Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) bei Mäusen

Das Alvar Gaaud Verfahren soll transkranielle Gleichstromstimulation bei Mäusen anwenden. Dies wird erreicht, indem niedrige intensive Ströme aus einem Gleichstromgenerator erzeugt und direkt über Elektroden an das Tier gesendet werden. tDCS wurde als nicht-medikamentöse therapeutische Alternative für die wichtigsten psychiatrischen Störungen beim Menschen untersucht, wie Depression, Schizophrenie, Alzheimer-Krankheit, AHDH und Autismus.

Darüber hinaus ist tDCS aufgrund seiner niedrigen Kosten, Benutzerfreundlichkeit und seines nicht-invasiven Profils eine einzigartige Technik. Die biologischen Wirkungen von tDCS sind jedoch nicht vollständig verstanden, und es gibt keinen Konsens über Stimulationsparameter, wie aktuelle Intensität, Dauer und Kachel n. Hirnbereiche. Daher ist die Verwendung von Mindestanordnungen für eine gründliche Untersuchung solcher Mechanismen unerlässlich, was zu einem besseren Verständnis der klinischen Wirksamkeit von tDCS durch die Erfassung und Analyse von Verhaltenszell- und Molekulardaten führen wird.

Es gibt derzeit zwei Elektroden-Setups für tDCS, die als Anodal- und Kathhodalstimulation bezeichnet werden. Bei der annodalen Stimulation werden Ströme direkt an den Kopf des Tieres, durch den Körper des Tieres und in die Kathode, die auf dem Brustkorb des Tieres positioniert ist, abgegeben. Während in der kathatorischen Stimulation der Strom durch den Thorax des Tieres eintritt, wandert er bis zum Kopf und in die Kathode.

In beiden Situationen steuert ein Stromgenerator die Aktuelle Intensität und Stimulationsdauer. Bei der Erstellung einer Kontaktqualität und der Ableitung von Feedback. Es gibt viele verschiedene Setups für die aktive Positionierung.

Dabei sollte die gesamte dreidimensionale Achse berücksichtigt werden. In diesem Protokoll wurde eine Kopfelektrode einen Millimeter in verwurzeltes Bregma auf die Seite zur Mittellinie des Schädels implantiert und die Körperelektrode auf die Brust des Tieres gelegt. Aufgrund einer kurzfristigen Simulation wurde empfohlen, eine schnelle Wirkung und kurzfristige Anästhesie, wie verdampftes Isofluran zu verwenden.

Dieses Verfahren besteht aus zwei kritischen Schritten. Elektrodenplatzierung und transkranielle Gleichstromstimulation. Chirurgische Instrumente wurden mit Vorwartung bei 440 Grad Celsius sterilisiert.

Wattestäbchen wurden 20 Minuten lang bei 20 Minuten bei 121 Grad Celsius autoklaviert. Drehen Sie den thermischen Plattformregler auf 37 Grad Celsius. Wiegen Sie das Tier, und berechnen Sie die geeignete Dosis für die Anästhesie-Induktion.

Verwenden Sie eine Mischung aus Ketamin und Xylazin in einer Dosis von 100 Milligramm pro Kilogramm Ketamin und 8 Milligramm pro Kilogramm Xylazin. Nadelgröße 31G. Das Tier sollte innerhalb von 2 bis 3 Minuten einschlafen.

Verwenden Sie einen elektrischen Rasierer oder Rasierer, um die chirurgische Stelle zu rasieren. Legen Sie das Tier über die vorgewärmte Heizplatte auf das stereotaxic-Gerät. Halten Sie den Kopf des Tieres und legen Sie die Ohrstangen in jedes der Ohren des Tieres, um es an der sterotaxic Plattform zu befestigen.

Stellen Sie sicher, dass es keine seitliche Kopfverschiebung und wenig vertikale Bewegung gibt, indem Sie den Kopf des Tieres langsam verschieben. Schieben Sie die Anästhesiemaske vorsichtig über die Nase der Maus und fixieren Sie sie durch Anziehen der Schraube. Tragen Sie die Augensalbe auf die Augen des Tieres auf, um eine Hornhauttrocknung während der Operation zu verhindern.

Verwenden Sie einen Wattestäbchen, um die chirurgische Stelle mit drei abwechselnden Peelings von Povidon Jod vorzubereiten, oder 2% Chlorohexidin und 70% Ethinol. Verwenden Sie eine Pinzette, um anästhesie zu überprüfen, indem Sie die Zehen des Tieres leicht drücken und die Gesetze des tierischen Pedo-Entzugs allgemeinen Pinch-Reflex überprüfen. Machen Sie einen Schnitt etwa drei Millimeter nach der Ohrlinie des Tieres, und stoppen Sie in der Augenlinie.

Die Einschnittstelle muss etwa einen Zentimeter lang sein, um groß genug zu sein, um das Implantat zu erhalten. Kratzen Sie den Schädel vorsichtig mit einem Knochenschaber, um die Klebstoff- und Zementhaftung zu verbessern. Dies muss leicht handgemacht mit der Absicht, Mikro-Kratzer zu schaffen getan werden.

Positionieren Sie chirurgische Haken vorsichtig an der lockeren Haut, um ein offenes Operationsfeld zu erhalten und es von Hindernissen wie Haut und Fell zu befreien. Verwenden Sie einen sterilen Wattestäbchen, um die Kopfhaut des Tieres sanft zu trocknen. Verwenden Sie ein Seziermikroskop, um die Oberseite des Schädels des Tieres zu visualisieren.

Befestigen Sie eine Nadel am sterotaxic-Halter und lokalisieren Sie das Bregma. Positionieren Sie die Nadel direkt über dem Kopf des Tieres ist leicht berühren die Bregma. Verwenden Sie das Bregma als Referenz, um die Koordinaten des Interessenbereichs anzupassen.

Fixieren Sie das Implantat am Stereotaxic-Halter. Positionieren Sie das Implantat über dem Kopf des Tieres und senken Sie es langsam auf den Interessenbereich. Verwenden Sie eine Nadel, um einen Tropfen, ca. 35 Mikroliter, Superkleber auf den Implantatraum zu verteilen.

Bewegen Sie den Halter langsam nach unten, bis er den Schädel berührt. Stellen Sie sicher, dass der Implantatraum vollständig mit der Oberfläche in Berührung kommt. Bereiten Sie den chirurgischen Zement gemäß den Anweisungen des Herstellers vor.

Nach präziser Positionierung drei dünne, gleichmäßige Zementschichten über den Schädel und auf den unteren Teil des Implantats auftragen. Tragen Sie Drop pro Drop mit einem Anwendungspinsel auf. Schichten müssen u-förmige Struktur für weitere strukturelle Unterstützung des Implantats bilden.

Lassen Sie das Schraubgewinde des Implantats von Zement reinigen, um eine reibungslose, ungehinderte Verbindung zu ermöglichen. Lassen Sie jede Schicht für etwa vier Minuten trocknen. Nach dem Trocknen den Halter vorsichtig entfernen, bis er vollständig vom Implantat gelöst ist.

Achten Sie beim Umgang mit dem Implantat immer auf äußerste Vorsicht, da es versehentlich vom Schädel des Tieres zerstört werden kann. Hydratisieren Sie die Haut und die Einschnittstelle des Tieres mit einem mit Wassersaline getränkten Wattestäbchen. Schneiden Sie die Haut über die Basis des Implantats.

Verwenden Sie eine Pinzette, um das Gewebe zusammen zu bringen, und schließen Sie den Schnitt mit einem Tropfen von Gewebe chirurgischen Kleber pro Punkt 2 Zentimeter Gewebe. Infiltrat 1 bis 2%Lidocain in der Einschnittstelle und darunter liegenden Gewebe. Hydratieren Sie das Tier mit 500 Mikroliter Laktatringer gleichzeitig.

Legen Sie die Maus in einen vorgewärmten 37 Grad Celsius sauberen Einzelhauskäfig. Bauen Sie eine kleine Schale mit nassen Futterpellets im Käfig, um in den folgenden Stunden bequem zu essen. Registrieren Sie das postoperative Gewicht des Tieres.

Das Tier muss mit Ketoprofen verabreicht werden. 5 Milligramm pro Kilogramm gleichzeitig nach der Operation und in den nächsten zwei Tagen. Stellen Sie sicher, dass der tDCS-Stimulator vollständig aufgeladen ist.

Befestigen Sie die Anoden- und Kathodenkabel am tDCS-Stimulator und stellen Sie sie in der Nähe des Simulationsstandorts zur Verfügung. Befestigen Sie die Pin-Elektrode am sterotaxic-Halter. Stellen Sie die thermische Plattform auf 37 Grad Celsius ein.

Schalten Sie den Sauerstoffdurchflussmesser des Inhalationsanästhesiesystems auf 1 Liter pro Minute ein. Legen Sie die Maus in die Anästhesie-Induktionskammer. Schalten Sie den Isofluran-Verdampfer auf 3%Lassen Sie das Tier isoflurane-Effekte für vier Minuten zu unterziehen.

Während sich das Tier in der Induktionskammer befindet, verwenden Sie eine sterile Spritze, um die Körperelektrode mit 0,9% Salinelösung zu füllen. Entfernen Sie das Tier aus der Induktionskammer und positionieren Sie seine Brust über der Körperelektrode. Schieben Sie die Anästhesiemaske vorsichtig über die Nase der Maus und fixieren Sie sie an Ort und Stelle.

Senken Sie die Isofluran-Leistung auf 1,5%Füllen Sie das Implantat und die Pin-Elektrode mit Kochsaline. Befestigen Sie sie sorgfältig zusammen. Passen Sie die Stimulationszeit und die aktuelle Intensität entsprechend Ihrem Protokoll an.

Überprüfen Sie später die Kontaktqualität auf dem tDCS-System. Starten Sie die Stimulation. Beobachten Sie den aktuellen Hochlauf für 20 Sekunden auf den ausgewählten Wert.

Und sich für die etablierte Zeit zu behaupten. Dann, am Ende des Abschnitts wieder nach unten. Aktivieren Sie die Schienbeintaste zur Steuerung.

Beobachten Sie den aktuellen Hochlauf für 20 Sekunden auf den ausgewählten Wert. Und dann nach unten eine für den Rest der Stimulationsperiode, mit einer letzten Rampe zum ausgewählten Wert, am Ende, mit einem aufeinanderfolgenden Ramped nach unten. Einer der Stimulationsabschnitte ist komplett, vorsichtig das Tier in einen vorgewärmten 37 Grad Celsius Käfig für 10 Minuten zu übertragen.

Dieses Protokoll verwendet tDCS, um die Großhirnrinde der Maus einen Millimeter vor dem Bregma zu stimulieren. Dieses Diagramm zeigt die statisticalisierte und Genexpression nach dem tDCS Stimulationsprotokoll. Mit einer 0,35 Milliampere Stromintensität für 10 Minuten pro Tag.

Das tCDS-Implantat präsentierte sich vom ersten bis zum fünften Tag selbstlebensfähig, ohne signifikanten Unterschied zwischen den Tagen in der Kontaktqualität. Es gibt eine Vielzahl von tCDS Stimulationsprotokolle in Modellgehirnen. Protokolle müssen entsprechend den Besonderheiten Ihres Experiments ausgewählt werden, auf dem sie basieren.

Bereich der Stimulation, Stromintensität, Sitzungsdauer und Elektrodenpositionierung. In diesem speziellen Protokoll haben wir uns zum Ziel gesetzt, den Motorkortex durch unser bekanntes tDCS mit dem Strom von 350 Mikroamperen für 10 Minuten zu modulieren. Nachdem Sie sich dieses Video angeschaut haben, können Sie tDCS bei Mäusen ausführen.

Wenn jemand praktiziert, kann eine Operation bis zu vier Minuten pro Tier dauern. Es ist wichtig, die Tierpflegerichtlinien zu berücksichtigen, wenn die Mäuse während der Operation verwendet werden und die postoperative Pflege der Tiere folgt, damit die Tiere während der Studie gesund bleiben. Wir empfehlen auch, fünf bis sieben Tage nach der Implantatplatzierung zu warten, um die Experimente durchzuführen, da die physiologische Reaktion des Tieres auf Traumata die biologischen Ergebnisse beeinträchtigen kann.