Name: Ein Verfahren zur gezielten Zellisolierung über Glas Oberflächenfunktionalisierung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-20T08:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 40 s
Description: Erfahren Sie eine Methode zur gezielten Zellisolierung mittels Glasoberflächenfunktionalisierung mit Desthiobiotin und Streptavidin. Diese anpassbare Technik ermöglicht die schonende Erfassung und reversible Freisetzung von Zellen für Krebsforschung.

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Wir möchten uns bei der American Cancer Society, Illinois Division (282802) und der National Science Foundation CBET (1512598) für die finanzielle Unterstützung bedanken. Wir möchten uns auch bei Dr. Dianwen Zhang vom Beckman Institute der University of Illinois für die Mikroskopie-Ausbildung bedanken. Abschließend möchten wir uns bei Jared Weddell, Stacie Chen und Spencer Mamer für die aufschlussreichen Diskussionen bedanken.

1. Reinigung der Glasoberfläche und Vorbereitung Reagenzien <ol><li> Legen Sie eine Glasoberfläche in einem Sauerstoffplasma Maschine für 5 Minuten bei 50% Leistung zu reinigen. </li><li> Bereiten 2,5 ml 2% rekonstituiert (3-Aminopropyl) triethoxysilan (APTES) Lösung, durch Zugabe von 50 &amp; mgr; l APTES und 2,45 ml Ethanol in einem konischen Röhrchen. </li></ol> 2. APTES und DSB Funktionalisierung <ol><li> Hinzufügen APTES Lösung auf die Oberflächen. Je 150 &amp; mgr; l pro Vertiefung für 8-Well-Platten. Je 100 &amp; mgr; l pro Vertiefung für 24-Well-Platten. Pipette 1,1 ml für 60 x 15 mm Glasschalen. Decken Sie die Oberflächen Verdunstung und ungleichmäßige Verteilung der APTES Lösung zu verhindern. Platzieren Sie die Oberflächen auf einem Plattformschüttler 50 Minuten lang bei Raumtemperatur, die eine gleichmäßige Verteilung der APTES Schicht erzeugt. HINWEIS: APTES ein Aminosilan, das die erste Schicht der Oberfläche bildet. Wenn eine andere Oberfläche unter Verwendung heuristisch das Volumen der Lösung bestimmen, erforderlich, um die Oberfläche zu bedecken. </li><li> Wählen Sie die Temperatur für den Ofen, während die Oberflächen auf dem Schüttler sind: Erwärme auf 55 ° C für 2 Stunden für die 8-Well-Platten und Platten mit 24 Vertiefungen. Wärme Glas nur Geschirr bis 90 ° C für 1 Stunde. </li><li> Spülen Sie die Oberflächen mit Ethanol. <ol><li> Verwalten die Menge an Ethanol erforderlich Referenzierung basierend auf der Oberfläche verwendet. In 150 ul Ethanol in jede Vertiefung für 8-Well-Platten. In 125 ul Ethanol zu jeder Vertiefung für 24-Well-Platten. In 1,1 ml Ethanol für Glasschalen. </li><li> Spülen der Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten der Pipette bei ungefähr 70 ° Winkel, so wird die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet. Spülen Sie zweimal unter Verwendung von Ethanol. HINWEIS: Wenn eine der Glasboden-Well-Platten in ihnen jede Kunststoff haben, sie nicht über 65 ° C erhitzen, da der Kunststoff zu schmelzen und verformen beginnt. </li></ol></li><li> Trocknen Sie mit 100% Stickstoffgas aus einem Tank abgegeben. Legen Sie die Oberflächen in der oven. </li><li> Bereiten 2,5 ml D-Desthiobiotin (DSB) Lösung durch Vereinigen von 1,5 mg / ml DSB in 37,5 &amp; mgr; l Dimethylsulfoxid (DMSO) und 5 mg / ml 1-Ethyl-3- (3-dimethylaminopropyl) carbodiimid (EDC) in 2462,5 &amp; mgr; l der 0,1 M 4-Morpholinethansulfonsäure-Hydrat (MES) (pH 6) Puffer. Kombinieren Sie dann beide Lösungen. </li><li> 1 ul 2-Mercaptoethanol β, nach 15 min in die Lösung, um die Reaktion zwischen DSB und EDC zu quenchen. Entfernen Sie heißen APTES funktionalisierte Glasoberflächen aus dem Ofen. Warten Sie 5-10 min für die Glasflächen zu kühlen. </li><li> In MES die Oberfläche Puffer zu spülen, mit Mengen auf der Oberfläche basiert. In 150 ul MES in jede Vertiefung für 8-Well-Platten puffern. In 125 ul MES in jede Vertiefung für 24-Well-Platten puffern. In 1,1 ml MES-Puffer für Glasschalen. </li><li> Spülen Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten Sie die Pipette auf etwa ein Winkel von 70 °, so wird die Spitze nicht direkt daraufin die Oberfläche. Spülen Sie zweimal mit MES-Puffer. </li><li> Tragen Sie die DSB-Lösung auf die Oberflächen zu ermöglichen, sie zu brüten. In 150 ul DSB-Lösung pro Vertiefung für 8-Well-Platten. 100 l DSB-Lösung pro Well für 24-Well-Platten. In 1,1 ml für Glasschalen DSB Lösung. </li><li> Legen Sie die DSB bedeckt Glasflächen auf einem feuchten Papiertuch in einer Petrischale. Zudecken und in einem 4 ° C Kühlschrank für 18-24 Stunden inkubiert. </li></ol> 3. Streptavidin-Funktionalisierung <ol><li> Spülen jeder Glasoberfläche dreimal mit 1 ml 1,0x Phosphate Buffered Saline (PBS). Spülen Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten der Pipette bei ungefähr 70 ° Winkel, so wird die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet. Man verdünnt das Streptavidin (Streptavidin) Stammlösung auf 0,4 mg / ml (empfohlen). HINWEIS: PBS isotonisch ist, so dass es als ein Medium zur Verdünnung und Spülen verwendet werden kann. PBS wird als Lösungsmittel für die SA verwendetv, und daher wird keine Auswirkung auf die Fähigkeit des SAv an die Oberfläche zu binden. </li><li> Gelten 0,4 mg / ml Streptavidin-Lösung gleichmäßig auf den Oberflächen, so dass eine dünne Schicht bildet sich an der Unterseite des Glases, die Menge der Lösung wählen basierend auf Oberfläche. Für 8-Well-Platten mit 150 &amp; mgr; l 0,4 mg / ml Streptavidin-Lösung pro Vertiefung. Für 24-Well-Platten mit 100 &amp; mgr; l 0,4 mg / ml Streptavidin-Lösung pro Vertiefung. Für Glasschalen, fügen Sie 1,1 ml 0,4 mg / ml Streptavidin-Lösung. </li><li> Decken und die Platten zu einer 14 cm Petrischale bewegen, Feuchtigkeit zu speichern. Inkubieren Sie die Petrischale im Kühlschrank für 18-24 Std. HINWEIS: Es ist wichtig, konsistente Mengen von APTES, DSB und SAv auf jeder Oberfläche zu verwenden. </li><li> Spülen jeder Glasoberfläche dreimal mit 150 ul PBS SAv zu entfernen. Spülen Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten der Pipette bei ungefähr 70 ° Winkel, so wird die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet. </li><li> Befeuchten Sie ein Papiertuch with de-ionisiertes Wasser und legen Sie das Papiertuch in 14 cm Petrischale flach, die Platten umgebenden Feuchtigkeit in den Vertiefungen zu halten. Decken Sie die Petrischale mit den Brunnen. Inkubieren Sie die Petrischale in einem 4 ° C Biosafety Level 1 (BSL-1) Kühlschrank, bis sie benötigt. </li></ol> 4. Zelleinfang und Freigabe <ol><li> Beginnen mit T175-Kolben (n) von Zellen für das Experiment bestimmt. Absaugen Medien von Kolben (s). Waschen Sie die restlichen Medien mit 5 ml Raumtemperatur PBS. Aspirat PBS aus dem Kolben (s). </li><li> 10 ml nichtenzymatische Hebemittel, wie Zelldissoziationslösung, auf die T-175-Kolben von Zellen. Setzen Sie den Kolben in den Inkubator für 6 min zum Anheben der Zellen aus dem Kolben zu ermöglichen. </li><li> Nach 6 min, 10 ml kalter Hanks Balanced Salt Solution (HBSS; Siehe Liste der Materialien), um das Hebemittel zu inaktivieren. Nehmen Sie 20 ul Zellen Anzahl von Zellen in Lösung zu zählen ein Hemacytometer verwenden. HINWEIS: Je nach functionalisierten Oberflächen im capture Experiment verwendet, variiert die Anzahl der Zellen benötigt. Für funktionalisierte 8-Well-Platten, verwenden 300.000 Zellen pro Vertiefung. Für funktionalisierte Glasschalen, verwenden Sie 1,1 Millionen Zellen. Für funktionalisierte 24-Well-Platten, werden 125.000 Zellen empfohlen. Mehr Informationen über Zellzählung wird im Supplement gefunden. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4.1- 4.3 für einen anderen Kolben von Zellen, wenn weniger Zellen vorhanden sind, als für das Experiment benötigt. Kombinieren Zellsuspensionen und Nachzählung Zellen zur Gesamtzahl der Zellen in Lösung erhalten. </li><li> Spin-Down-Zellsuspension in einer Zentrifuge bei 500 × g für 5 min bei 4 ° C, um ein Pellet von konzentrierten Zellen zu erhalten. Finden Sie die entsprechende Menge an HBSS zur Zellsuspension hinzufügen , um eine Konzentration von 1 x 10 6 Zellen pro ml zu erhalten, aspirieren dann den Überstand von den Zellen abzentrifugiert, und fügen Sie das berechnete Volumen. Dieses Volumen kann unter Verwendung der Gleichungen im Supplement berechnet werden. </li><li> Pipette nach oben und unten (triturate) zu suspendieren the Zellen in Lösung und zelluläre Verklumpung in Lösung reduzieren, die Antikörperbindung reduzieren kann. Teilen Sie die zelluläre Lösung in getrennte Kontroll- und experimentellen Lösungen. Sehen Sie einen Brief Datei für Komponenten und Berechnungen. </li><li> Fügen Sie die biotinylierte Antikörper an die jeweiligen Zelllösungen, wie in der Supplemental Datei beschrieben. Inkubieren für 30 min bei 4 ° C auf einem End-Over-End-Mixer. HINWEIS: Bei MCF7GFP Zellen wurden 0,5 mg / ml hIgG oder 0,5 mg / ml HLA-ABC-Antikörper werden empfohlen. Bei RAW-Makrophagen, 1 mg / ml mCD11b werden auf die Hälfte des Volumens für die Bilanzierung der Verdünnung Unterschiede empfohlen. Für menschlichen Nabelschnurvenen-Endothelzellen (HUVECs), 0,5 mg / ml hCD31 wird empfohlen. </li><li> Waschen Sie die funktionalisierte Glasoberfläche mit HBSS. Für dieses Experiment ist ein 8-Well-Platte beraten. <ol><li> In 150 ul HBSS in jede Vertiefung für 8-Well-Platten. Spülen Sie zweimal HBSS verwenden. Spülen Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen.Halten der Pipette bei ungefähr 70 ° Winkel, so wird die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet. Halten Sie kalt bei 4 ° C. </li></ol></li><li> In Zelllösungen in die Vertiefungen und 45 Minuten warten, bis die Zellen auf Eis auf dem Schüttler inkubiert. Sprechen Sie die Lösung von Biotin in steriler HBSS von berechneten Volumina unter Verwendung der in der Ergänzung beschrieben. </li><li> Entfernen Sie die Zell-Lösung aus den Glasbrunnen durch HBSS mit. <ol><li> Gently Pipette in jede Vertiefung 150 ul HBSS. Dann die HBSS Pipette aus. Spülen Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten der Pipette bei ungefähr 70 ° Winkel, so wird die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet. </li><li> Wiederholen Sie zwei weitere Male. Nach dem Waschen hinzufügen HBSS in die Vertiefungen, die Zellen feucht zu halten. </li></ol></li><li> In 150 ul 20 mM Biotin-Lösung auf die jeweilige Veröffentlichung gut, und warten Sie 20 Minuten für die Reaktion zu ermöglichen. </li><li> Erinnere nicht spezifisch gebundene Zelles durch Waschen mit HBSS, wie oben angegeben, und dann fluoreszierend markierten Zellen bei Verwendung, gehen Bild zur Fluoreszenz der Zellen. Auch Bild lebenden Zellen in einem Kolben (als Kontrolle, wobei die Zellen in der Vertiefung zu vergleichen). Wenn das grün fluoreszierende Protein (GFP) transfizierte Zellen verwenden, wird die Anregung 470 nm, und die Emission wird 515 nm sein. </li></ol> 5. Antikörperoptimierung: Antikörper-Titration <ol><li> Beginnen Sie, indem die Zellen aus dem T75 oder T175-Kolben heben, wie in Schritt 4.1- 4.3 erläutert. HINWEIS: Diese Volumina sind für 24-Well-Platten kalibriert, kann aber keine Glas funktionalisierten Oberflächen durch heuristische Tests zu entsprechen geändert werden. Eine repräsentative Antikörpertitration ist in Abbildung 1 dargestellt. </li><li> Zählen von Zellen unter Verwendung des Hämazytometers und dann drehen, um die Zell-Lösung in einem konischen Röhrchen bei 500 xg für 5 min bei 4 ° C. Rekonstitution Zellen zu 1 Million Zellen pro ml, unter Verwendung der in der Ergänzung beschriebenen Berechnungen. </li><li> Teilen Sie die 1 million Zellen pro ml Lösung in sechs verschiedenen Lösungen von 500 &amp; mgr; l in verschiedene Zentrifugenröhrchen für den Antikörper (Ab) Lösungen. <ol><li> Verdünne die Antikörper-Stammlösung zu 10 &amp; mgr; g / ml, 1 ug / ml, 100 ng / ml, 10 ng / ml, 1 ng / ml. Erzeugen die Steuerungen unter Verwendung von 100 &amp; mgr; l Stain-Puffer (PBS + 1% Natriumazid + 1% BSA) und 500 &amp; mgr; l Zellen für die Kontrolle ohne Ab darin. Für die Blindkontrolle (No Ab und keine Zellen), eine Lösung von 300 &amp; mgr; l PBS verwenden. HINWEIS: ACHTUNG: Natriumazid ist extrem giftig, explosiv, und extreme Vorsicht ist geboten, wenn es zu benutzen. Bitte beachten Sie die Sicherheitsdatenblatt (SDB) und die entsprechende Sicherheitsausrüstung verwenden. </li></ol></li><li> Kombinieren und inkubieren Sie die Ab-Lösungen mit den Zell Lösungen im End-Over-End-Mixer bei 4 ° C für 30 min. Spülen Sie die funktionalisierten 24-Well-Platten mit HBSS dreimal. Spülen der Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten Sie die piPette ungefähr in einem 70 ° Winkel, so dass die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet wird. </li><li> Aliquot 125 ul jeder Probenlösung in die entsprechenden APTES, DSB und SAv gut funktionalisiert. Inkubieren bei 4 ° C oder auf Eis für 45 min auf der Glasoberfläche. Spülen der Oberfläche mit HBSS dreimal unspezifisch gebundenen Zellen zu entfernen. Spülen Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten der Pipette bei ungefähr 70 ° Winkel, so wird die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet. Sie NICHT die untere Reihe spülen, wie die Kontrollen sind. </li><li> In 150 ul HBSS zu jeder gut gewaschen, legte die 24-Well-Platten auf Eis, und dann einen Plattenleser verwenden Fluoreszenz von GFP Zellen zu messen (Anregung 485 nm / Emission 528 nm). </li></ol> 6. Zell Optimierung: Titrierzelle <ol><li> Heben Sie die Zellen wie in den Schritten 4.1 -4.3 erwähnt. </li><li> Zählen von Zellen unter Verwendung eines Hämacytometers. Spin down Zelle sosung in konischen Röhrchen bei 500 xg für 5 min bei 4 ° C. Rekonstituieren Zellen zu 1 Million Zellen pro ml. HINWEIS: Weitere Informationen über die Verwendung des Hämazytometers kann im Supplement finden. </li><li> Pipette 1,6 ml der Zelllösung für die 1,6 Millionen Zellen Lager und in einem konischen Rohr. Pipette 800 ul Zellen aus der Zelllösung für die 800.000 Zellen Lager und in einem konischen Rohr. Pipette 80 ul aus der Zelle Lager für die 80.000 Zellen Lager und in einem konischen Rohr. Pipette 8 ul aus der Zelle Lager für 8000 Zellen Lager und in einem konischen Rohr. HINWEIS: Die Konzentrationen werden pro 8-Well-Platte Messungen gegeben, replizieren nach Bedarf. Ein Beispiel der Plattenausgabe wird in Abbildung 2 dargestellt. </li><li> Nehmen Sie die vier Stammlösungen und Spin in einer Zentrifuge bei 500 xg für 5 min bei 4 ° C. Re-suspend alle Stammlösungen in 400 ul HBSS. </li><li> In 1,6 ul 100 ng / ml Antikörper an die 1,6 Millionen Zelle Lager, 0,8 μl auf die 800.000 Zelle Lager, und 0,5 ul auf alle anderen Aktien. Inkubieren des Antikörpers für 30 min in die End-over-End-Mixer für 30 min bei 4 ° C. Waschen Sie die funktionalisierte Glasoberfläche mit HBSS dreimal. HINWEIS: Die funktionalisierte 8-Well-Platte ist für die Mikroskopie Quantifizierung empfohlen, während das funktionalisierte 24-Well-Platte für Platte Leser Quantifizierung empfohlen. Antikörperkonzentration für 8000 Zellstoff wurde nicht der begrenzende Faktor der Erfassungsfläche zu ermöglichen, reduziert nicht der Mangel an Antikörper in Lösung zu sein, sondern die Erfassung von Eigenschaften der Oberfläche. </li><li> Anwenden 150 ul der Probenlösungen in jede Kammer. Tragen Sie die 1,6 Millionen Zelle Lager auf der ersten Spalte der Brunnen auf der linken Seite. Tragen Sie die 800.000 Zelle Lager auf der zweiten Spalte von links. Tragen Sie die 80000 Zelle Lager auf der dritten Spalte von links. Schließlich gelten die 8000 Zelle Aktie der letzten Spalte. für 45 min inkubieren, auf dem Schüttler bei 4 ° C. HINWEIS: Die 1,6 MillionenZelle Lager dient als höchste Konzentration getestet werden, und ist die doppelte Menge an Zellen, die normalerweise in der Zelltrennung Experimente verwendet (600.000 Zellen pro Vertiefung) Die 800.000 Zelle Lager dient als Kontrolle für das Experiment, wie es die typische Zellkonzentration ist dass in Zelltrennungsversuche (3.000.000 Zellen pro Vertiefung) verwendet. Die 80.000 Zelle Lager dient als zehnfache Verdünnung für niedrigere Konzentrationen für die zelluläre Erfassung (30.000 Zellen pro Vertiefung) zu testen. Die 8000 Zelle Lager dient als hundert fache Verdünnung als Test verwenden, um die untere Grenze der Zelltrennung (3.000 Zellen pro Vertiefung) zu überprüfen. </li><li> Spülen Sie mit HBSS dreimal. Spülen Oberfläche durch Entladen und die Flüssigkeit von einem festen Punkt, wie beispielsweise die Ecke des Bohrloches zu ziehen. Halten der Pipette bei ungefähr 70 ° Winkel, so wird die Spitze nicht direkt in die Oberfläche gerichtet. Sammeln Sie alle Wäschen. </li><li> Bild die Zellen auf einem Fluoreszenzmikroskop, bei Verwendung von 8-Well-Platten, machen Sie Fotos von jedem surGesicht und auf jede Oberfläche bei 4 ° C auf dem Schüttler eine Stunde Biotin 150 &amp; mgr; l an. Biotin Release Brunnen mit HBSS 3 mal Nach einer Stunde gründlich wie zuvor. Sammeln Sie alle Waschungen aus Brunnen zum Zählen mit dem Hämozytometer und Bild die Freigabe Brunnen. </li><li> Bewerben 150 ul 20 mM überschüssige Biotinlösung an Biotin Freisetzung Vertiefungen für 1 Stunde veranschlagen, wenn 24-Well-Platten verwenden, und dann spülen den Vertiefungen 3 mal mit HBSS. Quantifizieren 24-Well-Platten mit einem Plattenleser. Verwenden Sie eine Hemacytometer Zellen aus allen gesammelten gut Waschungen zu zählen. </li></ol> 7. Bildanalyse Hinweis: Die FIJI-Software-Paket (http://fiji.sc/Fiji) wird für die Bildanalyse empfohlen. Zunächst wurden die Bilder in Graustufenbild umgewandelt, und dann wird die Helligkeit / Kontrast verändert wurde, um die Zellen zu bringen. <ol><li> Laden Sie das Bild nach oben, und konvertieren, indem Sie auf das Bild und dann auf das Scrollen nach unten zu &quot;Typ&quot; in Graustufen und dann auf4; 8-Bit &quot;. </li><li> Erhöhen Sie den Kontrast des Bildes durch das Bild Registerkarte klicken und dann scrollen auf &quot;Anpassen&quot;. Klicken Sie auf &quot;Helligkeit und Kontrast&quot;, und dann die Bildlaufleisten verwenden, um die Zellen abheben. Wenn Fluoreszenzbilder verwenden, invertieren die Bilder um die Zellen zu machen mehr definiert. </li><li> Laden Sie ein Plugin auf ImageJ ITCN genannt (http://rsb.info.nih.gov/ij/plugins/itcn.html), um die Bilder zu analysieren. </li><li> Öffnen Sie ITCN. Wenn ein Dialogfeld angezeigt, das den Benutzer mit verschiedenen Parametern aufgefordert, die Größe der Zelle zu schätzen, die minimalen Breite der Zelle zunächst von Interesse. Klicken Sie auf die &quot;Detect Dunkle Peaks&quot; Option, wenn das Bild fluoresziert und die Zellen werden abgedunkelt. </li><li> Stellen Sie den Grenzwert bei 2 zunächst, und dann drücken Sie die &quot;Count&quot; -Taste. Eine neu gezählt Version des Bildes erscheint mit roten Punkten abgrenzen, wo Zellen gezählt wurden. </li><li> Stellen Sie die Schwelle und Breitenparameter genauer Handy-Daten von defini zu erhaltenng die Größe einer &quot;Zelle&quot;. Hinweis: Die Anzahl der gezählten Zellen in einem Dialogfeld auf der rechten Seite sein wird. Ändern von Parametern unterschiedliche Anzahl von Zellen gezählt geben. </li><li> Weiterhin durch die Schwelle und Breitenparameter zu iterieren, bis eine gute Abschätzung für die Anzahl von Zellen erreicht ist. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Verbesserungen in der Zellisolationstechniken fördert wissenschaftliche Untersuchungen in der Struktur-Funktions - Beziehungen in den Neurowissenschaften 18, Zell - Programmierung in der regenerativen Biologie stammen, und angiogenen Signalgebung in der Gefäßbiologie 19. Tatsächlich primäre Zellkultur 20 (zB HUVECs) in vaskulären biology wird in erster Linie durch die Verwendung von Zellisolierungstechniken durchgeführt. Zellisolierung wurde auch für die quantitative Flow (QFlow...

Strom bench-top Zelltrennungsansätze (zB Fluoreszenz - aktivierte Zellsortierung 1, Laser Capture Mikrodissektion 2, immuno-magnetische bead Trennung 1) kann mehrere Stunden dauern Vorbereitung und Sortierung. Diese großen Zeitskalen können physiologische Reaktion und Expressionsspiegel beeinflussen, in Analysen führt , die nicht repräsentativ für die physiologische Reaktion 3 sind. Die Systeme werden benötigt, die schnell und effizient spezifische Zelltypen Zelloberflächenrezeptor-Ebenen, um Zellisolierung und Bereicherung für biomedizinische Anwendungen ohne Unterbrechung zu verbessern isolieren kann. Daher ist der Grund für unser Ansatz einen sanften Ansatz zur Zellisolierung zu entwickeln. Das &quot;Lab on a Chip&quot; -Konzept bietet das Versprechen um Größenordnungen schneller (Stunden zu Minuten) Zellisolierung und am häufigsten werden Zellen auf einer Oberfläche und die Freigabe Zellen oder intrazelluläre conte Erfassungnts durch physikalische 4,5 oder chemische Verfahren 6. Obwohl diese Ansätze einige Vorteile, wie die Identifizierung Protein 7,8 Expression bieten, Identifizieren RNA - Expression 9-11, oder sogar Zellen für die in vitro Kultur 12,13, sind viele dieser Techniken Bereitstellung kann aufgrund Diagnostik wie Zellrezeptor Profilierungs übersetzt zu ihren nicht-physiologischen Umgebungen. Die enzymatische Hebemittel wie Kollagenasen können auch diese Rezeptor Mengen 14,15, was bedeutet , Zell - Rezeptor Quantifizierung Techniken beeinflussen , dass diese Hebemittel verwenden, nicht genaue physiologische Daten erzeugen. Zelluläre Lyse verhindert Differenzierung zwischen den nativen Oberflächenrezeptoren, und solche , die 16 zuvor verinnerlicht wurden. Dieses Protokoll beschreibt einen schnellen und schonenden Ansatz zur Zellisolierung.

<table><tbody><tr><td>(3-Aminopropyl)-triethoxysilan (APTES)</td><td>Acros Organics</td><td>919-30-2</td><td>Wird zur Herstellung von 2%iger APTES-Lösung</td></tr><tr><td>verwendet Plasmareiniger Pico</td><td>Diener</td><td>Modell 1</td><td>Reinigt Oberflächen und ermöglicht die Bindung von PDMS an Glas</td></tr><tr><td>d-Desthiobiotin (DSB)</td><td>Sigma</td><td>D20655</td><td>Wird als Freisetzungsmechanismus in der zellulären Erfassungsoberfläche verwendet.</td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid (DMSO)</td><td>British Drug Houses (BDH)</td><td>BDH1115-1LP</td><td>Löst das DSB in Lösung</td></tr><tr><td>1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimid (EDC)</td><td>Thermo-Scientific</td><td>5g: 22980 25g: 22981</td><td>Aktiviert Carbonsäuren und ermöglicht die Bindung von Proteinen an die Glasoberfläche.</td></tr><tr><td>unbeschichteter 8-Well-Kulturobjektträger</td><td>BD Falcon</td><td>Case of 24: 354118 Case of 96: 354108</td><td>Wird in zellulären Experimenten mit dem Zeiss-Fluoreszenzmikroskop verwendet, wie z. B. Initial Capture and Release Quantification Experiments</td></tr><tr><td>24-Well-Platten mit Glasboden</td><td>MatTek</td><td>P24G-0-13-F</td><td>Wird in zellulären Experimenten mit dem Plattenreader verwendet, z. B. Antikörper- und Zelltitrationsexperimente</td></tr><tr><td>Mercaptoethanol</td><td>Science Lab</td><td>60-24-2</td><td>Wird verwendet, um die Reaktion zwischen EDC und DSB</td></tr><tr><td>abzuschrecken 4-Morpholinethansulfonsäurehydrat (MES-Hydrat 99%)</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC172590250</td><td>Wird zur Herstellung von 0,1 M MES-Puffer für die Verwendung in der EDC-Reaktion</td></tr><tr><td>verwendet Präzisionsofen</td><td>Thermo Scientific</td><td>11-475-153</td><td>Wird zum Aushärten der PDMS- und APTES-Schicht verwendet.</td></tr><tr><td>Titramax 1000 Schüttler</td><td>Heidolph</td><td>13-889-420</td><td>Wird verwendet, um eine gleichmäßige Verteilung von APTES auf Oberflächen zu gewährleisten.</td></tr><tr><td>1x Streptavidin 5 mg [e7105-5mg]</td><td>Proteo Chem</td><td>9013-20-1</td><td>Biotin-bindendes Protein. Kann Reizungen verursachen.</td></tr><tr><td>5 cm Glasschale</td><td>Fisher Scientific</td><td>08748A</td><td>Wird in HUVEC-Studien sowie in zukünftigen Profiling-Studien verwendet.</td></tr><tr><td>14 cm Petrischale mit Deckel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z717231</td><td>Dient zur Aufnahme und zum Transport von Proben, die funktionalisiert</td></tr> werden sollen.<tr><td>MCF7-GFP-Zellen</td><td>Cell Biolabs</td><td>AKR211</td><td>Gelagert in flüssigem Stickstoff</td></tr><tr><td>RAW264.7 Maus-Makrophagen</td><td>ATCC</td><td>TIB-71</td><td>Uns geschenkt vom Smith Lab an der University of Illinois. Gelagert in flüssigem Stickstoff.</td></tr><tr><td>TrypLE</td><td>Life Technologies</td><td>12605036</td><td>Lagerung in 100 ml bei Raumtemperatur</td></tr><tr><td>Dulbecco' s modifiziertes Eagle-Medium</td><td>Cell Media Facility an der School of Chemical Sciences an der UIUC</td><td>50003PC</td><td>Lieferant: Corning</td></tr><tr><td>Nonessential Amino Acids</td><td>Cell Media Facility an der School of Chemical Sciences an der UIUC</td><td>25-025-CI</td><td>Bereits von der Einrichtung zu DMEM hinzugefügt. Lieferant: Corning.</td></tr><tr><td>Zellschaber</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-565-58</td><td>Klein 23 cm 50er Pack</td></tr><tr><td>Zelldissoziationslösung</td><td>Corning</td><td>MT-25-056CI</td><td>Wird verwendet, um Zellen nicht-enzymatisch zu heben, für den Einsatz in Zellexperimenten</td></tr><tr><td>Hämazytometer</td><td>Hausser</td><td>02-671-54</td><td>Wird verwendet, um Zellen für die Quantifizierung von Zelllösungen und die Effektivität der Erfassung und Freisetzung zu zählen.</td></tr><tr><td>Biotin</td><td>Amresco</td><td>58-85-5</td><td>Wird verwendet, um Zellen von der Oberfläche freizusetzen.</td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Erstellt aus Rezept</td><td>N/A</td><td>Wird verwendet, um Zellen in Suspension am Leben zu erhalten sowie Oberflächen mit unspezifischer Bindung zu waschen. Adaptiert von Cold Spring Harbor Protocols: In 500&nbsp; ml, verwenden Sie 4&nbsp; g NaCl, 0,2&nbsp; g KCl, 0,0402&nbsp; g Na2PO4&#8226; 7H2O, 0.03&nbsp; g KH2PO4 und 0,5&nbsp; g Glukose. Fügen Sie DI-Wasser hinzu, um zu gelangen&nbsp; 500 ml, filtrieren und anschließend kühl stellen.</td></tr><tr><td>HLA-ABC Antikörper</td><td>BioLegend 311402</td><td></td><td>Antikörper zur Erfassung von MCF7gfp-Zellen</td></tr><tr><td>hIgG Antikörper</td><td>BioLegend</td><td>HP6017</td><td>Antikörper zur Erfassung von MCF7gfp-Zellen</td></tr><tr><td>MCF7 GFP-Zellen</td><td>Cell Biolabs</td><td>AKR-211</td><td>Luminal Breast Cancer Linie, die mit grün fluoreszierendem Protein transfiziert wurde.</td></tr><tr><td>Verschiedene Kegel</td><td>Thermo-Scientific</td><td>15 ml: 12-565-268</td><td>50/15 ml Kunststoff-Kegel zur Aufbewahrung von Lösungen und Aliquoten.</td></tr><tr><td>Mini-Röhrchen-Rotatoren (End-over-End-Mischer)</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-450-127</td><td>Wird zum Inkubieren von Antikörpern und zum Mischen anderer zellulärer Lösungen verwendet, um</td></tr><tr><td>Axiovert 200M (Fluoreszenzmikroskop)</td><td>Zeiss</td><td>N/A</td><td>Zeiss Axiovert 200 M inverses Fluoreszenzmikroskop.</td></tr><tr><td>Zeba Entsalzungssäulen</td><td>Thermo-Scientific</td><td>PI-87770</td><td>Wird zur Aufreinigung von neu biotinylierten Antikörpern nach der Verwendung des Biotinylierungskits verwendet. Anweisungen unter: http://www.funakoshi.co.jp/data/datasheet/PCC/89894.pdf</td></tr><tr><td>EZ Link Sulfo NHS Low Weight Biotinylation Kit</td><td>Thermo- Scientific</td><td></td><td>Wird verwendet, um Antikörper zu biotinylieren, damit sie sich in die Erfassungsoberfläche integrieren können</td></tr><tr><td>Plate</td><td>Reader BioTek</td><td>Synergy HTX Multimode Reader</td><td>Wird verwendet, um die Fluoreszenzintensität in den Titrationsexperimenten quantitativ zu messen.</td></tr></tbody></table>

ein verfahren zur gezielten zellisolierung über glas oberflächenfunktionalisierung

A Method of Targeted Cell Isolation via Glass Surface Functionalization

Einer der limitierenden Faktoren für die Einführung und Weiterentwicklung der personalisierten Medizin ist die Unfähigkeit, diagnostische Werkzeuge zu entwickeln, um individuelle Nuancen in der Ausprägung von Patient zu Patient zu untersuchen. Derzeitige Methoden, die versuchen, Zellen zu trennen, um diese Nische zu füllen, führen zu einer Störung der physiologischen Expression, wodurch die Trenntechnik als diagnostisches Werkzeug unbrauchbar wird. In diesem Protokoll beschreiben wir die Funktionalisierung und Optimierung einer Oberfläche für den zellulären Fang und die Freisetzung. Diese funktionalisierte Oberfläche integriert biotinylierte Antikörper mit einer Glasoberfläche, die mit einem Aminosilan (APTES), Desthiobiotin und Streptavidin funktionalisiert ist. Die Zellfreisetzung wird durch die Einführung von Biotin erleichtert, das die Wiedersammlung und Reinigung der von der Oberfläche eingefangenen Zellen ermöglicht. Diese Freisetzung erfolgt durch das Targeting des sekundären Anteils Desthiobiotin, was zu einem viel sanfteren Freisetzungsparadigma führt. Diese Reduzierung von aggressiven Reagenzien und Scherkräften reduziert Veränderungen in der zellulären Expression. Die funktionalisierte Oberfläche fängt bis zu 80 % der Zellen in einer Einzelzellmischung ein und hat eine 50 %ige Erfassung in einer Doppelzellmischung gezeigt. Anwendungen dieser Technologie auf Xenotransplantate und Krebstrennungsstudien werden untersucht. Quantifizierungstechniken für die Oberflächenverifizierung wie Plate Reader und ImageJ-Analysen werden ebenfalls beschrieben.

Mit diesem Protokoll wir Zelleinfang zeigen (3A) und Zellfreisetzung (3C) von MCF7GFP Zellen sowie Live - Zellkontrollen (Abbildung 4). Wir quantifizierten die Zelle capture als 60% und 80% freigesetzt wurden (Abbildung 3C). Wenn wir diesen Ansatz zu einer Mischung aus RAW 264.7 Makrophagen und MCF7GFP Zellen verlängert, 50% der RAW - Makrophagen wurden gefangen genommen (Abb. 3D) und 80% der RAW - Makro...

Dieses Protokoll beschreibt die anpassbare Oberflächenfunktionalisierung des Desthiobiotin-, Streptavidin- und APTES-Systems, um bestimmte Zelltypen von Interesse zu isolieren. Darüber hinaus behandelt dieses Manuskript die Anwendungen, die Optimierung und die Verifizierung dieses Prozesses.

Ein Verfahren zur gezielten Zellisolierung über Glas Oberflächenfunktionalisierung

One of the limiting factors to the adoption and advancement of personalized medicine is the inability to develop diagnostic tools to probe individual ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens zur Funktionalisierung von Glasoberflächen besteht darin, eine schonende Anreicherung und Freisetzung der gewünschten Zellen zu ermöglichen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Tumorangiogenese zu beantworten und die Untersuchung von zellulären Biomarkern zu ermöglichen, die auf eine Arzneimittelresistenz hinweisen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie vollständig an nahezu jeden gewünschten Zelltyp anpassbar ist.Solange ein Antikörper vorhanden ist, der spezifisch für den Zelltyp ist, kann die Oberfläche an dessen Erfassung angepasst werden. Obwohl diese Methode Einblicke in die Tumorangiogenese ermöglichen kann, lässt sie sich auch auf andere Erkrankungen anwenden, da gereinigte Proben für die Entwicklung individualisierterer Therapieregime erforderlich sind. Die Idee zu dieser Methode entstand ursprünglich, als wir versuchten, einen reversiblen Freisetzungsmechanismus zur Zellerfassung zu entwickeln, unter Nutzung der Wechselwirkung zwischen Desthiobiotin und der Avidin-Familie.Nach der Reinigung einer Glasoberfläche in einer Sauerstoff-Plasma-Anlage für fünf Minuten gemäß dem Textprotokoll bereiten Sie 2,5 Milliliter einer 2 %igen rekonstituierten 3-Aminopropyl-triethoxysilan- oder APTES-Lösung vor, indem Sie 50 Mikroliter APTES und 2,45 Milliliter Ethanol in einem kegelförmigen Reaktionsgefäß mischen. Geben Sie die APTES-Lösung mittels Pipette auf die Glasoberflächen, decken Sie die Oberflächen ab und stellen Sie sie für 50 Minuten auf einen Plattenschüttler bei Raumtemperatur, um die APTES-Schicht gleichmäßig zu verteilen. In der Zwischenzeit heizen Sie den Ofen auf 55 Grad Celsius für die 8- und 24-Loch-Platten oder auf 90 Grad Celsius für die Glasgefäße vor.Nachdem die Platten aus dem Schüttler entfernt wurden, spülen Sie die Glasoberflächen gemäß dem Textprotokoll mit Ethanol ab. Trocknen Sie die Oberflächen mit 100 % Stickstoffgas. Anschließend stellen Sie die Acht- und 24-Loch-Platten zwei Stunden lang in den Ofen, oder die Glasgefäße eine Stunde lang.Bereiten Sie anschließend 2,5 Milliliter D-Desthiobiotin- oder DSB-Lösung vor, indem Sie 1,5 Milligramm pro Milliliter DSB in 37,5 Mikrolitern DMSO mischen und fünf Milligramm pro Milliliter EDC zu 2.462,5 Mikrolitern 0,1-molarer MES-Pufferlösung, pH 6, geben. Anschließend werden die beiden Lösungen vereinigt. Nach 15 Minuten wird ein Mikroliter BME zugegeben, um die Reaktion zwischen DSB und EDC abzubrechen.Entfernen Sie die heißen, mit APTES funktionalisierten Glasoberflächen aus dem Ofen und lassen Sie sie fünf bis zehn Minuten abkühlen. Geben Sie MES-Puffer zu den Glasoberflächen, um sie abzuspülen, wobei Sie die Pipette in einem Winkel von 70 Grad halten, sodass die Spitze nicht direkt auf die Oberfläche zeigt. Danach geben Sie den Puffer an einer festen Stelle, beispielsweise an der Ecke des Wells, aus und ziehen ihn erneut auf.Anschließend den MES-Puffer verwenden, um die Oberflächen zwei weitere Male zu spülen. DSB-Lösung auf die Glasoberflächen auftragen. Diese in eine feuchte Papierserviette in einer Petrischale überführen, die Schale abdecken und 18 bis 24 Stunden im Kühlschrank inkubieren.Nach der Inkubation bei vier Grad Celsius jede Glasoberfläche dreimal mit PBS spülen, wie zuvor in diesem Video gezeigt. Anschließend Streptavidin oder die SAV-Stammlösung auf 0,4 Milligramm pro Milliliter verdünnen und gleichmäßig auf die Glasoberflächen auftragen, sodass sich eine dünne Schicht bildet. Nach einer Inkubation der Glasoberflächen für 18 bis 24 Stunden jede Oberfläche mit 150 Mikroliter PBS dreimal spülen.Befeuchten Sie dann ein Papierhandtuch mit entionisiertem Wasser und legen Sie es flach in eine 14 cm große Petrischale, um die Feuchtigkeit in den Vertiefungen zu halten. Decken Sie die Petrischale mit den Glasoberflächen ab und stellen Sie sie bis zur Verwendung in einen Kühlschrank der Biosicherheitsstufe 1 bei vier Grad Celsius. Um die Zellaufnahme durchzuführen, aspirieren Sie das Medium aus T175-Flaschen mit Zellen.Spülen Sie die Zellen anschließend mit PBS und aspirieren Sie den Puffer. Geben Sie 10 Milliliter eines nicht-enzymatischen Löseagens, wie beispielsweise Cell Dissociation Solution, zum Kolben hinzu. Inkubieren Sie dann 6 Minuten bei 37 Grad Celsius.Nach sechs Minuten 10 Milliliter kaltes HBSS hinzufügen, um das Ablösemedium zu verdünnen. Anschließend 20 Mikroliter der Zellen abpipettieren und mit einem Hämozytometer zählen. Die Zellsuspension bei 500 × g und vier Grad Celsius fünf Minuten lang zentrifugieren.Und resuspendieren Sie die Zellen in HBSS auf eine Konzentration von einer mal 10 hoch 6 Zellen pro Milliliter. Pipettieren Sie die Zellen mehrmals auf und ab, um sie in Lösung zu resuspendieren und zelluläre Agglomerationen zu vermindern, die eine Antikörperbindung beeinträchtigen könnten. Anschließend teilen Sie die Zellsuspension in separate Kontroll- und Versuchslösungen auf.Fügen Sie die biotinylierten Antikörper den jeweiligen Zellsuspensionen hinzu und inkubieren Sie sie 30 Minuten lang auf einem End-over-End-Mischer bei vier Grad Celsius. Spülen Sie das funktionalisierte Glas in Acht-Well-Platten dreimal mit jeweils 150 Mikroliter HBSS, wie zuvor im Video gezeigt. Geben Sie die Zellsuspension in die Wells und inkubieren Sie 45 Minuten lang auf Eis im Schüttler.Unterdessen eine 20 Millimolar starke Biotin-Lösung in sterilem HBSS herstellen. Danach nach der Inkubation vorsichtig 150 Mikroliter HBSS verwenden, um die Zelllösung vom Glas abzuspülen. Nachdem der Spülvorgang noch zweimal wiederholt wurde, jeweils 150 Mikroliter der Biotin-Lösung zu den entsprechenden Freisetzungs-Vertiefungen hinzufügen und 20 Minuten lang inkubieren, um die Reaktion ablaufen zu lassen.Sammeln Sie unspezifisch gebundene Zellen durch Waschen der Zellen mit HBSS erneut ein. Fahren Sie anschließend gemäß dem Textprotokoll mit der Fluoreszenzbildgebung und -analyse fort. Schließen Sie Bilder lebender Zellen in einer Zellkulturschale als Kontrolle ein.In diesem Experiment wurden MCF7GFP-Zellen einer funktionalisierten Oberfläche ausgesetzt. Mithilfe des HLA-ABC-Antikörpers wurden 60 % der Zellen eingefangen. Nach der Behandlung mit 20 Millimolar Biotin wurden 80 % der eingefangenen Zellen freigesetzt.Wie hier gezeigt, wurden 50 % der RAW-Makrophagen erfasst, als die MCF7GFP-Zellen mit RAW 264,7-Zellen gemischt wurden, und die Zugabe von 20 Mikromolar Biotin setzte anschließend 80 % der erfassten RAW-Zellen frei. Diese Abbildung zeigt, dass die positiven Kontroll-Makrophagen RAW keine Fluoreszenzaktivität aufweisen. Die negativen Kontroll-MCF7GFP-Zellen hingegen sind positiv für GFP-Fluoreszenz.Da ein Überschuss an Antikörpern die Zellbindung verringern kann, wurde die Antikörperkonzentration durch Titration von null bis 10.000 Nanogramm pro Milliliter HLA-Antikörper optimiert. Die Ergebnisse zeigten, dass die ideale Antikörperkonzentration zwischen 100 und 1.000 Nanogramm pro Milliliter liegt. Zusätzlich ergaben Zelloptimierungsversuche, dass die ideale Konzentration an gebundenen Zellen zwischen 1 × 10⁵ und 1 × 10⁶ Zellen liegt, da Mengen unterhalb dieser Zahl unterhalb des Hintergrunds liegen.Wenn die Technik einmal beherrscht ist, kann sie innerhalb von drei Tagen durchgeführt werden, wobei die experimentelle Arbeitszeit weniger als sechs Stunden beträgt, ohne die Übernach-Inkubationen einzubeziehen. Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig, die Zellwaschungen während der Experimente zu sammeln, da sie wichtige Informationen über die Wirksamkeit der Oberfläche liefern können. Nach diesem Verfahren können weitere Methoden wie die Durchflusszytometrie durchgeführt werden, um zusätzliche Fragestellungen zu klären, beispielsweise bezüglich der Expressionslevel bestimmter Rezeptoren in den Zellen von Interesse.Nach ihrer Entwicklung hat die Oberflächenfunktionalisierung Forschern auf dem Gebiet der Biomaterialien den Weg geebnet, die biosichere Integration von Materialien wie Implantaten bei einer Vielzahl von Erkrankungen und Verletzungen zu erforschen. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Glasoberflächen oberflächenfunktionalisiert, um Zellen von Interesse zu binden und wieder freizusetzen, was eine anschließende Analyse ermöglicht. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit lebenden Zellen in Natriumazid äußerst gefährlich sein kann, und Vorsichtsmaßnahmen wie eine angemessene Schulung, persönliche Schutzausrüstung und ordnungsgemäße Entsorgung stets beachtet werden müssen, wenn dieses Verfahren durchgeführt wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Cancer Research

Krebsforschung

In diesem Artikel beschreiben wir, wie wir FRET Spuren von einzelnen DNA-Molekülen auf einer Oberfläche immobilisiert mittels eines automatisierten konfokalen Mikroskop zu erhalten.

Automated System für Single Molecule Fluorescence Messungen der Oberflächen-immobilisierten Biomoleküle

Quelle: Fattahi, N., et al. Photoabbaubare Hydrogel-Grenzflächen für das Screening, die Selektion und die Isolierung von Bakterien. J. Vis. Exp. (2021).Dieses Video zeigt die Extraktion von Bakterienkolonien aus einem photoabbaubaren Hydrogel mit Hilfe von UV-Licht. Eine bestimmte Kolonie wird ausgewählt, und eine gemusterte Lichtexposition soll den lokalen Hydrogelabbau initiieren. Nach dem Einstellen der Lichtintensität und -dauer wird das UV-Licht angewendet, wodurch die Kolonie freigesetzt...

Gezielte Isolierung von Bakterienkolonien durch lichtstrukturierten Hydrogelabbau

In diesem Video demonstrieren wir die Isolierung von EpCAM-exprimierenden Epithelkrebszellen aus peripheren Blutproben. Bei der Technik wird ein medizinischer Draht verwendet, der mit EpCAM-Antikörpern funktionalisiert ist, um die Zielzellen einzufangen. Die eingefangenen Zellen werden anschließend in eine Pufferlösung extrahiert.

Funktionalisierte drahtbasierte Zielzellisolierung: Eine ex vivo Technik zur Isolierung von Krebszellen aus gespicktem peripherem Blut

Kontaktlose Dielektrophorese (cDEP) erreicht Sortierung und Anreicherung der Partikel über ihren inneren dielektrischen Eigenschaften. Fluidic Elektrodenkanäle ersetzen traditionelle metallische Elektroden, um DEP, passend cDEP auf nicht-sterile beschädigen Charakterisierung und Sortierung von biologischen Partikeln. Wir zeigen, wie man eine cDEP Kleinst vorzubereiten und durchzuführen Zellcharakterisierung und Sortierversuche.

Markierungsfreie Isolierung und Anreicherung von Zellen durch Kontaktlose Dielektrophorese

Traditionelle Techniken zur Herstellung Polyacrylamid (PA)-Gelen, die fluoreszierenden Sonden beinhalten, zwischen denen ein Gel zwischen einem haftenden Oberfläche und einem Glasträger. Hier zeigen wir, dass die Beschichtung diese Folie mit Poly-D-Lysin (PDL) und fluoreszierende Sonden lokalisiert die Sonden innerhalb von 1,6 um von der Geloberfläche.

Eine neue Methode zur Lokalisierung Reporter fluoreszierende Kügelchen In der Nähe der Zellkulturoberfläche für Traction Force Microscopy

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Isolierung und Kultivierung einzelner Zellen mit einer mikrofluidischen Plattform, die ein neues Mikrotiter-Designkonzept verwendet, um eine hocheffiziente Einzelzellisolierung und eine langfristige klonale Kultur zu ermöglichen.

Ein Mikrofluidik-Plattform für Hochdurchsatz-Einzelzell-Isolierung und Kultur

Dieses Protokoll ist zu erholen und molekulare genetische Charakterisierung der Ebene der einzelligen seltene Zielzellen aus einer Mischung mit Nichtziel-hintergrundzellen vorbereiten. DNA-Qualität entspricht nicht behandelten Einzelzellen und einzellige Anwendung (sowohl Screening basiert und gezielte Analyse) ermöglicht.

Ziel Zelle Voranreicherung und ganze Genome Amplifikation für einzelne Zelle nachgelagerten Charakterisierung

Wir beschreiben ein einfaches lithographischen Verfahren für die Immobilisierung von gen-Länge DNA-Molekülen auf einer Fläche, die zur zellfreien gen Ausdruck Experimente auf Biochips durchführen können.

Funktionale Oberfläche-Immobilisierung von Genen mit mehrstufigen Strang Verschiebung Lithographie

Die Verwendung von photoabbaubaren Hydrogelen zur Isolierung von Bakterienzellen unter Verwendung eines hochauflösenden Lichtmusterwerkzeugs wird berichtet. Wesentliche experimentelle Verfahren, Ergebnisse und Vorteile des Verfahrens werden überprüft. Die Methode ermöglicht eine schnelle und kostengünstige Isolierung von Zielbakterien mit seltenen oder einzigartigen Funktionen aus heterogenen Gemeinschaften oder Populationen.

Photodegradierbare Hydrogel-Grenzflächen für Bakterienscreening, -selektion und -isolierung

Wir haben einen durchlässigen mikroporösen Membraneinsatz angepasst, um die Tumormikroumgebung (TME) nachzuahmen. Das Modell besteht aus einer gemischten Zellkultur, ermöglicht die vereinfachte Generierung hochangereicherter individueller Zellpopulationen ohne Verwendung von Fluoreszenzmarkierung oder Zellsortierung und ermöglicht die Untersuchung der interzellulären Kommunikation innerhalb der TME unter Normal- oder Stressbedingungen.

Ein Mimic des Tumor-Microenvironment: Eine einfache Methode für Enriched Zellpopulationen Generierung und Untersuchung der interzellulären Kommunikation

Erfahren Sie eine Methode zur gezielten Zellisolierung mittels Glasoberflächenfunktionalisierung mit Desthiobiotin und Streptavidin. Diese anpassbare Technik ermöglicht die schonende Erfassung und reversible Freisetzung von Zellen für Krebsforschung.

Ein Verfahren zur gezielten Zellisolierung über Glas Oberflächenfunktionalisierung

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