Name: Évaluation de la fonction vésiculaire extracellulaire au cours de l’Infection palustre (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-14T14:30:00.000+00:00
Duration: 13 min 45 s
Description: Découvrez comment évaluer la fonction des vésicules extracellulaires lors de l'infection par Plasmodium falciparum. Cette méthode permet de visualiser l'internalisation par les cellules endothéliales et d'étudier le rôle régulateur de l'ARN vésiculaire.

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Cette étude a été financée en partie par la Fondation Novartis medical - recherche biologique (à PYM), la Gottfried et Julia Bangerter-Rhyner-Stiftung (à MW et PYM) et le bassin de recherche de l’Université de Fribourg (à PYM). Subventions supplémentaires comprennent les bourses d’Excellence gouvernement suisse pour étudiants étrangers (à KAB et SM). Nous remercions Isabelle Fellay et Solange Kharoubi Hess pour le support technique.

Globules rouges humains ont été extraites du sang de donneurs sains, conformément aux directives de Swissethics (swissethics.ch).
NOTE : Cultures de parasite P. falciparum (3 7) et de la production de EV ont été décrites précédemment dans sebastien, et al. 11 parce que P. falciparum est un pathogène humain, consulter la réglementation locale pour la manutention. Les cultures doivent être conservés stérile tout le temps.
1. fluorescence étiquetage des véhicules électriques
Remarque : La procédure suivante prend avantage de la technologie d’étiquetage de manière stable incorporer un colorant fluorescent vert (PKH67) avec des grandes queues aliphatiques dans la région de lipides de la membrane de l’EV. La réaction est effectuée dans une coloration volume contenant une concentration finale de 20 µM de PKH67 final de 200 µL. Effectuez toutes les opérations à température ambiante (20-25 ° C)
<ol><li>Place 100 µg d’EVs dans 1 mL de PBS dans un tube de microcentrifuge.</li>
	<li>Centrifuger le serveur virtuel Exchange dans un tube de microcentrifuge à vitesse maximale (20 000 x g) 7 mn pour granuler. NOTE : Hémozoïne étant présent dans les véhicules électriques, une pastille brunâtre de rouge-foncé doit être observée. Si le surnageant est rougeâtre, puis le serveur virtuel Exchange est lysées.</li>
	<li>Après centrifugation, aspirer le surnageant avec soin, afin d’éviter de supprimer n’importe quel serveur virtuel Exchange. Remarque : Réduire la quantité de tampon reste présent avant resuspendant EVs dans C diluant afin d’augmenter la reproductibilité et l’efficacité de la coloration.</li>
	<li>Resuspendre le culot d’EV dans 100 µL de diluant ch. (2 X Suspension EV) et doucement la pipette afin d’assurer la diffusion complète.</li>
	<li>Préparer un nouveau tube de microcentrifuge et ajoutez 4 µL de la solution éthanolique de colorant de PKH67 à 100 µL de diluant Vortex C. bien mélanger. Préparer cette solution de colorant 2 x (40 µM) immédiatement avant la coloration. Remarque : Pour éviter de tacher hétérogènes, ne pas ajouter la solution éthanolique de colorant de PKH67 directement au culot EV.</li>
	<li>Rapidement, les 100 µL de 2 X EV Suspension (étape 1.4) associent les 100 µL de 2 X solution de colorant (point 1.5). Ensuite, mélanger l’échantillon en pipettant également monter et descendre de 10 fois.</li>
	<li>Incuber la suspension EV/colorant de l’étape 1.6 pour 5 min protégée contre la lumière et mélanger au vortex 3 - 4 fois durant l’incubation de 5 min. Remarque : En incubant la suspension EV/colorant pour les plus longs n’offre aucun avantage, car la coloration est si rapide.</li>
	<li>Arrêter la réaction de coloration en ajoutant un volume égal (200 µL) de sérum et incuber pendant 1 min permettre la fixation du colorant excédentaire. Remarque : Avant d’arrêter la coloration, appauvrissent le sérum de EVs par centrifugation à 20 000 x g pendant 20 min.</li>
	<li>Laver 3 fois avec du PBS et centrifuger à 20 000 x g pendant 5 min. remettre en suspension l’EVs dans 100 µL de PBS pour atteindre une concentration finale de 1 µg/µL.</li>
</ol>2. visualiser l’absorption du SVE par microscopie confocale
Remarque : Le protocole suivant décrit le suivi de l’internalisation EV par les cellules endothéliales cultivées sur des lamelles de verre. Les cellules endothéliales sont les cellules de la moelle osseuse endothéliales humaines semi immortalisés comme décrit dans12.
<ol><li>Travailler dans un environnement stérile, couche de lamelles couvre-objet avec un excès de 0,01 % poly-L-lysine pendant 10 min à température ambiante (RT).</li>
	<li>Aspirer la solution de la poly-L-lysine et laisser les lamelles couvre-objet sécher complètement.</li>
	<li>Effectuez un comptage des cellules endothéliales viables utilisant le bleu Trypan exclusion et un hémocytomètre.</li>
	<li>1 x 105 cellules endothéliales dans 1 mL de Endothelial Cell croissance milieu complet contenant le mélange de supplément à la poly-L-lysine-coated lamelles couvre-objet et laisser les cellules poussent à une monocouche de transfert. NOTE : Le support contient des facteurs de croissance qui permettent aux cellules pour former une monocouche et pour former des jonctions serrées.</li>
	<li>Une fois que les cellules forment une monocouche, aspirer le support avec précaution et ajouter 1 mL de milieu frais pour laver les cellules. Répéter une fois de plus le lavage. Ajouter 50 µg de SVE PKH67 marqués et incuber pendant 4 h. Remarque : Pour trouver le point de temps optimal d’absorption, une évolution temporelle peut être effectuée.</li>
	<li>Après 4 h, aspirer le milieu et laver les cellules 3 fois avec du PBS pour supprimer les excès et unbound EVs. Fixer les cellules avec une solution de paraformaldéhyde de 3 % dans du PBS pendant 15 min. NOTE : Méthanol peut perturber l’actine au cours du processus de fixation ; par conséquent, il est préférable d’éviter toute méthanol contenant des fixateurs ou autres fixateurs à base de solvant. Il est recommandé d’utiliser le formaldéhyde exempt de méthanol comme fixatif.</li>
	<li>Laver les cellules 3 fois avec du PBS. Ajouter délicatement 250 µL de 0,1 % Triton X-100 dans du PBS pour permeabilize des cellules. Incuber 5 min à RT.</li>
	<li>Laver 3 fois avec du PBS. Ajouter 400 µL de tampon de blocage (5 % de BSA dans du PBS) pendant 30 min à RT pour bloquer les liaisons non spécifiques.</li>
	<li>Laver les cellules une fois avec du PBS. Préparer la solution colorante en diluant 5 µL de la solution mère de phalloïdine dans 200 µL PBS/1% BSA par chaque lamelle. Pipeter 200 µL de la solution colorante sur la lamelle couvre-objet et incuber pendant 20 min à température ambiante.</li>
	<li>Laver 3 fois avec du PBS. Contre-coloration l’ADN pendant 30 s avec Hoechst 33342 à une concentration finale de 2 µg/mL dans 200 µL de PBS.</li>
	<li>Laver 2 x la lamelle couvre-objet en ajoutant 400 µL de PBS. Avec précaution, prenez la lamelle avec une pince et inverser sur le dessus une goutte d’antifade support de montage sur une lame de verre. Retirez doucement le support excédent avec un mouchoir en papier et sceller chaque côté avec vernis à ongles.</li>
	<li>Stocker les lames à l’abri de la lumière à 4 ° C.</li>
	<li>Visualiser les cellules à l’aide d’un microscope confocal laser excitations 405, 488 et 543 nm et un 63 X, objectif à huile 1,3 NA avec émissions fluorescentes au 450-470 nm (bleu), 505-530 nm (vert) et 620 nm. NOTE : Actine F typique coloration résultats sont présentés dans la Figure 1.</li>
</ol>3. endothélial perméabilité
Remarque : La perméabilité cellulaire endothéliale est évaluée en mesurant le transfert de la rhodamine B isothiocyanate-dextran (moyenne MW 70 000) à travers la couche de cellules endothéliales. Dextran fournit un excellent outil pour étudier la perméabilité vasculaire.
<ol><li>Compter les cellules endothéliales viables à l’aide de 0,4 % le bleu Trypan exclusion et un hémocytomètre.</li>
	<li>Plaque de cellules endothéliales à une densité de 0,6 x 105 cellules à confluence dans inserts de culture de tissu de 24 puits (taille des pores 0,4 µm) et laisse intacte pendant au moins 5 jours former les monocouches différenciées. Actualiser le support tous les deux jours.</li>
	<li>Une fois les cellules atteignent une monocouche, charger les EVs (50 µg dans 1 mL) à la chambre haute. Ajouter la rhodamine-dextran au puits supérieur à une concentration finale de 20 mg/mL. Incuber les cellules à 37 ° C, avec 5 % de CO2.</li>
	<li>Surveiller le transfert de la dextrane fluorescent au fond bien en mesurer l’émission de fluorescence de 40 µL d’extraits moyen. Configurer le lecteur de microplaque multimarques à 544 nm excitation et 590 nm d’émission pour les mesures. Remarque : La quantité de dextran diffuse peut être quantifiée à l’aide des courbes d’étalonnage mis en place avec la solution mère. En outre, les expériences cinétiques peuvent être effectuées en enlevant les petits échantillons du milieu chambre extérieure pendant un temps (Figure 2). Même sans aucun traitement, le dextran diffusera à travers la couche de cellules.</li>
</ol>4. déterminer la sensibilité de la puromycine
Remarque : Avant transduction les lignées cellulaires avec lentivirus, il est important de déterminer la courbe de tuer d’un médicament sélectionné pour cette ligne de la cellule particulière. Pour déterminer le montant minimal de la concentration du médicament nécessaire pour tuer toutes les cellules, réaliser une expérience de réponse de dose en utilisant des doses supplémentaires du médicament sélectionné. Parce que chaque ligne de cellules de mammifère a une sensibilité différente, avant expérimentation, déterminer la concentration optimale de l’antibiotique en développant le titrage de courbe de tuer tel que décrit ci-après.
<ol><li>Compter les cellules à l’aide de l’hémocytomètre. Remettre en suspension les cellules endothéliales, à une concentration de 1 x 105 cellules/mL dans le complet milieu de croissance cellulaire endothéliale contenant le mélange de supplément.</li>
	<li>Plaque de 1 x 104 cellules dans une plaque à 96 puits en un volume final de 100 µL de milieu de croissance cellulaire endothéliale.</li>
	<li>Ajouter 100 µL de milieu contenant les antibiotiques pour obtenir une concentration de 0,1 à 10 µg/mL (voir Figure 3).</li>
	<li>Examiner la viabilité de la cellule tous les 2 jours sous un microscope optique avec un objectif 20 X. La culture de cellules de 10 à 14 jours et remplacer le support contenant la puromycine tous les 2-3 jours selon la croissance cellulaire.</li>
	<li>Ajouter 10 µL/puits MTS réactif dans chaque puits, mix et incuber pendant 4 h à 37 ° C dans des conditions de culture standard.</li>
	<li>Secouer la plaque brièvement sur un agitateur et mesurer l’absorbance de cellules traitées et non traitées à l’aide d’un lecteur à 490 nm (Figure 3).</li>
</ol>5. transduction des cellules endothéliales avec vecteur Lentiviral
<ol><li>Plaque de 1 x 105 cellules endothéliales dans 1 mL de milieu complet la veille de la transduction. La transduction lorsque les cellules ont atteint confluence de 50 à 80 %.</li>
	<li>Décongeler le lentivirus sur la glace et faire des aliquotes des stocks virales d’éviter les cycles de gel-dégel. Tournez en bas le matériel à 200 x g pendant 30 s, dans des tubes avant de l’ouvrir afin d’éviter les déversements au cours.</li>
	<li>Ajouter le bromure de hexadimethrine aux cellules à une concentration finale de 8 µg/mL. Remarque : Le bromure de Hexadimethrine contribue à l’efficacité de la transduction, cependant dans certains cas, il pourrait être toxique pour les cellules. Par conséquent, la concentration optimale doit être déterminée en effectuant une courbe de meurtre devant la transduction.</li>
	<li>Agiter la plaque doucement pour mélanger. Ajouter la quantité appropriée de particules virales (entre 0,5 à 2 x 106 particules) multiplication adapté de l’infection (MOI) et agiter la plaque doucement pendant 30 s à mélanger.</li>
	<li>Centrifuger le mélange de la particule virale à la cellule dans la centrifugeuse à ta pendant 45 min à 300 g pour augmenter l’efficacité de la transduction. Incuber le mélange de particules virales cellule à 37 ° C pendant la nuit.</li>
	<li>Retirez délicatement le support contenant des particules viral et jeter de façon appropriée. Remplacez-le par le milieu de culture complet frais, préchauffé.</li>
	<li>Commencer la sélection avec la puromycine le deuxième jour : enlever le support et le remplacer par un milieu frais contenant la concentration correcte de puromycine déterminée précédemment dans la section 4 (Figure 3).</li>
	<li>Récolter les cellules après sélection de la puromycine et isoler l’ARN à l’aide d’un ARN isoler kit suivant les instructions du fabricant.</li>
	<li>Effectuer la synthèse de cDNA avec le kit de miARN utilisant une transcription inverse (voir la Table des matières).</li>
	<li>Mettre en place la réaction de qPCR selon le protocole cité13.</li>
</ol>

<ol><li>WHO. <a target="_blank" href="http://www.who.int/malaria/publications/world-malaria-report-2015/report/en/">WHO Malaria Report 2015</a>. , (2015).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Plusieurs parasites, notamment Toxoplasma, Trypanosoma, Leishmania et Trichomonas déclenchent la libération des véhicules électriques de la cellule hôte infectée. Selon les agents pathogènes, le SVE libéré peut moduler la réponse immunitaire hôte ou médiation communication cellulaire entre les parasites6. Pourtant, il y a peu de preuves suggérant comment ces petites vésicules contribuent au paludisme. Ici, nous avons décrit plusieurs manières d’étudier la fonction des véhicules électriques au cour...

Selon l’Organisation mondiale de la santé, il y a 212 millions de nouveaux cas de paludisme dans le monde en 2015 et environ 429 000 personnes sont mortes, principalement des enfants moins de cinq ans d’âge1. Les mécanismes conduisant à une maladie grave, qui est souvent associée à une dysfonction vasculaire, restent mal définis2. Plasmodium- iRBCs sécrètent des sphères petit bi-lipides membranaires appelées vésicules extracellulaires (EVs). On sait que ces véhicules électriques sont susceptibles d’être pertinents pour le processus d’infection et de la réponse immunitaire de hôte à l’infection ; Cependant, on connaît la fonction exacte de ces petites vésicules au cours de l' infection de paludisme3. Il est possible qu’ils jouent deux rôles importants : d’une part, ils pourraient contribuer à la pathogenèse en activant des macrophages4,5; et d’autre part, ils pourraient agir comme médiateur communication cellulaire entre les parasites et entre les parasites et hôte6,7. En fait, parasites peuvent transférer des protéines ou des acides nucléiques entre eux via EVs. Par exemple, Trypanosoma brucei rhodesiense EVs peut transférer le facteur de virulence Serum Resistance-Associated (SRA) et peut également cibler les autres T. brucei et hôte érythrocytes8. En outre, à P. falciparum- iRBCs communiquer entre eux par le transfert d’acides nucléiques dans les véhicules électriques. Cela permet les parasites d’optimiser et de synchroniser sa croissance. En fait, les EVs pourraient être le principal régulateur de la conversion gamétocyte et donc contribuer à la régulation de la transmission Etape7.
Non seulement EVs réglementent les parasites, ils véhiculent aussi des interactions hôte-parasite. Nous avons récemment découvert que EVs d’iRBCs contiennent des dérivés hôte le microARN (miARN ; petites espèces d’ARN dans la fourchette de 21 à 25 nucléotides9) qui était absorbés par les cellules endothéliales humaines. Les miARN du serveur virtuel Exchange forme un complexe avec Ago2 stable (membre de la RNA-induced silencing complex), qui, une fois livré à des cellules réceptrices, est capable de plus précisément faire taire l’expression des gènes et qui affectent les propriétés barrières des cellules10. Protocoles standards ont été développés pour étudier la fonction du SVE. Nous décrivons ici tout d’abord un protocole qui permet le marquage fluorescent de EVs pour enquêter sur leur absorption par les cellules réceptrices. En outre, en utilisant un microscope confocal, il est possible de suivre le sort de l’EV à l’intérieur de la cellule. Plusieurs colorants fluorescents peuvent être utilisés pour suivre les EVs. Le colorant réactif-amine, 5-(and-6)-carboxyfluorescéine diacétate Succinimidyl Ester (CFSE) et fluorescentes de calcéine-AM deviennent une fois à l’intérieur des vésicules. Nous préférons utiliser le label amphiphiles, PKH, parce qu’il donne un signal plus lumineux et plus uniform. Cette approche fournit des informations importantes pour comprendre les interactions entre les véhicules électriques et de cellules réceptrices. Tandis que dans certains cas, EVs se lient à la surface des cellules, des vésicules sont rapidement absorbés. Après absorption, EVs livrent leur cargaison aux cellules, dans lequel ils exercent leurs fonctions de réglementation.
Nous décrivons ici un protocole visant à mesurer la fonction barrière de la cellules endothéliales in vitro en quantifiant le transfert d’un dextran fluorescent à travers une couche cellulaire. Traceurs plus sensibles peuvent être utilisées comme marqueurs radioactifs. Toutefois, dont ils ont besoin de précautions spéciales pour utilisation. Autres tests existent pour mesurer la fonction de barrière en vitro telles que la résistance électrique transendothéliale (TEER), qui mesure l’intégrité de la jonction serrée. Enfin les visualisation ZO-1, une protéine de jonction serrée, par immunofluorescence permet d’évaluer de l’intégrité de la jonction serrée comme bien10. EVs étant des entités complexes et hétérogènes contenant plusieurs cargaisons avec caractéristiques réglementaires potentielles, il est utile de surexprimer un ARN spécifique pour étudier ses effets sur la cellule receveuse. Par conséquent, nous définissons également un protocole qui vise à produire des lignées cellulaires stables exprimant la miRNA d’intérêt10.

<table><tbody><tr><td>PKH67 Mini Kit de liaison de cellules fluorescentes vertes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MINI67-1KT</td><td></td></tr><tr><td>Diluant C</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8278</td><td></td></tr><tr><td>poly-L-lysine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8920</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>ThermoFisher - Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Phalloidin CF594</td><td>Biotium</td><td>#00045</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>ThermoFisher</td><td>H3570</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Gold Antifade Mountant</td><td>ThermoFisher</td><td>P36934</td><td></td></tr><tr><td>Rhodamine B isothiocyanate&ndash ; Dextran</td><td>ThermoFisher</td><td>R9379-250MG</td><td></td></tr><tr><td>Insert avec membrane PET transparent Falcon&nbsp ; pour la plaque 24 puits</td><td>Falcon</td><td>353095</td><td></td></tr><tr><td>Croissance des cellules endothéliales&nbsp ; Medium MV</td><td>Promocell</td><td>C-22020</td><td></td></tr><tr><td>Dichlorhydrate de puromycine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9620-10ML</td><td></td></tr><tr><td>MTS Kit de dosage colorimétrique de prolifération cellulaire</td><td>Biovision</td><td>K300-500</td><td></td></tr><tr><td>bromure d’hexadiméthrine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>107689-10G</td><td></td></tr><tr><td>MISSION&nbsp ; MicroARN Lenti, humain has-miR-451a</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HLMIR0583</td><td></td></tr><tr><td>MISSION MicroARN Lenti, ath-miR416, contrôle négatif 1 particules de transduction</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>NCLMIR001</td><td></td></tr><tr><td>MISSION&nbsp ; MicroARN Lenti, humain</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>NCLMIR0001</td><td></td></tr><tr><td>Leica TCS SP5</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>miRNeasy mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>217004</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan MicroRNA Reverse Transcription Kit 1000 réactions</td><td>ThermoFisher</td><td>4366597</td><td></td></tr><tr><td>has-mir-451a&nbsp ; RT/750 PCR rxns</td><td>ThermoFisher</td><td>001141</td><td></td></tr><tr><td>U6 snRNA</td><td>ThermoFisher</td><td>001973</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Universal Master Mix II, avec UNG</td><td>ThermoFisher</td><td>4440038</td><td></td></tr><tr><td>StepOnePlus Système de PCR en temps réel</td><td>ThermoFisher</td><td>4376600</td><td></td></tr></tbody></table>

Évaluation de la fonction vésiculaire extracellulaire au cours de l’infection palustre

Evaluation of Extracellular Vesicle Function During Malaria Infection

Le paludisme est une maladie mortelle causée par les parasites Plasmodium , à P. falciparum est le plus répandu sur le continent africain et le responsable de la plupart des décès liés au paludisme dans le monde. Plusieurs facteurs, notamment la fixation du parasite dans les tissus, dysfonction vasculaire et les réponses inflammatoires influencent l’évolution de la maladie chez les personnes infectées par le paludisme. P. falciparum-globules rouges infectés (iRBCs) libérer de petites vésicules extracellulaires (EVs) contenant différentes sortes de molécules de cargaison qui médient pathogenèse et cellulaire communication entre l’hôte et de parasites. SVE est efficacement absorbés par les cellules dans lesquelles ils modulent leur fonction. Nous discutons des stratégies pour aborder le rôle des véhicules électriques dans les interactions parasite-hôte. Tout d’abord, nous décrivons une méthode simple pour l’étiquetage et l’internalisation de l’EV de suivi par les cellules endothéliales, à l’aide d’un colorant de linker cellule verte. Deuxièmement, nous rapportons une façon simple de mesurer la perméabilité à travers une monocouche de cellules endothéliales en utilisant un dextran fluorescent étiqueté. Enfin, nous montrons comment enquêter sur le rôle des petites molécules d’ARN non codants en fonction des cellules endothéliales.

Nous décrivons ici les protocoles afin d’étudier les interactions des véhicules électriques avec les cellules hôtes. L’absorption du SVE fluorescent étiquetés est surveillée par microscopie confocale (Figure 1). Les cellules endothéliales relever efficacement EVs, cependant le temps d’incubation avec EVs peut être optimisé afin de suivre l’absorption. Pour une meilleure localisation des véhicules électriques à l’intérieur des cellules, tache actine avec la ph...

Dans ce travail, nous décrivons les protocoles afin d’étudier le rôle des vésicules extracellulaires (EVs) libéré par les érythrocytes de Plasmodium falciparum infectés. En particulier, nous nous concentrons sur les interactions des véhicules électriques avec des cellules endothéliales.

Évaluation de la fonction vésiculaire extracellulaire au cours de l’Infection palustre

Malaria is a life-threatening disease caused by Plasmodium parasites, with P. falciparum being the most prevalent on the African continent and responsible ...

L’objectif global de cette procédure est d’étudier la fonction des vésicules extracellulaires libérées par les globules rouges infectés par le parasite du paludisme. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du paludisme, telles que la façon dont les parasites régulent la communication parasite-hôte. Le principal avantage de cette technique est la visualisation de l’arbitage vésiculaire par les cellules indoterot sous étude de la fonction régulatrice de l’ARN vésiculaire par les cellules indoterot.Mya Alondez, Smartin Bagu et Bayo Babatunde, tous des étudiants diplômés de mon laboratoire, feront la démonstration de la procédure. Dans un tube de micro-centrifugeuse, ajoutez 100 microgrammes de vésicules extracellulaires et un millilitre de solution saline tamponnée au phosphate. Ensuite, centrifugez les vésicules extracellulaires à une vitesse maximale de 20 000 fois g pendant sept minutes pour former une pastille.Une fois la centrifugation terminée, jeter le surnageant sans déranger la pastille. Dissoudre ensuite la pastille de vésicule extracellulaire dans 100 microlitres de dilumate C.To assurer un mélange complet, le pipeter plusieurs fois. Ensuite, dans un nouveau tube de micro-centrifugeuse, ajoutez quatre microlitres de la solution de colorant éthanolique PKH67 à 100 microlitres de C. Ensuite, tourbillonnez bien le mélange.Préparez la solution de colorant 2XPKH67 de 40 micromolaires juste avant le processus de coloration. Combinez ensuite rapidement 100 microlitres de deux suspensions vésiculaires extracellulaires avec un volume égal de solution de colorant éthanolique PKH67. Ensuite, pipetez le mélange 10 fois pour assurer un bon mélange.Une fois le mélange terminé, incubez la solution de colorant vésiculaire extracellulaire et éthanolique PKH67 pendant cinq minutes à l’abri de la lumière. Au cours de l’incubation, continuez à faire tourbillonner le mélange trois à quatre fois. Pour arrêter la réaction de coloration, ajoutez 200 microlitres de sérum au mélange et incubez pendant une minute pour que l’excès de colorant se lie.Ensuite, lavez trois fois les vésicules extracellulaires avec une solution saline tamponnée au phosphate. Après le lavage, centrifugez l’échantillon à 20 000 fois g pendant cinq minutes. Ensuite, dissolvez la pastille vésiculaire extracellulaire dans 100 microlitres de solution saline tamponnée au phosphate pour atteindre une concentration finale d’un microgramme par microlitre.Transférez les cellules endothéliales dans un millilitre de milieu de croissance complet des cellules endothéliales dans une lamelle recouverte de polyélène. Laissez les cellules développer une monocouche sur la lamelle. Une fois la monocouche formée, retirez soigneusement le milieu et ajoutez un millilitre de milieu frais pour laver les cellules deux fois.Ajoutez ensuite 50 microgrammes de vésicules extracellulaires colorées à PKH67 dans la lamelle et incubez pendant quatre heures. Après l’incubation, aspirez le milieu. Pour éliminer toutes les vésicules extracellulaires non liées, lavez trois fois les cellules avec une solution saline tamponnée au phosphate.Un grand soin doit être pris lors de la manipulation de la coloration des lamelles à l’aide de pinces fines pour éviter la perte de cellules et la rupture de la lamelle. Après le lavage, utilisez trois pour cent de solution de paraformaldéhyde dans une solution saline tamponnée au phosphate pour fixer les cellules pendant 15 minutes. Encore une fois, lavez les cellules avec une solution saline tamponnée au phosphate trois fois et ajoutez 250 microlitres de tritan à 0,1 pour cent x 100 dans une solution saline tamponnée au phosphate pour perméabiliser les cellules et incuber à température ambiante pendant cinq minutes.Ensuite, lavez trois fois les cellules avec une solution saline tamponnée au phosphate et ajoutez 400 microlitres de tampon de blocage aux cellules. Ensuite, incubez les cellules à température ambiante pendant trente minutes pour éviter une liaison non spécifique. Après le blocage, lavez une fois les cellules avec une solution saline tamponnée au phosphate.Diluez ensuite cinq microlitres de solution mère de phalloïde dans 200 microlitres de solution saline tamponnée au phosphate avec un pour cent d’albumine sérique bovine pour préparer la solution de coloration pour chaque lamelle. Ajoutez ensuite 200 microlitres de la solution de coloration sur la lamelle et incubez à température ambiante pendant 20 minutes. Une fois l’incubation terminée, lavez trois fois les cellules avec une solution saline tamponnée au phosphate.Utilisez ensuite la concentration finale de deux microgrammes par millilitre de 3342 crocheté dans 200 microlitres de solution saline tamponnée au phosphate pour contre-colorer l’ADN pendant 30 secondes. Après la coloration, ajoutez 400 microlitres de solution saline tamponnée au phosphate pour laver deux fois la lamelle. Ensuite, soulevez délicatement la lamelle à l’aide d’une pince et retournez-la sur le dessus d’une goutte de support de montage anti-décoloration sur une lame de verre.Utilisez un mouchoir pour enlever délicatement tout excès de support, puis scellez l’environnement avec du vernis à ongles. Il faut également faire très attention à ne pas exposer les cellules à une trop grande quantité de colorant pendant la microscopie pour éviter le blanchiment cellulaire. Dans un insert de culture tissulaire de 24 puits avec une taille de coulée de 0,4 micromolaire, ensemencez des cellules endothéliales.Laissez ensuite les cellules se développer dans la culture pendant cinq jours sans être dérangées pour former une monocouche différenciée. Changez de support tous les deux jours. Une fois la monocouche formée, ensemencez 50 microgrammes dans un millilitre de vésicules extracellulaires sur la chambre supérieure.Ajoutez ensuite 20 milligrammes par millilitre de rotomine dextran dans le puits supérieur et incubez à 37 degrés Celsius avec cinq pour cent de dioxyde de carbone. Surveiller la migration du dextran fluorescent vers le fond du puits en mesurant la mission de fluorescence à partir de 40 microlitres d’avoquate moyen. Programmez ensuite la longueur d’onde d’excitation à 544 nanomètres et la longueur d’onde d’émission à 590 nanomètres pour un lecteur de micro-plaques multi-étiquettes.Utilisez un hémocytomètre pour compter le nombre de cellules. Ensuite, ré-suspendez les cellules endothéliales dans un milieu de culture endothéliale complet et ensemencez les cellules dans une plaque de 96 puits dans 100 microlitres de milieu de croissance des cellules endothéliales. Pour atteindre une concentration de 0,1 à dix microgrammes par millilitre, ajoutez 100 microlitres de milieu contenant des antibiotiques.Surveillez la viabilité des cellules tous les deux jours à l’aide d’un objectif 20 fois au microscope optique. Continuez à cultiver les cellules pendant encore 10 à 14 jours et remplacez le milieu contenant l’antibiotique tous les deux à trois jours, en fonction de la croissance cellulaire. Ensuite, ajoutez 10 microlitres de réactif MTS dans chaque puits et mélangez le réactif.Incuber la plaque à 96 puits à 37 degrés Celsius pendant quatre heures. Au bout de quatre heures, agitez brièvement la plaque sur un shaker. Lisez ensuite les absorbants des cellules traitées et non traitées à l’aide d’un lecteur de plaques à 490 nanomètres.Un jour avant la transduction lentivirale, ensemencez les cellules endothéliales dans un millilitre de milieu complet. Attendez que les cellules atteignent 50 à 80 % de confluence pour la transduction lentivirale Avant d’ouvrir le tube, faites tourner la suspension lentivirale à 200 fois g pendant 30 secondes pour éviter le débordement. Ajoutez ensuite du bromure d’hexidiméthyryne dans les cellules pour ajuster à une concentration finale de huit microgrammes par millilitre et faites tourner doucement la plaque.Ajoutez le lentivirus dans les cellules et faites à nouveau tourner doucement la plaque pendant 30 secondes pour assurer un bon mélange. Pour augmenter l’efficacité de la transduction lentivirale, centrifugez le mélange cellule-viral à 300 fois g pendant 45 minutes à température ambiante. Ensuite, incubez le mélange cellule-viral à 37 degrés Celsius pendant la nuit.Le lendemain, jeter le milieu contenant la particule virale et le remplacer par un milieu de culture préchauffé, frais et complet. Le deuxième jour, commencez la sélection de puromycine. Remplacez le milieu de culture complet par un milieu contenant de la puromycine.Après avoir sélectionné la puromycine, récoltez les cellules. En suivant les instructions du fabricant, isolez l’ARN des cellules à l’aide d’un kit d’isolement d’ARN. Utilisez un kit de transcription inverse pour isoler l’ADN complémentaire avec les micro-ARN sélectionnés.Configurez ensuite la réaction PCR quantitative. Pour surveiller l’internalisation des vésicules extracellulaires par les cellules endothéliales, des vésicules vertes marquées PKH67 ont été analysées par microscopie confocale. Dans le dosage, la faloudine et le crochet 33342, dont les colorants agissent respectivement en rouge et en bleu nucléide, sont utilisés pour suivre la translocation des vésicules à l’intérieur des cellules endothéliales.Les images confocales obtenues montrent une absorption immédiate des vésicules par les cellules endothéliales après quatre heures. Ensuite, pour étudier la perméabilité de la capacité de diffusion monocouche des cellules endothéliales de la rodamine b, l’isothyosionadedextran a été analysé. Ce test montre que l’incubation des cellules endothéliales avec 50 et 100 microgrammes par millilitre de vésicules extracellulaires augmentait la perméabilité de la monocouche endothéliale après deux heures.Dans le graphique, l’axe des x représente la concentration des vésicules extracellulaires et l’axe des y représente les changements de pli dans la perméabilité endothéliale lue à 590 nanomètres. Ensuite, pour déterminer la sensibilité des cellules endothéliales avec le traitement à la puromycine, une courbe de destruction a été tracée. La courbe de destruction montre que moins de 0,15 microgramme par millilitre de puromycine est suffisant pour tuer toutes les cellules.De plus, pour déterminer le niveau d’expression du micro-ARN451a isolé des cellules endothéliales, une PCR quantitative en temps réel a été effectuée. Les diagrammes à barres montrent une surexpression significative du transcrit micro-ARN451a contre le gène de la femme de ménage U6. Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine des maladies infectieuses pour explorer le rôle des Evs dans l’interaction de l’hôte et la communication cellulaire via le transfert de matériel génétique. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de visualiser l’absorption de l’EV par les cellules réceptrices et d’étudier la fonction de l’ARN dans la régulation des cellules endothéliales.N’oubliez pas que travailler avec les parasites du paludisme et le sang humain peut être extrêmement dangereux et que des précautions, telles que le port de gants, une blouse de laboratoire et le travail sous une cagoule stérile, doivent toujours être prises lors de l’exécution de cette procédure.

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Découvrez comment évaluer la fonction des vésicules extracellulaires lors de l'infection par Plasmodium falciparum. Cette méthode permet de visualiser l'internalisation par les cellules endothéliales et d'étudier le rôle régulateur de l'ARN vésiculaire.

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