PCR-based+assays+in+a+multi-laboratory+method+evaluation+study%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Performance of human fecal anaerobe-associated PCR-based assays in a multi-laboratory method evaluation study.</a> Water Res. 47 (18), 6897-6908 (2013).</li>
<li>Cao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+platform%2C+reference+material%2C+and+quantification+model+on+enumeration+of+Enterococcus+by+quantitative+PCR+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Effect of platform, reference material, and quantification model on enumeration of Enterococcus by quantitative PCR methods.</a> Water Res. 47 (1), 233-241 (2013).</li>
<li>Sivaganesan, M., Siefring, S., Varma, M., Haugland, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MPN+estimation+of+qPCR+target+sequence+recoveries+from+whole+cell+calibrator+samples%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microbiol.+Methods%22%5BJournal%5D)">MPN estimation of qPCR target sequence recoveries from whole cell calibrator samples.</a> J. Microbiol. Methods. 87 (3), 343-349 (2011).</li>
<li>Huggett, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Digital+MIQE+Guidelines%3A+Minimum+Information+for+Publication+of+Quantitative+Digital+PCR+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Chem%22%5BJournal%5D)">The Digital MIQE Guidelines: Minimum Information for Publication of Quantitative Digital PCR Experiments.</a> Clin. Chem. 59 (6), 892-902 (2013).</li>
<li>Cao, Y., Raith, M. R., Griffith, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet+digital+PCR+for+simultaneous+quantification+of+general+and+human-associated+fecal+indicators+for+water+quality+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Droplet digital PCR for simultaneous quantification of general and human-associated fecal indicators for water quality assessment.</a> Water Res. 70, 337-349 (2015).</li>
<li>Sanders, R., Huggett, J. F., Bushell, C. A., Cowen, S., Scott, D. J., Foy, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Digital+PCR+for+Absolute+DNA+Quantification%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Digital PCR for Absolute DNA Quantification.</a> Anal. Chem. 83 (17), 6474-6484 (2011).</li>
<li>Whale, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+microfluidic+digital+PCR+and+conventional+quantitative+PCR+for+measuring+copy+number+variation%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acid+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of microfluidic digital PCR and conventional quantitative PCR for measuring copy number variation.</a> Nucleic Acid Res. 40 (11), 82-89 (2012).</li>
<li>Hindson, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Absolute+quantification+by+droplet+digital+PCR+versus+analog+real-time+PCR%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Absolute quantification by droplet digital PCR versus analog real-time PCR.</a> Nature Methods. 10 (10), 1003-1005 (2013).</li>
<li>Morisset, D., Štebih, D., Milavec, M., Gruden, K., Žel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+food+and+feed+aamples+with+droplet+digital+PCR%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of food and feed aamples with droplet digital PCR.</a> PLoS One. 8 (5), e62583(2013).</li>
<li>Method 1611: Enterococci in Water by TaqMan® Quantitative Polymerase Chain Reaction (qPCR) Assay. EPA. , Office of Water. Washington, DC. EPA-821-R-12-008. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://water.epa.gov/scitech/methods/cwa/bioindicators/upload/Method-1611-Entercocci-in-Water-by-TaqMan-Quantitative-Polymerase-Chain-Reaction-qPCR-Assay.pdf">http://water.epa.gov/scitech/methods/cwa/bioindicators/upload/Method-1611-Entercocci-in-Water-by-TaqMan-Quantitative-Polymerase-Chain-Reaction-qPCR-Assay.pdf</a> (2012).</li>
<li>Cao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+molecular+community+analysis+methods+for+discerning+fecal+sources+and+human+waste%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Evaluation of molecular community analysis methods for discerning fecal sources and human waste.</a> Water Res. 47 (18), 6862-6872 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Es gibt einige wichtige Schritte in dem Protokoll. Erstens kann der Testgemische Mischen schwierig sein, da der Master-Mix mehr viskos ist als herkömmliche qPCR Master Mixes. Einfache Vortexen kann zu einer unzureichenden Durchmischung führen, was wiederum zu einer ungleichmäßigen Verteilung von DNA-Matrizen in den Testgemischen und anschließend in den Tröpfchen. Die Misch-by-Pipettiertechnik in dem beschriebenen Protokoll müssen befolgt werden, um genaue dPCR Quantifizierung zu gewährleisten. Zweitens ist es wichtig, T...

Quantitative PCR (qPCR) Verfahren wurden für die Freizeit-Überwachung der Wasserqualität und mikrobiellen Quelle Tracking-Anwendungen weit verbreitet, weil sie schneller sind, flexibler und spezifischer im Vergleich zu traditionellen Kultur-basierten Methoden. Folglich wird qPCR für die Erzielung eines raschen Wasserüberwachungsergebnisse für die allgemeine fäkale Indikatoren wie Enterococcus spp empfohlen. In den überarbeiteten USEPA Erholungswasserqualitätskriterien 1. Viele qPCR - Assays wurden auch zur Identifizierung von Quellen von fäkale Verunreinigungen in Umwelt Gewässer 2 entwickelt und validiert. Unter diesen sind die HF183 Marker - Assays unter den am häufigsten verwendeten zur Identifizierung von Menschen assoziiert fäkale Verunreinigung 3. Jedoch kann qPCR Ergebnisse oft vorgespannt werden, da sie auf Standardkurven für die Quantifizierung verlassen. qPCR quantifiziert unbekannten Konzentrationen von Ziel in Proben, die durch ihre Quantifizierung Zyklus Interpolation (CQ) von einem standard Kurve, die eine lineare Beziehung zwischen Cq und logarithmische Menge einer Gruppe von seriell verdünnten Standards beschrieben. Der Mangel an zuverlässigen und konsistenten Standardreferenzmaterial kann daher vorspannen stark qPCR Ergebnisse. Studien zeigten , dass qPCR Ergebnisse um etwa die Hälfte ein Protokoll unter Verwendung von Standards von verschiedenen Anbietern unterschiedlich 4 und durch 2-fach verschiedenen Chargen von Standards vom gleichen Hersteller 5 verwenden. Digital PCR (dPCR) -Technologie quantifiziert eine unbekannte Probe durch die Frequenz von Positiven in eine große Anzahl von Miniatur - PCRs zählen , die 6 durch Partitionieren eines bulk qPCR in Tausende oder Millionen von gleichförmigen Nanoliter oder Pikoliter - Reaktionen erzeugt werden. Es wird als Tröpfchen digital PCR (dh in diesem Artikel) oder Kammer digitalen PCR jeweils bezeichnet, wenn die Trennwände Wasser-in-Öl - Tröpfchen (dh in diesem Artikel) oder kleine Kammern auf einem Chip sind. Eine höhere Probenkonzentration wird in Anwesenheit von Ziel-DNA führen(Daher positive PCR) in einem höheren Anteil von Trennwänden, eine Beziehung, die durch Poisson-Verteilung angenähert. Als solche sind die binären Ergebnisse (positive oder negative PCR) erfasst und die Frequenz der positiven Tröpfchen verwendet wird unbekannten Probenkonzentrationen direkt über Poisson Approximation zu berechnen, wodurch die Notwendigkeit für eine Standardkurve wie in qPCR eliminieren. Diese binäre Art der digitalen PCR Quantifizierung bietet zusätzliche Vorteile gegenüber qPCR 7. Da verzögerte Verstärkung noch eine positive PCR ergeben können, ist dPCR Quantifizierung robuster gegenüber Hemmung, die Verstärkungseffizienz verringert. In ähnlicher Weise wird dPCR Quantifizierung nicht durch Variabilität in Cq - Werte betroffen wie qPCR ist, zu einer höheren Genauigkeit der dPCR führt im Vergleich zu qPCR 8-10. Darüber hinaus gewährleistet das Unterteilungsprozesses eine sehr kleine Menge an Ziel-DNA in jedem Tröpfchen, Substrat Wettbewerb effektiv minimiert wird (während amplification der verschiedenen DNA - Targets), die gemeinsame Hindernisse für Duplex- zu erreichen (dh ein Test misst gleichzeitig zwei DNA - Targets) in qPCR. Als solches ob Lauf im Duplex- oder Simplex (dh ein Ziel in einem einzigen Assay gemessen wird) dPCR produziert fast nicht zu unterscheiden Quantifizierung beider Ziele 7,11. Das Ziel des digitalen PCR - Assay (EntHF183 dPCR) in diesem Artikel beschriebene gleichzeitige direkte Quantifizierung der allgemeinen fäkale Indikator Enterococcus spp zu erhalten. Und die human-fäkale assoziiert HF183 Marker mit verbesserter Genauigkeit, Reproduzierbarkeit und Robustheit gegenüber Hemmung im Vergleich zu seiner qPCR Pendants. Dieser Assay wurde zur Quantifizierung der fäkalen Kontamination in Umwelt Süßwasser, Meerwasser, und verschiedene Fäkalmaterial 7, kann aber auch angewendet werden auf andere Arten von Gewässern und Abwässern eingesetzt. Dieser Test ist sehr vielversprechend für Sedimente oder Böden aufgrund seiner Analyses eine hohe Toleranz gegenüber der Hemmung, aber weitere Tests wegen Komplexitäten erforderlich Inhibitor in diesen Arten von Proben vermischt.

<table><tbody><tr><td>Low Bind Mikroröhrchen</td><td>Costar</td><td>3207</td><td>Für die Lagerung von Reagenzien, Proben/Herstellung von Mastermixen</td></tr><tr><td>Nukleasefreies Wasser</td><td>FisherSci</td><td>BP2484-50</td><td></td></tr><tr><td>TE pH 8 Puffer</td><td>FisherSci</td><td>BP2473-100</td><td></td></tr><tr><td>Hartschale 96 Well Platte</td><td>BioRad</td><td>HSP-9601</td><td>Für den ersten Mastermix und die Probeninokulation</td></tr><tr><td>Aluminium-Siegelfolie</td><td>BioRad</td><td>359-0133</td><td>Zum Verschließen der Probenplatte</td></tr><tr><td>Tröpfchengenerator</td><td>BioRad</td><td>186-3002</td><td></td></tr><tr><td>Tröpfchenerzeugungsöl</td><td>BioRad</td><td>186-3005</td><td></td></tr><tr><td>Kartusche</td><td>BioRad</td><td>186-4008</td><td></td></tr><tr><td>DG8 Kartuschenhalter</td><td>BioRad</td><td>186-3051</td><td></td></tr><tr><td>Dichtung</td><td>BioRad</td><td>186-3009</td><td></td></tr><tr><td>20 &#956; l Pipettenspitzen</td><td>Rainin</td><td>GP-L10F</td><td>Zum Tansferring von Proben/Mastermixen auf Kartusche</td></tr><tr><td>200 &#956; l Pipettenspitzen</td><td>Rainin</td><td>GP-L200F</td><td>Zum Übertragen von Tröpfchen auf das endgültige Twin.Tec Plate</td></tr><tr><td>Twin.Tec 96 Well Plate</td><td>Eppendorf</td><td>951020320</td><td>Zum endgültigen thermischen Cycling und Lesen von Tröpfchen</td></tr><tr><td>Durchstechbare Heißsiegelfolie</td><td>BioRad</td><td>181-4040</td><td>Zum Versiegeln der Twin.Tec Platte vor dem Thermocycling</td></tr><tr><td>PX1 PCR Plate Sealer</td><td>BioRad</td><td>181-4000</td><td></td></tr><tr><td>CFX96 Thermalcycler</td><td>BioRad</td><td>CFX96 und C1000</td><td>Es wird nur der Thermocycler benötigt, keine Optik</td></tr><tr><td>QX100 Droplet Reader</td><td>BioRad</td><td>186-3001</td><td></td></tr><tr><td>Droplet Reader Oil</td><td>BioRad</td><td>186-3004</td><td></td></tr><tr><td>Droplet PCR Supermix&nbsp;</td><td>BioRad</td><td>186-3024</td><td>i.e. der digitale PCR-Mix in der handschriftlichen</td></tr><tr><td>QuantaSoft-Software (v1.3.2)</td><td>Quantasoft&nbsp;</td><td>QX100&nbsp;</td><td>Zum Anzeigen, Analysieren und Exportieren von ddPCR-Daten</td></tr><tr><td>Entero Forward Primer (Ent F1A)</td><td>Operon</td><td>GAGAAATTCCAAACGAACTTG</td><td>Alternativer Anbieter kann verwendet werden</td></tr><tr><td>Entero Reverse Primer (Ent R1)</td><td>Operon</td><td>CAGTGCTCTACCTCCATCATT</td><td>Alternativer Anbieter kann verwendet werden</td></tr><tr><td>Entero Probe (GPL813TQ)</td><td>Operon</td><td>[6-FAM]-TGG TTC TCT CCG AAA TAG CTT TAG GGC TA-[BHQ1]</td><td>Alternativer Anbieter kann verwendet werden, aber das Florophor muss FAM</td></tr><tr><td>HF183 Forward Primer ( HF183-1)</td><td>Operon</td><td>ATCATGAGTTCACATGTCCG</td><td>Alternativer Hersteller kann verwendet werden</td></tr><tr><td>HF183 Reverse Primer (BthetR1)</td><td>Operon</td><td>CGTAGGAGTTTGGACCGTGT</td><td>Alternativer Anbieter kann verwendet werden</td></tr><tr><td>HF183 Probe (BthetP1)</td><td>Operon</td><td>[6-HEX]-CTGAGAGGAAGGTCCCCC ACATTGGA-[BHQ1]</td><td>Alternativer Anbieter kann verwendet werden, aber das Florophor muss HEX sein (bei Verwendung von VIC, dann muss die geeignete Matric-Kompensation gewählt werden. &nbsp;</td></tr><tr><td>Positivkontrolle</td><td></td><td></td><td>: Mischung aus E. faecalis genomischer DNA und HF183-Standardplasmid (beim IDT bestellt). Für detaillierte Methoden zur Kultivierung von E. faecalis und Sequenzen des geordneten HF183-Plasmids siehe Cao et al. 2015 (doi:10.1016/j.watres.2014.12.008). Im Handel erhältliche Enterococcus-DNA-Standards (ATCC 29212Q-FZ) können in der Positivkontrolle anstelle von im Labor hergestellter genomischer E. faecalis verwendet werden.</td></tr></tbody></table>

eine duplex-digital-pcr-assay für simultaneous quantifizierung der<em&gt; enterococcus spp.</em&gt; und das menschliche fecal-assoziierte hf183 marker in waters

A Duplex Digital PCR Assay for Simultaneous Quantification of the Enterococcus spp. and the Human Fecal-associated HF183 Marker in Waters

Dieses Manuskript beschreibt eine Duplex - Digital - PCR - Assays (EntHF183 dPCR) für die simultane Quantifizierung von Enterococcus spp. Und dem menschlichen HF183 Marker fäkal-assoziiert. Die EntHF183 Duplex dPCR (bezeichnet als EntHF183 dPCR hereon) Test verwendet die gleichen Primer und Sonden-Sequenzen wie die veröffentlichten Einzel quantitative PCR (qPCR) Pendants. Ebenso wie die gleichen Wasserfiltration und DNA-Extraktionsverfahren vor der qPCR durchgeführt werden, bevor anschließend dPCR zu laufen. Jedoch hat der duplex dPCR Assay mehrere Vorteile gegenüber den qPCR-Assays. Am wichtigsten ist, beseitigt die dPCR Assay die Notwendigkeit für eine Standardkurve ausgeführt wird und somit die zugeordnete Bias und Variabilität, durch direkte Quantifizierung ihrer Ziele. Darüber hinaus, während Duplexing (dh simultane Quantifizierung) Enterococcus und HF183 in qPCR führt oft zu schweren Unterschätzung der weniger reichlich Ziel in einer Probe stellt dPCR konsistente Quantifizierung beider Ziele, wetzensie einzeln oder gleichzeitig in dem gleichen Reaktions quantifiziert. Der dPCR Assay ist auch in der Lage PCR Inhibitorkonzentrationen zu tolerieren, 1.59 Grßenordnungen höher sind als diejenigen, die durch qPCR toleriert. Diese Vorteile machen die EntHF183 dPCR Test besonders attraktiv, weil es bietet gleichzeitig präzise und wiederholbare Informationen über allgemeine und Mensch-assoziierte fäkale Verunreinigungen in Umwelt Gewässern ohne die Notwendigkeit zwei getrennte qPCR-Assays auszuführen. Trotz seiner Vorteile gegenüber qPCR, wobei der obere Bestimmungsgrenze des dPCR Assay mit derzeit verfügbaren Instrumentierung ist ungefähr vier Größenordnungen niedriger als die erzielbaren qPCR. Folglich wird Verdünnung für die Messung hoher Konzentrationen von Zielorganismen erforderlich, wie sie typischerweise folgende Abwasser Verschüttungen beobachtet.

Eine gute EntHF183 duplex dPCR Lauf in relativ hohe Anzahl von akzeptierten Tröpfchen (ca. 10,000-17,000) und relativ große Differenz (ca. 5000) zwischen Fluoreszenzwerte für negative und positive Tröpfchen 7 führen. Ungewöhnlich niedrige Anzahl von Tröpfchen gibt wahrscheinlich Probleme in der Tröpfchenerzeugungsprozess und einen Cutoff von 10.000 Tröpfchen basiert auf empirischen Daten aus dem Tröpfchen dPCR System in diesem Artikel verwendeten vorgeschlage...

Diese Handschrift beschreibt eine Duplex digitalen PCR Assay , die gleichzeitig verwendet werden können , um Enterococcus spp quantifizieren. Und die HF183 genetischen Markern als Indikatoren für allgemeine und menschlichen assoziiertes fäkale Verunreinigung in Erholungsgewässern.

Eine Duplex-Digital-PCR-Assay für Simultaneous Quantifizierung der<em&gt; Enterococcus spp.</em&gt; Und das menschliche Fecal-assoziierte HF183 Marker in Waters

This manuscript describes a duplex digital PCR assay (EntHF183 dPCR) for simultaneous quantification of Enterococcus spp. and the human fecal-associated ...

Das übergeordnete Ziel dieses Duplex-Digital-PCR-Assays besteht darin, allgemeine und menschenspezifische fäkale Kontaminationen in Gewässern simultan zu quantifizieren. Dieser Assay kann dabei helfen, zentrale Fragen im Bereich der Qualitätssicherung von Erholungsgewässern zu beantworten, beispielsweise: Wie viel allgemeiner fäkaler Indikator – also Enterococcus – und, noch wichtiger, wie viel menschenspezifischer HF183-Marker ist in den Gewässern enthalten?Der Hauptvorteil dieses Assays besteht darin, dass er zwei Zielstrukturen in einer Reaktion quantifiziert und im Vergleich zur qPCR die Durchführung von Standardkurven überflüssig macht, wodurch verbundene systematische Fehler und Variabilität entfallen. Den Ablauf wird Meredith Raith, unsere leitende Laborassistentin, demonstrieren. Um mit dem Verfahren zu beginnen, stellen Sie zunächst 100 µmol/L Stammlösungen aller Primer in molekularbiologischem Wasser und der Sonden im TEPH 8-Puffer gemäß den Angaben im Protokolltext her. Bereiten Sie als Nächstes einen Master-Mix vor, indem Sie geeignete Mengen des Digital-PCR-Mixes, der Vorwärts- und Rückwärtsprimer, der fluoreszierenden Sonde und nukleasefreiem Wasser mischen. Pipettieren Sie mindestens 10-mal auf und ab, um eine Durchmischung zu gewährleisten, und achten Sie dabei darauf, keine Luftblasen in die Lösung einzubringen. Da der dPCR-Master-Mix viskoser ist als herkömmlicher qPCR-Master-Mix, ist es notwendig, die Pipettiermethode zum Mischen anzuwenden, um eine homogene Lösung zu erzeugen.Dies ermöglicht eine genaue dPCR-Quantifizierung in nachfolgenden Schritten. Um die Assay-Mischung zur Tropfenerzeugung für die Analyse von Proben im Duplikat vorzubereiten, pipettieren Sie 36 Mikroliter der Master-Mischung in eine gewöhnliche PCR-Platte. Geben Sie zu jeder der 36-Mikroliter-Master-Mischungen jeweils 12 Mikroliter DNA-Vorlage hinzu und lassen Sie die entsprechenden Duplikat-Vertiefungen auf der Platte leer.Fügen Sie positive Kontrollen hinzu, um sicherzustellen, dass der Assay ordnungsgemäß durchgeführt wird. Fügen Sie No-Template-Kontrollen (NTCs) hinzu, um sicherzustellen, dass keine Kontamination in der Platte vorliegt, und um später die fluoreszierende Basislinie für die Datenanalyse festzulegen. Vor dem Aufbau des Tropfengenerators mischen Sie die Assay-Mischungen, indem Sie mit einer Mehrkanalpipette die Mischungen etwa 15-mal auf- und abpipettieren.Stellen Sie sicher, dass die Pipettenspitze während des Vorgangs in der Flüssigkeit bleibt, um Luftblasen in der Mischung zu vermeiden. Danach setzen Sie Kartusche eins, die acht Vertiefungen enthält, in einen weißen Kartuschenhalter ein und schließen den Halter mit einem Klick. Kartusche eins sitzt nun fest und kann während der Tropfenbildung nicht aus dem Halter gelöst werden.Übertragen Sie mit einer Mehrkanalpipette vorsichtig 20 Mikroliter der Assay-Mischung in die mittlere Position der mit „Probe“ gekennzeichneten Vertiefung der Kartusche, ohne Luftblasen einzuführen. Pipettieren Sie 70 Mikroliter Tröpfchengenerierungsöl auf die linke Seite der mit „Öl“ gekennzeichneten Vertiefung der Kartusche. Verschließen Sie die Kartusche mit einer Dichtung, wobei sichergestellt werden muss, dass die Dichtung flach liegt und gleichmäßig von den vier Markierungen am Rand der Kartusche gehalten wird.Drücken Sie die grün beleuchtete Taste am Tropfengenerator, um die Tür zu öffnen, und setzen Sie die Kartusche ein. Drücken Sie die Taste erneut, um den Generator zu schließen. Sobald die Tür geschlossen ist, wird die grüne Taste abgedunkelt und die Tür kann nicht erneut geöffnet werden.Die Tröpfchengenerierung beginnt unmittelbar und dauert etwa eine Minute lang an. Während die Tröpfchengenerierung läuft, setzen Sie Kartusche zwei in einen zweiten weißen Kartuschenhalter ein und bereiten sie auf dieselbe Weise wie Kartusche eins vor. Sobald die Tröpfchengenerierung abgeschlossen ist, leuchtet die zuvor schwach beleuchtete Taste grün auf. Öffnen Sie die Tür des Tropfengenerators, nehmen Sie den weißen Kartuschenhalter mit Kartusche eins heraus und legen Sie ihn beiseite. Setzen Sie Kartusche zwei in den Tropfengenerator ein. Entfernen und entsorgen Sie die Dichtung von Kartusche eins.Den weißen Kartuschenhalter nicht lösen, da diese Aktion die neu erzeugten Tropfen beschädigen könnte. Mit einer Mehrkanalpipette, die auf 40 Mikroliter eingestellt ist, die Spitzen in die dritte Spalte der Kartusche einführen, die als Tropfen gekennzeichnet ist, in einem Winkel von 45 Grad und langsam alle Tropfen aufpipettieren. Diese auf die endgültige PCR-Platte übertragen, indem die Pipettenspitze etwa auf halber Höhe an die Wandung des Wells angelegt und die Tropfen langsam ausgestoßen werden.Auf dieselbe Weise entfernen Sie nach Beendigung der Tröpfchengenerierung für Kartusche zwei die Dichtung von Kartusche zwei und überführen die erzeugten Tröpfchen in die endgültige PCR-Platte. Legen Sie eine durchstechbare Folienabdeckung auf die Platte und platzieren Sie sie auf einem Plattenversiegler. Stellen Sie den Versiegler auf 180 Grad Celsius ein, drücken Sie am Versiegler die Starttaste und versiegeln Sie für 10 Sekunden.Um dieses Verfahren zu beginnen, stellen Sie die verschlossene endgültige PCR-Platte in den Thermocycler. Verwenden Sie einen Thermocycler, der mit der endgültigen PCR-Platte kompatibel ist und eine Temperaturanstiegsrate von zwei Grad Celsius pro Sekunde aufweist. Führen Sie das folgende thermische Programm durch: zehn Minuten bei 95 Grad Celsius, gefolgt von 40 Zyklen mit jeweils 30 Sekunden bei 94 Grad Celsius und 60 Sekunden bei 60 Grad Celsius, gefolgt von einer zehnminütigen Haltephase bei 98 Grad Celsius.Nach Abschluss des Zyklierens die Platte auf einen Tropfenleser übertragen, um automatisch die Fluoreszenz in jedem Tropfen jedes Wells zu messen. Stellen Sie sicher, dass sich die Tropfen vor dem Tropfenlesen bei Raumtemperatur befinden. Öffnen Sie zunächst die beigefügte Software, um das Tropfenlesen einzurichten.Öffnen Sie im standardmäßigen Einrichtungsmenü, das ein Schema einer leeren 96-Loch-Platte enthält, das Feld A1 durch einen Doppelklick, um das Menü mit den drei Abschnitten Probe, Assay 1 und Assay 2 zu öffnen. Geben Sie im Abschnitt Probe die Proben-ID in das Feld mit der Bezeichnung Name ein und aktivieren Sie das rechts daneben markierte Kästchen mit Apply. Klicken Sie anschließend auf das Dropdown-Menü mit der Bezeichnung Experiment, wählen Sie RED für Rare Event Detection aus und klicken Sie auf Enter.Wechseln Sie zum Abschnitt mit der Bezeichnung Assay 1. Füllen Sie im Bereich Name den Assay aus und drücken Sie die Eingabetaste. Klicken Sie im darunter liegenden Feld mit der Beschriftung Typ auf das Dropdown-Menü, wählen Sie Channel 1 Unknown aus und drücken Sie die Eingabetaste.Wechseln Sie zum Abschnitt mit der Bezeichnung Assay 2. Im Bereich Name tragen Sie den Assay ein und drücken Sie die Eingabetaste. Klicken Sie im darunter liegenden Feld mit der Beschriftung Typ auf das Dropdown-Menü, wählen Sie Channel 2 Unknown aus und bestätigen Sie mit Enter.Alle Informationen aus den vorherigen Schritten sind nun in der Vertiefung A1 vorhanden. Benennen Sie alle weiteren Vertiefungen, die Tropfen enthalten. Um die gesamte Einrichtungszeit zu verkürzen, klicken Sie die Umschalt- oder Steuerungstaste, um mehrere Vertiefungen gleichzeitig auszuwählen. Wenn die digitale Darstellung der Platte der physischen Platte entspricht, klicken Sie unten rechts im Menü auf „OK“.Wählen Sie in dem neuen Menü, das oben im Plattenschema erscheint, unter „Template“ die Option „Speichern unter“, und benennen und speichern Sie die Platte. Klicken Sie links auf dem Bildschirm auf „Ausführen“ und wählen Sie im eingeblendeten Fenster „Ausführungsoptionen“ den geeigneten Farbstoffsatz aus. Die Datenerfassung wird gestartet und in Echtzeit in der Software angezeigt.Wenn der Leser fertig ist und ein Fenster mit der Meldung „Run Complete“ erscheint, klicken Sie auf OK. Überprüfen Sie die Trennung zwischen den positiven und negativen Tröpfchen. Stellen Sie sicher, dass die Fluoreszenzsignale in allen Tröpfchen der NTC-Vertiefungen nahe der Basislinie liegen. Klicken Sie auf die Schaltfläche mit der Bezeichnung Events.Unten klicken Sie auf das Feld mit der Bezeichnung Single, und rechts neben dem angezeigten Histogramm klicken Sie auf das Feld mit der Bezeichnung Total, um die Gesamtanzahl der akzeptierten Tröpfchen pro Vertiefung anzuzeigen. Schließen Sie alle Vertiefungen mit weniger als 10.000 Tröpfchen aus, indem Sie die Steuertaste gedrückt halten und auf die auszuschließenden Vertiefungen klicken. Klicken Sie auf die Schaltfläche mit der Bezeichnung 1D Amplitude, um die fluoreszierende Schwelle für beide Ziele bei etwa einer Standardabweichung der negativen Tröpfchen in den NTC-Vertiefungen festzulegen.Ganz links auf dem Bildschirm unter „Auto Analyze“ mit zwei Schwellenwert-Knöpfen das Symbol rechts wählen, das einen durchgehenden rosa horizontalen Strich zeigt. Das Kästchen links neben „Schwellenwert festlegen“ unter jedem der Amplitudendiagramme anklicken und die entsprechenden Fluoreszenz-Schwellenwerte eingeben. Die Zielkonzentrationen in Kopien pro Mikroliter Reaktion werden dann automatisch berechnet.Exportieren Sie die Ergebnisse in einer CSV-Datei, indem Sie auf den Export-Button in der oberen linken Ecke des 1D-Amplitude-Bildschirms klicken. Multiplizieren Sie in der CSV-Datei die exportierte Zielkonzentration mit vier, um sie von Kopien des Zielmoleküls pro Mikroliter Reaktion in Kopien des Zielmoleküls pro Mikroliter DNA-Vorlage umzurechnen. Diese Abbildung vergleicht das Duplex- und das Simplex-Format des Digital-PCR-Assays.Die linken und rechten Diagramme zeigen die Quantifizierung von Enterococcus bzw. HF183 mit den entsprechenden Korrelationskoeffizienten zwischen Duplex- und Simplex-Ergebnissen. Die durchgezogenen Linien kennzeichnen die Regressionslinien, und die graue Schattierung zeigt die entsprechenden Standardfehler an. Verschiedene Probenarten sind durch die Symbole gekennzeichnet. Die Ergebnisse sind äußerst konsistent und oft nicht unterscheidbar, unabhängig davon, ob Enterococcus und HF183 gleichzeitig in einer Reaktion oder separat in zwei Reaktionen gemessen werden. Der Digital-PCR-Assay verträgt Hemmstoffe in Konzentrationen, die um eine bis zwei Größenordnungen höher liegen als die von entsprechenden qPCR-Assays verträglichen. Diese Abbildung zeigt die qPCR- und Digital-PCR-Quantifizierung des HF183-Markers in DNA aus gereinigtem Abwasser, die mit steigenden Konzentrationen von Huminsäure versetzt wurde, welche die PCR hemmt.Die erwartete HF183-Quantifizierung in Abwesenheit von Hemmstoffen ist definiert als ein 95 %-Konfidenzintervall zwischen den beiden horizontalen gestrichelten Linien. Die durch Dreiecke gekennzeichnete digitale PCR liefert weiterhin eine genaue Quantifizierung bis zu einer Huminsäurekonzentration von 15 Nanogramm pro Mikroliter Reaktion, während die durch Kreuze gekennzeichnete qPCR bereits bei einem Nanogramm pro Mikroliter unterhalb des tatsächlichen Werts liegt und bei fünf Nanogramm pro Mikroliter vollständig gehemmt wird. Nachdem Sie dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man diesen enteralen HF183-Duplex-Droplet-Digital-PCR-Assay oder einen ähnlichen Assay unter Verwendung unterschiedlicher Primer und Sonden durchführt.Seit der Entwicklung dieses Duplex-Assays, der 2015 in Water Research veröffentlicht wurde, haben wir eine Reihe weiterer Digital-PCR-Assays entwickelt und validiert, die auf allgemeine fäkale Indikatorbakterien, mikrobielle Markierungsgene und wasserbürtige Krankheitserreger abzielen. Diese Assays ermöglichen eine direkte und unverzerrte Quantifizierung ihrer Zielstrukturen und gewinnen als nützliche Alternativen zu qPCR-Assays im Bereich der Wasserqualitätsprüfung zunehmend an Bedeutung.

a-duplex-digital-pcr-assay-for-simultaneous-quantification

Research

Forschung

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Environment

Umwelt

Wir beschreiben ein Multiplex-Verfahren für den Nachweis von Mikroorganismen in einer Probe mit Oligonukleotid-gekoppelte fluoreszierende Kügelchen. Amplicon aus allen Organismen in einer Probe ist es, ein Gremium von Sonde-gekoppelten Beads hybridisiert. Ein Luminex oder Bio-Plex Gerät wird verwendet, um jede Perle für Perle Art und Hybridisierungssignal Abfrage.

Multiplex Nachweis von Bakterien in komplexen Clinical and Environmental Proben mit Oligonukleotid-gekoppelten Fluoreszenz-Mikrosphären

Wir haben vor kurzem einen neuartigen Ansatz zur Erzeugung von fluorogenen DNAzym Sonden, die angewendet zur Einrichtung eine einfache, "Mix-and-read" Fluoreszenz-Assay für die bakterielle Nachweis kann berichtet werden. Diese speziellen DNA-Sonden katalysieren die Spaltung eines Chromophors-modifizierten DNA-RNA-chimären Substrat in Gegenwart von rohem extrazellulären Mischung (CEM) von einem bestimmten Bakteriums fort, wodurch Nachweis von Bakterien in Fluoreszenz-Erzeugungseinheit erzeugt...

Nachweis von Bakterien mit fluorogenen DNAzyme

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer Tangentialströmungs-Hohlfaser-Ultrafiltration Probenkonzentration und eine Wärme Dissoziation als alternative Schritte zum Nachweis von...

Eine Änderung, die EPA-Methode 1623 Tangential Flow Hohlfaser-Ultrafiltration und Wärme Dissoziationsstufen nutzt, um auf Wasserbasis Detect<em&gt; Cryptosporidium</em&gt; Und<em&gt; Giardia spp.</em

In diesem Video demonstrieren wir die Duplex-Digital-PCR (ddPCR)-Technik — eine Modifikation der traditionellen PCR-Technik, die nützlich ist, um zwei verschiedene genetische Marker gleichzeitig zu detektieren. Eine einzelne PCR-Reaktion wird in nanolitergroße emulgierte Tröpfchen aufgeteilt, die unabhängig voneinander amplifiziert werden, und der Nachweis verschiedenfarbiger Fluoreszenzamplifikationssignale aus der Tröpfchenfraktion wird verwendet, um die Anfangskonzentration der Zielsequenzen...

Digitale Duplex-PCR zur gleichzeitigen Quantifizierung dualer genetischer Marker

H7 gezielt eine einzigartige genetische Marker, Z3276: Ein qPCR-Assay wurde für den Nachweis von Escherichia coli O157 entwickelt. Die qPCR wurde mit Propidium Monoazid (PMA)-Behandlung für Lebendzellerkennung kombiniert. Dieses Protokoll wurde modifiziert und auf eine 96-Well-Plattenformat für die einfache und einheitliche Behandlung einer Vielzahl von Proben geeignet ist...

Erkennung von Live-<em&gt; Escherichia coli</em&gt; O157: H7-Zellen durch PMA-qPCR

Ein Protokoll, das die integrierte Konzentration, Anreicherung und den kolorimetrischen Endpunktnachweis von lebensmittelbedingten Krankheitserregern in großen Mengen landwirtschaftlichen Wassers beinhaltet, wird hier vorgestellt.  Das Wasser wird durch modifizierte Moore-Tupfer (MMS) gefiltert, die mit selektiven oder nicht-selektiven Medien angereichert sind, und der Nachweis erfolgt mit papierbasierten Analysegeräten (μPAD), die in bakterienindizierte kolorimetrische Substrate eingebettet...

Farbmetrische Papierbasierte Erkennung von<em&gt; Escherichia coli</em&gt;,<em&gt; Salmonellen</em&gt; Spp. Und<em&gt; Listeria monocytogenes</em&gt; Von großen Mengen von Landwirtschaftliche Wasser

Hier stellen wir ein Verfahren zur Quantifizierung von Enteroviren und Noroviren in Umwelt- und Trinkwassern mittels reverser Transkriptions-quantitativer PCR vor. Die mittlere Virusrückgewinnung aus dem Grundwasser mit diesem standardisierten Verfahren der EPA-Methode 1615 betrug 20 % für Polioviren und 30 % für murine Noroviren.

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser, Kultur und RT-qPCR. Teil III. Virenerkennung durch RT-qPCR

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, funktionale Nanosensoren für die Portable, kostengünstig, zu synthetisieren und schnelle Erkennung von gezielt pathogene Bakterien durch eine Kombination von magnetischen Entspannung und Fluoreszenz Emission Modalitäten.

Foodborne Krankheitserreger Screening mit Magneto-fluoreszierende Nanosensor: Schnellnachweis von E. Coli O157: H7

Umwelt-DNA-Assays erfordern eine strenge Konzeption, Prüfung, Optimierung und Validierung, bevor mit der Erfassung von Felddaten begonnen werden kann. Hier stellen wir ein Protokoll vor, um Benutzer durch jeden Schritt der Entwicklung eines artspezifischen, sonsonenbasierten qPCR-Tests zum Nachweis und zur Quantifizierung einer Zielart-DNA aus Umweltproben zu führen.

Entwicklung und Prüfung artspezifischer quantitativer PCR-Assays für Umwelt-DNA-Anwendungen

Dieses Protokoll beschreibt, wie man ein Continuous-Flow-Polymerase-Kettensystem auf der Basis eines Mikrofluidik-Chips aufbaut und wie man ein Kapillarelektrophoresesystem im Labor aufbaut. Es stellt eine einfache Methode für die Analyse von Nukleinsäuren im Labor vor.

Amplifikation von Escherichia coli in einem Continuous-Flow-PCR-Mikrofluidik-Chip und deren Detektion mit einem Kapillarelektrophorese-System

Lernen Sie die Duplex-Digital-PCR-Methode zur gleichzeitigen Quantifizierung von Enterococcus spp. und dem HF183-Marker in Gewässern. Diese Technik eliminiert Standardkurven und reduziert systematische Fehler.

Eine Duplex-Digital-PCR-Assay für Simultaneous Quantifizierung der Enterococcus spp. Und das menschliche Fecal-assoziierte HF183 Marker in Waters (Video) | JoVE Journal

Eine Duplex-Digital-PCR-Assay für Simultaneous Quantifizierung der

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