Name: Ein vereinfachtes Verfahren für Ultra-Low Density, Long-Term Primäre Hippocampus Kultur (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 19 s
Description: Erfahren Sie eine Methode zur Kultivierung primärer Hippocampus-Neuronen bei ultraniedriger Dichte ohne Gliazellschicht. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung neuronaler Mechanismen und vereinfacht die Langzeitkultur für Immunzytochemie.

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Diese Studie wurde durch einen NIH/NIMH-Zuschuss an S.Q. (R00MH087628) unterstützt.

Alle experimentellen Verfahren Mäuse beteiligt sind, wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee der University of Arizona genehmigt, und NIH-Richtlinien angepasst. 1. Gewebequelle für Hippocampus Kultur <ol><li> Pränatale Maus Welpen für Hippocampus Kultur zu erzeugen, verwenden zeit trächtige Mäuse (C57Bl6 / J), die im Haus 17 gezüchtet werden. Der Tag mit Vaginalpfropfens Erkennung wird als E0.5 bezeichnet. Die geplante Erntezeit für die Kultur ist E16.5-E17.5. Hinweis: Dieses Protokoll Kulturen von zwei Platten mit 24 Vertiefungen von zwei hochdichten Neuronen beschreibt Kokultivierung mit niedriger Dichte Neuronen (48 Deck insgesamt). Für weitere Platten, Materialien und Reagenzien können entsprechend skaliert werden. </li></ol> 2. 24-Well-Platten Vorbereitung für High-Density-Neuron Kulturen Hinweis: Führen Sie die folgenden Schritte (2-3) am Tag vor der geplanten Ernte von Embryonen. <ol><li> Bringen Sie zwei 24-LochPlatten in die Zellkultur Kapuze, öffnen Sie die Einzelverpackung. </li><li> Schließen Sie eine 18 G Spritzennadel in einen 1-ml-Plastikeinwegspritze. </li><li> Halten der Spritze, und das Ziel der Nadelspitze bei ~ 1 mm an der Mitte des Bodens der Vertiefung belassen. Mit mäßigem Kraft (~ 250 g), um den Boden des Bohrlochs (~ 1 mm lang) zu ätzen. Eine Nut wird gebildet werden und die Kunststoffmaterialien verdrängt wird über dem flachen Boden gut Oberfläche eine erhöhte Unterstützung bilden. Ätzen andere ~ 1 mm langen parallelen Nut bei ~ 1 mm nach rechts von der Mitte des Bodens in ähnlicher Weise. </li><li> Wiederhole diesen Schritt für alle Vertiefungen der beiden Platten mit 24 Vertiefungen. Die beiden 24-Well-Platten für High-Density-Kultur verwendet werden, sind nun bereit für die Beschichtung mit Poly-D-Lysin (siehe Schritt 3.8 unten). </li></ol> 3. Deckgläser Vorbereitung für Low Density Neuron Kulturen <ol><li> Verwenden Sie 12-mm-Durchmesser # 1 Runde Glas. </li><li> Legen Sie 50 Deckgläser in einem Durchmesser von 100 mm sterile Petrischale aus Kunststoff, und versenken Deckin 20 ml 70% ige Ethanollösung. Dieses Petrischale auf einer rotierenden Plattform mit mäßiger (70 rpm) Geschwindigkeitsdrehung für eine Stunde. Entfernen 70% Ethanol und dann mit einer frischen Charge von 70% Ethanol zu ersetzen. Drehen, und für eine weitere Stunde waschen. </li><li> Entsorgen Sie 70% Ethanol Reinigungslösung. In sterilem Wasser (gefiltert durch 0,2 &amp; mgr; m-Filtereinheit). Spülen Sie die Deckgläser rigoros durch die Petrischale mit der Hand drehen. Spülen Sie drei Mal, jedes Mal mit frischem sterilem Wasser zu ersetzen. </li><li> Legen Sie die Petrischale mit Deckgläsern in einer sterilen Zellkultur Kapuze mit Laminar-Flow. Saugen Sie das Spülwasser durch die Vakuumleitung und 10 ml sterilem Wasser filtriert, um die Deckgläser tauchen. Die Deckgläser sollten steril sein und sollte die Oberfläche für Poly-D-Lysin-Beschichtung sauber genug sein. </li><li> Öffnen Sie zwei 24-Well-Platten aus ihrer individuellen Verpackung, und legen Sie sie in der Haube. </li><li> Schalten Sie die Unterdruckleitung in der Motorhaube. Schließen Sie eine 200 ul Pipettenspitze mit der Vakuumleitung, und verwenden Sie einen scissor die Spitze schneiden, um eine größere Öffnung zu schaffen. </li><li> Verwenden Sie eine Fein Spitze # 5 tweezer Deckgläser aus der Petrischale zu holen, ein zu einer Zeit, und verwenden Sie die Unterdruckleitung, um das Deckglas vollständig trocknen. Dann legen Sie ein Deckglas in jede der Vertiefungen der 24-Well-Platte. Die 50 gereinigt Deckgläser sollte ausreichen jeder der Vertiefungen der beiden Platten mit 24 Vertiefungen zu füllen. </li><li> Verdünne die poly-D-Lysin-Stammlösung (1 mg / ml) in die Arbeitslösung (0,1 mg / ml) mit Boratpuffer (pH 8,5). Für die vier 24-Well-Platten (darunter zwei mit hoher Dichte Platten mit geätzten unten), Herstellung von 30 ml der Gesamtarbeitslösung. </li><li> In 300 ul 0,1 mg / ml Poly-D-Lysin-Arbeitslösung in jede Vertiefung mit Glasplättchen. Stellen Sie sicher, die Deckgläser werden in Lösung vollständig eingetaucht. Wenn nicht, die Spitze # 5 Pinzette verwenden, um nach unten drücken Deckgläser gegen den Boden des Bohrlochs, und verwenden Sie die Spitze Poly-D-Lysin-Lösung zu führen alle die Oberfläche der Deck zu decken. Sichtprüfung alle Deck su zu machenre keine Luft zwischen der Platte und Deck gefangen. </li><li> In 300 ul 0,1 mg / ml Poly-D-Lysin-Arbeitslösung in jede Vertiefung der hohen Dichte Kulturplatte mit geätzten Boden. Drehen Sie von Hand, um die Lösung zu verbreiten den gesamten Boden des Bohrlochs zu decken. </li><li> Rück alle vier Platten mit Poly-D-Lysin zu der Kultur -Inkubator inkubieren O / N. </li></ol> 4. Waschen und Pre-Anlage Platten für Kultur Anmerkung: In den folgenden Schritten (4-9) werden am Tag der Gewebeernte durchgeführt. <ol><li> Nach der Inkubation / Beschichtung von Deckgläsern und 24-Well-Platten O / N, bringen alle vier Platten (zwei mit Spenderdeck, zwei Akzeptor hoher Dichte Platten mit geätzten Kunststoffboden) in die Kultur Kapuze. Verwenden, um die Unterdruckleitung den Poly-D-lysin-Lösung zu entfernen. </li><li> Unmittelbar nach der Entfernung des Poly-D-Lysin-Lösung, fügen ~ 1 ml steriles Wasser zu jeder Vertiefung eine Plastiktransferpipette. Schließlich werden die Vertiefungen ausgefülltmit Wasser, lassen Sie für 10 Minuten stehen. Entfernen Sie das Wasser durch Vakuum, dann fügen Sie 300 ul Waschmedium in jede Vertiefung der Boden des Bohrlochs zu bedecken (mit oder ohne Glasplättchen). Nicht die Poly-D-Lysin-Beschichtung trocknen lassen. </li><li> Gibt alle vier Platten in die Zelle Inkubator. Die Platten sind bereit zu benutzen, wenn die dispergierten Neuronen im Hippocampus vorbereitet sind. </li></ol> 5. Herstellung von komplettem Kulturmedium und Trypsinlösung für enzymatische Verdauung <ol><li> Bereiten Sie 60 ml komplettem Kulturmedium durch Mischen der Bestandteile (siehe Materialien). Verwenden Sie eine 50-ml-Spritze mit einer 0,2 &amp; mgr; m Porengröße Spritzenfilter verbunden, filtern das komplette Kulturmedium in zwei 50 ml konischen Röhrchen. Jedes Röhrchen enthält 30 ml komplettem Kulturmedium. </li><li> In einem separaten 50 ml konischen Röhrchen, fügen ~ 30 ml Waschmedium (siehe Materialien) und erwärmen auf 37 ° C. Dies wird verwendet, um das Gewebe nach enzymatischer Verdauung zu waschen. </li><li> Bereiten Sie das Enzym Digestionsmedium. In einem 15 ml konische Röhrchen, fügen Sie 4,5 ml Waschmedium und 0,5 ml 2,5% Trypsin-Lösung und 50 &amp; mgr; l 100X DNase I. </li><li> Legen Sie das komplette Kulturmedium, Waschmedium und Enzymdigestionsmedium in einem 37 ° C Wasserbad. </li></ol> 6. Herstellung von Chirurgische Werkzeuge <ol><li> Sterilisieren alle chirurgischen Werkzeugen in einem Sterilisationstasche: zwei kleine Schere, eine Pinzette und zwei # 5 Pinzette. </li></ol> 7. Entfernen von Brains von E16.5-E17.5 Maus Embryonen und Dissection von Hippocampi <ol><li> Bereiten Sie zwei 10-cm-Petri gefüllten Schalen mit eiskaltem, sterilen Hanks ausgeglichener Salzlösung (HBSS). </li><li> Euthanize die Maus dam mit einer intraperitonealen Injektion von Natriumpentobarbital Phenobarbital (100 mg / kg in einem Volumen von ~ 0,5 ml). Nach der Injektion, wenn der Damm Reaktion auf Zehe Prise verliert, opfern mit Genickbruch. </li><li> Sprühen Sie den Bauchbereich des Damms mit 70% Ethanol, und machen eine 2-cm langen Schnitt entlang der Mittellinie des Bauches zu belichtendie Gebärmutter. </li><li> Entfernen Sie die Embryonen und stellen einzelne in einem Durchmesser von 10 cm Petrischale mit kaltem Sezieren HBSS-Puffer. </li><li> Halten Sie den Embryo durch den Hals eine Zange verwenden, und verwenden Sie einen kleinen Schere den ersten Schnitt direkt in der Mittellinie unterhalb des Kleinhirns Ebene und Schnitt durch das Hirngewebe zu machen. Sie nicht den Embryo enthaupten. <ol><li> auf der Ebene der Schädelbasis Legen Sie die rechte Seite Spitze des kleinen Schere aus Schwanzregion, die aufgeschnitten wird, den ganzen Weg durch den rostralen Teil des embryonalen Gehirn (nicht überqueren Mittellinie) und einen Schnitt an der linken Seite zu machen. </li><li> Legen Sie die Seite Scheren links Spitze wieder um einen Schnitt auf der rechten Seite zu machen. Lassen Sie ein schmales Band von ungeschnittenen Schädelknochen und Hautgewebe am rostralen Ende, so dass das ganze Gehirn beiseite für die einfache Extraktion gekippt werden kann. </li><li> Verwenden Sie die Spitze der Schere die embryonale Gehirn in die HBSS-Lösung heraus zu schaufeln. Untersuchen Sie das Gehirn unter einem Binokular. Das Gehirn sollte ohne grobe Schnitt-o intakt seinff Regionen. </li><li> Wiederholen Sie diese Schritte alle Embryo Gehirne zu sammeln. </li></ol></li><li> Sammeln Sie alle intakten Gehirn in eine neue Petrischale mit 20 ml kaltem HBSS-Puffer. Legen Sie die Petrischale unter einem Präpariermikroskop. </li><li> Sehen Sie das Gehirn von Bauchseite. Halten Sie das Gehirn mit einer Pinzette am kaudalen Ende nach unten, legen Sie eine scharfe # 5 Pinzette diagonal einen Schnitt zwischen der Mitte rostral Punkt und dem Schwanz-Schläfenregion zu machen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die andere Hemisphäre. Nach dem, trennen zwei Hemisphären mit intakten Hippocampus vom Rest der Hirnstamm Gewebe zu schneiden. <ol><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für jede der Gehirne. </li></ol></li><li> Pool alle seziert Hemisphären, und entfernen Sie die Meningen mit zwei Paaren von # 5 Pinzette. </li><li> Identifizieren Sie die Entwicklung Hippocampus als eine gekrümmte Struktur, die im Inneren des Schläfenlappens gefaltet wird. Abwechselnd die beiden Paare von Pinzetten aus angrenzenden kortikalen Gewebe des Hippokampus zu trennen. Sammeln und bündeln alle hippocampi Gewebe (siehe Abbildung 1). </li></ol> 8. enzymatische Verdauung, Trennen in Einzel Neurons <ol><li> Verwendung eines Kunststoff-Transferpipette, übertragen alle seziert Hippocampi in die enzymatische Aufschlußlösung, enthaltend 5 ml Waschmedium mit 0,25% Trypsin + 1X DNase I in einem 15 ml konischen Röhrchen. </li><li> Das Röhrchen wird in ein Wasserbad und Inkubation bei 37 ° C für 25 min, mit intermittierender sanften Invertierung des Rohres einmal in jedem 5 min. </li><li> Nach 25 min, entfernen Sie vorsichtig die Enzymlösung mit einer Hand gehalten Plastikpipette durch Absaugen verwendet wird. In warmen Waschmedium auf 10 ml und sanft in das Gewebe zu waschen, indem Sie langsam das Rohr 5-mal umgekehrt wird. Entfernen Sie das Waschmedium, und dann werden 10 ml Waschmedium erneut für eine zusätzliche Wäsche. </li><li> Entfernen Sie das Waschmedium, und 3 ml frisches, warmes Waschmedium wieder. Das Röhrchen mit der Hand rigoros auf das 15-fache der verdauten Neuronen aus dem Gewebe zu entfernen. Das Medium sollte, sobald die Zellen eine trübe gewordenwieder aus dem Gewebe in das Waschmedium abgetrennt. Sammeln der Zellsuspension in ein neues 15 ml konischen Röhrchen, während das verbleibende Gewebe in die Röhre zu verlassen. </li><li> Fügen Sie eine weitere 2 ml Waschmedium auf das Gewebe und sanft das verbleibende Gewebe getrennt durch Verreiben durch eine Plastikpipette für ~ 15-mal. Lassen Sie für 5 Minuten sitzen. Pool der Zellsuspension in die neue 15 ml konischen Röhrchen, die &quot;shake-off &#39;Zellen gesammelt enthält. </li><li> Zählen Sie die Dichte von Neuronen mit einem Hämozytometer. Typischerweise kann 3.000-5.000 Zellen pro Mikroliter erhalten werden seziert, abhängig von der Anzahl der Embryonen. Eine durchschnittliche Anzahl von 2,5 x 10 7 Neuronen werden geschätzt , wenn unter der Annahme , sechs Embryonen werden zerlegt. </li><li> Berechne das Volumen dieser Zellsuspension benötigt, um eine Dichte von 250.000 Neuronen / ml zu ergeben, wenn sie auf die 30 ml komplettem Kulturmedium zugegeben. Dieses Volumen einer der beiden konischen Rohren 30 ml komplettem Kulturmedium, das die hohe Dichte neuron Plattierungsmedium zu ergeben. </li> &lt;li&gt; Transfer 1,2 ml dieser hohen Dichte Neuron Lösung weitere 30 ml komplettem Kulturmedium mit einer Konzentration von ~ 10.000 Neuronen / ml zu ergeben. Verwenden Sie diese Verdünnung die niedriger Dichte Deck Saatgut. </li></ol> 9. Auflage des Neurons und langfristige Co-Kultur <ol><li> Bringen Sie die beiden 24-Well-Platten mit geätzten Böden für hohe Dichte Neuronen in der Zellkultur Kapuze. Entfernen Sie die 300 &amp; mgr; l Voraussetzung Medium durch Vakuum. Platte 0,6 ml hoher Dichte Zellsuspensionen bei 250.000 Neuronen / ml. </li><li> Bringen Sie die beiden anderen 24-Well-Platten mit Deckgläsern in die Kulturhaube, und entfernen Sie die 300 ul Voraussetzung Medium durch Vakuum. Platte 0,6 ml niedriger Dichte Zellsuspensionen bei 10.000 Neuronen / ml auf die Deckgläser in den zwei 24-Well-Platten. </li><li> Gibt alle vier 24-Well-Platten in den Inkubator. Lassen Sie für 2 Stunden sitzen. </li><li> Drehen Sie die niedriger Dichte Deck mit Neuronen der hohen Dichte Kultur haften. Stellen Sie sicher , dass die Neuronen einander zugewandt sind (dh not durch das Deckglas getrennt). Dann kehren die beiden Platten mit Co-Kultur in den Inkubator. </li></ol> 10. Co-Kultur Sustaining <ol><li> Feed - Co-Kulturen durch Zugabe von 300 &amp; mgr; l frisches Futter mittel (siehe Materialien) am Tag in vitro (DIV) 5. Es ist nicht notwendig 50% der ursprünglichen komplettem Kulturmedium zu entfernen, wie von vielen anderen Studien berichtet. Nährmediums enthält auch 15 uM Cytosinarabinosid (Ara-C, um eine Endkonzentration von 5 uM zu ergeben), um die Wahrscheinlichkeit von Kontamination Glia und Proliferation zu minimieren. </li><li> Nach dieser ersten Fütterung, fügen Sie 300 ul frisches Futter Medium ohne Ara-C in die gut jede Woche. Sollte die Kultur für mehr als einen Monat gehalten werden, die Hälfte des Mediums mit frischem Feed-Medium ersetzen jede Woche über einen Monat hinaus Zeitpunkt (mit dem ersten Medium Halb Ersatz bei DIV33). Morphologisch, sowohl eine hohe Dichte und niedriger Dichte Neuronen gesund aussehen bis zu drei Monaten (die längste Zeit von der exper beobachtetimenters). </li></ol> 11. Abbildung eines experimentellen Manipulation niedriger Dichte Neuron Transfection Hinweis: Bei der Transfektion in geringer Dichte Neuronen gewünscht ist, kann ein einfaches Calciumphosphat-Protokoll verabschiedet werden. Wir haben festgestellt, dass niedrige Dichte Kulturen bessere Transfektionseffizienz mit Calciumphosphat-Protokoll vor DIV12 haben, aber sie können bei DIV21 oder älter sind, prominente dendritischen Dornen sind während dieser Zeit mit viel geringerer Effizienz transfiziert werden. Die Durchführbarkeit der Transfektion der kultivierten niedriger Dichte Neuron durch Transfektion von Neuronen mit einem pEGFP-C3-Plasmid dargestellt ist (siehe unten). <ol><li> Bei DIV21 Entfernen 600 &amp; mgr; l konditioniertes Medium aus jeder Vertiefung der Co-Kultur, und übertragen sie auf eine neue 24-Well-Platte. Dann fügen Sie 600 ul frisches Futter Medium auf die Co-Kultur, um es wieder auf das ursprüngliche Volumen. <ol><li> Übertragen Sie die Deckgläser in die neue 24-Well-Platte mit 600 &amp; mgr; l konditioniertes Medium. Stellen Sie sicher, dass dieniedriger Dichte Neuronen nach oben zeigen. Legen Sie die hohe Dichte Platten und die neuen Platten mit Deck zurück in den Inkubator. </li></ol></li><li> Bereiten Sie zwei 1,5 ml sterilen Röhrchen. In einem Röhrchen, fügen Sie 600 ul 2X HEPES Salzlösung (HBS) Lösung gepuffert. Berechne das Volumen von 12 &amp; mgr; g pEGFP-C3 DNA basierend auf Plasmid-Konzentration. In der anderen Röhre, fügen Sie 74 ul CaCl 2 (2 M Lager) und das Volumen des Wassers das Plasmid nach der Zugabe von 600 &amp; mgr; l zu machen. Gut mischen durch Pipettieren und dann Plasmid-DNA hinzufügen. Langsam gut mischen. Lassen Sie beide Rohre für 5 min bei RT sitzen. </li><li> Während des 2X HBS Rohr von Hand halten und mäßig die Lösung auf einem Mischer gerührt, fügen Sie alle der 600 &amp; mgr; l der DNA-CaCl 2 -Lösung tropfen auf das Rohr 600 ul 2X HBS. Es ist entscheidend, dass der Niederschlag in Form von &quot;feinen Sand&quot; Granulat gebildet ist. zu stark und zu schnell mixen ist nicht wünschenswert, da es wahrscheinlicher, große &#39;Schnee flake&#39; artige Niederschläge produzieren wird, which hat dramatisch geringere Effizienz der Transfektion auf der Grundlage unserer Beobachtungen. </li><li> Lassen der Niederschlag weiter für 30 min im Dunkeln bei RT zu bilden. </li><li> 100 l Niederschlag zu jeder Vertiefung, die durch Tropfen auf den Deckgläsern enthält, fallen und gleichmäßig niedriger Dichte Neuron. Bringen Sie die Platte am Inkubator, und Inkubation für 2 Stunden. Unter der Annahme , der größte Teil des CaCl 2 in freier Form, führt dies zu einer Konzentration von ~ 17,6 mM Ca 2+, die Neuronen nach längerer Inkubation toxisch sein können. </li><li> Bereiten Sie eine 50 ml konischen Röhrchen mit ~ 50 ml Waschmedium, es warm bis 37 ° C. </li><li> Am Ende von 2 h, bringen die niedriger Dichte Neurons mit DNA-Calciumphosphat-Präzipitate in die Haube. Pick-up jeden einzelnen Deckglas mit einem scharfen # 5 Pinzette, und tauchen sie dreimal in 50 ml Waschmedium zu waschen kurz. Dann kehren sie auf die hohe Dichte Neuronen in seiner ursprünglichen Co-Kulturplatten mit niedriger Dichte Neuronen nach unten. </li><li> Weiter die Kultur bisDie geringe Dichte Kultur Neuronen auf Deckgläser werden für Studien geerntet. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Wir präsentieren ein detailliertes Protokoll für die Langzeitkultur von ultra-niedriger Dichte des Hippocampus glutamatergen Neuronen unter serumfreien Bedingungen. Bei ~ 2000 Neuronen / cm 2 ist die Dichte mindestens zweifach niedriger ist als die meisten &quot;niedriger Dichte&quot; Kultur Zubereitungen mit oder ohne 2,3,11,13,14 durch die bestehende Literatur berichtet Glia - Unterstützung. Zusätzlich zu ultra-niedriger Dichte ist, ist dieses Protokoll neu und signifikant in zwei weitere Möglich...

Hippokampus - Neuronen Anbau unter in vitro Bedingungen ermöglicht Beobachtungen und experimentelle Manipulation dieser Neuronen , die sonst nicht möglich sind , in vivo. Dieser experimentelle Ansatz ist weit verbreitet 1 zu offenbaren neuronalen Mechanismen des Wachstums, der Polarität, Neuriten - Spezifikation, des Handels und der subzellulären Lokalisation von Proteinen, die Synapsenbildung und funktionelle Reifung verwendet. Diese in vitro kultivierten Hippocampus - Neuronen, wenn sie von späten embryonalen Stadien geerntet, sind relativ rein (&gt; 90%) glutamatergen Zellen der Pyramiden Morphologie 2. Da Neuronen in einer 2-D - Oberfläche unter in vitro Bedingungen gezüchtet wurden, ermöglicht diese Methode eine einfache Beobachtung, wie die Live - Darstellung oder Immunzytochemie (ICC) über eine einzige Brennebene Färbung 3; oder Manipulationen, wie medikamentöse Behandlung und Transfektionen 3-6. Wenn bei hoher Dichte gezüchtet, neigen Neuronen hohe Überlebensraten haben wegen der höheren Concentrations von sezernierten Wachstumsfaktoren zusätzlich zu Verdauungs Unterstützung der Wachstumsmedien und auch wegen der Neuriten kontaktabhängige Mechanismen 7. Allerdings sind niedriger Dichte Neuronen im Hippocampus wünschenswert für morphologische Studien, in denen ein einzelnes Neuron kann in seiner Gesamtheit oder gebeizt für ICC-Analyse abgebildet werden. Geringer Dichte Neuronen sind schwer in Kultur zu halten aufgrund des Fehlens von parakrine Unterstützung und erfordern daher oft trophische Unterstützung von einer glialen (typischerweise kortikalen Astrozyten) feeder layer, die vor dem Neuron Kultur 2 vorbereitet werden muss. Wenn co-kultiviert mit einer Gliazellen Feeder-Schicht, sind niedriger Dichte Neuronen auf Deckgläsern gezüchtet, und blätterte dann auf der Oberseite der Schicht Glia, so dass die geringe Dichte Neuronen und Gliazellen sind einander zugewandt sind. Ein kleiner begrenzten Raum zwischen Glia und Neuronen ist , indem Paraffinwachs Punkte an den Ecken der Deck erstellt, also eine &quot;Sandwich&quot; Layout 2,8,9 erzeugen. Die geringe Dichte Neuronen wachsen wnnerhalb den engen Raum zwischen Gliazellen und dem Deckglas, das von Neuronen und Glia sezerniert eine permissive Mikro mit konzentrierter Faktoren erstellt. Dieser Ansatz führt zu geringer Dichte, voll entwickelten Neuronen, die einigermaßen voneinander entfernt sind, also ICC Kennzeichnung oder Live-Imaging-Studien erleichtern. Ein scheinbarer Nachteil Neuron-Glia-Co-Kultur, abgesehen davon, dass zeitraubend und arbeitsaufwendig ist, dass es Studium der neuronenspezifische, oder zellautonomen, Mechanismen verhindert. Obwohl dieses System ist weit weniger komplex als in vivo Nervengewebe, Glia Auswirkungen auf neuron Entwicklung durch sezerniert noch-nicht-vollständig definierte Faktoren können die Experimente 10 vermengen. Daher wird in Experimenten, die die Untersuchung von Neuron spezifische Mechanismen erfordern, definierten Kulturbedingungen, die Serum und Glia-Trägerschicht erforderlich sind, zu entfernen. In einer früheren Studie wurde in Züchten niedrigen Konzentrationen von Neuronen (~ 9.000 Zellen / cm 2) unter Verwendung eines th gelungenree dimensionale Hydrogelmatrix 11. Da eine relativ reine kann neuronalen Population mit hoher Dichte unter serumfreien Bedingungen ohne glial Unterstützung kultiviert werden, hypothesize wir, dass ultra-niedrige Dichte von hippocampalen Neuronen in serumfreien definierten Kulturmedium durch Co-Kultivieren mit hoher Dichte Neuronen gezüchtet werden, in eine Möglichkeit, die der konventionell angenommen Neuron-Glia-Kokultur analog ist. Tatsächlich wurden hohe Dichte hippocampalen Neuronenkulturen in einer &quot;Sandwich&quot; -Konfiguration vor kurzem eine kleine Anzahl von spezialisierten magnozellulären endokrinen Neuronen 12 zur Unterstützung verwendet wird . Daher Co-Kultur mit hoher Dichte Neuronen erlauben kann niedriger Dichte Neuronen trophischen Faktoren Unterstützung zu erhalten, die langfristige Überleben zu ermöglichen, ausreichend ist. Dieses Protokoll der Kultivierung mit ultraniedriger Dichte Neuronen wurde so formuliert und validiert. Das Protokoll kann in einem einzigen Experiment durchgeführt, mit hoher Dichte Herstellung von (~ 250.000 Zellen / ml) disvergesellschafteten Neuronen im Hippocampus zuerst, und macht dann eine Verdünnung mit einer Dichte ~ 10.000 Neuronen zu erhalten / mL (~ 3.000 Neuronen / Deckglas oder ~ 2.000 Neuronen / cm 2), die viel niedriger ist als in den meisten Kulturen mit geringer Dichte berichtet 2,3,9 , 11,13. Diese Kultur Zustand lose bezeichnet als &quot;ultra-niedriger Dichte&quot; Kultur und verwendet mit &quot;niedriger Dichte&quot; inter-changeably. Die hohe Dichte Neuronen werden auf der Poly-D-Lysin beschichtete Platten mit 24 Vertiefungen plattiert; während die geringe Dichte Neuronen auf Poly-D-Lysin-beschichtete 12-mm Glasplättchen ausgesät werden, die in einem anderen 24-Well-Platte angeordnet sind. Die Deckgläser mit geringer Dichte Neuronen haften auf der Oberseite der hohen Dichte Neuronen 2 Stunden später gekippt, nachdem die Neuronen abstammen und auf die Deckgläser angebracht. Zusätzlich anstelle Paraffin Punkte der Verwendung zu erhöhen, wurde die Deckgläser über der hohen Dichte Neuronenschicht, eine 18 G Injektionsnadel verwendet, um den Boden der 24-Well-Platten mit zwei parallelen Streifen zu ätzen. Die resultierende displaced, angrenzende Kunststoffe bieten eine erhöhte Unterstützung für die Glasplättchen. Dieser Raum wird konstant auf 150 bis 200 &amp; mgr; m gemessen, die ausreichend Sauerstoff und Kulturmedium Austausch ermöglicht, während eine Mikroumgebung mit konzentrierter Nahrungsfaktoren bereitstellt. Unter dieser Bedingung wachsen die niedriger Dichte Neuronen extensiv und über drei Monate in Kultur überleben können. Wenn diese Neuronen mit GFP-Plasmid nach drei Wochen in Kultur transfiziert sind, werden die Dendriten überschwänglich mit dendritischen Dornen besetzt. Als Beweis für das Prinzip werden die Daten zu zeigen, präsentiert, dass diese Co-Kultursystem mit ultraniedriger Dichte Kulturen von Neuronen im Hippocampus auf Poly-D-Lysine &quot;Mikro-Inseln&quot;, wo Neuronen bilden autaptic Verbindungen ausgesät unterstützt die Untersuchung von Zell erleichtern -autonomous, netzunabhängige Mechanismen.

<table><tbody><tr><td>Neurobasales Medium</td><td>Life Technologies</td><td>21103-049</td><td>Schutz vor Licht</td></tr><tr><td>B27 Ergänzung</td><td>Life Technologies</td><td>17504-044</td><td>aliquot, in 0,6 ml Größe aufbewahren</td></tr><tr><td>GlutaMAX-I</td><td>Life Technologies</td><td>35050-061</td><td>100X verdünnen;</td></tr><tr><td>Antibiotikum-Antimykotikum (AA)</td><td>Life Technologies</td><td>15240-096</td><td>verdünnt 100X&nbsp;</td></tr><tr><td>Komplettes Nährmedium</td><td></td><td></td><td>Neurobasalmedium mit 1X B27, 1X AA, 1X GlutaMAX-I</td></tr><tr><td>Waschmedium</td><td></td><td></td><td>wie 'Neurobasales Medium'Futtermedium</td></tr> <tr><td></td><td></td><td></td><td>Neurobasal mit 1X B27 Supplement</td></tr><tr><td>DNAse I</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5025</td><td>100X Brühe mit 0,6mg/ml</td></tr><tr><td>Poly-D-Lysin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6407</td><td>M.W. 70000-150000</td></tr><tr><td>Boratpuffer</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B6768 (Borsäure); 71997 (Borax)</td><td>1,24 g Borsäure & 1,9 g Borax in 400 ml H2O, pH bis 8,5 verwenden HCl</td></tr><tr><td>12 mm Rundglas Deckgläser</td><td>Glasswarenfabrik Karl Hecht GmbH</td><td>1001/12</td><td>Nr. 1 Glas, Kauf bei Carolina Biological Supply</td></tr><tr><td>proFection Transfection Kit</td><td>Promega</td><td>E1200</td><td>siehe Protokoll für Details</td></tr><tr><td>2X HEPES gepufferte Kochsalzlösung (HBS)</td><td>Promega</td><td>E1200</td><td>siehe Protokoll für Details</td></tr><tr><td>Spritzenfilter</td><td>Pall Corporation</td><td>4192</td><td>0,2 μm Porengröße</td></tr><tr><td>Endofreies Plasmid-Vorbereitungskit</td><td>Qiagen</td><td>12362</td><td>zur Herstellung von Plasmid-DNA-Anti-MAP2-Antikörpern in Transfektionsqualität</td></tr><tr><td></td><td>Millipore</td><td>MAB3418</td><td>Maus-Antikörper, Klon AP20</td></tr><tr><td>Anti-p-Tau-Antikörper</td><td>Millipore</td><td>AB10417</td><td>Kaninchen polyklonaler Antikörper</td></tr><tr><td>Anti-NR1 Antikörper</td><td>Millipore</td><td>MAB1586</td><td>Maus Antikörper, Klon R1JHL</td></tr><tr><td>Anti-GluR1 Antikörper</td><td>Millipore</td><td>AB1504</td><td>Kaninchen polyklonaler Antikörper</td></tr><tr><td>Hank's ausgewogene Salzlösung</td><td>ThermoFisher</td><td>14025092</td><td>500ml</td></tr></tbody></table> Größe

ein vereinfachtes verfahren für ultra-low density, long-term primäre hippocampus kultur

A Simplified Method for Ultra-Low Density, Long-Term Primary Hippocampal Neuron Culture

Die Kultivierung primäre Neuronen im Hippocampus in vitro erleichtert mechanistischen Abfrage von vielen Aspekten der neuronalen Entwicklung. Dissoziierten embryonalen hippocampalen Neuronen können oft erfolgreich auf Glasdeckgläschen in hoher Dichte unter serumfreien Bedingungen wachsen, aber niedriger Dichte Kulturen erfordern typischerweise eine Zufuhr von trophischen Faktoren durch Co-Kultivieren mit einer Glia feeder layer, deren Herstellung zeitaufwendig sein kann und mühsam. Darüber hinaus kann das Vorhandensein von Glia Interpretation der Ergebnisse und preclude Studien über neuronenspezifische Mechanismen vermengen. Hier wird ein vereinfachtes Verfahren für ultraniedriger Dichte (~ 2.000 Neuronen / cm 2), langfristige (&gt; 3 Monate) primären Hippocampus Kultur präsentiert , die unter serumfreien Bedingungen und ohne Gliazellen Unterstützung. Niedrige Dichte Neuronen sind auf Poly-D-Lysin beschichtete Deckgläser aufgewachsen, und blätterte auf hoher Dichte Neuronen in einer 24-Well-Platte gewachsen. Anstelle von Paraffin Punkte mit einem Raum zu schaffen between die beiden neuronalen Schichten können die Experimentatoren einfach ätzen die Kunststoff-Boden des Brunnens, an dem die mit hoher Dichte Neuronen befinden, einen Mikroraum förderlich für die geringe Dichte Neuron Wachstum zu schaffen. Die Co-Kultur kann leicht für&gt; 3 Monate ohne signifikanten Verlust der niedriger Dichte Neuronen aufrecht erhalten werden, wodurch die morphologischen und physiologischen Untersuchung dieser Neuronen zu erleichtern. Um diese erfolgreiche Kulturbedingungen zu erläutern, werden Daten zur Verfügung gestellt in Zellen mit niedriger Dichte nach längerer Kultur reichlich Synapsenbildung zu zeigen. Diese Co-Kultursystem erleichtert auch das Überleben von Neuronen in sparse einzelnen Inseln aus Poly-D-Lysin-Substrate und damit die Bildung von autaptic Verbindungen gezüchtet.

Das hier beschriebene Protokoll ermöglicht erfolgreiche ultra-niedriger Dichte, langfristige Kultur der reinen glutamatergen Neuronen, ohne die Notwendigkeit von Glia-Zellen als Feeder-Schicht dient. Das Protokoll ist in Abbildung 1 graphisch dargestellt, die die Herstellung von hoher Dichte beinhaltet (auf Poly-D-Lysin 24 Vertiefungen beschichtet) und niedriger Dichte Neuronen (auf Poly-D-Lysin beschichteten Glasplättchen) getrennt, und anschließender Co-Kultur , die ka...

Kulturen mit niedriger Dichte von primären hippokampalen Neuronen benötigen normalerweise eine Glia-Feeder-Schicht, um neurotrophe Faktoren zu liefern und die Langlebigkeit zu erhalten. Wir beschreiben hier eine vereinfachte Methode zur Kultivierung von Neuronen mit extrem niedriger Dichte auf Glasdeckgläsern in Gegenwart einer neuronalen Feeder-Schicht mit hoher Dichte, die die Untersuchung spezifischer neuronal-autonomer Mechanismen erleichtert.

Ein vereinfachtes Verfahren für Ultra-Low Density, Long-Term Primäre Hippocampus Kultur

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, gesunde Langzeitkulturen primärer hippocampaler Mausneuronen in extrem geringer Dichte zu etablieren, um die Immunzytochemie-Färbung sowie die Untersuchung neuronaler zellautonomer Mechanismen zu erleichtern. Diese Studie kann zum Verständnis zentraler Fragestellungen im Bereich der Neurowissenschaften beitragen, beispielsweise Untersuchungen zur Spezifität von Proteinen in der Neuromorphologie oder der Entwicklungsfunktion. Der entscheidende Vorteil dieser Technik liegt darin, dass sie das Wachstum von Neuronen in extrem geringer Dichte auf einem Deckglas ermöglicht, ohne dass eine gliale Füttererschicht erforderlich ist.Die Durchführung des Verfahrens wird Mariel Piechowicz, eine Studentin aus meinem Labor, übernehmen. Bereiten Sie zwei 24-Loch-Platten mit hoher Dichte und zwei 24-Loch-Platten mit niedriger Dichte vor. Ritzen Sie mit einer 28-Gauge-Nadel den Boden der 24-Loch-Platten, sodass die verdrängten Kunststoffanteile als Unterlage für die Deckgläser dienen, auf denen Neuronen mit niedriger Dichte wachsen.Überführen Sie die sterilen Glasdeckgläser in die beiden 24-Loch-Platten, die für Kulturen mit geringer Dichte vorgesehen sind. Beschichten Sie alle vier Platten mit jeweils 300 µL einer 0,1 Milligramm pro Milliliter Poly-D-Lysin-Lösung, die in Boratpuffer verdünnt wurde, und stellen Sie sie für eine Übernacht-Belegung in den Inkubator zurück. Bereiten Sie vor der Gewebesammlung zwei 10 cm große Petrischalen vor, die mit kaltem, sterilen HBSS gefüllt sind. Halten Sie unter dem Mikroskop das Embryo mit der Pinzette am Hals fest und führen Sie den ersten Schnitt genau in der Mittellinie unterhalb der Ebene des Kleinhirns durch. Danach führen Sie einen Schnitt auf der linken Seite der Schädelbasis durch. Anschließend führen Sie einen weiteren Schnitt auf der rechten Seite der Schädelbasis durch.Lassen Sie einen kleinen Teil des Schädelknochens und des Hautgewebes am rostralen Ende ungeschnitten, damit das gesamte Gehirn leicht zur Seite geklappt und entnommen werden kann. Überführen Sie das Gehirn nun in die HBSS-Lösung. Untersuchen Sie das Gehirn, um sicherzustellen, dass es intakt ist und keine grob abgeschnittenen Bereiche aufweist.Wiederholen Sie dann die Schritte, um die restlichen Embryonalgehirne in einer neuen Petrischale mit 20 Milliliter kaltem HBSS-Puffer zu sammeln. Positionieren Sie jedes Gehirn mit der ventralen Seite nach oben. Während Sie das Gehirn am kaudalen Ende mit einer Pinzette festhalten, führen Sie mit einer scharfen Pinzette einen diagonalen Schnitt zwischen dem mittleren rostralen Punkt und der kaudal-temporalen Region durch.Wiederholen Sie dies für die andere Hemisphäre. Trennen Sie danach die beiden Hemisphären mit intaktem Hippocampus vom restlichen Hirnstammgewebe. Wiederholen Sie die Schritte für alle Gehirne und sammeln Sie alle präparierten Hemisphären gemeinsam. Entfernen Sie dann die Hirnhäute mit zwei Pinzettenpaaren. Identifizieren Sie den sich entwickelnden Hippocampus als gekrümmte Struktur, die innerhalb des Schläfenlappens gefaltet liegt, und trennen Sie ihn von den angrenzenden kortikalen Geweben. Sammeln und vereinen Sie alle Hippocampusgewebe miteinander.Überführen Sie bei diesem Verfahren alle dissezierten Hippocampi in die enzymatische Verdauungslösung in einem 15-Milliliter-Konischgefäß. Stellen Sie anschließend das Gefäß in ein Wasserbad und inkubieren Sie es 25 Minuten lang bei 37 Grad Celsius. Entfernen Sie nach 25 Minuten vorsichtig die Enzymlösung.Danach fünf Milliliter warmes Waschmedium hinzufügen, um das Gesamtvolumen auf 10 Milliliter aufzufüllen. Das Gewebe vorsichtig durch langsames fünfmaliges Umstülpen des Röhrchens waschen. Das Waschmedium entfernen und erneut 10 Milliliter Waschmedium hinzufügen, um eine zusätzliche Wäsche durchzuführen.Entfernen Sie danach das Waschmedium und geben Sie erneut drei Milliliter frisches, warmes Waschmedium hinzu. Schütteln Sie das Gefäß per Hand kräftig 15-mal, um die digerierten Neuronen aus dem Gewebe zu lösen. Das Medium sollte trüb werden, sobald sich die Zellen vom Gewebe abgelöst und im Waschmedium verteilt haben.Sammeln Sie dann die Zellsuspension in einem neuen kegelförmigen 15-Milliliter-Röhrchen, wobei das verbleibende Gewebe im ursprünglichen Röhrchen bleibt. Geben Sie anschließend weitere zwei Milliliter Waschmedium zum Gewebe hinzu und lösen Sie das verbleibende Gewebe vorsichtig durch 15-faches Pipettieren mit einer Plastikpipette auf. Lassen Sie die Zellsuspension fünf Minuten lang ruhen, bevor Sie sie in ein neues kegelförmiges 15-Milliliter-Röhrchen überführen, das die zuvor gesammelten abgeschüttelten Zellen enthält.Danach die Dichte der Neuronen mit einem Hämozytometer bestimmen. Das erforderliche Volumen der Zellsuspension berechnen, um eine Dichte von 250.000 Neuronen pro Milliliter zu erreichen, und dieses zu einem der beiden kegelförmigen Reagenzgläser hinzufügen, die 30 Milliliter komplettes Kulturmedium enthalten, um ein Neuronen-Plattierungsmedium mit hoher Dichte herzustellen. 1,2 Milliliter dieser Neuronenlösung mit hoher Dichte in weitere 30 Milliliter komplettes Kulturmedium überführen, um eine Konzentration von 10.000 Neuronen pro Milliliter zu erhalten, und diese Lösung zum Beimpfen der Deckgläser mit niedriger Dichte verwenden.Legen Sie in diesem Verfahren 24-Loch-Platten mit gravierten Böden für Neuronen mit hoher Dichte in die Zellkulturhaube. Entfernen Sie 300 Mikroliter des vorbehandelten Mediums mittels Vakuum und geben Sie dann 0,6 Milliliter der Zellsuspension mit hoher Dichte mit 250.000 Neuronen pro Milliliter darauf. Stellen Sie die beiden anderen 24-Loch-Platten mit Deckgläsern in die Zellkulturhaube.Entfernen Sie 300 Mikroliter des vorbehandelten Mediums unter Vakuum, bevor Sie 0,6 Milliliter Suspension mit niedriger Zelldichte bei 10.000 Neuronen pro Milliliter auf die Deckgläser aufpipettieren. Danach alle vier 24-Loch-Platten zurück in den Inkubator stellen und zwei Stunden inkubieren. Danach die Deckgläser mit der niedrigen Zelldichte, an denen die Neuronen haften, umdrehen und auf die Kultur mit hoher Zelldichte aufsetzen, wobei sichergestellt werden muss, dass sich die Neuronen gegenüberliegen.Geben Sie anschließend die beiden Platten mit der Kokultur in den Inkubator zurück. Versorgen Sie die Kokulturen, indem Sie am DIV fünf 300 Mikroliter frisches Fütterungsmedium hinzufügen. Nach dieser ersten Fütterung fügen Sie wöchentlich 300 Mikroliter frisches Fütterungsmedium ohne Cytosin-Arabinosid zu jedem Loch hinzu.Sollte die Kultur länger als einen Monat aufbewahrt werden, ersetzen Sie wöchentlich ab dem Zeitpunkt von einem Monat die Hälfte des Mediums durch frisches Nährmedium. Morphologisch sollten sowohl hochdichte als auch niederdichte Neuronen bis zu drei Monate lang gesund aussehen. Hier wird die immunzytochemische Färbung verwendet, um funktionelle glutamaterge Synapsen nachzuweisen, bei denen die NMDA-Rezeptoruntereinheit NR1 und die ApoE-Rezeptoruntereinheit GluR1 mittels Doppelfärbung markiert werden.Und die funktionellen Synapsen können mithilfe von ImageJ leicht identifiziert und quantifiziert werden. Neuronen mit geringer Dichte werden außerdem mit einem Antikörper gegen das dendritische Proteinmarker-MAP2 in Kombination mit dem axonalen Proteinmarker p-Tau markiert. Diese Doppelfärbung ermöglicht eine klare Unterscheidung zwischen Dendriten und Axonen. Kulturen mit geringer Dichte können auch erfolgreich mit DNA-Plasmiden mittels Kalziumphosphat-Methode transfiziert werden, obwohl die Transfektionsrate in späteren Stadien typischerweise sehr gering ist.Diese Abbildung zeigt, dass die EGFP-Transfektion die neuronale Morphologie offenbaren und feine dendritische Dornstrukturen sichtbar machen kann. Schließlich können als Machbarkeitsnachweis ultraniedrig dichte Neuronen unter Bedingungen kultiviert werden, die die Bildung von Autapsen fördern. Diese ultraniedrig dichten autapsischen Neuronen, die auf mit Poly-D-Lysin beschichteten Mikroinseln wachsen, können durch die hochdichten versorgenden Neuronen mittels dieses Kokultivierungsprotokolls über zwei Monate hinaus am Leben erhalten werden.Wenn man die Technik einmal beherrscht, kann sie am Tag der Zellkultur in zwei bis drei Stunden durchgeführt werden, sofern sie ordnungsgemäß ausgeführt wird. Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es entscheidend, die Glas-Objektträger und die Böden der 24-Loch-Platten mit Poly-D-Lysin zu beschichten. Eine einfache Ätzung der Plattenböden genügt, um mechanische und ernährungsphysiologische Unterstützung für das Wachstum der hippocampalen Neuronen mit geringer Dichte auf den Objektträgern zu gewährleisten.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man primäre hippocampale Neuronen von Mäuseembryonen in ultra-niedriger Dichte kultiviert, ohne eine gliale Füttererschicht zu verwenden. Wir hoffen, dass Sie diese Methode für Ihre eigenen experimentellen Zwecke nutzen können.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die Dissektion und das Wachstum der Zellen von einem einzelnen Bereich des Gehirns erleichtert Untersuchung zellulärer und physiologischer Parameter. Wir beschreiben ein Verfahren zur Primär-Zellkultur, die Neuron-angereicherten Kulturen produziert in einem Serum-freien Umgebung.

Primäre Kultur des Hippocampus-Neuronen von neugeborenen Ratten P0

Dieses Protokoll beschreibt die erforderlichen Schritte zu zerlegen, zu transfizieren via Elektroporation und Kultur Maus Hippocampus und kortikalen Neuronen. Kurzfristige Kulturen können für die Untersuchung der Axon Auswuchs und Beratung verwendet werden, während die langfristigen Kulturen für ein Studium der Synaptogenese und dendritischen Dorn Analyse verwendet werden können.

Nucleofection und Primärkultur von embryonalen Maus-Hippocampus und kortikalen Neuronen

Wir beschreiben ein Protokoll, das Bildgebung von Mitochondrien ermöglicht in lebenden Nervenzellen mittels Fluoreszenz-Mikroskopie über einen längeren Zeitraum. Imaging über längere Zeiträume durch Lentivirus-vermittelte Expression von mitochondrial gezielte fluoreszierendes Protein und Verwendung eines kostengünstigen Bühne-Top-Inkubator, entworfen und gebaut wurde in unserem Labor durchgeführt.

Neuromodulation und Mitochondriale Transport: Live Imaging in Hippocampus-Neuronen über lange Zeiträume

Wir stellen ein Protokoll für die Kultur von hoch gereinigten hippocampalen Neuronen von der pränatalen Mäusehirn ohne die Verwendung eines Abzweiges Gliazellen Schicht.

Isolierung und Kultivierung von Neuronen im Hippocampus von Mäusen Pränatale

Das Video zeigt eine Methode zur Kultivierung von Neuronen aus murinen Hippocampi. Zunächst durchlaufen die Hippocampus eine enzymatische Verdauung, um die extrazelluläre Gewebematrix aufzubrechen. Anschließend wird das verdaute Gewebe mechanisch aufgebrochen, um einzelne Neuronen zu isolieren. Schließlich werden diese Neuronen auf glialen Feederzellen kultiviert.

Eine Technik zur Kultivierung von Hippocampus-Neuronen von Mäusen

Dieses Video demonstriert die Methode zur Kultivierung kryokonservierter embryonaler Neuronen, die kontrolliertes Auftauen, Verdünnen mit einem neurobasalen Medium und Aussaat auf eine mit Poly-L-Lysin beschichtete Platte beinhaltet. Die anschließende Inkubation unterstützt das Wachstum und den Erhalt neuronaler Verbindungen.

Erzeugung einer primären Neuronenkultur mit niedriger Dichte aus gefrorenen embryonalen Neuronen

Dieses Video zeigt die Methode zur Kultivierung von Neuronen mit extrem niedriger Dichte in Gegenwart einer neuronalen Feeder-Schicht mit hoher Dichte. Es etabliert eine Co-Kultur von Neuronen unterschiedlicher Dichte, die eine enge physische Nähe gewährleistet. Die Wachstumsfaktoren, die von Neuronen mit hoher Dichte sezerniert werden, unterstützen das Überleben und Wachstum der Neuronen und halten Neuronen mit extrem niedriger Dichte über einen längeren Zeitraum aufrecht.

Erzeugung einer neuronalen Kultur mit extrem niedriger Dichte unter Verwendung einer neuronalen Feederschicht mit hoher Dichte

Dieses Video zeigt die Dissoziation und Kultur von Hippocampus-Neuronen aus Hippocampus-Gewebeproben unter Verwendung enzymatischer und mechanischer Dissoziationen. Die Behandlung mit Ara-C hemmt das Wachstum nicht-neuronaler Zellen und erleichtert so das selektive Wachstum von Hippocampus-Neuronen.

Dissoziation und Kultivierung von Neuronen aus Gewebeproben des Hippocampus

Dieser Artikel beschreibt das Protokoll zur Kultivierung niedriger Dichte primären hippocampalen Neuronen wachsen auf Glasdeckgläschen über einen einschichtigen glial invertiert. Das Neuron und Glia-Schichten werden durch Paraffinwachsperlen abgetrennt. Die Neuronen durch diese Verfahren gezüchtet sind geeignet für hochauflösende optische Bildgebung und funktionelle Assays.

Low-Density Primäre Hippocampus Kultur

Dieses Protokoll zeigt, wie man eine hochauflösende Mikroskopie einsetzt, um die Proteinkolokalisierung in primären neuronalen Kulturen zu untersuchen.

Super-Resolution Imaging zur Untersuchung der Kolokalisierung von Proteinen und synaptischen Markern in primärer Neuronen

Ein gebrauchsfertiger gefrorener Vorrat an Neuronen ist ein leistungsfähiges Werkzeug zur Bewertung synaptischer Funktionen. Hier stellen wir eine einfache Primärkultur mit geringer Dichte aus gefrorenen Beständen unter Verwendung einer 96-Well-Platte vor.

Einfache und reproduzierbare Low-Density-Primärkultur mit gefrorenem Bestand embryonaler Hippocampus-Neuronen

Erfahren Sie eine Methode zur Kultivierung primärer Hippocampus-Neuronen bei ultraniedriger Dichte ohne Gliazellschicht. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung neuronaler Mechanismen und vereinfacht die Langzeitkultur für Immunzytochemie.

Ein vereinfachtes Verfahren für Ultra-Low Density, Long-Term Primäre Hippocampus Kultur

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