Summary
急性脑外伤是没有适当的治疗迄今严重的伤害。多光子显微镜允许纵向研究急性颅脑外伤的发展过程及探测的治疗策略，在啮齿类动物。两款车型的急性脑外伤的研究与体内双光子脑成像中演示了这个协议。
Abstract
虽然急性颅脑外伤往往是由于磁头损坏在不同的事故和影响了人口的很大一部分，目前还没有有效的治疗它。目前使用的动物模型的局限性阻碍了病理机制的认识。多光子显微镜可以学习完整的动物大脑在纵向生理和病理条件内的细胞和组织。在这里，我们描述了两种型号的急性脑损伤研究通过脑细胞行为的创伤条件下的双光子成像手段。一，选择脑区域受伤用锋利的针，以产生在脑实质受控的宽度和深度的损伤。我们的方法使用立体刺用注射器针头，它可与药物同时应用相结合。我们建议，这种方法可以作为一种先进的工具来研究细胞的急性创伤的病理生理学后果机制在哺乳动物大脑
Introduction
急性脑损伤与损伤的机动车事故高发一个显著的公共卫生问题，跌倒或袭击，以及随后的慢性残疾的患病率较高。治疗方法为脑损伤的治疗仍然完全对症，从而限制了院前急救，外科和重症监护的有效性。这使得脑损伤的社会和经济影响尤其严重。对于各种各样的原因，大多数临床试验中失败的使用新的治疗方法来证明改善脑损伤后的恢复。
动物模型是开发新的治疗策略对一个阶段，药物的功效可以在患者的脑损伤进行预测的关键。目前，头部外伤的几种公认的动物模型存在，包括控制皮层的影响1，液压冲击伤2，动态皮质变形3，体重下降4，和光损伤5。许多实验模型已被用于研究头部外伤相关病理的若干形态，分子和行为方面。但是，没有一个动物模型中验证新的治疗策略完全成功。脑损伤的可靠，重现性好，控制动物模型的发展是必要的，以评估复杂的病理过程。
最新显微成像技术和基因编码的荧光记者新颖的组合提供了一个前所未有的机会来研究脑损伤的各个阶段，包括原发性损伤，原发性损伤，继发性损伤和再生的蔓延。特别是， 在生物体内的双光子显微术是一种独特的非线性光学技术，允许细胞和甚至亚细胞结构中啮齿动物脑的深部皮质层的实时可视化。几种类型的细胞和奥尔加的nelles可以同时通过组合不同的荧光标记物进行成像。使用这个强大的工具，我们可以想像在创伤条件下活脑动形态和功能改变。在研究脑损伤体内双光子显微镜的优点由基洛夫和他的同事6最近被证实。使用温和的焦点皮质挫裂伤模型，这些作者发现，在pericontusional皮质树突急性损伤是由局部血流量下降门。此外，它们显示出，绕挫伤站点的代谢受损皮质进一步由扩频的去极化损坏。继发性损伤影响突触电路，使得创伤性脑损伤的后果更严重。
在这里，我们提出了立体刺的方法，用注射器针头，这可能与同时外用药物的应用相结合，为局部脑的先进模式损伤和作为研究急性创伤的病理生理学后果在哺乳动物大脑体内的工具。
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Protocol
所有这里介绍的方法是按照动物保健（在动物实验二千○六分之六十二芬兰法）局部指引进行。动物许可证（ESAVI/2857/04.10.03/2012）由地方当局（ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA）获得。 1-3月龄成年小鼠，体重24-38克，被关在单独的笼子中的认证大学的动物设施和提供食物和水随意 。
1。脑损伤成像通过颅窗口
- 麻醉动物和准备操作字段
- 通过腹腔注射氯胺酮（的Ketalar，80毫克/千克）和赛拉嗪（Rompun，10毫克/千克）溶解在过滤灭菌的磷酸盐缓冲盐水（PBS），pH为7.4的混合物麻醉小鼠。检查鼠标的反射规律（尾部和脚趾捏探头），以验证麻醉深度。增加剂量合适时，保持适当的麻醉，但要避免overdOSE。
- 外科手术，成像会议和第一个小时从麻醉后恢复过程中使用加热垫维持动物在37.0°C。
- 为了保护鼠标的眼睛干涩，敷眼润滑剂。
- 施用地塞米松（Rapidexon兽医，2毫克/千克）经皮下注射，以减少炎症和脑水肿。
- 之前或紧接在手术后给药的镇痛（例如，Ketoprophene腹膜内）达30分钟。如果动物出现任何疼痛症状，如不愿动，吃或喝，或体重下降，流涎，竖毛，或异常呼吸音手术后，重复注射止痛药。
- 刮胡子鼠标的头部用剃齿机（见材料和设备）。避免损坏晶须。
- 治疗对小鼠的头部皮肤用70％乙醇溶液擦拭剃区域。
- 用手术剪（见材料和设备）和镊子（参见材料和设备），切断从耳朵之间的中间线的皮肤到前额。
- 轻轻刮掉附着在头骨用钝刀刃显微结缔组织。
- 皮肤滑动边界侧身拉耳棒略成骷髅的头部和皮肤固定耳窍。
- 清洁用无菌PBS头骨和治疗用0.5％氯己定二葡糖酸盐手术部位对小鼠的头部，然后用无菌棉签和压缩空气的组合干燥颅骨表面。
- 挑刺的伤害加刑
- 位置的小动物立体定位仪与动物持有人（见材料和设备）。
- 调节双目显微镜的位置旁边的立体定位仪集中动物的颅骨的表面上。
- 使用双目显微镜，定位在头骨的前囟门点。
- 识别区域选择性n个采用立体坐标的兴趣。
注意：避免利益这些领域是直接在位于皮质浅表血管。这些破坏可以强烈地影响到创伤的进展。 - 放置30 G针所选择的区域之上，并通过抓颅骨表面标记目标网站。
- 钻颅骨与所有可能的预防措施，以避免受影响骨骼的表面积不必要的扩大。在显微镜下使用高速手术电钻（见材料和设备）。停止，如果液体出现在钻孔钻探区域。
- 轻触钻探井的底部用针。
- 顺利沾针入脑（入纬率5〜10毫米/分钟），以0.5-2.0毫米根据芒刺申请地点的坐标的深度。
- 达到所需深度（回缩率5〜10毫米/分钟）后，立即取出针和擦拭血用小棉球扎后出现（SEË材料和设备）。
- 用微量注射泵（WPI）和10微升汉密尔顿注射器组装与玻璃吸管执行100微米基罗丹明101显微注射或感兴趣的另一种化合物进入病灶部位。
注：在制备硼硅玻璃毛细管的玻璃移液管，锐化尖端的直径为10-20微米。 - 注入250-1,500 NL注射溶液在2-5升/秒的速率。
注意：保持移液管输液结束后至少5分钟，脑实质，然后删除它慢慢地，轻轻地，防止液流出。
- 开颅手术治疗慢性颅窗
- 钻骷髅轻轻地，小心地使周围损伤部位的圆形窗口。使用3-3.5毫米直径的窗口。
- 申请一滴皮质缓冲液（125 mM氯化钠，5mM的氯化钾，10mM葡萄糖，10mM的HEPES，2mM的氯化钙和2mM MgSO 4干燥蒸馏水H 2 O）以覆盖无线网络程式视窗。
- 对颅窗口位置的圆形玻璃盖玻片（＃1.5厚度）。
- 除去周围的盖玻片多余的皮质缓冲。
- 轴封采用聚丙烯胶盖玻片的边缘（见材料和设备）。
注：请确保胶水不会应用到盖玻片的上表面。如果玻璃盖被污染的胶水，等到玻璃稳定地粘在颅骨和在玻璃表面胶水变干，然后小心地用microblade去除污染胶水。 - 等待5分钟，让胶水干起来。
- 使用耳杆高度螺钉，调整头部位置，使得金属支架可以放置。
- 钢支架的环（见材料及设备）上涂抹少量的聚丙烯胶。
- 胶钢支架的环与金属支架手柄向后定向的玻璃盖玻片。
- 等待5分钟，让胶水干起来。
- M九牙科水泥（见材料和设备）与聚丙烯酸胶在3.5公分培养皿（或模拟）来实现粘性条件。
- 密封颅窗口的边界与水泥+胶混合物中，并覆盖具有相同的混合物到皮肤边界头骨的暴露表面上。
- 等待15分钟，让水泥+胶水混合干起来，然后取下耳棒。
- 进行双光子激发显微（TPEM）成像的感兴趣区域和控制区域，因为它在协议3所述。
- 成像后，让动物从麻醉中恢复一个加热垫，并根据观察其保存在一个单独的笼子里，直到完全康复。湿的食物可以提供给便于咀嚼和水化。
2。脑损伤成像通过减薄骷髅
- Anaesthetizing动物和准备操作字段
- 麻醉小鼠并准备创伤诱导如步骤1.1中所述。
- 颅骨变薄和挑刺的伤害施加某种
- 位置的小动物立体定位仪与动物持有人（见材料和设备）。
- 调节双目显微镜的位置旁边的立体定位仪专注于动物颅骨表面。
- 使用双目显微镜定位前囟门处的颅骨，找出大脑区域基于立体定向坐标进行成像，并通过抓标记。
注：头骨变薄位置不应设在或邻近颅缝，如颅骨稳定性受到威胁在这些地区。此外，大型皮质或脑膜血管和位于下方的颅骨缝脑膜也容易造成成像伪影。 - 将涂过胶水的对动物的头骨感兴趣的区域的金属支架，适用于轻的压力，并等待5分钟，直至金属支架牢固地粘在头骨。 混合牙科水泥（见材料和设备）与聚丙烯酸胶在3.5公分培养皿（或模拟）来实现粘性条件。
- 密封该金属保持器的边界与水泥+胶混合物中，并覆盖具有相同的混合物到皮肤边界头骨的暴露表面上。
- 等待15分钟，让水泥和胶水混合干起来。
- 冲洗减薄头骨区域和所述金属支架的周围部分几次，用PBS，这样的非聚合胶的残余被洗去。
注：关键是要确保头骨稳定附着在持有人。这使得制剂稳定性成像过程中。 - 用双目显微镜的高倍放大模式，取出颅骨的上层用高速微型钻头创建〜0.5-1.5毫米直径的薄壁头骨区域。钻去除骨碎片过程中，使用压缩空气。进行钻探intermittentl为了避免摩擦引起的过热减薄过程期间年。使用室温下的溶液冷却钻头并定期应用缓冲到减薄的区域吸收热量。
注意：为避免损坏皮质，不钻在大区域（> 1.5毫米）下降到薄层（<50微米）。
注：啮齿动物颅骨结构包括两薄层密质骨的由一层厚厚的松质骨的分离。海绵骨形态同心圆和小管，它含有血管的微小的孔穴。用微型钻头来删除这两个外部密质骨层和大部分的海绵层。的松质骨内的血管破裂可引起出血。使用胶原止血海绵制止这种出血。 - 利用二次谐波产生（SHG）成像检查多数骨松质是否已被删除。要小心，避免过度变薄，确保剩下的骨头是个icker大于50μm这个阶段的准备。
- 放一滴温暖缓冲液（35-37℃）对减薄区域的顶部。用显微叶片或Micro整理柏迪进一步去除骨层，直径为〜20微米厚的骨形成〜700微米的平滑区域。在此步骤中，它是有帮助的执行重复的SHG成像和定期测量的骨厚度。
- 对感兴趣的区域和控制区域进行TPEM成像。
- 使用耳杆高度螺钉在这样一种方式，减薄区域定位严格水平调整磁头位置。定位细化区域上方的针，并确保有针对性的网站下方没有大血管。
- 通过浸渍在针入脑，以0.5-2.0毫米从减薄颅骨表面的深度，并根据刺应用部位的坐标使病变。
- 取下针头，抑制出血后t出现他急性脑损伤与止血棉球（见材料和设备）。等到血液凝块的形式和血管搏动在损伤部位停止。
- 执行100微米基罗丹明101或感兴趣的另一种化合物进入病灶部位注射，如第1.2.10如上所述。
- 执行TPEM成像在协议3所述监视伤害的进展和恢复。
- 成像后，让动物恢复从麻醉中意识上的一个加热垫。不要让动物无人值守，它只有经过充分的体力恢复返回到其家笼。
3。成像
- 由金属件安装到定制的框架将动物的显微镜下。
- 对于成像，使用如 FV1000MPE双光子显微镜配备埋汰DeepSee激光和XLPLN 25X 1.05 NA 体内双光子优化水浸泡的目的成像。
- 确定病灶部位采用宽视场荧光模式在显微镜下。使用长通滤波器可视化脑血管，并根据血管的观察模式选择的控制区。
- 到图像的二次谐波产生（SHG）信号，调谐飞秒激光的800nm的波长，并收集用380-410 nm的旁路过滤器所发射的光。对于荧光成像，使用带通滤波器（515-560纳米），以收集发射光，并且以下波长的光被用来激发荧光：GFP-860纳米，YFP-950纳米。
- 使用Fluoview软件进行图像采集。
- 存储坐标每投资回报率进行后续重复成像。图像相同的投资回报随着时间的推移，每次以最大限度地提高图像的重叠调整坐标。
- 与适当的软件（ 例如 。ImageJ的）分析图像。是用带Imaris里的软件在这里提出重建。
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Representative Results
我们已经优化了两种操作步骤：1）慢性颅窗口和2）颅骨变薄，在转基因小鼠创伤后的脑成像。实验准备工作的示意图示于图1。外伤性刺由0.3 mm外径（30 G）的钢针施加到钻的井（ 图1A）。一个成功的颅窗口准备让成像深度可达650微米的软脑膜表面（ 图1B）以下，而颅骨变薄倾向于征收约300微米（ 图1C）的限制，这表现在Thy1系-YFP-的三维重建ħ小鼠皮层锥体神经元。
的刺创伤导致消除树突和破坏毛细管网络在大脑皮质的控制体积。在头两天，皮损面积增大，外伤引起的枝晶起泡和形成树枝状回缩b水下定位信标在perilesion领域，如使用在体内多光子显微镜（ 图2）观察到的。
我们进行了头颅损伤（ 图3A）后立即减薄到图像活化和CX3CR1-EGFP小鼠小神经胶质细胞的迁移。对SHG成像提供了一个有价值的工具，确切界定损伤部位（ 图3B）。产生SHG信号的细胞外基质分子在刺创伤都极大地丰富了脑实质。首先，精小胶质细胞的过程被检索，然后小胶质细胞迁移到损伤部位（ 图3A）的边界。
估计诱导薄玻璃吸管插入和输送染料的潜在伤害，我们在体内进行双光子显微镜实验用磺基罗丹明101显微注射Thy1肾炎-YFP-H的小鼠无脑外伤。在图4中所示的代表图像演示英里注射后croinjection网站3小时。吸移管插入的痕迹可以看出，在由SHG（ 图4A）可视化的脑脊膜。星形胶质细胞标记有Sulphorhodamine 101通过注射（ 图4B）引入。树突表达YFP下Thy1系子没有表现出任何受伤的迹象形态像起泡或回缩灯泡（ 图4℃）。
图1。急性脑损伤颅窗或颅骨薄制剂结合体内双光子显微镜相结合的方法。一 ，外伤性刺了0.3mm的外径（30G）钢针应用到钻的井。针被简要地浸入到大脑0.5-2毫米的孔的底部深。 乙，丙 （C）ð。的浅表血管度过急性脑损伤的E后，立即玻璃窗明亮的视场。受伤之前，应用颅骨变薄。利息（白框）和扎申请地点（红圈）所选择的区域。减薄区的不同区域（红色框）应进行成像来监测可能的手术引起的伪影。
图2例脑外伤发展，通过减薄的头骨纵向多光子成像。一要损伤部位以大脑皮质神经元20分钟施加某种创伤后，透过颅骨变薄准备拍摄。 乙 YFP标记树突包围的对景。在A组中列出的区域放大图。Ç。大脑中的B相同的区域，制作映像的创伤后5天。枝晶起泡显示有白色箭头，树突状内陷灯泡 - 用红色箭头。
图3。使用适合体内多光子成像例如荧光蛋白，染料和二次谐波产生的信号不同的标记脑外伤的开发过程中监测炎症和神经胶质细胞活化的例子。该图像被获取的脑损伤后3小时。
图4。考试的组织影响通过玻璃微通过注射液制成。答：一个跟踪（笑在SHG可视化脑脊膜3小时注射。 后B WN用虚线表示）。星形胶质细胞标记sulphorhodamine受注后出台。Ç。树突表达YFP下Thy1系启动子。ð。的 （SHG -灰色）的组合图像，B（星形胶质细胞-红色），C（神经元树突-黄色）。
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Discussion
脑外伤是突然的，不可预知的事件。在这里，我们描述了再现的人类患者中观察到的脑损伤，如神经变性，消除枝晶，脑水肿，神经胶质疤痕，在大脑皮层再加焦蛛网膜下腔出血和出血的通透性增加后的病理变化的频谱的动物模型血 - 脑屏障。研究原发性和继发发病机制，以及创伤后恢复，此损伤模型，结合纵向细的神经元和神经胶质的结构体内的可视化。转基因小鼠系被用来表达荧光蛋白在神经元（Thy1系-YFP-H）7，星形胶质细胞（GFAP-EGFP）8，或小胶质细胞（CX3CR1-EGFP）9。此外，我们使用二次谐波产生（SHG）成像和星形胶质细胞负荷与Sulfarhodamine 101 10。
这里所描述的模型概括PENE脑损伤的类型课税品。因此，本模型的一个限制是，它不提供有关的闭合性颅脑损伤机制的信息。最近剑和同事报道了细胞的行为多光子成像结果pericontusional皮质6。考虑到闭合性颅脑损伤是一种较为常见的医疗情况下，报告的作者的方法途径是大有希望的，以补充传统的研究方法，影响脑外伤11场。
我们使用了慢性颅窗口12和颅骨变薄13准备在活体脑创伤后学习条件下的细胞行为。这两种方法都具有一定的优势和局限性。因此，慢性颅窗口提供了更好的分辨率，更深入的光学穿透进入脑组织并方便对多个成像会话。相反，颅骨变薄是不太可能诱导炎症在日Ë成像的网站，而且，也许更重要的是，它可以让药物和染料的重复应用。的药理学药剂在这种类型的实验中被应用的几个例子示于表1中 。
| 代理类型 | 注射剂 | 生物/制药研究领域 |
| 消炎 | 环孢霉素A | 创伤性脑损伤，继发性损害，神经退行性疾病 |
| 毒素 | 河豚毒素 | TBI - 二次伤害，excytotoxicity |
| 荷包牡丹碱 | TBI - 继发性损害，氯平衡 | |
| 信号转导通路的抑制剂 | PD98059（MAPKK抑制剂） | 信号的炎症，继发性损害，创伤后细胞死亡，神经功能障碍和再生机制 |
| SU6656（Src家族激酶抑制剂） | ||
| 神经营养因子 | 脑源性神经营养因子，BDNF | TBI - 神经元存活伤后神经保护创伤后继发性脑损伤 |
| 病毒 | 用于蛋白质表达的慢病毒载体 | 创伤后的神经变性和再生的分子机制，细胞类型中受损的脑用于体内成像差异化标记 |
| 用于蛋白质表达的腺病毒载体 | ||
| 的Ca 2 +荧光指示剂 | 荧光-2,4 | 信令创伤后炎症反应的机制，细胞死亡，细胞迁移，轴突/树突的再生 |
表1。药理剂和染料注射皮质刺中损伤模型。
范围广泛的生化事件是非常重要的生理和病理条件下的可被探测的化学抑制剂，荧光指标和突变体蛋白质通过病毒构建体引入。由颅骨变薄编写提供了优势，选择特定的时间窗口可能为这些研究具有很强的针对性。
在本研究中，我们使用了二次谐波生成的信号来描绘损伤部位。可选地，损伤部位的边界可以由一个弱扩散性的荧光染料来表示，例如一种高分子量葡聚糖的荧光缀合物（200万道尔顿）。
近日，谢弗和他的同事14已经使用了一个慢性的准备与reopenable颅窗口重复交付荧光染料小鼠皮层。它很可能是颅窗口重启可能会产生不利的脑组织透明度影响。此外，它是难以预料的重启诱导的炎症，这可能会影响结缔组织再生的时间过程。
减薄的头骨制剂的一个主要优点是提供治疗性化合物（和需要局部注射到脑组织中的其它材料）的创伤的进展期间多次，而不会使工件（ 例如未经颅窗口重新打开）的可能性。
如果反复复，直接交付到受伤部位是理想，应考虑特殊的手段，以防止颅骨干出和细菌感染。因此，保持在无菌条件和应用的抗生素（如恩诺沙星）下操作的头部区域的建议。为了保持对T从干燥hinned头骨区域，填补了金属支架用1.5％琼脂糖和圆形玻璃盖玻片覆盖。在大多数情况下，这将允许保持超过10天的期间相同的透明度或减薄的头骨。一些附加的，应采取如在减薄的头骨制备多种成像会话计划在延长的时间周期。马上每个成像会议前，轻轻地从使用显微叶片变薄区域取出新形成的结缔组织。使用SHG的TPEM成像，以验证图像质量和测量骨厚度。组织再生的可能损害的穿透深度和造成图像模糊伴随着增加的背景荧光。刷新头骨与显微刀片轻轻细化重拾高成像品质。
在这种情况下不需要直接访问损伤部位，我们强烈建议覆盖颅骨变薄区域用玻璃coversli作为抛光和增强的文件的p由柯菲德和他的同事15变薄颅骨准备。这可以通过使用下面的可选方法来完成。将一小滴琼脂糖（1.5％）在颅骨变薄区域，等待，直到它变成凝胶状，删除所有不必要的琼脂糖， 即让它只在损伤部位。琼脂糖应该保护受伤部位的外部效应。使用压缩空气干燥变薄颅骨区域。滴少量的聚丙烯胶上一小片＃0玻璃罩，并将其放置在颅骨变薄区域。聚丙烯胶可防止骨骼和结缔组织再生，从而使保存在窗下减薄的头骨。
这些程序的组合，允许研究急性和慢性创伤后工序，输送药物局部或全身和直接监控治疗效果。采用双重或三重转基因小鼠系也可以是有益的，汉邦cularly多个创伤后过程，如神经胶质瘢痕的形成和神经元分支的再生的同时成像。我们期望我们的急性脑损伤模型研究了活体双光子显微镜，证明了丰硕的候选药物测试。
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Disclosures
作者什么都没有透露。
Acknowledgments
对此，我们深表感谢弗兰克博士基尔霍夫提供GFAP-EGFP和CX3CR1-EGFP小鼠品系。这项工作是由国际流动的中心芬兰，芬兰国家技术局，神经芬兰研究生院（FGSN）和芬兰科学院资助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2A-sa dumb Tweezers, 115 mm | XYtronic | XY-2A-SA | |
| 30 G ½ in needle | BD | REF 304000 | |
| Animal trimmer, shaving machine | Aesculap | Isis GT420 | |
| Binocular Microscope | Zeiss | Stemi 2000 | |
| Biological Temperature Controller with stainless steel heating pad | Supertech | TMP-5b | |
| Blunt microsurgical blade | BD | REF 374769 | |
| Borosilicate tube with filament | Sutter Instruments | BF120-69-10 | For glass pipette production |
| Carprofene | Pfizer | Rimadyl vet | |
| Chlorhexidine digluconate | Sigma | C9394 | |
| Dental cement | DrguDent, Dentsply | REF 640 200 271 | |
| Dexamethasone | FaunaPharma | Rapidexon vet | |
| Disposable drills | Meisinger | HP 310 104 001 001 008 | |
| Dulbeco’s PBS 10x | Sigma | D1408 | |
| Dumont #5 forceps, 110 mm | FST | 91150-20 | |
| Ealing microelectrode puller | Ealing | 50-2013 | Vertical puller for glass pipette production |
| Eye ointment | Novartis | Viscotears | |
| Foredom drill control | Foredom | FM3545 | |
| Foredom micromotor handpiece | Foredom | MH-145 | |
| Gas anesthesia platform for mice | Stoelting | 50264 | Assembled on stereotaxic instrument |
| Hemostasis Collagen Sponge | Avitene, Ultrafoam BARD | Ref 1050050 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine | Intervet | Ketaminol vet | |
| Mai Tai DeepSee laser | Spectra-Physics | ||
| Metal holder | Neurotar | ||
| Microdressing forceps, 105 mm | Aesculap | BD302R | |
| Microfil | WPI | MF34G-5 | Micro syringe filling capillaries |
| Mineral oil | Sigma | M8410 | |
| Multiphoton Laser Scanning Microscope | Olympus | FV1000MPE | |
| NanoFil Syringe 10 μl | WPI | NANOFIL | Hamilton syringe |
| Nonwoven swabs 5 x 5 | Molnlycke Health Care | Mesoft | Surgical tampons |
| Polyacrylic glue | Henkel | Loctite 401 | |
| Round glass coverslip | Electron Microscopy Sciences | ||
| 1.5 thickness | |||
| Small animal stereotaxic instrument | David Kopf Instruments | 900 | |
| Stoelting mouse and neonatal rat adaptor | Stoelting | 51625 | Assembled on stereotaxic instrument. |
| Student iris scissors, straight 11.5 cm | FST | 91460-11 | |
| Sulforhodamine 101 | Molecular Probes | S-359 | |
| UMP3 microsyringe pump and Micro 4 microsyringe pump controller | WPI | UMP3-1 | Microinjector and controller |
| Xylazine | Bayer Health Care | Rompun vet |
References
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