Name: Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 56 s
Description: Aprende a crear un modelo de contusión de lesión medular en ratones y trasplantar células madre neuronales marcadas con PKH 26. Este método permite estudiar la regeneración neural y el destino de las células en el sitio de la lesión.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores agradecen el apoyo económico de FAIP (Federazione Associazioni Italiane Paraplegici), Fundación "Neurogel-en-Marche" (Francia), Fondazione "La Colonna".

NOTA: Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Revisión de la Universidad de Milán y cumplen las directrices italiana para Animales de Laboratorio en el cumplimiento de la Directiva Europea Comunidades fechado en noviembre de 1986 (86/609 / CEE). 1. Preparación de las células para el trasplante NOTA: Usar las células madre neuronales entre el quinto y el noveno pasaje en cultivo durante estos experimentos; probar las culturas para la proliferación y capacidad de diferenciación antes de ser etiquetados para el trasplante. Determinar el grado de diferenciación por inmunohisto 12. <ol><li> Resuspender las células a una concentración de 1 x 10 6 células / 150 l (trasplante de 1 x 10 6 células por ratón). Preparar al menos 1,2 x 10 6 células por ratón porque se requiere un exceso de células para los propósitos de la jeringa de carga. </li><li> Lavar las células 3 veces con medio de células madre neurales 13 en una 10 ml frasco cónico. En cadaetapa de lavado, las células precipitado mediante centrifugación (500 xg durante 5 min, RT). </li><li> Contar las células antes del centrifugado final. </li><li> Centrifugar las células (500 xg durante 5 minutos), y luego aspirar el sobrenadante, teniendo cuidado de no eliminar cualquier célula pero no dejando más de 25 l de sobrenadante. </li><li> Preparar una suspensión celular 2x mediante la adición de 1 ml de Diluyente C al sedimento celular y resuspender con pipeteo suave. </li><li> Inmediatamente antes de la tinción, preparar un colorante de la solución de 2x (4 x 10-6 M) en diluyente C mediante la adición de 4 l de la solución de colorante PKH26 etanol a 1 ml de Diluyente C en un tubo y mezclar bien para dispersar. </li><li> Añadir rápidamente el 1 ml de suspensión celular 2x a 1 ml de 2x Solución colorante y mezclar inmediatamente la muestra con la pipeta (densidad celular final será 1,2 x 10 7 células / ml y 2 x 10-6 M PKH26). </li><li> Incubar la suspensión de células / tinte de 1-5 min. </li><li> Detener la tinción mediante la adición de un volumen igual (2ml) de solución de BSA 1% en HBSS y se incuba durante 1 min. </li><li> Centrifugar las células (500 xg durante 10 minutos) y retire cuidadosamente el sobrenadante. </li><li> Resuspender pellet de células en 10 ml de HBSS y se centrifuga (500 xg durante 5 min). </li><li> Lavar el sedimento celular 2 veces más con 10 ml de medio completo para asegurar la eliminación de tinte no unido. </li><li> Resuspender el sedimento celular en 10 ml de medio completo para la evaluación de la recuperación celular, viabilidad celular y la intensidad de fluorescencia. Si se necesitan las células para el trasplante, lavar y resuspender en una solución fisiológica estéril a una concentración de 3,3 x 10 5 células / 50 mL. </li></ol> 2. Preparación para la Cirugía <ol><li> Equipos de cirugía Limpiar y esterilizar. </li><li> Prepare el área de la cirugía frotando con un agente aséptica. Configure el dispositivo IH impactador. </li><li> Preparar el equipo de anestesia: el Scavenger Gas activa con VetScav pesaje de filtros de dispositivo, el flujo continuo Cámara de inducción, Gene oxígenorador, Bajo Flujo de O2 Meter para ratones. Limpie la cámara de inducción y de la máscara utilizada durante la cirugía. </li><li> Anestesiar a los animales con 2,5% (v / v) isoflurano en oxígeno (1 L / min), y esperar 5 min después de la inducción de flujo para que el fármaco tenga efecto. Compruebe si los bigotes son contracciones o si hay retirada de las extremidades posteriores lento en respuesta a pellizcar la almohadilla plantar. Durante la cirugía, reducir la concentración de isoflurano al 2,0% (v / v) isoflurano en oxígeno (1 L / min). </li></ol> 3. Preparación de ratones de Cirugía y Trasplante <ol><li> Mantenga el macho adulto CD1 ratones (25-30 g) durante al menos 3 días antes de los experimentos en condiciones normales (22 ± 2 ° C, 65% de humedad, y la luz artificial de 08:00 am a 08:00 pm). NOTA: Todo el procedimiento de preparación quirúrgica para suturar tomará alrededor de 40 minutos. <ol><li> Para identificar el animal, marque la cola por medio de tinta de color resistente al agua. </li></ol></li><li> Utilice un electric maquinilla para cortar el pelo dorsal del ratón en el cuello, sobre a nivel T2, a la zona lumbar. </li><li> Esterilizar el área preparada con una solución de yoduro y etanol (70% en agua estéril). </li><li> Tratar al animal con una inyección subcutánea (sc) de 200 l de gentamicina (1 mg / ml en solución salina estéril). </li><li> Aplicar lubricante oftálmica para ambos ojos de los animales para evitar la desecación e inyectar buprenorfina (por vía subcutánea, 0,03 mg / kg) para aliviar el dolor. </li></ol> 4. La laminectomía <ol><li> Coloque el ratón sobre un calentador de deslizamiento para evitar el problema de la hipotermia durante la cirugía. Coloque el animal con la cara dorsal hacia arriba. </li><li> Hacer una incisión vertical con un bisturí sobre la región de interés, a partir de T7 a T12. </li><li> Mantenga la piel y la almohadilla de grasa superficial mediante el uso de fórceps estándar (normalmente se encuentra en el espacio entre el 5 y 6 de los procesos dorsales torácicas). </li><li> Cuente el proceso bajo el buque como T6luego pasar a T7. </li><li> Coloque un poco de rodamiento bajo la parte ventral del ratón para aumentar la curvatura de la columna vertebral. Inmovilizar la médula espinal mediante el bloqueo con el fórceps Graefe. </li><li> Cortar la musculatura paravertebral bilateral de T7 y el nivel vertebral T10 utilizando el bisturí hasta que la superficie dorsal de los contactos de lámina de la punta de bisturí. </li><li> Utilice el bisturí para marcar la casilla de la unión de T7 hasta T10. Pare en el espacio entre T8 y T9 protuberancias espinosas. Cortar los tejidos entre T8-T9 y T9-T10 con las tijeras micro. <ol><li> Utilice la Rongeur para eliminar el proceso de T9. Exponga el cruce con cuidado raspar la capa muscular con las tijeras micro. Continúe hasta que se expone el hueso. </li></ol></li><li> Utilice las pinzas para eliminar los músculos de la lámina y abrir un pequeño espacio entre las vértebras. Introduzca suavemente las tijeras micro debajo del hueso, cortar la lámina en ambos lados y retirar esta parte con pinzas. </li><li> Retire la lámina con la forceps para exponer el cable. Asegúrese de no dejar fragmentos óseos libres o irregulares detrás; eliminarlos con la Rongeur. </li><li> Use las pequeñas pinzas de punta para eliminar el periostio, así como cualquier fragmentos de hueso o músculos que puede estar cerca de la incisión. </li><li> Retire la mitad superior del proceso dorsal T9 y proceda con el protocolo de dispositivo IH impactador. </li></ol> 5. Protocolo de dispositivos IH Impactor (contusión) <ol><li> Coloque el ratón en el centro de la plataforma de la estabilización del dispositivo IH Impactor. </li><li> Bloquear el animal con las dos pinzas de dientes conectados con la plataforma de estabilización por dos brazos de posicionamiento conjunta (brazo izquierdo de la vértebra torácica, el brazo derecho de la vértebra cervical). </li><li> Utilice el brazo rostral de captar el borde lateral del cuerpo vertebral rostral (T8). </li><li> Manipular el brazo caudal de la misma manera de entender el cuerpo vertebral T10. </li><li> Coloque la plataforma de estabilización en el dispositivo y reducir la punta (diámetro 0,75mm) lo más cerca posible del cable como sea posible, pero sin tocarlo. </li><li> Levante la punta tres vueltas completas antes de iniciar el impacto. </li><li> Realice la contusión con el impactador fijado para suministrar una fuerza de 60 kdyn a 100 mm / seg. </li></ol> 6. Las suturas y Post-cuidado <ol><li> Suturar la incisión con una absorbible hilo de sutura 4/0. Cubrir la médula espinal expuesta en el sitio de la lámina retirada; suturar el tejido en los extremos de la corte por medio de una aguja pequeña. Poner los dos puntos de sutura inmediatamente por encima y por debajo del sitio de la exposición de la médula espinal. </li><li> Cierre la piel con dos o tres clips Reflex sin pellizcando los músculos subyacentes. </li><li> Hidratar el ratón después de la cirugía con 2 ml de solución salina por vía subcutánea inyectados en la espalda baja. </li><li> Coloque el ratón de nuevo en una jaula pre-calentado para evitar la hipotermia durante la recuperación quirúrgica. Coloque las jaulas en almohadillas térmicas. </li><li> Monitorear los ratones durante la fase aguda después de la lesión, marcando lavejiga tamaño, la sutura y el peso de los animales dos veces al día. Apriete suavemente la vejiga (dos veces al día durante 7 días) para evitar infecciones del tracto urinario (orina puede ser turbia, tiene sangre o que contenga cualquier precipitado). </li><li> Tratar los ratones una vez al día con una inyección de solución salina (2 ml por dos días de inyección sc después de la cirugía) y antibióticos (gentamicina 0,2 ml; inyección sc) durante cinco días después de la lesión. </li><li> Tratar los ratones para la analgesia postoperatoria con buprenorfina (0,1 mg / kg; dos veces al día) durante 3 días después de la lesión. </li></ol> 7. vena de la cola inyección de células NOTA: En el siguiente paso se demuestra el procedimiento para la inyección de las células en la vena de la cola. Las células pueden ser también administrados con un trasplante de intraespinal mediante el uso de un marco estereotáxico 15-16, o en la cisterna magna 17. Es importante tener en cuenta que otros tipos de células podrían ser trasplantados con este método, tales como las células estromales mesenquimales(por ejemplo, células madre mesenquimales de la médula ósea, células madre derivadas de tejido adiposo, células de líquido amniótico). Además, otras opciones de tratamiento, tales como nanopartículas pueden inyectarse a través de la vena de la cola después de la lesión de la médula espinal. <ol><li> Utilice etanol al 70% y PBS para limpiar la aguja antes de su uso. Manejar la aguja y la jeringa solamente con guantes estériles. </li><li> Resuspender las células en el tubo de ensayo y la carga de 75 l de células en una jeringuilla de 0,3 ml (29 G aguja y 0,33 cc jeringa). </li><li> Asegúrese de que no hay burbujas en la suspensión celular. Mantener la jeringa en una posición horizontal para evitar la sedimentación de células. </li><li> Coloca el ratón debajo de la lámpara de calor para dilatar las venas de la cola. </li><li> Coge el ratón y tire de él en el limitador del ratón para visualizar la vena lateral de la cola como una línea azul estrecha. </li><li> Limpie la cola con un algodón empapado en alcohol. Una vez que la vena se visualiza, agarra la vena de la cola entre el dedo medio y el pulgar de la mano izquierda. </li><li> Lleve la aguja a la superficie en un ángulo de 15 ° desde el horizonte y asegúrese de que el bisel está para arriba. </li><li> Inyectar 50 l de células a una velocidad de 0,33 l / seg. Después de la inyección, retrasar la retracción de la aguja por 10 seg. Retraer la aguja lentamente y prestar atención a la posible flujo de salida de la suspensión celular. </li><li> Limpie la jeringa como en el paso 7.1 entre las cargas. </li></ol> 8. Pruebas de comportamiento y función de la extremidad posterior <ol><li> Coloque el ratón en el campo abierto. </li><li> Evaluar la función locomotora y la recuperación de la extremidad posterior después de la contusión con la prueba de campo abierto según la escala del ratón Basso (BMS) 18. NOTA: La función neurológica debe ser evaluado periódicamente, desde el día 3 después de la lesión durante 4 semanas 18. </li></ol> 9. perfusión <ol><li> Al final del periodo experimental, anestesiar a los animales con una inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico (65 mg / kg). Utilice pellizcos del dedo del pie de evaluace el nivel de anestesia y proceder sólo después ratón no responde a los estímulos nocivos. </li><li> Restringir el animal en posición supina sobre un plano de la cirugía. </li><li> Cortar a través del tegumento y la pared abdominal justo debajo de la caja torácica. Separar el diafragma desde el hígado. </li><li> Use las tijeras para cortar el diafragma para exponer la cavidad pleural. </li><li> Cortar los lados de la caja torácica hasta que los huesos del cuello. </li><li> Utilice las pinzas para sujetar el cartílago xifoides y coloque la pinza en la cabeza. </li><li> Sostenga el tercio inferior del corazón en un plano transversal con las pinzas. Inserte la aguja en el ventrículo izquierdo. </li><li> Use una pinza hemostática para sujetar el corazón. Esto asegura la aguja y evita las fugas. </li><li> Use las tijeras para cortar la aurícula derecha. </li><li> Permitir que el PBS a la bomba (18 ml / min) a través del animal. Mantener esta presión durante todo el período de infusión tampón (3-4 min; que corresponde a aproximadamente 70 ml de PBS). Continúe hasta que el corazón está limpio.</li><li> Cambie la llave de paso para permitir que el fijador (paraformaldehído al 4% en agua destilada, 4% PFA) a través de la bomba. Permitir que el PFA 4% a la bomba a través del animal durante aproximadamente 8-10 min (300 ml). Poco a poco aumentar la presión para llegar a un máximo de 30 ml / min. Un hígado endurecido es la mejor indicación de una perfusión exitosa. </li></ol> 10. Recogida de tejidos y Procesamiento, Histología y Iimmunohistochemistry <ol><li> Diseccionar las médulas espinales de T5 a L1. Entonces después de fijar el tejido en 6 ml de PFA al 4% (O / N a 4 ° C). </li><li> Ponga el mismo tejido en una solución con 30% de sacarosa durante 72 horas a 4 ° C con el fin de crio protegerlo y para prevenir la formación de cristales durante la congelación. </li><li> Congelación rápida usando el cable de hielo seco y almacenarlo a -80 ° C. </li><li> Sección por medio de un criostato con 15 micras de espesor y recoger las secciones en portaobjetos de vidrio y continuar para inmunocitoquímica. </li><li> Enjuague secciones con 200 l de PBS para cada slide (3 veces; 5 minutos cada uno, RT). </li><li> Permeabilizar cada portaobjetos con 200 l de 10% NGS y 0,2% de Triton X-100 en PBS durante 1 hora a RT. </li><li> Enjuague secciones con 200 l de PBS para cada diapositiva (3 veces; 5 min cada uno, RT). </li><li> Bloquear los sitios no específicos con 200 l de solución de bloqueo durante corredera (5% NGS; 0,1% Triton X-100 en PBS) durante 30 min (RT). </li><li> Incubar cada portaobjetos con 200 l de anticuerpos primarios O / N a 4 ° C (diluir anticuerpos en 5% NGS; 0,1% Triton X-100 en PBS). </li><li> Lávese las secciones con 200 l de PBS para cada diapositiva (3 veces, 5 minutos cada uno; RT). </li><li> Incubar con anticuerpos secundarios apropiados durante 2 horas a RT. </li><li> Lávese las secciones con 200 l de PBS para cada diapositiva (3 veces, 5 minutos cada uno; RT). </li><li> Núcleos se tiñen con 200 l de 4 &#39;, 6-diamidin-2-phenilindole (DAPI) (1 mg / ml de concentración final, 10 min a RT). </li><li> Montar utilizando el Fluorsave Reactivo y analizar por microscopía confocal. NOTA: Endeterminaciones de control, anticuerpos primarios deben suprimirse y reemplazarse con concentraciones equivalentes de IgG no relacionado de la misma subclase. Se utilizó proteína 2 de anticuerpos primaria asociada a los microtúbulos. </li></ol>

<ol><li>Cord Injury Statistical Center: spinal cord injury facts and figures at glance. , 
 
 <a target="_blank" href="https://www.nscisc.uab.edu/PublicDocuments/fact_figures_docs/Facts%202013.pdf">https://www.nscisc.uab.edu/PublicDocuments/fact_figures_docs/Facts%202013.pdf</a> (2013).</li>
<li>Yip, P. K., Malaspina, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+trauma+and+the+molecular+point+of+no+return%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Neurodegeneration%22%5BJournal%5D)">Spinal cord trauma and the molecular point of no return.</a> Molecular Neurodegeneration. 7, 6(2012).</li>
<li>Fehlings, M. G., Cadotte, D. W., Fehlings, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+systematic+reviews+on+the+treatment+of+acute+spinal+cord+injury%3A+a+foundation+for+best+medical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A series of systematic reviews on the treatment of acute spinal cord injury: a foundation for best medical practice.</a> J Neurotrauma. 28 (8), 1329-1333 (2011).</li>
<li>Furlan, J. C., Noonan, V., Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Timing+of+decompressive+surgery+of+spinal+cord+after+traumatic+spinal+cord+injury%3A+an+evidence-based+examination+of+pre-clinical+and+clinical+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Timing of decompressive surgery of spinal cord after traumatic spinal cord injury: an evidence-based examination of pre-clinical and clinical studies.</a> J Neurotrauma. 28 (8), 1371-1399 (2011).</li>
<li>Sekhon, L. H., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology%2C+demographics%2C+and+pathophysiology+of+acute+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Epidemiology, demographics, and pathophysiology of acute spinal cord injury.</a> Spine. 26 (24), 2-12 (2001).</li>
<li>Gorio, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recombinant+human+erythropoietin+counteracts+secondary+injury+and+markedly+enhances+neurological+recovery+from+experimental+spinal+cord+trauma%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Recombinant human erythropoietin counteracts secondary injury and markedly enhances neurological recovery from experimental spinal cord trauma.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 99 (14), 9450-9455 (2002).</li>
<li>Windle, W. F., Clemente, C. D., Chambers, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+formation+of+a+glial+barrier+as+a+means+of+permitting+a+peripheral+nerve+to+grow+into+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Inhibition of formation of a glial barrier as a means of permitting a peripheral nerve to grow into the brain.</a> J Comp Neurol. 96 (2), 359-369 (1952).</li>
<li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+models%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion models.</a> Prog Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li>
<li>Stokes, B. T., Noyes, D. H., Behrmann, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+electromechanical+spinal+injury+device+with+dynamic+sensitivity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">An electromechanical spinal injury device with dynamic sensitivity.</a> J Neurotrauma. 9 (3), 187-195 (1992).</li>
<li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+spinal+cord+injury+produced+controlled+contusion+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Traumatic spinal cord injury produced controlled contusion in mouse.</a> J Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li>
<li>Sahni, V., Kessler, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+therapies+for+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurol%22%5BJournal%5D)">Stem cell therapies for spinal cord injury.</a> Nat Rev Neurol. 6, 363-372 (2010).</li>
<li>Marfia, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+neural+precursors+isolated+from+post+mortem+brain+yield+mostly+neurons%3A+an+erythropoietin-dependent+process%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">Adult neural precursors isolated from post mortem brain yield mostly neurons: an erythropoietin-dependent process.</a> Neurobiol Dis. 43 (1), 86-98 (2011).</li>
<li>Gritti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multipotent+neural+stem+cells+reside+into+the+rostral+extension+and+olfactory+bulb+of+adult+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Multipotent neural stem cells reside into the rostral extension and olfactory bulb of adult rodents.</a> J Neurosci. 22 (2), 437-445 (2002).</li>
<li>Whetstone, W. D., Hsu, J. Y., Eisenberg, M., Werb, Z., Noble-Haeusslein, L. J. J Neurosci Res. 74 (2), 227-239 (2003).</li>
<li>Gonzalez-Lara, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+cellular+magnetic+resonance+imaging+to+track+the+fate+of+iron-labeled+multipotent+stromal+cells+after+direct+transplantation+in+a+mouse+model+of+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Imaging+Biol%22%5BJournal%5D)">The use of cellular magnetic resonance imaging to track the fate of iron-labeled multipotent stromal cells after direct transplantation in a mouse model of spinal cord injury.</a> Mol Imaging Biol. 13 (4), 702-711 (2010).</li>
<li>Ottobrini, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+of+stem+cell+transplantation+in+injured+mouse+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+R4%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging of stem cell transplantation in injured mouse spinal cord.</a> Cell R4. 2 (3), e963(2014).</li>
<li>Janowwski, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotransplantation+in+mice%3A+The+concorde-like+position+ensures+minimal+cell+leakage+and+widespread+distribution+of+cells+transplanted+into+the+cistern+magna%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letter%22%5BJournal%5D)">Neurotransplantation in mice: The concorde-like position ensures minimal cell leakage and widespread distribution of cells transplanted into the cistern magna.</a> Neuroscience Letter. 430 (2), 169-174 (2008).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+spinal+cord+injury+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Hofstetter, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allodynia+limits+the+usefulness+of+intraspinal+neural+stem+cell+grafts%3B+directed+differentiation+improves+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Allodynia limits the usefulness of intraspinal neural stem cell grafts; directed differentiation improves outcome.</a> Nat Neurosci. 8 (3), 346-353 (2005).</li>
<li>Bottai, D., Madaschi, L., Di Giulio, A. M., Gorio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viability-dependent+promoting+action+of+adult+neural+precursors+in+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">Viability-dependent promoting action of adult neural precursors in spinal cord injury.</a> Mol. Med. 14 (9-10), 634-644 (2008).</li>
<li>Bottai, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+stem+cells+promote+motor+recovery+and+affect+inflammatorycell+infiltration+in+spinal+cord+injured+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Embryonic stem cells promote motor recovery and affect inflammatorycell infiltration in spinal cord injured mice.</a> Exp Neurol. 223 (2), 452-463 (2010).</li>
</ol>

Los autores declaran no tener ningún interés financiero en competencia.

En este trabajo se describe un método para obtener un modelo reproducible de lesión medular traumática utilizando un infinito horizonte Impactor con una fuerza de 70 Kdyne (grave). El uso de un paradigma de fuerza mayor (80 Kdyne), podemos causar una lesión más grave que por desgracia está asociada con la mortalidad ratones superiores. A fin de evitar este problema, que comúnmente escogemos un paradigma de fuerza moderada (70 Kdyne) que está asociado a una lesión repetible con una recuperación gradual de la función y un...

Una lesión de la médula espinal (SCI) es la lesión más común causada por traumatismos de alta energía como vehículos de motor accidentes, caídas, el deporte y la violencia 1. En grave SCI, la fuerza de la lesión destruye o daña el tejido neural, causando la pérdida repentina de la función neurológica. Traumático SCI se produce con frecuencia en adultos jóvenes de entre 10 y 40 años de edad. Afecta en gran medida la condición mental y física del paciente y causa enorme impacto económico para la sociedad 2. El enfoque de tratamiento en la fase aguda es a menudo limitada a una dosis alta de corticosteroides, la estabilización quirúrgica y descompresión a la posibilidad de atenuar daño adicional 3-4, pero las funciones de estos métodos en la recuperación del aparato locomotor después de SCI son aún controversial. Además de la pérdida de tejido agudo, la lesión traumática y la activación de mecanismos secundarios de degeneración causa la desmielinización y muerte de múltiples tipos de células 5-6. El grado de recuperación de la función puede dediez en proporción con la magnitud de la materia blanca escatimado en el sitio de la lesión 7. Los modelos animales de SCI se pueden utilizar tanto para investigar las respuestas biológicas de los tejidos a la lesión y para probar posibles terapias. Por otra parte, un modelo animal útil de una patología humana no sólo tiene que reproducir algunos aspectos de esa condición, pero también debe ofrecer ventajas con respecto a la observación clínica directa y experimento. Los modelos más utilizados de lesión de la médula espinal implican contusión o compresión lesión entregado a la médula espinal expuesta quirúrgicamente 8. El desarrollo de una lesión por contusión peso soltar controlado representa un hito importante en la historia de la investigación de SCI. El centro de investigación de la médula espinal Universidad del Estado de Ohio ha perseguido el desafío tecnológico de un dispositivo que se puede utilizar para inducir una compresión particular de la médula espinal con los parámetros de impacto controlados por un ordenador 9. Este fue originalmente diseñado para el uso wiratas th; más tarde se modificó para aplicar a los ratones 10. Las ventajas de este tipo de enfoque son que la biomecánica del accidente se pueden estudiar más en profundidad y los parámetros de lesión se pueden definir de una manera más completa con el fin de obtener un modelo experimental reproducible, por lo tanto, permitiendo una evaluación más precisa de los efectos de Los tratamientos probados en el proceso de recuperación funcional. Muchos estudios han evaluado los efectos de trasplante de una variedad de células madre en modelos SCI 11. Hemos aislado recientemente adultos neural de células madre a partir de la Sub-Zona ventricular (SVZ) varias horas después de la muerte del donante ratón 12-13. Este procedimiento proporciona una población de células madre neuronales, llamado post mortem precursores neurales (PM-NPC), que parecen ser ventajoso en un enfoque de la medicina regenerativa para curar SCI. En este artículo vamos a demostrar: i) el protocolo para el etiquetado de células con el PKH26 trazador vitales, ii) la cirugiCal procedimiento para llevar a cabo en SCI traumática, y iii) la administración intravenosa (iv) la administración de células marcadas. Por otra parte, en este trabajo se demuestra que las células trasplantadas migran a sitios de lesión de la médula espinal y se diferencian principalmente en la proteína asociada a los microtúbulos (MAP) 2 células positivas. Además, la diferenciación está acompañado por la promoción de una recuperación estable de la función de la extremidad posterior.

<table><tbody><tr><td>PKH26GL-1KT&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>091M0973</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo impactador de horizonte infinito (IH)&nbsp;</td><td>Precision Systems and Instrumentation, LLC</td><td>Modelo 0400 Serial 0171</td><td></td></tr><tr><td>Gentamicina 10 mg/ml</td><td>Euroclon</td><td>ECM0011B</td><td>1 mg/ml en solución salina estéril</td></tr><tr><td>Isoflurano-Vet 250 ml</td><td>Merial</td><td>B142J12A</td><td></td></tr><tr><td>Blefarolin POM OFT 10 g</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calentador de portaobjetos</td><td>2Biological Instruments</td><td>HB101-sm-402</td><td></td></tr><tr><td>Bisturí, tamaño 10</td><td>Lance Paragon</td><td>26920</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Graefe pequeña</td><td>2Instrumentos biológicos</td><td>11023-14</td><td></td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Medicon Instruments</td><td>07 60 07</td><td></td></tr><tr><td>Microtijeras</td><td>2Instrumentos biológicos</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Suturas absorbibles (4/0)</td><td>Safil Quick</td><td>C0046203</td><td></td></tr><tr><td>Hemostático</td><td>2Instrumentos biológicos</td><td>13014-14</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de pinzas para heridas Reflex 7</td><td>2Biological Instruments</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas para heridas Reflex de 7 mm</td><td>2Biological Instruments</td><td>12032-07</td><td></td></tr><tr><td>NGS</td><td>Euroclone</td><td>ECS0200D</td><td></td></tr><tr><td>Triton X 100</td><td>Merck Millipore</td><td>1086431000</td><td></td></tr><tr><td>Proteína Asociada Anti Microtúbulos&nbsp; (MAPA) 2</td><td>Millipore</td><td>AB5622</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>A11008</td><td></td></tr><tr><td>FluorSave Reactivo&nbsp;</td><td>Calbiochem</td><td>345789</td><td></td></tr><tr><td>medio de células</td><td></td><td></td> madre neurales <td>medio DMEM-F12 (Euroclone) que contiene 2 mm de l-glutamina (Euroclone), 0,6% de glucosa (Sigma-Aldrich), 9,6 gm/ml de putrescina (Sigma-Aldrich), 6,3 ng/ml de progesterona (Sigma-Aldrich), 5,2 ng/ml de selenito de sodio (Sigma-Aldrich), 0,025 mg/ml de insulina (Sigma-Aldrich), 0,1 mg/ml de transferrina (Sigma-Aldrich) y 2 &mu; g/ml de heparina (sal sódica, grado II; Sigma-Aldrich), bFGF (recombinante humano, 10 ng/ml; Life Technologies) y EGF (recombinante humano, 20 ng/ml; Tecnologías de la Vida)&nbsp;</td></tr><tr><td>DMEM-F12</td><td>Euroclon</td><td>ASM5002</td><td></td></tr><tr><td>l-glutamina</td><td>Euroclon</td><td>ECB3000D</td><td></td></tr><tr><td>glucosa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270-100G</td><td></td></tr><tr><td>putrescina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5780-25G</td><td></td></tr><tr><td>progesterona</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6149-1MG</td><td></td></tr><tr><td>Selenito de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9133-1MG</td><td></td></tr><tr><td>transferrina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T 5391</td><td></td></tr><tr><td>Insulina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I1882</td><td></td></tr><tr><td>Heparina sal de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H0200000</td><td></td></tr><tr><td>bFGF</td><td>Life Technology</td><td>PHG0024</td> h-EGF Life Technology PHG6045 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jeringa 0,33 cc 29 g</td><td>Terumo</td><td>MYJECTOR&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>buprenorfina</td><td>Schering Plough SpA</td><td>TEMGESIC</td><td></td></tr><tr><td>gel de ojos</td><td>Bausch & Lomb</td><td>LIPOSIC</td><td></td></tr></tbody></table>

neural trasplante de células madre en experimental contuso modelo de lesión de la médula espinal

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Lesión de la médula espinal es una condición clínica devastadora, caracterizada por un complejo de disfunciones neurológicas. Los modelos animales de lesión de la médula espinal pueden ser utilizados tanto para investigar las respuestas biológicas a la lesión y para probar terapias potenciales. Contusión o compresión lesión entregado a la médula espinal expuesta quirúrgicamente son los modelos más utilizados de la patología. En este informe, la contusión experimental se lleva a cabo utilizando el dispositivo Impactor Infinito Horizon (IH), que permite la creación de un modelo animal de lesión reproducible través de la definición de los parámetros de lesión específica. El trasplante de células madre es considerada comúnmente una estrategia potencialmente útil para la curación de esta enfermedad debilitante. Numerosos estudios han evaluado los efectos de trasplante de una variedad de células madre. Aquí se demuestra un método adaptado para la lesión de la médula espinal seguida de la inyección de cola vena de células en ratones CD1. En resumen, ofrecemos procedimientos para: i) wi etiquetado celularº un trazador de vital importancia, ii) la atención pre-operatoria de los ratones, iii) la ejecución de una lesión de la médula espinal contundente, y iv) la administración intravenosa de post mortem precursores neuronales. Este modelo contusión puede ser utilizado para evaluar la eficacia y seguridad de trasplante de células madre en un enfoque de la medicina regenerativa.

El número total de células trasplantadas es 1 x 10 6 células y se dividió en tres inyecciones consecutivas en la vena de la cola. Se administraron 3,3 x 10 5 células en 50 l de solución tampón de fosfato (PBS). La primera inyección se realizó dentro de 30 min después de la lesión, el segundo 6 horas más tarde y el último 18 h después de la lesión. La elección de un plazo de 18 horas después de la lesión de la administración de PM-NPC se determinó por la permeabilidad óptima de la barrera hematoence...

Lesión de la médula espinal es una condición traumática que causa morbilidad severa y alta mortalidad. En este trabajo se describe en detalle un modelo contusión de lesión de la médula espinal en ratones seguido de un trasplante de células madre neurales.

Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

El objetivo general de este procedimiento es describir en detalle un modelo de contusión de lesión de la médula espinal en ratones, seguido de un trasplante de células madre neurales. Esto se logra marcando primero las células postmortem, precursoras neurales o NPC PM con el trazador vital PKH 26. A continuación, se realiza una incisión dorsal en el ratón y se expone la médula espinal.A continuación, se utiliza un dispositivo de horizonte infinito o impactador IH para crear una lesión en la médula espinal. Finalmente, los PM y PC etiquetados como PKH 26 se inyectan en la vena de la cola del ratón. En última instancia, se sigue el destino de PKH 20 6:00 PM y PC injertados en el sitio de la lesión.El modelo de lesión replica al hombre con lesión medular. A la lesión mecánica primaria le sigue una degeneración secundaria progresiva donde se estudia el tratamiento celular y farmacológico. Las aplicaciones descritas pueden proporcionar una base metodológica para obtener más información sobre la fe.Inducción de células madre trasplantadas a una médula espinal mientras se producen eventos degenerativos e inflamatorios. La demostración de la lesión estará a cargo del Dr. Tony Laja Longo, estudiante de doctorado en el laboratorio. Si bien la inyección de la cola será realizada por el Dr. Ache, que es un becario postdoctoral en el laboratorio, comenzando con células madre neurales que cumplan con los criterios descritos en el protocolo de texto.Resus suspende las células a una concentración de uno por 10 a las seis células por 150 microlitros. Prepare al menos 1,2 veces 10 a las seis celdas por ratón para tener suficientes celdas para cargar la pipeta. Con el medio de células madre neurales, lave las células tres veces en un vial cónico de 10 mililitros, girando a 500 veces G durante cinco minutos a temperatura ambiente para granular las células.Después de cada lavado, antes del recuento final de centrifugado, las células después del centrifugado, aspiran el sobrenadante, dejando unos 25 microlitros de líquido para evitar que se aspire ninguna célula. A continuación, prepare una suspensión de dos X añadiendo un mililitro de diluyente C al paladar celular y utilice un pipeteo suave para resuspenderla inmediatamente. Antes de teñir, prepare una solución de dos veces colorante en el diluyente C agregando cuatro microlitros de la solución de etanol D PKH 26 a un mililitro de diluyente C en un tubo y mezcle bien.Para dispersar rápidamente, agregue un mililitro de suspensión de dos x celdas a un mililitro de solución de dos XD y mezcle inmediatamente la muestra mediante pipeteo. Después de incubar la suspensión de matriz celular durante uno a cinco minutos, detenga la tinción agregando un volumen igual de solución de BSA al 1% en HBSS e incube durante un minuto. A continuación, centrifugar las células a 500 veces G durante 10 minutos y retirar con cuidado el sobrenadante.Utilice 10 mililitros de medio completo para resuspender el pellet celular para evaluar la recuperación celular, la viabilidad celular y la intensidad de fluorescencia. Centrifugar las células, desechar el sobrenadante y añadir 10 mililitros de HBSS al pellet de la célula. Lavar dos veces con HBSS y resuspender las células en una solución fisiológica estéril.Después de preparar el área quirúrgica y un ratón de acuerdo con el protocolo de texto, coloque el animal con el lado dorsal hacia arriba en un calentador de portaobjetos para evitar la hipotermia durante la cirugía con un bisturí, haga una incisión vertical sobre la región de interés de T 7 a T 12 con fórceps. Sostenga la piel y la almohadilla de grasa superficial que se encuentran entre el espacio entre el quinto y el sexto proceso torácico bajo un microscopio estereoscópico. Cuente el proceso debajo del vaso sanguíneo como T seis, luego pase a T siete.Luego coloque un pequeño cojinete debajo del lado ventral del ratón para aumentar la curvatura de la columna vertebral y use pinzas grof para bloquear la columna e inmovilizarla. A continuación, utilice un bisturí para cortar el par de los músculos vertebrales bilateralmente desde T 7 hasta T 10 a nivel vertebral hasta que la superficie dorsal de la lámina entre en contacto con la punta del bisturí. A continuación, utilice un bisturí para marcar la unión de T siete a T 10 a nivel vertebral hasta que la superficie dorsal de la lámina haga contacto con la punta del bisturí y se detenga en el espacio entre las pequeñas protuberancias T ocho y T nueve.Luego use micro tijeras para cortar el tejido entre T ocho y T nueve y T nueve y T 10. Ahora use el rongeur para eliminar el proceso T nine. Exponga la unión usando microtijeras para raspar cuidadosamente la capa muscular.Continúe hasta que el hueso quede expuesto. Use fórceps para extraer los músculos de la lámina y abrir un pequeño espacio entre las vértebras. A continuación, inserte suavemente las micro tijeras debajo del hueso.Corta la lámina por ambos lados y usa las pinzas para extraerla, exponiendo el cordón. Use el ron jour para eliminar cualquier fragmento de hueso libre o dentado que quede. A continuación, retire la mitad superior de la apófisis dorsal T nueve.Después de seguir el protocolo del dispositivo impactador IH, de acuerdo con las pautas del texto, use cuatro suturas absorbibles para cerrar la incisión cubriendo primero la médula espinal expuesta en el sitio de la lámina extraída. Tenga cuidado de no pellizcar los músculos subyacentes. Use dos o tres pinzas de reflejos para cerrar la piel.Inyecte dos mililitros de solución salina en la parte baja de la espalda por vía subcutánea y coloque al ratón en una jaula precalentada sobre una almohadilla térmica para que se recupere. Para llevar a cabo una inyección de células en la vena de la cola. Vuelva a suspender las células en el tubo de ensayo y cargue 75 microlitros en una jeringa de 0,3 mililitros, asegurándose de que no haya burbujas en la suspensión de las células.Para evitar la sedimentación celular, mantenga la jeringa en posición horizontal. Coloque el ratón debajo de la lámpara de calor para dilatar las venas de la cola. A continuación, tire suavemente del ratón hacia el sujetador para visualizar la vena lateral de la cola, que aparece como una línea azul estrecha.Use un hisopo con alcohol para limpiar la cola y, una vez que se visualice la vena, agarre la vena de la cola entre el dedo medio y el pulgar de la mano izquierda. La contusión T nine demostrada en este video causó la pérdida transitoria de la función de las extremidades traseras tres veces que se inyectaron 10 a la quinta célula o PBS en la vena de la cola en tres inyecciones realizadas 30 minutos, seis horas y 18 horas después de la lesión. Como se muestra aquí, dentro de dos a tres semanas, PBS tratados lesionados, los ratones mejoraron y la función de las extremidades traseras alcanzó tres puntos de escala basal de ratón o BMS ratones tratados con PM. NPCs, sin embargo, mostraron una mayor recuperación y alcanzaron 4.5 puntos de BMS como se ve aquí, la mayoría de los PM NPCs injertados marcados con PKH 26, se acumularon en los bordes de la lesión formando grupos.Poco después de la administración, las células trasplantadas migraron a lo largo de los bordes de la lesión y de una manera más difusa, donde se diferenciaron en neuronas. A los 30 días después de la lesión y el trasplante, el cuerpo celular de las NPC pm aumentó de tamaño y en la mayoría de las células, los procesos de tipo dendrítico eran obvios y completamente inmunes por los anticuerpos específicos para mapear al obtener este procedimiento, es importante recordar que las fuerzas más altas pueden aumentar la mortalidad en el animal debido a lesiones más graves. Por lo tanto, sugerimos utilizar nuestro paradigma de lesión que es seguido por un proceso de recuperación más reproducible.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo obtener un modelo experimental reproducible de lesión traumática de la médula espinal en el ratón mediante el uso del impactador de horizonte infinito.

neural-stem-cell-transplantation-experimental-contusive-model-spinal

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

El trasplante de precursores neuronales es una estrategia prometedora para la protección y / o reemplazar la pérdida / disfuncional neuronas cervical motor frénico en lesiones de médula espinal (LME) y el trastorno de la neurona motora, esclerosis amiotrófica laterales (ALS). Ofrecemos un protocolo para la entrega de celulares a cuerno ventral de la médula espinal cervical en modelos de roedores de la ELA y la médula espinal.

Intraespinal trasplante de células de Orientación asta ventral del cuello uterino en la esclerosis lateral amiotrófica y la lesión de la médula espinal

Fuente: Lakshman, N., et al. Un ensayo de neurosfera para evaluar la activación de células madre neurales endógenas en un modelo de ratón de lesión mínima de la médula espinal. J. Vis. Exp. (2018). Este video muestra la activación y migración de células madre neurales (NSC) en un modelo de lesión de la médula espinal en ratones. Para exponer la médula espinal, se extrae una vértebra de la región torácica de la columna vertebral de un ratón anestesiado. A continuación, se crea una lesión...

 Un modelo de lesión mínima de la médula espinal para estudiar la activación y migración de las células madre neurales

Se describe un modelo de contusión de la lesión medular grave. Medidas pre-operatorio, operatorio y post-operatorio detalladas se describen para obtener un modelo coherente.

Un modelo Contusión de la lesión de la médula espinal severa en ratas

Matrices de fibrina que contienen factores de crecimiento se utilizaron para conservar las células madre neurales injertadas en los sitios de la transección completa de la médula espinal. Células injertadas llenaron completamente la cavidad de la lesión y diferenciarse en múltiples tipos de células neuronales, incluyendo las neuronas que se extendían axones en la médula espinal de acogida a través de largas distancias.

Promoción de la supervivencia y la diferenciación de células madre neurales con fibrina y factor de crecimiento cócteles después de la médula espinal severa lesión

El tratamiento de la lesión de la médula espinal cervical con péptidos autoensamblables (SAP) y células precursoras neurales (NPC), junto con factores de crecimiento, es un enfoque prometedor para promover la regeneración y la recuperación. Se establece un modelo de clip de aneurisma de contusión/compresión en ratas de LM cervical y tratamiento combinado que incluye inyección de SAP y trasplante de NPC.

El uso sinérgico de las células precursoras neuronales y Péptidos de autoensamblaje en Experimental cervical Lesión de la Médula Espinal

Las lesiones graves de la médula espinal suelen provocar defectos en los tejidos. Se describen dos posibilidades para cerrar con éxito dichas brechas para promover la adaptación de los tejidos, las respuestas regenerativas y la mejora funcional en ratas mediante la implantación de un sistema de microconectores mecánicos después de una lesión aguda y cinco semanas después de la transección completa de la médula espinal.

Las estrategias experimentales para llenar los vacíos grandes de tejido de la médula espinal lesionada espinal después de la lesión aguda y crónica

Este artículo describe una técnica para insertar un tubo hueco entre los tocones de la médula espinal después de la transección completa y se llenan de células de Schwann (SCs) y matriz inyectable la membrana del sótano para salvar y promover la regeneración del axón a través de la brecha.

Trasplante de Schwann las células dentro de conductos de PVDF-TrFE a puente tocones de médula espinal de rata seccionado para promover la regeneración del axón a través de la brecha

Aquí, demostramos el funcionamiento de un modelo de lesión mínima de la médula espinal de un ratón adulto que repuestos el nicho central canal vivienda endógeno las células madre neurales (NSC). Mostramos cómo se puede utilizar el ensayo desarrolló para cuantificar la activación y migración de NSCs definitivos y primitivo después de lesión.

Un ensayo desarrolló para evaluar la activación de células neuronales endógenos en un modelo murino de lesión medular mínima

Este protocolo demuestra metodologías para un modelo de ratón de lesión cerebral traumática de cráneo abierto y trasplante de células pluripotentes derivadas de células madre inducidas por el ser humano cultivadas en el sitio de la lesión. Las pruebas conductuales y histológicas de los resultados de estos procedimientos también se describen brevemente.

Modelo de impacto cortical controlado de lesión cerebral de ratón con trasplante terapéutico de células neuronales derivadas de células madre pluripotentes inducidas por el hombre

En este artículo, proporcionamos un método reproducible para generar y mantener cortes organotípicos de la médula espinal a largo plazo trasplantados con células madre neurales como modelo ex vivo para probar terapias de reemplazo celular.

Cultivo a largo plazo de cortes organotípicos de médula espinal de ratón como plataforma para validar el trasplante de células en lesiones de la médula espinal

En este estudio, se desarrollaron y caracterizaron hidrogeles compuestos miméticos nerviosos que se pueden utilizar para investigar y capitalizar el comportamiento pro-regenerativo de las células madre derivadas del tejido adiposo para la reparación de lesiones de la médula espinal.

Desarrollo de terapias combinatorias para la lesión de la médula espinal mediante la administración de células madre

Aprende a crear un modelo de contusión de lesión medular en ratones y trasplantar células madre neuronales marcadas con PKH 26. Este método permite estudiar la regeneración neural y el destino de las células en el sitio de la lesión.

Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal

Explorar más videos