Name: Techniques de laboratoire aseptiques: Méthodes de placage (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 18 min
Description: Apprenez les techniques de placage aseptique pour isoler, propager et énumérer les bactéries et les phages en microbiologie. Cette méthode démontre l'étalement, l'enrichissement et le coulis pour des cultures pures.

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Un merci spécial à Cori Sanders aux conceptions IROC pour la préparation des illustrations et de Kris Reddi et Bhairav ​​Shah à l&#39;UCLA pour la mise en place des cultures d&#39;échantillons et d&#39;aider avec les chiffres. Le financement de ce projet a été fourni par HHMI (HHMI Grant n ° 52006944).

<ol><li>Barker, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarker%2C+K+%22At+the+Bench%3A+A+Laboratory+Navigator%22">At the Bench: A Laboratory Navigator</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. (1998).</li>
<li>US Department of Health and Human Services (DHHS). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Biosafety+in+Microbiological+And+Biomedical+Laboratories+%28BMBL%29%22">Biosafety in Microbiological And Biomedical Laboratories (BMBL)</a>. , 5th, U.S. Government Printing Office. Washington DC. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/index.htm">http://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/index.htm</a> (2009).</li>
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<li>Fields, B. N., Knipe, D. M., Chanock, R. M., Hirsch, M. S., Melnick, J. L., Monath, T. P., Roizman, B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFields%2C+BN+%22Fields+Virology%22">Fields Virology</a>. 1, 2nd, Raven Press. New York, NY. (1991).</li>
<li>Gilbert, R. A., Ouwerkerk, D., Zhang, L. H., Klieve, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cooperative+Research+Center+for+Beef+Genetic+Technologies.+In+vitro+detection+and+primary+cultivation+of+bacteria+producing+materials+inhibitory+to+ruminal+methanogens%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microbiological+Methods%22%5BJournal%5D)">Cooperative Research Center for Beef Genetic Technologies. In vitro detection and primary cultivation of bacteria producing materials inhibitory to ruminal methanogens.</a> Journal of Microbiological Methods. 80, 217-218 (2010).</li>
<li>Jett, B. D., Hatter, K. L., Huycke, M. M., Gilmore, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+agar+plate+method+for+quantifying+viable+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22BioTechniques%22%5BJournal%5D)">Simplified agar plate method for quantifying viable bacteria.</a> BioTechniques. 23, 648-650 (1997).</li>
<li>Karam, J. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKaram%2C+JD+%22Molecular+Biology+of+Bacteriophage+T4%22">Molecular Biology of Bacteriophage T4</a>. , ASM Press. Washington, DC. (1994).</li>
<li>Knipe, D. M., Howley, P. M., Griffin, D. E., Lamb, R. A., Martin, M. A., Roizman, B., Straus, S. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKnipe%2C+DM+%22Fundamental+Virology%22">Fundamental Virology</a>. , 4th, Lippincott, Williams, and Wilkins. Philadelphia, PA. (2001).</li>
<li>Lederberg, J., Lederberg, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Replica+plating+and+indirect+selection+of+bacterial+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Replica plating and indirect selection of bacterial mutants.</a> J. Bacteriol. 63, 399-406 (1952).</li>
<li>Miller, J. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMiller%2C+JH+%22A+Short+Course+in+Bacterial+Genetics%3A+A+Laboratory+Manual+and+Handbook+for+Escherichia+coli+and+related+bacteria%22">A Short Course in Bacterial Genetics: A Laboratory Manual and Handbook for Escherichia coli and related bacteria</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Plainview, NY. (1992).</li>
<li>Mills, K. V., Gareau, J. R., Garcia, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-cost+modification+to+the+Copacabana+method+for+spreading+transformation+mixtures%5BTitle%5D)+AND+%22BioTechniques%22%5BJournal%5D)">Low-cost modification to the Copacabana method for spreading transformation mixtures.</a> BioTechniques. 39, 188(2005).</li>
<li>Jordan, T., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJordan%2C+T+%22RESEARCH%3A+National+Genomics+Research+Initiative+Phage+Resource+Laboratory+Manual%22">RESEARCH: National Genomics Research Initiative Phage Resource Laboratory Manual</a>. , Howard Hughes Medical Institute. (2008).</li>
<li>Sambrook, J., Russell, D. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSambrook%2C+J+%22Molecular+Cloning+-+A+Laboratory+Manual%22">Molecular Cloning - A Laboratory Manual</a>. , 3rd, Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. (2001).</li>
<li>Sanders, E. R., Miller, J. H. I. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSanders%2C+ER+%22Microbiologist%3A+A+Discovery-based+Course+in+Microbial+Ecology+and+Molecular+Evolution%22">Microbiologist: A Discovery-based Course in Microbial Ecology and Molecular Evolution</a>. , ASM Press. Washington, DC. (2010).</li>
<li>Slonczewski, J. L., Foster, J. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSlonczewski%2C+JL+%22Microbiology+-+An+Evolving+Science%22">Microbiology - An Evolving Science</a>. , 2nd, W.W. Norton & Co., Inc. New York, NY. (2011).</li>
<li>Teather, R. M., Wood, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+Congo+Red-Polysaccharide+Interactions+in+Enumeration+and+Characterization+of+Cellulolytic+Bacteria+from+the+Bovine+Rumen%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Use of Congo Red-Polysaccharide Interactions in Enumeration and Characterization of Cellulolytic Bacteria from the Bovine Rumen.</a> Applied and Environmental Microbiology. 43, 777-780 (1982).</li>
<li>Wise, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWise%2C+K+%22Preparing+Spread+Plates+Protocols%22">Preparing Spread Plates Protocols</a>. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.microbelibrary.org/index.php/component/resource/laboratory-test/3085-preparing-spread-plates-protocols">http://www.microbelibrary.org/index.php/component/resource/laboratory-test/3085-preparing-spread-plates-protocols</a> (2006).</li>
<li>Worthington, M., Luo, R. Q., Pelo, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Copacabana+method+for+spreading+E.+coli+and+yeast+colonies%5BTitle%5D)+AND+%22BioTechniques%22%5BJournal%5D)">Copacabana method for spreading E. coli and yeast colonies.</a> BioTechniques. 30, 738-742 (2001).</li>
<li>American Type Culture Collection (ATCC). , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.atcc.org/">http://www.atcc.org/</a> (2012).</li>
<li>EPA Microbiology Home Page. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.epa.gov/nerlcwww/index.html">http://www.epa.gov/nerlcwww/index.html</a> (2012).</li>
<li>The GENE Project: Laboratory Methods and Materials. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.phys.ksu.edu/gene/g1.html">http://www.phys.ksu.edu/gene/g1.html</a> (2012).</li>
<li>Joint Genome Institute (JGI) Genome Sequencing Protocols: Library Plating Protocol. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.jgi.doe.gov/sequencing/protocols/prots_production.html">http://www.jgi.doe.gov/sequencing/protocols/prots_production.html</a> (2012).</li>
<li>Microbial Genetics (maintained by Stanley Maloy at UCSD). , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.sci.sdsu.edu/~smaloy/MicrobialGenetics">http://www.sci.sdsu.edu/~smaloy/MicrobialGenetics</a> (2012).</li>
<li>Organization of American States (OAS) Department of Sustainable Development (DSD). , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.oas.org/DSD/publications/Unit/oea59e/ch26.htm">http://www.oas.org/DSD/publications/Unit/oea59e/ch26.htm</a> (2012).</li>
<li>Public Health Agency of Canada: Material Safety Data Sheets (MSDS) for Infectious Substances. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.phac-aspc.gc.ca/msds-ftss">http://www.phac-aspc.gc.ca/msds-ftss</a> (2012).</li>
<li>United States Environmental Protection Agency (EPA) Office of Water. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://water.epa.gov">http://water.epa.gov</a> (2012).</li>
<li>American Society for Microbiology (ASM)'s Curriculum Recommendations Microbiology Majors Program. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.asm.org/asm/index.php/unknown/asm-s-curriculum-recommendations-microbiology-majors-program.html">http://www.asm.org/asm/index.php/unknown/asm-s-curriculum-recommendations-microbiology-majors-program.html</a> (2012).</li>
<li>Introductory Course in Microbiology. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.asm.org/asm/index.php/unknown/asm-s-curriculum-recommendations-introductory-course-in-microbiology.html">http://www.asm.org/asm/index.php/unknown/asm-s-curriculum-recommendations-introductory-course-in-microbiology.html</a> (2012).</li>
</ol>

Je n&#39;ai rien à communiquer.

Culture de microorganismes implique un certain nombre de méthodes de revêtement, qui exigent tous des conditions d&#39;asepsie que soit maintenue pendant toute la manipulation de cellules et les médias. Cinq procédures différentes ont été décrites dans le présent protocole. Bien que ces techniques de placage sont couramment utilisés pour manipuler les bactéries et les bactériophages, ils peuvent aussi être appliquée à la culture de cellules de mammifères et de micro-organismes eucaryotes couramment utilisé en génétique moléculaire comme la levure (c.-à-Saccharomyces cerevisiae, Candida albicans, Schizosaccharomyces pombe), les algues et les protozoaires ( c.-à-Volvox, Chlamydomonas, Amoeba, la paramécie), et les nématodes (c.-à-Caenorhabditis elegans). Il ya aussi de nombreux (et encore plus sophistiquée) des variations de chaque procédé de placage selon l&#39;objectif expérimental ou de l&#39;organisme à l&#39;étude. Ainsi, il est important non seulement pour choisir la technique la plus appropriée pour un microorganisme donné l&#39;expérience ou de la cible, mais aussi d&#39;adapter la méthodologie t telschapeau les résultats expérimentaux s&#39;occuper de manière appropriée la question de recherche ou un problème. Quelques-unes des applications les plus courantes des techniques de placage abordés dans le présent protocole impliquent des avancées technologiques qui donnent des résultats à haut débit pour des expériences de découverte de dépistage et de drogues. Par exemple, centres de séquençage du génome d&#39;utiliser la «méthode Copacabana&quot; pour les bibliothèques clone propagation-placage, qui sont E. des cellules de E. transformé par des plasmides contenant des fragments d&#39;ADN dérivées du génome d&#39;un microorganisme. Parce que des dizaines de grandes plaques (appelé plateaux de dosage biologique) sont préparés à la fois, un système automatisé Agitateur de plaque est utilisée pour serrer les perles de verre pour le lot entier de plateaux. En outre, lors de la sélection des colonies de ces plaques après incubation, un sélecteur de colonie robotique est utilisée pour recueillir des cellules provenant de colonies appropriées que l&#39;inoculum pour le bouillon LB dans 384 microplaques. Pour ce test de dépistage à haut débit, les principes de procédure de la propagation-ptechnique de la fin de s&#39;appliquer, mais la technologie permet diverses mesures pour être automatisé et mis à l&#39;échelle pour permettre à un grand nombre d&#39;échantillons à analyser simultanément et dans un court laps de temps. Les entreprises de biotechnologie et pharmaceutiques investissent des ressources considérables dans le développement de la technologie à haut débit pour les techniques les plus élémentaires de la microbiologie et la génétique moléculaire. Par exemple, il ya multi-canaux micropipettes pour effectuer les transferts de volume pour un maximum de 8 ou 12 échantillons à la fois. Il ya même des postes de travail robotiques qui manœuvre une tête 96-pipette à canaux! Ces efforts impliquent des équipes multidisciplinaires de chercheurs, biologistes appariement qui possèdent une expertise méthodologique avec les ingénieurs et les programmeurs informatiques, qui peuvent développer l&#39;instrumentation nécessaire pour effectuer les opérations mécaniques associées aux expériences. Indépendamment de l&#39;application de la recherche, l&#39;objectif partagé par les entreprises en développement de ces technologies est le même - pour automatiser laboratoiresprocessus ry, outils, systèmes et instruments, les rendant moins de main-d&#39;œuvre et plus efficace.

<table><tbody><tr><td colspan="4">1. Gélose au tryptone de levure (YTA)
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>Extrait de levure</td>
			<td>2.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryptone</td>
			<td>10.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>15.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée</td>
			<td>jusqu’à 1000,0 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>pH 7,0</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Conserver à 4 °C
Si vous préparez des tubes pour la procédure de coulée sur plaque, laissez la gélose refroidir à ~55&deg ; C ajouter ensuite 2,0 ml de cycloheximide à 50 mg/ml. Distribuer de manière aseptique 18,0 ml de gélose fondue par tube de 18 mm, puis stocker à 4°C. La gélose se solidifiera et devra être fondue dans un cuiseur vapeur ou au micro-ondes avant d’être utilisée.
2. Gélose aux sels minimaux (MSA) + 0,1 % (p/v) de source de carbone
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>NH4Cl</td>
			<td>1.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NH2HPO4&bull ; 2H2O</td>
			<td>2.14 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>1.09 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&bull ; 7H2O</td>
			<td>0.2 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Source de carbone*</td>
			<td>1.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solution de sels traces**</td>
			<td>10.0 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>15.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée</td>
			<td>jusqu’à 1000,0 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>pH 7,0</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Conserver à 4 °C
* Les sources de carbone utilisées pour les expériences présentées à la figure 13 comprennent l’acétamide, le lactose et la glycine.
** La solution de sels traces est préparée dans 0,1 N HCl comme suit. Il est ajouté à la base avant la stérilisation (autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes).
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>FeSO4&bull ; 7H2O</td>
			<td>300,0 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MnCl2&bull ; 4H2O</td>
			<td>180,0 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Co(NO3)2&bull ; 6H2O</td>
			<td>130,0 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZnSO4.7H2O</td>
			<td>40,0 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H2MoO4</td>
			<td>20,0 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CuSO4&bull ; 5H2O</td>
			<td>1,0 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>1000,0 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl (0,1 N)</td>
			<td>jusqu’à 1000,0 ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
3. Gélose molle EHA (0,65 % p/v)
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>6,5 g</td>
			<TD></TD>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>Tryptone</td>
			<td>13.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>NaCl</td>
			<td>8.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>Na Citrate&bull ; 2H2O</td>
			<td>2.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>Glucose</td>
			<td>3.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>Eau distillée</td>
			<td>jusqu’à 1000,0 ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Conserver à 4 °C
4. Gélose dure EHA (1,2 % p/v)
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>12.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryptone</td>
			<td>13.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<> 8,0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na Citrate&bull ; 2H2O</td>
			<> 2,0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td> 3,0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée</td>
			<td>jusqu’à 1000,0 ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Conserver à 4 °C
5. 1X gélose supérieure Middlebrook (gélose molle MBTA, 0,5 % p/v)
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>100 mM CaCl2 stock*</td>
			<td> 1 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7H9 Milieu liquide : Neat **</td>
			<td>50 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2XTA ***</td>
			<td>50 ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Faites fondre 50 ml de 2XTA et laissez-le refroidir à ~55&deg ;C. En utilisant la technique aseptique, ajoutez le CaCl2 et le bouillon 7H9 à la gélose fondue. Distribuer aseptiquement 4,5 ml du mélange par tube de 13 mm et stocker dans un récipient de 55 °C. Incubateur C &#8804 ; 7 jours. Refroidissement MBTA à température ambiante ou 4 ° ; C provoquera la précipitation du CaCl2 hors de la solution.
* 100 mM CaCl2. Le bouillon doit être conservé à température ambiante pour éviter que le CaCl2 ne précipite hors de la solution.
** Milieu liquide 7H9 : Propre
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>7H9 base de bouillon</td>
			<td>4,7 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40 % de glycérol</td>
			<td>5 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée</td>
			<td>jusqu’à 900,0 ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Mélangez la base avec de l’eau puis ajoutez le glycérol en remuant. Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Conserver à 4 °C
*** 2X Gélose Middlebrook Top (2XTA, 1,0 % p/v)
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>7H9 base de bouillon</td>
			<td>4,7 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>1.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée</td>
			<td>jusqu’à 1000,0 ml </td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Distribuer 50 ml d’aliquotes dans des flacons de 100 ml et conserver à 4 °C 
6. Plaques de gélose Middlebrook 7H10 (gélose dure MHA, 1,9 % p/v)
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>7H10 base de gélose</td>
			<td>19.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40 % de glycérol</td>
			<td>12.5 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée</td>
			<TD>887.5 ML</TD>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Mélangez la base d’agar avec de l’eau puis ajoutez le glycérol en remuant. Faites bouillir la solution puis remuez pendant une minute pour dissoudre complètement la poudre de base. Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Laisser refroidir la gélose à ~55&deg ; C ajoute ensuite de manière aseptique les réactifs suivants :
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<supplément td>AD (préchauffé à 37° ; C)*</td>
			<td>100 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mg/ml de carbenicilline **</td>
			<td>1.0 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mg/ml de cycloheximide **</td>
			<td>1.0 ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
* Supplément AD
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>NaCl > </TD>
			<td>17 g > </TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>Albumine (fraction V)> </TD>
			<td>100 g> </TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextrose (D-Glucose)> </TD>
			<td>40 g> </TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée> </TD>
			<td>jusqu’à 2000.0 ml> </TD>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Filtrer-stériliser cette solution ; Ne pas autoclave. Conserver à 4 °C
** Filtrez-stérilisez et stockez ces solutions à 4&deg ; C comme &le ; 60 jours.
7. gélose LB (1,5 % p/v) + X-Gal (60 &mu ; g/ml)
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>Tryptone</td>
			<td>10.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extrait de levure</td>
			<td>5,0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>10.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>15.0 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau distillée</td>
			<td>jusqu’à 1000,0 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD></TD>
			<td>pH 7,5 à 25° ; C</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Autoclave à 121&deg ; C pendant 20 minutes pour stériliser. Laisser refroidir la gélose à ~55&deg ; C ajoute ensuite aseptiquement 3,0 ml de solution X-Gal à 20 mg/ml. Préparez fraîchement le bouillon X-gal en dissolvant 400 mg de X-Gal dans 20 ml de diméthylformamide (DMF). 
Table des réactifs spécifiques :
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>Nom du réactif</td>
			<td>Company</td>
			<td>Numéro de catalogue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extrait de levure</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<TD>212750</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryptone</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<TD>211705</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<TD>214030</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>NH4Cl</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<TD>123340010</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>NH2HPO4&bull ; 2H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<TD>30435</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP 303-500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&bull ; 7H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<TD>230391 </TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>acétamide</td>
			<td>Sigma-Aldrich </td>
			<td>A-0500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactose</td>
			<td>Fisher Scientific </td>
			<td>L6-500 </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G-7126</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FeSO4&bull ; 7H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F8048</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MnCl2&bull ; 4H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M-3634</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Co(NO3)2&bull ; 6H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>230375</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZnSO4.7H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z4750</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H2MoO4</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>213621000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CuSO4&bull ; 5H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<TD>209198 </TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C1016 </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A144-212</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cycloheximide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>038K1561</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbenicilline</td>
			<td>Cellgro</td>
			<TD>46-100-RG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S271-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na Citrate&bull ; 2H2O</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S279-500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose (dextrose)</td>
			<td>BD</td>
			<TD>215530</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>7H9 base de bouillon</td>
			<td>BD</td>
			<TD>271310</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>7H10 base de gélose</td>
			<td>BD</td>
			<td>262710</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycérol</td>
			<td>Shelton</td>
			<td>IB15760</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Albumine (fraction V)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S71907</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-Gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-&#946 ;-D-galactopyranoside) </td>
			<td>Teknova</td>
			<td>X1205</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>diméthylformamide (DMF)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D4551</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>éthanol</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>CDA19</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eau de Javel</td>
			<td>Chlorox</td>
			<TD>02490/06644884</TD>
		</tr>
		<tr>
			<td>CiDecon (désinfectant)</td>
			<Laboratoires td>Décon, Inc.</td>
			<TD>8504</TD>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau des équipements spécifiques :
<table border="1">
	< personne >
		<tr>
			<td>Nom de l’équipement</td>
			<td>Company</td>
			<td>Numéro de catalogue</td>
			<td>Experiment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boucles métalliques</td>
			<td>American Educational Products</td>
			<td>S17352</td>
			<td>Placage Streak</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boucles en plastique jetables</td>
			<td>Fisher</td>
			<TD>22-363-602</TD>
			<td>Placage Streak</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bâtons en bois</td>
			<td>Fisher</td>
			<TD>23-400-104</TD>
			<td>Placage Streak</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cure-dents plats</td>
			<td>American Educational Products</td>
			<td>S67859</td>
			<td>Placage Streak</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Platines tournantes</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>08-758Q</td>
			<td>Placage d’étalement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tiges de verre</td>
			<td>Bellco Glass</td>
			<TD>NC9004380</TD>
			<td>Placage d’étalement</td>
		</tr>
		<tr>
			<TD>Perles de verre de 4 mm</TD>
			<td>Fisher</td>
			<td>11-312B</td>
			<td>Placage d’étalement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drap de velours</td>
			<Produits td>Bel-Art</td>
			<TD>09-718-2</TD>
			<td>Placage réplique</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bloc cylindrique</td>
			<Produits td>Bel-Art</td>
			<TD>09-718-1</TD>
			<td>Placage réplique</td>
		</tr>
	</tbody>
</table></td></tr></tbody></table>

techniques de laboratoire aseptiques: méthodes de placage

Aseptic Laboratory Techniques: Plating Methods

Micro-organismes sont présents sur toutes les surfaces inanimées la création de sources de contamination possible omniprésents dans le laboratoire. Succès expérimentale repose sur la capacité d&#39;un scientifique de stériliser les surfaces de travail et de l&#39;équipement ainsi que d&#39;éviter tout contact des instruments stériles et des solutions avec des surfaces non stériles. Nous présentons ici les étapes à suivre pour les méthodes de placage plusieurs couramment utilisés dans le laboratoire afin d&#39;isoler, de propager, ou d&#39;énumérer les micro-organismes comme les bactéries et de phages. Tous les cinq méthodes incorporer une technique aseptique, ou des procédures qui assurent la stérilité des matériaux expérimentaux. Les procédures décrites comprennent (1) série-placage des cultures bactériennes pour isoler des colonies isolées, (2) versez-placage et (3) propagation de placage à énumérer viables colonies bactériennes, (4) superpositions agar mou pour isoler des phages et plaques énumérer, et ( 5) réplique de placage pour transférer des cellules d&#39;une plaque à l&#39;autre dans une configuration spatiale identique. Ces procédures peuvent être effectuées à l&#39;instant til paillasse de laboratoire, à condition qu&#39;ils impliquent des souches non pathogènes de micro-organismes (niveau de biosécurité 1, BSL-1). Si vous travaillez avec BSL-2 organismes, ces manipulations doivent avoir lieu dans une enceinte de biosécurité. Consultez l&#39;édition la plus récente de la prévention des risques dans les laboratoires microbiologiques et biomédicaux (BMBL) ainsi que les fiches signalétiques (FS) pour les substances infectieuses pour déterminer la classification de risque biologique, ainsi que les consignes de sécurité et des installations de confinement requis pour le micro-organisme en question. Les souches bactériennes et les stocks de phages peuvent être obtenues auprès des enquêteurs de recherche, des entreprises, et des collections gérées par des organisations particulières telles que l&#39;American Type Culture Collection (ATCC). Il est recommandé que les souches non pathogènes être utilisé lors de l&#39;apprentissage des méthodes de placage différents. En suivant les procédures décrites dans ce protocole, les élèves devraient être en mesure de: <ul><li> Effectuer les procédures de placage sans contaminatimédias ng. </li><li> Isoler simples colonies bactériennes par la méthode strie de placage. </li><li> Utiliser des méthodes versez-placage et la propagation de placage pour déterminer la concentration de bactéries. </li><li> Effectuer des superpositions agar mou lorsque vous travaillez avec le phage. </li><li> Transférer les cellules bactériennes d&#39;une plaque à l&#39;autre en utilisant la procédure réplique-plaquage. </li><li> Compte tenu d&#39;une tâche expérimentale, sélectionnez la méthode de placage appropriée. </li></ul>

Lorsque vous travaillez avec les médias et des réactifs utilisés pour les micro-organismes de la culture, une technique aseptique doit être pratiqué afin d&#39;assurer la contamination est réduit au minimum. Une variété de méthodes de placage sont couramment utilisés pour isoler, de propager ou de bactéries et de phages énumérer, toutes les procédures qui incorporent qui maintiennent la stérilité des matériaux expérimentaux.

Techniques de laboratoire aseptiques: Méthodes de placage

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies ...

[Narrateur] Ce protocole intègre la technique aseptique dans les méthodes de mise en culture utilisées pour isoler, propager ou dénombrer des microorganismes tels que les bactéries et les phages. Les procédures comprennent l’ensemencement en gerbes pour isoler des colonies bactériennes individuelles, la méthode de culture en profondeur pour déterminer la concentration de bactéries, et l’ensemencement en surface pour dénombrer les colonies bactériennes viables. Des couches d’agar molle sont utilisées pour isoler les phages et dénombrer les plaques, tandis que la culture par transfert sur empreinte permet de transférer des cellules d’une boîte à une autre selon un motif spatial identique. En fin de compte, les applications pratiques de ces techniques pour la culture de microorganismes vont de l’identification de bactéries dans divers environnements aux progrès technologiques en génétique moléculaire et aux bioessais à haut débit.- En général, les personnes novices dans ces méthodes de culture peuvent éprouver des difficultés, car les manipulations exigent des mouvements précis et coordonnés permettant d'éviter tout contact avec des surfaces non stériles. L'apprentissage de ces procédures courantes nécessite une formation et de la pratique. Le démonstrateur de ces procédures sera mon coordonnateur de laboratoire, le Dr. Kris Reddi.- [Narrateur] Commencez les travaux avec les microorganismes en connaissant les règles de laboratoire et les précautions de sécurité, y compris la classification des risques biologiques, la décontamination des déchets et leur élimination. Vérifiez que tous les instruments, solutions et milieux destinés aux techniques de mise en culture sont stériles. Préparez également un espace de travail dégagé. Nettoyez-le avec un désinfectant. Installez un bec Bunsen raccordé à une ligne de gaz, puis disposez les fournitures nécessaires en étiquetant correctement les matériaux. Lavez ensuite soigneusement les mains avec un savon antiseptique et de l’eau tiède. Humidifiez d’abord les mains avec de l’eau courante tiède, puis appliquez le savon et répartissez-le uniformément. Frottez vigoureusement les mains en exerçant une friction sur toutes les surfaces, y compris les pouces, le dos des doigts, le dos des mains et sous les ongles. Rincez ensuite abondamment pour éliminer tout résidu de savon, puis séchez-les avec des essuie-tout prélevés d’un distributeur. Enfin, à l’aide d’un essuie-tout propre, fermez le robinet. La technique de la stérilisation en croix vise à isoler des cultures pures de bactéries, ou colonies, à partir de populations mixtes par une simple séparation mécanique. Retirez une boîte de gélose d’un réfrigérateur à quatre degrés Celsius et laissez-la préchauffer à température ambiante. Choisissez un outil parmi les instruments disponibles pour tracer les stries sur la boîte. Assurez-vous que la boîte soit sèche et qu’il n’y ait pas de condensation sur le couvercle. Étiquetez le fond d’une boîte de gélose autour du bord. Une fois expérimenté, utilisez une seule boîte pour plusieurs échantillons. Allumez ensuite un bec Bunsen pour stériliser la boucle métallique. Commencez à trois ou quatre pouces de la boucle métallique, en plaçant le fil à l’extrémité du cône bleu, la partie la plus chaude de la flamme du bec Bunsen. Lorsque le métal devient rouge incandescent, déplacez le fil pour que la flamme atteigne progressivement la boucle. Pour refroidir la boucle, touchez le bord du milieu gélosé afin de produire un sifflement. Continuez ensuite à prélever l’inoculum sur la boucle. Soulevez la moitié inférieure de la boîte. Déplacez la boucle de l’extérieur vers le centre, en effectuant des allers-retours dans le premier quadrant de la boîte. Reposez la boîte retournée sur son couvercle. Restérilisez la boucle métallique. Tournez la boîte de Petri de 90 degrés. Touchez la boucle près de la fin de la dernière strie en utilisant un mouvement d’allers-retours, croisez la moitié terminale des stries du premier quadrant, puis progressez vers le deuxième quadrant vide. Une fois le deuxième quadrant rempli, reposez la boîte. Répétez la procédure de stérilisation pour les troisième et quatrième quadrants, en évitant tout contact avec le premier quadrant. Pour la stérilisation à l’aide d’un cure-dent stérile et plat, tenez l’extrémité étroite délicatement entre le pouce et l’annulaire, à un angle de 10 à 20 degrés par rapport au milieu, et utilisez l’extrémité large pour tracer les quadrants. Retournez la boîte sur son couvercle entre chaque quadrant et jetez le cure-dent de manière appropriée. Incubez ensuite les boîtes striées à l’envers. La méthode de la boîte versée permet de dénombrer le nombre total d’unités formant des colonies présentes à la surface et à l’intérieur de la gélose d’une seule boîte. Réglez une minuterie sur 10 minutes, puis transférez 18 millilitres de milieu gélosé fondu d’un bain-marie à 55 degrés Celsius vers un bloc chauffant à 48 degrés Celsius, et laissez équilibrer pendant 10 minutes. Étiquetez le fond d’une boîte de Petri stérile. Si nécessaire, indiquez le facteur de dilution. Versez ensuite un millilitre d’échantillon au centre de la boîte de Petri. Fermez le couvercle. Retirez le bouchon du tube de gélose fondue et passez le bord du tube ouvert dans la flamme. Versez délicatement la gélose dans la boîte de Petri. Fermez le couvercle, puis mélangez l’échantillon avec la gélose en faisant tourner doucement la boîte. Attendez 30 minutes pour permettre à la gélose de durcir. Une fois la gélose solidifiée, retournez la boîte et placez-la dans une pièce tiède. La méthode de l’ensemencement en surface vise à séparer les microorganismes contenus dans un petit volume d’échantillon afin de répartir uniformément les colonies résultantes sur la surface du milieu gélosé. Laissez une boîte atteindre l’équilibre à température ambiante et étiquetez-la correctement. Placez la boîte sur un tour. Pipetez 0,1 millilitre d’échantillon au centre de la gélose, puis fermez le couvercle. Jetez la pointe dans un récipient de déchets. Immergez la tige métallique dans un bécher contenant de l’éthanol à 70 %, en recouvrant toute la partie inférieure de l’étaleur ainsi que le premier pouce de la tige, puis laissez égoutter. Enflammez l’excès d’éthanol en passant la tige dans la flamme du bec Bunsen. Ouvrez ensuite le couvercle de la boîte de gélose et refroidissez l’étaleur en le touchant à la gélose près du bord. Faites tourner lentement le tour. En tenant délicatement l’étaleur contre la surface de la gélose, étalez progressivement l’échantillon uniformément sur toute la boîte à l’aide d’un mouvement d’allers-retours pendant que le tour tourne. Fermez le couvercle et laissez l’échantillon s’absorber complètement pendant au moins cinq minutes. Incubez ensuite la boîte retournée. Étiquetez tout d’abord la boîte de gélose correctement. Ouvrez le couvercle de la boîte de gélose. Ouvrez ensuite le récipient de billes de verre pré-stérilisées et flambez-en le bord. Versez soigneusement 10 à 12 billes de verre stériles sur une boîte de gélose. Refermez le couvercle de la boîte et flambez le bord du récipient de billes de verre avant de remettre le bouchon. Pipetez ensuite l’échantillon au centre de la gélose. En effectuant un mouvement horizontal, secouez doucement les billes sur la surface de la gélose sept fois. Si l’opération est correctement réalisée, le bruit ressemble à celui d’un hochet. Tournez la boîte de 60 degrés et secouez horizontalement à nouveau sept fois. Tournez encore la boîte de 60 degrés et répétez la secousse. Vérifiez que l’échantillon est bien absorbé. Versez ensuite les billes contaminées dans un bécher de collecte marqué contenant une solution d’eau de Javel à 10 %. Incubez la boîte retournée. Le test de plaque est couramment utilisé pour détecter et quantifier les bactériophages. Mettez en culture la bactérie indicatrice en phase exponentielle et conservez-la sur glace. Étiquetez ensuite deux tubes microcentrifugeurs stériles respectivement « phage » et « témoin », puis ajoutez 50 microlitres d’échantillon de phage ou de tampon dans chacun. Tournez ensuite doucement la culture bactérienne dans le flacon, puis transférez un aliquot de bactéries dans un tube stérile, vortexez délicatement la bactérie indicatrice, puis ajoutez 500 microlitres de bactéries dans chaque tube d’absorption. Mélangez en secouant doucement les tubes. N’utilisez jamais le vortex ni une pipette vigoureuse pour les échantillons de phage. Incubez le mélange bactéries-phage à une température adaptée à la souche indicatrice pendant 20 minutes. Pendant ce temps, transférez deux tubes de gélose molle d’un bain-marie à 55 degrés Celsius vers un bloc chauffant à 48 degrés Celsius. Laissez équilibrer pendant 10 minutes. Étiquetez deux boîtes de gélose nutritive solide exemptes de condensation, préalablement équilibrées à température ambiante. Retirez un tube de gélose molle du bloc chauffant et vérifiez que son contenu n’est pas trop chaud au toucher. Transférez ensuite de manière aseptique le mélange du tube d’absorption de phage vers le tube de gélose molle. Tournez rapidement le tube entre les paumes pour mélanger le contenu. Avec le tube dans une main, ouvrez le couvercle de la boîte de gélose solide de l’autre main. Versez immédiatement tout le contenu du tube sur la surface de la boîte de gélose solide. Balancez doucement et rapidement la boîte. Fermez le couvercle et placez la boîte à l’horizontale pendant 30 minutes jusqu’à ce que la gélose molle durcisse. Répétez ensuite la procédure pour le tube d’absorption témoin en transférant le mélange témoin dans un tube de gélose molle. Mélangez, versez le contenu sur une boîte de gélose solide, balancez-la, puis laissez la gélose molle durcir pendant 30 minutes. Examinez les boîtes pour observer la formation de plaques. Pour isoler une plaque à partir d’un mélange hétérogène, percez soigneusement le centre avec un cure-dent stérile et transférez l’inoculum dans un tube microcentrifuge stérile contenant 100 microlitres de tampon de phage. Continuez à purifier ce lysat en répétant le test de plaque trois à six fois avec des dilutions sérielles si nécessaire. La technique de transfert sur empreinte exploite un phénotype sélectionnable en permettant la comparaison de la croissance cellulaire sur une boîte primaire avec celle sur des boîtes secondaires. Tracez une grille sur le fond de la boîte, étiquetez la boîte primaire et numérotez les carrés obtenus. Utilisez ensuite une technique aseptique pour retirer un cure-dent pré-stérilisé du bécher, touchez le centre de chaque carré avec un échantillon de cellules, puis jetez le cure-dent dans un récipient approprié pour les déchets. Incubez la boîte primaire. Empilez la boîte primaire et toutes les boîtes secondaires. Placez une marque d’orientation sur le côté de la moitié inférieure des boîtes. Retirez ensuite un morceau de velours stérile de son emballage et placez-le sur le bloc cylindrique. Placez ensuite le support en alignant les marques du support avec celles du bloc. Notez la marque d’orientation sur le bloc et le support. Retirez ensuite le couvercle de la boîte primaire. Alignez les marques d’orientation de la boîte et du bloc. Abaissez la boîte de manière à ce que la surface de la gélose entre en contact avec le tissu de velours. À l’aide des doigts, appuyez légèrement et uniformément sur le dos de la boîte primaire, puis soulevez-la délicatement du bloc. Vérifiez que l’empreinte des cellules est visible sur le velours. Remettez le couvercle sur la boîte. Répétez ensuite séquentiellement le protocole sur le tissu de velours avec chacune des boîtes secondaires. Utilisez l’empreinte de cellules provenant de la boîte primaire pour ensemencer jusqu’à huit boîtes secondaires, classées de la plus défavorable à la plus favorable en substrat. Enfin, comme contrôle positif, utilisez pour la dernière boîte de la série un milieu gélosé dans lequel toutes les souches testées doivent pouvoir croître. Fixez les boîtes retournées ensemble avec du ruban adhésif et incubez-les. Examinez les boîtes secondaires pour observer la croissance. Éteignez le bec Bunsen, puis rangez tous les équipements. Placez les vêtements de laboratoire contaminés, la verrerie et les déchets dangereux dans le récipient d’élimination approprié. Nettoyez la zone de travail avec un désinfectant. Lavez enfin soigneusement les mains avec un savon antiseptique et de l’eau tiède. Serratia marcescens est une protéobactérie gram négative en forme de bâtonnet qui produit un pigment rougeâtre appelé prodigiosine. Elle est couramment observée dans les salles de bains et sur les rideaux de douche. Dans cet exemple, la technique de stérilisation en croix produit des colonies isolées dans le quatrième quadrant. Cette analyse des bactéries présentes dans un échantillon d’eau prélevé à une fontaine publique utilise la méthode de la boîte versée. Remarquez la différence d’apparence des colonies. Les colonies superficielles sont grandes et de forme circulaire, tandis que certaines colonies superficielles sont très petites et de forme irrégulière. La méthode de l’ensemencement en surface est un élément clé des expériences d’enrichissement, de sélection et de criblage. Par exemple, la méthode copacabana est un outil différentiant dans le test classique de sélection bleu-blanc en technologie de l’ADN recombinant. Le phage T4 est un phage à ADN double brin virulent qui infecte son hôte Escherichia coli, entraînant la lyse de la cellule et la libération de phages descendants. Ce test de plaque sur gélose EHA montre des phages dans des zones de clairsemé d’environ un millimètre de diamètre. En l’absence de particules de phage infectieux, la croissance bactérienne produit une suspension trouble de cellules dans la gélose molle, où des colonies distinctes ne sont pas visibles. Dans la technique de la couche de gélose molle, les morphologies des plaques varient effectivement. Par exemple, ici, la même souche hôte de mycobactérie produit des morphologies de plaques distinctes en présence de phages destructeurs de microbactéries par rapport aux phages mycobactériens MSSS. La puissance du transfert sur empreinte réside dans le criblage simultané d’un grand nombre de microorganismes. Dans ce cas, quatre souches de pseudomonas ont été testées en double pour leur croissance sur trois sources de carbone différentes : l’acétamide, le lactose et la glycine. Ici, la boîte primaire est un milieu YTA complet ensemencé avec les quatre souches comme indiqué. Les souches montrent des profils de croissance variables sur les boîtes secondaires de milieu minimal MSA enrichi d’une seule source de carbone : acétamide, lactose ou glycine. Toutes les souches croissent sur la dernière boîte de contrôle positif, confirmant que les cellules ont été transférées sur toutes les boîtes secondaires de cette série. La présentation sous forme de tableau de ces résultats de transfert sur empreinte illustre le criblage simultané des différentes souches sauvages pour leurs besoins caractéristiques en croissance.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment effectuer des techniques de mise en place sur boîte sans contaminer les milieux ou les cultures, ainsi que savoir choisir la méthode de mise en place appropriée pour toute tâche expérimentale en laboratoire. La maîtrise de ces techniques nécessite de la pratique. Toutefois, avec une formation adéquate, les procédures de mise en place décrites dans cette vidéo deviendront naturelles lors des manipulations au laboratoire.

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