Name: Crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 14 s
Description: Aprende a crear xenoinjertos intracraneales anatómicamente exactos de tumores cerebrales humanos en ratones. Este modelo ortotópico permite evaluar terapias novedosas con crecimiento histopatológicamente similar al humano.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dr. Keating es financiado por CA100335 subvención del Departamento de Defensa y es una de St. Baldrick becario de la Fundación.

Todos los procedimientos descritos fueron revisados ​​y aprobados por nuestro comité de cuidado de los animales y el uso institucional. 1. plan del experimento <ol><li> Elija células a inyectar. Las células procedentes de una variedad de fuentes son candidatos para la inyección: líneas de cultivo de células adherentes, clones modificados genéticamente, células de neuroesferas, cultivos primarios o tumores desagregados. El tipo de modelo deseado definirá el sitio más apropiado de la inyección. <ol><li> Determinar el número de células por inyección. El número de células requerido para formar tumores varía con la línea celular y debe ser determinada empíricamente; tasa de crecimiento del tumor depende en gran medida del tipo de célula, el número de células y el número de pases en cultivo de tejido. El número de células que van desde 1 × 10 4 2 x 10 5 o más por inyección han producido tumores de tasas de crecimiento diferentes. </li><li> Limitar el volumen de inyección. Las células deben ser suspendidos en el volumen pequeño de medio libre de suero o de fosfato tamponada saline (PBS) que permite el paso fácil liso, a través de una aguja de 26 g. Cuanto menor sea el volumen efectivamente entregado en el cerebro, el más preciso y definido el tumor resultante; resultados óptimos se obtienen mediante la inyección de volúmenes que van del 3 al 6 l. Plan para preparar un volumen total final de al menos 50 l de células suspendidas, sin importar el número de inyecciones previstas, para permitir la medición exacta, la mezcla y de muestreo. </li></ol></li><li> Elija ratones apropiado para el modelo. Los modelos murinos de tumores humanos utilizan típicamente ratones inmunocomprometidos jóvenes para evitar el rechazo del injerto inmune mediada. No es necesario que el trabajo se lleve a cabo en un gabinete de seguridad biológica, si se toman las precauciones adecuadas, incluyendo la descontaminación, desinfección y esterilización de materiales y equipos. El trabajo que se muestra aquí se ha hecho en ratones atímicos, hombres y mujeres, de entre 6 y 12 semanas de edad. Los ratones que pesan menos de 20 g puede ser difícil de posición sobre comotereotaxic marco y pueden ser más susceptibles a la hipotermia. </li></ol> 2. Monte el Equipo <ol><li> Obtener y descontaminar un ratón marco estereotáxico, consola de alineación, y soporte del cabezal de la anestesia de gas del ratón, bomba microjeringa, almohadilla de calor, máquina de anestesia, lámpara de trabajo de fibra óptica, y un taladro rotativo de velocidad variable. Limpie y desinfecte todo el equipo. </li><li> Programar los parámetros de inyección (incluyendo el volumen de inyección, la tasa, las unidades de tasa, tipo jeringa de flujo) y otras variables necesarias para el funcionamiento de la bomba de jeringa. Optimizar los ajustes para cada modelo en particular. NOTA: En estas inyecciones los ajustes eran 3.000 muestras nl a un ritmo de 400 nl / min (unidades de gasto &quot;M&quot;) usando una jeringa de 25 l (Tipo de dispositivo &quot;E&quot;) en el modo de no agrupados (&quot;N&quot;). </li><li> Limpie una microjeringa precisión con 26 T aguja con varios enjuagues de agua desionizada estéril (diH 2 O) y 70% de etanol (EtOH), haciendo un ri definitivanse con diH 2 O. Algunos, pero no todos los modelos están diseñados para ser esterilizado en autoclave. Asegúrese de que el movimiento del émbolo es suave y libre. </li><li> Obtener el equipo de administración de anestesia. El isoflurano es el anestésico preferido ya que es fácil de regular la profundidad y duración de la anestesia. Asegúrese de que la unidad estereotáxica está equipado con un accesorio de gas anestesia ratón y que el tubo y conectores necesarios están en su lugar para suministrar la mezcla de gas de la máquina de anestesia para el ratón. </li><li> Herramientas quirúrgicas Autoclave, incluyendo tijeras de punta fina, dos pinzas / hemostáticos (con dientes) para la sutura, tijeras, pinzas de tamaño medio a medio y punta fina, y al menos dos de 1 mm brocas dentales. Mantener limpias instrumentos durante el procedimiento con 70% de EtOH, desinfectante, o un esterilizador de cuentas. </li><li> Obtener isoflurano, analgésico, oftálmica ungüento / lubricante, ungüento antibiótico, solución salina, el peróxido de hidrógeno al 30% (H 2 O 2), antiséptico, y cera de hueso (si se desea) a partir de unasuministro de veterinaria o médica. Preparar estéril diH 2 O y el 70% de EtOH. Desechables tales como gasas, apósitos estériles, suturas, hisopos de etanol, hisopos de algodón con punta, guantes quirúrgicos estériles, hojas quirúrgicas y más están detallados en la lista de materiales. Un marcador permanente de punta fina para marcar el cráneo debe ser descontaminado y dedicada para uso quirúrgico. </li></ol> 3. preparar células para inyección <ol><li> En los experimentos que se muestran aquí, seleccione una línea celular humana inmortalizada GBM. Determinar el número de células (2 x 10 5) y el volumen de suspensión que se inyecta (3 l) empíricamente; detalles pueden variar con el tipo de célula. Utilizar un volumen de al menos 50 l para facilitar la exacta medición, mezcla, y la inyección. </li><li> Trypsinize células y resuspender en medios de comunicación o PBS. Lleve a cabo los siguientes pasos justo antes de la inyección de células: <ol><li> Retire el medio de las células mediante aspiración y enjuague con 10 ml de PBS por placa de 100 mm; eliminar PBS. </li><li> Add 1 ml de tripsina a cada placa de 100 mm y se incuba a RT el tiempo suficiente para producir una única suspensión celular. </li><li> Detener la actividad de la tripsina con 5 ml Medio Eagle Modificado de Dulbecco (DMEM) + 10% de suero fetal bovino (FBS) por placa de 100 mm. </li><li> Precipitar las células por centrifugación a 450 xg y resuspender en ~ 5 ml de suero libre de DMEM (SF-DMEM) por placa de 100 mm. </li><li> Recuento de células viables utilizando un hemocitómetro o un contador de células automatizado. </li><li> Ajuste la densidad de células vivas a 2 x 10 5 células / 3 l (o según lo determinado por la experimentación) sedimentando las células y resuspensión en SF-DMEM. </li></ol></li><li> Mantenga células refrigerados en hielo o una compresa frío (no permita que las células se congelen). Mezclar suavemente con un movimiento rápido del dedo. </li></ol> 4. Anestesiar y Preparar ratón para Cirugía <ol><li> Inducir la anestesia utilizando ~ 5% de isoflurano (oxígeno flujo ~ 2 L / min) o como lo indique el veterinario. La inducción debe tomar de 2 a 3 min. Mantener ratón en una profundidad adecuadade la anestesia con ~ 3% de isoflurano. <ol><li> Comprobar la profundidad de la anestesia por pellizco dedo del pie, si está indicado ajustar isoflurano y continuar vigilando la respiración y la puntera respuesta pellizco durante todo el procedimiento. Cubra ratón con gasas para el calor y el ratón del monitor con regularidad durante todo el procedimiento, que puede tardar de 45 minutos a 1 hora, dependiendo de la velocidad de inyección. </li></ol></li><li> Coloque el ratón en el marco estereotáxico deslizando cuidadosamente la barra paladar sobre la lengua y en la boca. Enganche los incisivos delanteros en el agujero del diente. Utilice barras de oído para estabilizar la cabeza, con la superficie de oreja a ojo lo más cerca horizontal posible. No fuerce las barras en el canal auditivo. Es fundamental para posicionar la cabeza de forma segura: comprobar el movimiento de lado a lado y de arriba a abajo suavemente con los dedos. Utilice los controles ajustables de la unidad estereotáxica para optimizar en forma. </li><li> Lubricar los ojos con un ungüento oftálmico. Limpie la piel entre las orejas y los ojos dos veces con alternancia de aplicaciones de povidona-yodoe antiséptico y 70% de EtOH. </li><li> Inyectar por vía subcutánea analgésico elegido (SQ) en el flanco (o según las indicaciones). </li></ol> 5. Realizar Inyección <ol><li> Determinar el sitio de la inyección. El sitio de inyección puede variar con el tamaño y la cepa de ratón y el tipo de célula. Las células inyectadas demasiado cerca de los ventrículos pueden conducir a cráneo-vertebral propagación de la enfermedad. Las células inyectadas demasiado superficial pueden crecer a través del trayecto de la aguja. NOTA: En los experimentos que se muestran aquí, el objetivo se define como la región frontal de la corteza cerebral un sitio de 2,5 mm lateral (derecha), se eligió 1,5 mm anterior y 3,5 mm ventral con respecto a la bregma (Figura 1), produciendo un tumor del cerebro medio en los ratones que van desde 20 a 30 g. </li><li> Hacer una pequeña incisión (~ 8 mm de largo) utilizando una técnica estéril a través de la piel de la cabeza para exponer el bregma y el sitio de la inyección. Un corte diagonal, desde un punto entre el eje de la línea media y el ojo derecho hacia el oído derecho ( <strong&gt; Figura 2) permite el acceso tanto a la bregma y el sitio de inyección. </li><li> Retirar la piel y utilizar un hisopo de algodón estéril para secar la superficie del cráneo. Seque el hueso con otro hisopo humedecido con H 2 O 2 para visualizar bregma. El H 2 O 2 se producen burbujas de oxígeno, dejando las líneas finas de espuma blanca a lo largo de las suturas coronal y sagital que se cruzan en bregma. </li><li> Bloqueo de una jeringa vacía con la aguja en la microbomba y maniobrar la punta de la aguja directamente sobre el bregma; conjunto coordina en la consola de alineación a 0,0 mm lateral, 0.0 mm anterior / posterior y 0,0 mm ventral / dorsal. </li><li> Mueva la aguja a 2,5 mm lateral (derecha) y 1,5 mm anterior con respecto al bregma (o ubicación deseada) utilizando los botones de control en la unidad estereotáxica. Levante ligeramente la jeringa y marcar la ubicación exacta en el cráneo con un rotulador dedicado. Si la superficie externa del cráneo no está en un plano nivelado con bregma (i.e., el dorsal / ventral de coordenadas ya no lee cero), restablezca el ventral / dorsal lectura a 0,0 para asegurar que la profundidad de la inyección no se desplaza. </li><li> Perforar un pequeño agujero en el cráneo con un taladro rotatorio de mano equipado con una punta dental estéril en el sitio apropiado marcado con la pluma en el paso 5.5. Mantenga la broca en un ángulo en el cráneo y tocar muy suavemente la punta hasta el hueso. Repita según sea necesario. La perforación casi pero no completamente a través del hueso, dejando la aguja para penetrar realmente esta capa del cráneo, los resultados en la inyección limpio. </li><li> Quite el polvo de hueso con un bastoncillo de algodón humedecido en PBS o solución salina. Devuelva la jeringa a la bomba y bajar la aguja directamente hacia el agujero de trépano para confirmar la ubicación. Si el orificio de trepanación no está centrada con la aguja, utilice el taladro para agrandar la abertura. </li><li> Mezclar suavemente la suspensión celular y extraer las células dentro de la jeringa utilizando el controlador de la bomba. Evite las burbujas y las matas y limpiar el ingenio agujah una gasa con alcohol para eliminar las células contaminantes en la superficie exterior. Si la jeringa / aguja está obstruido o congelado, quitar y limpiar rápidamente con agua estéril y 70% de EtOH. </li><li> Bajar la aguja hasta el nivel de la superficie del cráneo (0,0 mm ventral / dorsal). Luego, lentamente (durante aproximadamente 1 min) bajar la aguja para perforar a través de todo el espesor del cráneo y de penetrar en el cerebro a una profundidad de 4 mm ventrall. Retire la aguja lentamente a 3,5 mm ventral. Si la cabeza del ratón se mantiene firmemente en la unidad estereotáxica, no debería ser casi ningún movimiento del cráneo. </li><li> Confirme que los parámetros correctos se introducen en el controlador de la bomba (sección 2.2) y presione &quot;RUN / STOP&quot; (o como lo indique el manual del producto) a autoinject células. Monitorear el ratón y ajuste isoflurano si está indicado. Ver la jeringa y asegúrese de que el émbolo se mueve en el barril. Movimiento congelado u obstruido puede dar lugar a una inclinación / émbolo roto. </li><li> Espere 1 a 2 min con la aguja en la blluvia, a continuación, muy lentamente (más de 3 a 4 min) retirar la aguja del tejido. Tiempo total para retirar la aguja después de se haya completado la inyección es de 5 min. Use un hisopo de algodón para secar la zona alrededor del orificio de trepanación; dejar los bordes de la piel abierta para permitir que el hueso se seque. </li><li> Retire la jeringa de la bomba y enjuagar rápidamente 3 veces con H2O estéril, 3 veces con EtOH al 70%, y 3 veces con H2O estéril (o como lo indique el fabricante). Limpie la aguja con EtOH y reservar. </li><li> Aplicar cera de hueso estéril (equivalente a 1 o 2 l) para el orificio de trepanación y utilizar el extremo de madera de una torunda de algodón estéril para apisonar la cera sobre y dentro del hueso. Si la superficie se seca adecuadamente, se debe pegarse. </li><li> Spread paño estéril sobre el área de trabajo del ratón y de los alrededores y suturar la incisión; tres puntos de sutura deben ser suficientes. Alternativamente, adhesivo quirúrgico puede ser utilizado. Aplique un antibiótico tópico. </li><li> Reducir isoflurano al 0% y eliminar el ratón de la unidad estereotáxica, siendo careful para proteger los dientes. Revise las orejas, la boca y la lengua. </li><li> Vigilar estrechamente el ratón después de la inyección. Coloque el ratón sobre una almohadilla de calor para 5 a 10 minutos; luego traslado a la jaula (en el cojín de calor) y observar hasta que el ratón se despierta y es ambulatoria. No deje el ratón sin atención hasta que se haya recuperado lo suficiente conciencia para mantener la posición decúbito esternal. No devuelva el ratón para la compañía de otros animales hasta que se recupere completamente. Considere el uso de analgesia adicional si se notan signos de dolor. </li></ol> 6. Finalizar y seguimiento de la recuperación y el desarrollo de tumores <ol><li> Limpie todos los instrumentos y equipos que utilizan el 70% de EtOH, un esterilizador de cuentas o desinfectante entre los ratones. </li><li> Monitorear los ratones inyectados durante dos días después del procedimiento para detectar signos de dolor, infección u otras complicaciones. Inyectar analgésico a las 24 y 48 horas (o indicación en contrario) después del procedimiento. Retire las suturas a los 7 a 10 días, si es necesario. </li><li> Evaluar los ratones en busca de signos clínicos de enfermedad, paralysis, disminución de la actividad, pérdida de peso, convulsiones, o enfermedad general. </li><li> Supervisar el desarrollo del tumor mediante el método adecuado [resonancia magnética (MRI), En Vivo Imaging Systems (IVIS), etc]. </li></ol>

<ol><li>Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-germline+genetically+engineered+mouse+models+for+translational+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+reviews.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research.</a> Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).</li>
<li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+to+accurately+inject+tumor+cells+into+the+caudate%2Fputamen+nuclei+of+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Tokai+journal+of+experimental+and+clinical+medicine%22%5BJournal%5D)">A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain.</a> The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).</li>
<li>Brooks, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducible+and+efficient+murine+CNS+gene+delivery+using+a+microprocessor-controlled+injector%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector.</a> Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).</li>
<li>Shankavaram, U. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+profiling+indicates+orthotopic+xenograft+of+glioma+cell+lines+simulate+a+subclass+of+human+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+cellular+and+molecular+medicine%22%5BJournal%5D)">Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma.</a> Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).</li>
<li>Giannini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+tumor+EGFR+and+PDGFRA+gene+amplifications+retained+in+an+invasive+intracranial+xenograft+model+of+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22Neuro-oncology%22%5BJournal%5D)">Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme.</a> Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).</li>
<li>Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EGFR+gene+overexpression+retained+in+an+invasive+xenograft+model+by+solid+orthotopic+transplantation+of+human+glioblastoma+multiforme+into+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+investigation%22%5BJournal%5D)">EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice.</a> Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).</li>
<li>Carty, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+injection+of+AAV+expressing+NEP+but+not+IDE+reduces+amyloid+pathology+in+APP%2BPS1+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLos+ONE%22%5BJournal%5D)">Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice.</a> PLos ONE. 8, e59626(2013).</li>
<li>Thaci, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacokinetic+study+of+neural+stem+cell-based+cell+carrier+for+oncolytic+virotherapy%3A+targeted+delivery+of+the+therapeutic+payload+in+an+orthotopic+brain+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+gene+therapy%22%5BJournal%5D)">Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model.</a> Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), (2010).</li>
<li>Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+orthotopic+glioma+xenografts+recapitulate+infiltrative+growth+and+isocitrate+dehydrogenase+I+mutation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation.</a> J. Vis. Exp. (83), (2014).</li>
<li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li>
<li>Iwami, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+intracranial+injection+via+the+postglenoid+foramen+for+brain+tumor+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models.</a> Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Modelos ortotópico de ratón de cáncer del cerebro humano puede ser una excelente herramienta para evaluar la eficacia de las terapias clínicas, pero se debe tener cuidado para optimizar la colocación de las células en el tejido cerebral. Los estudios han demostrado que los volúmenes alícuotas excesivas, técnica de inyección subóptima y las tasas de inyección precipitadas pueden conducir a la permeabilidad y la aparición de células tumorales en lugares no deseados (ventrículos, la médula espinal, las regiones extradural,...

Estudios in vitro de células tumorales cerebrales son de incalculable valor para la disección de los mecanismos moleculares que impulsan el crecimiento, la supervivencia, la migración y la invasión de las células cancerosas; experimentos de células cultivadas pueden definir las vías de señalización, sugerir posibles dianas terapéuticas, y caracterizar la respuesta celular al tratamiento farmacológico. Pero in vitro sistemas son demasiado simplistas para predecir la respuesta del organismo a los productos farmacéuticos; que carecen de las reacciones fisiológicas, respuestas inmunes, microambiente celular, y heterogeneidad general de los sistemas de animal vivo. Genéticamente modelos de ingeniería puede ser muy valiosa, cuando esté disponible, pero existen diferencias moleculares entre las especies y de las células murinas pueden no recapitular los acontecimientos en los procesos humanos, dando lugar a discrepancias significativas al comparar los modelos animales a observación clínica 1. Modelos de xenoinjertos en ratones consistente (SQ) inyección subcutánea de líneas celulares de tumores cerebrales humanos bajo la piel del flanco son fáciles de realizary medir; que se pueden usar para abordar los efectos de la modificación genética y la administración del fármaco / entrega, el metabolismo y la toxicidad. Inconvenientes significativos, sin embargo, limitan la utilidad de los modelos SQ. El microambiente no recapitula la de un tumor cerebral de origen natural: las interacciones de los diversos tipos de células y tejidos; la vasculatura local y otros innumerables factores única para el cerebro no se pueden replicar. Para reproducir con mayor precisión el medio único de un tumor cerebral de origen natural y probar los efectos de las intervenciones farmacéuticas, un modelo ortotópico de ratón debe ser utilizado. Además, las técnicas ortotópico se pueden utilizar como parte de un enfoque de ingeniería genética en el que las células no cancerosas humanas primarias (diferenciado o progenitor) son modificadas genéticamente y se inyecta en el sitio correspondiente de un ratón, con o sin células del estroma humanos, lo que resulta en la tumorigénesis similar a la observada en los seres humanos 1. En este artículo se describeuna metodología para crear con precisión y de manera reproducible tumores cerebrales en ratones. Usando esta técnica, el usuario puede inyectar con precisión una pequeña alícuota de células suspendidas en una ubicación especificada de la región fronto-parieto-temporal de la corteza cerebral de ratón. Mortalidad Mouse es extremadamente baja; en nuestras manos, no hay ratones han muerto a causa de complicaciones quirúrgicas después de 185 procedimientos. Características del tumor resultante se pueden comparar con la de los tumores clínicos humanos típicos; por ejemplo: la rapidez de crecimiento, grado de necrosis, extensión de la invasión, la heterogeneidad del tipo de células, la presencia de células mitóticas, marcadores de proliferación y apoptosis, etc líneas celulares o muestras de tejido o desagregados tumorales humanas pueden ser evaluados en base a su capacidad para simular presentación clínica real. Pharmaceuticals, seleccionados en base a su rendimiento en el cultivo de células, se puede probar en el contexto de un metabolismo funcionamiento, el sistema circulatorio, y la barrera sangre-cerebro, tal como existen en un ingenio de los animales cargadosha tumor, todo en un contexto arquitectónico relevante. Además, las células elegidas para inyección se pueden modificar genéticamente para investigar el impacto de caídas específicas, deleciones, knock-ins, mutaciones, etc, sobre el crecimiento del tumor y la supervivencia. Un número de publicaciones de documentos de estudios de tumores utilizando una variedad de técnicas intracraneales. Yamada et al. Hizo un estudio detallado de la inyección de colorante y de las células U87 y se encontró que la minimización del volumen y la tasa de inyección produce la mejor tumor 2. . Brooks et al encontró superior reproducibilidad y la eficiencia utilizando un inyector controlado por microprocesador en lugar de un método manual para entregar vectores virales; sus conclusiones con respecto a los parámetros óptimos de inyección son aplicables a la entrega de 3 celdas. Shankavaram et al. Demostraron que con glioblastoma multiforme (GBM) líneas de células inyectadas ortotópicamente (usando un método manual) en el cerebro recapituló el perfil de expresión génica de la cltumores inical más estrechamente que sea en xenoinjertos in vitro o SQ, que apoya el uso de modelos intracraneales para estudios preclínicos 4. Giannini et al. Células de especímenes quirúrgicos humanos que habían sido sostenidas en los flancos de ratones desnudos por pases seriados en los cerebros de los ratones inyectados adicionales, y demostró que este enfoque conserva pacientes alteraciones genéticas del tumor en el modelo 5. Resultados similares fueron reportados por Yi et al 6. Uso de una configuración estereotáxica, sitio de la inyección cuidadosamente definido, y una velocidad de inyección lenta y constante, se obtuvieron tumores cerebrales reproducibles con tasas de crecimiento consistente y de alta (100%) Tasa de injerto. La validez de esta técnica, por lo tanto ha sido bien establecida; una búsqueda en la literatura sugiere que las aplicaciones de esta técnica son extensas. Carty et al. Utiliza inyecciones intracraneales para entregar con éxito vectores virales que expresan genes terapéuticos en la corteza frontal de transgenic modelo de la enfermedad de Alzheimer 7. Thaci et al. Describe el uso de inyecciones intracraneales para entregar adenovirus oncolítico terapéutico en un vehículo basado en células madre neuronales en ratones desnudos que llevan ya ortotópicamente tumores inyectados GBM 8. Claramente, las inyecciones intracraneales son una herramienta versátil y eficaz para la investigación preclínica. Publicaciones anteriores en el Diario de los experimentos visualizados describen enfoques fundamentales 9-11, pero tomamos el concepto de la inyección del tumor intracraneal y modelado ortotópico a un nivel más alto de precisión usando tecnología fácil de dominar.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipo</fuerte></td></tr><tr><td>Instrumento estereotástico para animales pequeños con consola de visualización digital</td><td>Kopf</td><td>Modelo 940</td><td></td></tr><tr><td>Soporte para cabeza de anestesia con gas para ratón</td><td>Kopf</td><td>Modelo 923-B</td><td></td></tr><tr><td>Barras para las orejas de ratón</td><td>Kopf</td><td>Medel 922</td><td></td></tr><tr><td>Iluminador de fibra óptica</td><td>Fisher</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>UltraMicroPump III</td><td>WPI</td><td>UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Micro4 microprocesador</td><td>WPI</td><td>UMC4</td><td></td></tr><tr><td>Taladro rotativo manual de velocidad variable</td><td>Dremel</td><td>Modelo 300</td><td></td></tr><tr><td>Broca dental, 1,0 mm</td><td>Spoelting</td><td>514554</td><td></td></tr><tr><td>Adaptador para broca dental: pinza de 3/32 pulgadas</td><td>Dremel</td><td>481</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla</td><td></td><td></td> térmica <td>para ratones</td></tr><tr>Sistema <td></td><td></td><td>de vaporizador de isoflurano</td><td>para ratones</td></tr><tr><td>Tubos médicos y conectores</td><td></td><td></td><td>para conectar el vaporizador de isoflurano con el marco</td></tr><tr> estereotáxico<td colspan="4">Instruments</td></tr><tr><td>Precision 25 &mu; l microjeringa</td><td>Hamilton &nbsp;</td><td>7636-01</td><td>Modelo 702, sin aguja</td></tr><tr><td>Agujas de microjeringa, 26s G</td><td>Hamilton&nbsp;</td><td>7804-04</td><td>RN, estilo de punta de 25 mm 2</td></tr><tr><td>Tijeras de punta fina (rectas, afiladas/afiladas)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tijeras estándar de tamaño mediano Pinzas</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>dentadas estándar</td></tr><tr><td>Hemostáticos dentados (2)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td><td></td><td></td><td></td> de punta fina</tr><tr><td colspan="4">Supplies</ fuerte></td></tr><tr><td>Suturas 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td><td>MWI</td><td>J463G</td><td></td></tr><tr><td>Cuchillas quirúrgicas #10, inoxidable (Pluma)</td><td>Fisher</td><td>296#10</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano (Fluriso)&nbsp;</td><td>VetOne&nbsp;</td><td>NDC 13985-528-60</td><td>Artículo #502017. Anestésico líquido por inhalación. La ley federal restringe el uso de este medicamento por parte de un veterinario autorizado o por orden de este.</td></tr><tr><td>Carprofeno (Rimadyl inyectable 50 mg/ml)</td><td>Pfizer</td><td>NDC 61106-8507-01</td><td>diluido en solución salina</td></tr><tr><td>Pomada oftálmica (lágrimas artificiales)</td><td>Rugby</td><td>NDC 0536-6550-91</td><td></td></tr><tr><td>Antibiótico tópico (AK-Poly-Bac) )</td><td>Akorn</td><td>NDC 17478-238-35</td><td></td></tr><tr><td>Povidona yodada antiséptica tópica, 10% (Betadine)</td><td>Betadine</td><td>NDC 67618-150-04</td><td></td></tr><tr><td>Peróxido de hidrógeno, 30%</td><td>Pescador&nbsp;</td><td>H325-100</td><td>para la visualización de puntos de referencia del cráneo</td></tr><tr><td>Solución salina estéril</td><td>VetOne&nbsp; &nbsp;</td><td>NDC 13985-807-25</td><td>para diluir soluciones, limpiar tejidos</td></tr><tr><td>Cera ósea</td><td>WPI</td><td>Artículo #501771</td><td></td></tr><tr><td>Paños estériles</td><td>McKesson</td><td>25-517</td><td></td></tr><tr><td>Guantes quirúrgicos estériles</td><td>McKesson</td> <td>(a medida)</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de gasa estériles, 2 x 2</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td></td><td></td>22028556</tr><tr><td>Almohadillas de gasa estériles, 4 x 4</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de preparación con alcohol (medianas)</td><td>PDI</td><td>B603</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores estériles con punta de algodón</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td>23-400-114</td><td></td></tr><tr><td>Tubo estéril de 0,5 ml con tapón de rosca para células</td><td>USA Scientific</td><td>1405-4700</td><td>para células</td></tr><tr><td>Pipetas estériles de despo envueltas individualmente Fisher</td><td></td><td>BD 357575</td><td>para soluciones de limpieza con agujas</td></tr><tr><td>BD jeringas de insulina con agujas&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>329461</td><td>para analgésico</td></tr><tr><td>70% Etanol</td><td></td><td></td><td>para limpieza</td></tr><tr><td>Estéril diH2O</td><td></td><td></td><td>para la limpieza</td></tr><tr><td>Tubos Microfuge para soluciones de limpieza para soluciones</td><td></td><td></td> de limpieza <td>con agujas</td></tr><tr><td>Rotulador (dedicado)</td><td></td><td></td> <td>para marcar cráneo</td></tr></tbody></table>

crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Modelos de tumores ortotópico Actualmente la mejor manera de estudiar las características de un tipo de tumor, con o sin la intervención, en el contexto de un animal vivo - sobre todo en lugares con cualidades fisiológicas y arquitectónicos únicos, como el cerebro in vitro y modelos ectópicos no pueden. dar cuenta de las características tales como la vasculatura, la barrera de sangre del cerebro, el metabolismo, la administración de fármacos y toxicidad, y una serie de otros factores pertinentes. Ortotópico modelos tienen sus limitaciones también, pero con células tumorales técnica apropiada de interés pueden ser injertados con precisión en el tejido que más estrechamente imita las condiciones en el cerebro humano. Por métodos que proporcionan volúmenes medidos con precisión a definido con precisión lugares a una velocidad y presión constante, modelos de ratón de tumores cerebrales humanos con tasas de crecimiento predecibles se pueden crear de forma reproducible y son adecuados para el análisis fiable de las diversas intervenciones empleando. El protocolo aquí descrito se centra en el TEdetalles chnical de diseño y preparación para una inyección intracraneal, la realización de la cirugía, y garantizar el crecimiento tumoral exitosa y reproducible y proporciona puntos de partida para una variedad de condiciones que se pueden personalizar para una gama de diferentes modelos de tumor cerebral.

Xenoinjertos intracraneales confiables pueden ser creados con esta técnica se describe. La identificación de las estructuras críticas del cráneo de ratón (Figura 1) permitirá el reconocimiento de la bregma y guiar al investigador a una ubicación precisa y reproducible de la inyección. En estos estudios la línea parental U251, las células U251 transfectadas con luciferasa (Luc-U251), o U87 inmortalizado las células de cultivo de tejidos humanos GBM se suspendieron en 4 a 6 l de SF-DMEM y se inyecta 2,5 m...

El cerebro es un sitio único con cualidades que no están bien representados por los análisis in vitro o ectópicos. Modelos ortotópico de ratón con la ubicación y características de crecimiento reproducibles se pueden crear de forma fiable con inyecciones intracraneales utilizando un instrumento de fijación estereotáxica y una bomba de inyección de baja presión.

Crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

El objetivo general de este procedimiento es crear un modelo de tumor cerebral humano coherente y reproducible que pueda utilizarse para las pruebas precisas y la comparación de nuevas estrategias terapéuticas. Esto se logra preparando al animal para la cirugía y ubicando el sitio correcto para la inyección. Una vez localizado, se perfora un orificio en el cráneo y se baja una jeringa a la profundidad adecuada.Para obtener el crecimiento tumoral, las células se inyectan de manera lenta y controlada, seguidas de una retirada tardía y gradual de la aguja. En última instancia, se puede desarrollar un modelo de ratón consistente con un crecimiento tumoral histopatológicamente similar a la condición humana y las tasas de crecimiento se pueden medir mediante imágenes in vivo basadas en Lucci. La precisión de esta técnica es vital para entender nuevas estrategias terapéuticas para los tumores cerebrales humanos.La localización variable de la inyección tumoral puede llevar a cambios en el crecimiento tumoral que se deben al microambiente, la administración de fármacos u otros factores que varían mucho entre las diferentes áreas del cerebro. La demostración visual de este método es importante porque los pasos relacionados con el posicionamiento del ratón y la localización del sitio de inyección requieren manipulaciones tridimensionales, que no se describen fácilmente en formato escrito o gráfico. Para empezar, limpie y descontamine el marco estereotáxico de un ratón y todo el equipo necesario para la cirugía.Utilizando configuraciones optimizadas para el modelo elegido, el programa, los parámetros de inyección y otras variables para el funcionamiento de la bomba de jeringa. A continuación, coloque las herramientas quirúrgicas de autoclave en el área de trabajo e incluya al menos dos brocas dentales de 1,0 milímetros para procedimientos en serie. Desinfecte los instrumentos quirúrgicos con etanol al 70%, seguido de 30 segundos en un esterilizador de perlas entre cada animal o según lo aconsejado por los protocolos de la IACUC.Por último, reúna todos los suministros médicos y materiales desechables necesarios Un marcador permanente de punta fina para marcar el cráneo debe descontaminarse y dedicarse para uso quirúrgico. Después de la tripsina resus, suspender las células en PBS y pellet por centrifugación Resus. Suspender las células en aproximadamente cinco mililitros de dmem libre de suero por placa de 100 milímetros.A continuación, cuente las células viables mediante un hemo, un citómetro o un contador de células automatizado. Después de contar, ajuste la densidad de células vivas granulando las celdas y suspendiendo un SF dmm. Mantenga las células frías sobre hielo o una bolsa de frío, pero no permita que las células se congelen.Mezcle suavemente con el dedo, induzca la anestesia animal y confirme que el animal está adecuadamente sedado comprobando si hay reflejo de escritura o falta de actividad. Una vez anestesiado, cubra el ratón con almohadillas de gasa para calentarlo y controle al animal regularmente durante todo el procedimiento. A continuación, coloque el ratón en un marco estereotáxico.Usando la barra de paleta y las barras para los oídos, intente mantener la superficie de la oreja a los ojos lo más horizontal posible. Por último, lubrique los ojos con ungüento oftálmico y limpie la piel entre las orejas y los ojos dos veces con aplicaciones alternas de un antiséptico de povidona yodado y etanol al 70%. Después de inyectar un analgésico por vía subcutánea, confirme que el animal está completamente anestesiado comprobando el reflejo de pinzamiento de los dedos del pie.Inmediatamente antes de la incisión en la piel, haga una pequeña incisión para exponer el BMA y el sitio de la inyección. Un corte diagonal desde un punto entre el eje de la línea media y el ojo derecho hacia la oreja derecha permite el eje tanto en el bgma como en el sitio de inyección. Retraiga la piel y use un hisopo de algodón estéril para secar la superficie del cráneo.Seque el hueso con otro hisopo, humedecido con peróxido de hidrógeno. Para visualizar el bgma, bloquee una jeringa vacía con aguja en la microbomba y maniobre la punta directamente sobre el bgma. Ponga a cero las coordenadas en la consola de alineación.Mueva la aguja a 2,5 milímetros laterales y 1,5 milímetros anteriores con respeto. Torema. Usando las perillas de control de la unidad estereotáxica, levante ligeramente la jeringa y marque la ubicación exacta en el cráneo con una punta de fieltro dedicada. Pluma. Si la superficie exterior del cráneo ya no está nivelada con bgma en el plano dorsal, restablezca la lectura ventral dorsal a cero para asegurarse de que la profundidad de la inyección sea correcta.Taladre un pequeño orificio en el cráneo con un taladro giratorio de mano equipado con una punta dental estéril. Sostenga el taladro en ángulo con el cráneo y toque muy suavemente la punta con el hueso. No llegue a perforar completamente el hueso.Se obtiene la inyección más limpia con el menor traumatismo. Cuando se perfore el cráneo con la aguja de la jeringa durante la inyección de células, elimine el polvo óseo con un hisopo de algodón humedecido en PBS o solución salina. Regrese la jeringa a la bomba y baje la aguja directamente hasta el orificio de la fresa.Para confirmar la ubicación, mezcle suavemente la suspensión celular y extraiga las células en la jeringa. Con el controlador de la bomba, evite las burbujas y los grumos y limpie la aguja con un hisopo con alcohol. Para eliminar las células contaminantes de la superficie exterior, baje la aguja hasta el nivel de la superficie del cráneo.A continuación, baje lentamente la aguja. Perfore todo el grosor del cráneo y penetre en el cerebro hasta una profundidad ventral de cuatro milímetros en el transcurso de un minuto, antes de retirar la aguja lentamente a 3,5 milímetros ventral, confirme que se ingresan los parámetros correctos en el controlador de la bomba y presione ejecutar. Parar. Para autoinyectar las células, observe la jeringa y asegúrese de que el émbolo se esté moviendo hacia el barril.Deje la aguja en su lugar durante uno o dos minutos antes de retirar muy lentamente la aguja del tejido. La aguja debe retirarse en el transcurso de cinco minutos. Use un hisopo de algodón para secar el área alrededor del orificio de la fresa y deje los bordes de la piel abiertos para permitir que el hueso se seque.Retire la jeringa de la bomba y envuélvala rápidamente con agua estéril y etanol. A continuación, aplique cera de hueso estéril en el orificio de la fresa y use el extremo de madera de un hisopo de algodón estéril para apisonar la cera sobre y dentro del hueso. Si la superficie se seca adecuadamente, debe adherirse Después de suturar la herida, reducir el isde flúor al 0% y retirar el ratón de la unidad estereotáxica.Coloque al animal sobre una superficie caliente y observe hasta que esté completamente recuperado. Es importante limpiar todos los instrumentos y equipos con etanol al 70% y un esterilizador de perlas o desinfectar entre cada animal. Los ratones inyectados deben ser monitoreados durante dos días después del procedimiento para detectar signos de dolor, infección u otras complicaciones.Evalúe a los ratones en busca de signos clínicos de parálisis de la enfermedad, disminución de la actividad, pérdida de peso, convulsiones o enfermedad general en el momento deseado. Puntos después de la inyección, monitorizar el desarrollo del tumor mediante resonancia magnética o sistemas de imagen in vivo. Estas imágenes ponderadas de MRIT comparan un tumor derivado de células U 87 con el tumor derivado de células U2 51.Los volúmenes tumorales trazados a lo largo del tiempo muestran una ventana reproducible de desarrollo y crecimiento tumoral que es consistente en todos los experimentos. Una imagen IVIS de células GBM transducidas U2 51 lucifers inyectadas intracranealmente en ratones desnudos, revela que el ratón de la izquierda fue inyectado con éxito y muestra una señal vocalizada muy fuerte en la ubicación deseada. Mientras que el ratón de la derecha muestra un resultado infructuoso debido a una ubicación o técnica de inyección incorrecta.El tamaño del tumor se estima a partir de la actividad de los luciferes en la región cerebral de interés y se traza a lo largo del tiempo. La línea azul corresponde al ratón con una inyección intracraneal exitosa, mientras que la línea roja corresponde al ratón con desplazamiento de células tumorales a la columna vertebral después de h y e, la tinción del tumor de células U 87 GBM muestra un área de crecimiento tumoral denso y tejido cerebral normal adyacente con invasión microscópica de células malignas. Esta sección del centro de un tumor derivado de células U2 51 GBM replica muy de cerca la extraña histopatología con células malignas multinucleadas que se observa en el GBM humano típico.Al intentar este procedimiento, es importante recordar que la reproducibilidad del modelo tumoral depende de la posición precisa y segura de la cabeza del ratón y de la localización constante del lugar de la inyección. Además, es esencial una tasa gradual y una presión constante de inyección. Esta técnica permite a los investigadores en el campo de la neurooncología explorar nuevas estrategias terapéuticas para los tumores cerebrales humanos, al tiempo que elimina parte de la variabilidad que se ve agravada por la localización imprecisa de la inyección de células tumorales cerebrales.

creating-anatomically-accurate-reproducible-intracranial-xenografts

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Luciferasa modificados xenoinjertos de tumores humanos el cerebro puede ser establecida por vía intracraneal en ratones atímicos, con posterior seguimiento del crecimiento del tumor y la respuesta a la terapia que utiliza imágenes de bioluminiscencia. En combinación con el análisis de supervivencia, la supervisión de bioluminiscencia es una herramienta esencial para la investigación pre-clínica de las terapias que se consideran para el tratamiento de tumores cerebrales.

El establecimiento de xenoinjertos de tumor cerebral intracraneal, con posterior análisis del crecimiento tumoral y respuesta al tratamiento con imágenes de bioluminiscencia

Con el fin de evaluar nuevos paradigmas terapéuticos para el tratamiento del glioma, fisiológicos modelos pertinentes son esenciales. Utilizamos un procedimiento de guía de tornillo implantable para el establecimiento de modelos de xenoinjerto intracraneal que es más rápido y más seguro que los enfoques estereotáctica.

Una guía sencilla Método de tornillo para intracraneal Estudios xenoinjerto en ratones

Se describe un método integrado para la implantación precisa, estereotáctica de las células de glioblastoma multiforme en el cerebro de ratones desnudos y posterior...

La implantación estereotáctica intracraneal y<em&gt; En vivo</em&gt; Radiología bioluminiscente de xenoinjertos de tumores en un sistema modelo de ratón de glioblastoma multiforme

Las gliomas malas constituyen un grupo heterogéneo de neoplasmas glial altamente infiltrativos con las características clínicas y moleculares distintas. Los xenografts orthotopic primarios recapitulan las características histopatológicas y moleculares de los subtipos malos de la glioma en modelos animales preclínicos.

Xenoinjertos de glioma ortotópico primario Recapitulan el crecimiento infiltrativo y la mutación de la isocitrato deshidrogenasa I

Hemos establecido un modelo ortotópico de glioblastoma cortical en ratones para intravital microscopía de dos fotones que recapitula las limitaciones biofísicas normalmente en juego durante el crecimiento del tumor. Una ventana de cristal crónica reemplazando el cráneo por encima de la del tumor permite el seguimiento de la progresión del tumor con el tiempo por microscopía de dos fotones.

El mantenimiento de un modelo de ratón ortotópico Glioblastoma Restricciones cerebral parenquimatosa físicas y Conveniente para intravital microscopía de dos fotones

Los astrocitos fenotípicamente salvajes y las células madre neurales recolectadas de ratones modificados con alelos oncogénicos condicionales floxados y transformados a través de la recombinación mediada por Cre viral se pueden utilizar para modelar la patogénesis del astrocitoma in vitro e in vivo mediante la inyección ortotópica de células transformadas en cerebros de compañeros de camada singénicos e inmunocompetentes.

Modelado astrocitoma Patogénesis In Vitro Y En Vivo Uso cortical astrocitos o células troncales nerviosas de ratones condicionales, Genéticamente Manipulados

Las células madre son portadores terapéuticos prometedores para tratar tumores cerebrales debido a su tropismo tumoral intrínseco. La administración intranasal no intrusiva de células madre evita la barrera hematoencefálica y demuestra un fuerte potencial para la traducción clínica. Este artículo resume los principios básicos de la entrega de células madre intranasales en un modelo de ratón de glioma.

Entrega intranasal de células madre terapéuticas a glioblastoma en un modelo de ratón

Aquí, presentamos un protocolo para la preparación y la administración estereotáxicas de linfocitos humanos alogénicos en ratones inmunodeficientes con los tumores cerebrales primarios humanos ortotópico. Este estudio proporciona una prueba de concepto para la viabilidad y la eficacia antitumoral de inmunoterapias celulares entregados intrabrain.

Estereotáctica transferencia adoptiva de células inmunes citotóxicas en modelos murinos de xenoinjertos de Glioblastoma Multiforme de Orthotopic humanos

Aquí, describimos un modelo de ratón ortotópico preclínico para GBM, establecido por inyección intracraneal de células derivadas de tumores modelo de ratón genéticamente modificados. Este modelo muestra las características de la enfermedad del GBM humano. Para estudios traslacionales, el tumor cerebral de ratón se rastrea mediante resonancia magnética in vivo e histopatología.

Modelos ortotópicos traslacionales del glioblastoma multiforme

El desarrollo de modelos ortotópicos de tumores cerebrales pediátricos requiere una precisión meticulosa, utilizando un dispositivo estereotáxico para implantar células cancerosas con precisión. La metodología presentada aquí describe los pasos involucrados en la preparación de las células tumorales cerebrales, la realización de inyecciones intracraneales y la implementación de un sistema de monitoreo postoperatorio para evaluar el injerto de tumor cerebral.

Establecimiento de modelos ortotópicos de xenoinjertos derivados de pacientes para tumores cerebrales utilizando un dispositivo estereotáxico

El objetivo de este protocolo es proporcionar a los investigadores una técnica altamente reproducible para las implantaciones intracraneales.

Implantación intracraneal estereotáctica de líneas celulares de xenoinjertos derivadas de pacientes con glioblastoma en ratones

Aprende a crear xenoinjertos intracraneales anatómicamente exactos de tumores cerebrales humanos en ratones. Este modelo ortotópico permite evaluar terapias novedosas con crecimiento histopatológicamente similar al humano.

Crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos

Explorar más videos