Name: Techniques dautopsie de la rage chez les grands et les petits animaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Découvrez les techniques d'autopsie sécurisées pour le dépistage de la rage chez les petits et grands animaux. Ces méthodes manuelles minimisent les aérosols et permettent un prélèvement efficace du tronc cérébral et du cervelet en laboratoire ou sur le terrain.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous sommes reconnaissants au New York State Department of Health Wadsworth Center pour son soutien à ce projet. Nous tenons également à souligner le soutien d'Amy Willsey et Frank Blaisdell du Department of Health Wadsworth Center et de LL Ranch, Altamont, NY.

Toutes les méthodes décrites ont été approuvées par le Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Préparation
<ol><li>Don PPE, au minimum de protection oculaire (lunettes ou bouclier facial), masque chirurgical ou N-95, et gants non latex.</li>
	<li>Préparer une aire de travail, idéalement une armoire de biosécurité (BSC), avec un revêtement de surface de travail jetable (p. ex., papier kraft ou coussinets absorbants) et des instruments d'autopsie propres (figure 1).</li>
	<li>Placez le spécimen sur la surface de travail et utilisez des instruments pour le manipuler pour évaluer l'état de l'échantillon, y compris des signes de décomposition, de dommages au crâne, de dangers potentiels (p. ex. piquants de porc-épic, lames de scalpel) et de la qualité de la décapitation.</li>
</ol>2. Méthode Ventral
REMARQUE : Lorsque le spécimen est correctement décapité à la mâchoire, le magnum de foramen et le condyle occipital seront exposés. La méthode ventrale est moins compliquée pour récupérer le cervelet et le tronc cérébral.
<ol><li>Placez le spécimen avec le côté ventral vers le haut et le nez dirigeant distally vers l'arrière du BSC.</li>
	<li>Tenez un marteau orthopédique/mallet dans la main droite (si droitier) et en même temps tenez un ciseau de conseillers dans la main gauche.</li>
	<li>Placez le ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d'angle du ciseau en dirigeant entre le côté droit de l'os temporel et l'os occipital faisant une ouverture « V ».</li>
	<li>Frapper le haut du ciseau avec le marteau jusqu'à ce que les deux os se séparent. Faire la coupe à côté de l'os de basephenoid.</li>
	<li>Répéter sur le côté gauche de l'os temporel / os occipital (Figure 2A).</li>
	<li>Pliez la zone "V" du crâne vers le bas avec le ciseau. Exposer toute la zone du rhombencephalon du cerveau (cerebellum et tronc cérébral) (Figure 2B).</li>
	<li>Éteignons le tronc cérébral et le cervelet avec des ciseaux et des forceps. Enlever les morceaux restants du crâne si le tronc cérébral et le cervelet ne sont pas sortis en une seule pièce.</li>
</ol>3. Méthode Dorsal
REMARQUE : Si le spécimen a une mauvaise décapitation (foramen magnum non visible) et que le cou ne peut pas être facilement enlevé pendant l'autopsie ou si des dommages au cervelet sont soupçonnés, la méthode dorsal doit être utilisée.
<ol><li>Placez le spécimen dorsally avec le nez dirigeant distally vers l'arrière de BSC.</li>
	<li>Utilisant la tumeur tenacula, saisissez le muscle temporel gauche avec des dents de tenacula et verrouillez en serrant la poignée.</li>
	<li>Couper le muscle temporel jusqu'à l'os avec un couteau à découper pointu.</li>
	<li>Faites pivoter le spécimen à 180 degrés avec la tenacula et le couteau (pas la main) et répétez le processus sur le muscle temporel opposé. Exposez le crâne.</li>
	<li>Placez un ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d'angle du ciseau au centre du crâne à la jonction de l'os pariétal et intrapariétal.</li>
	<li>Frapper le haut du ciseau avec un marteau jusqu'à ce qu'une ouverture horizontale soit faite sur la moitié supérieure du crâne à l'os pariétal.</li>
	<li>Faites pivoter le spécimen à 180 degrés et répétez le processus du côté opposé.</li>
	<li>Insérer le point du ciseau à l'extrémité de la coupe 1 (Figure 3A) et à 90 degrés d'ouverture horizontale. Frapper avec le marteau jusqu'à ce que l'ouverture atteigne l'os occipital (environ 10 cm selon la taille du spécimen).</li>
	<li>Rouler le spécimen et répéter sur le côté opposé à la fin de la coupe 2. REMARQUE : Avec le spécimen dorsal et le nez placé vers l'arrière du BSC, les ouvertures dans le crâne ressemblent à un « U » à l'envers.</li>
	<li>Insérez les dents de la tenacula dans le crâne au bas du "U" et indiscret vers soi-même. Exposer l'extrémité caudale du cerveau et du cervelet (figure 3B).</li>
	<li>Utilisez des ciseaux comme une cuillère et extraire le cervelet entier de l'intérieur de la cavité.</li>
	<li>Utilisez des forceps tissulaires pour taquiner le tronc cérébral du foramen.</li>
</ol>4. Grande méthode animale
<ol><li>Placez le spécimen de manière à ce que la partie dorsale du crâne soit en contact avec la surface d'autopsie avec la partie caudale du crâne et le magnum de foramen face au technicien.</li>
	<li>Insérez le couteau à talons aiguilles modifié dans le magnum foramen entre la moelle épinière et les méninges de la colonne vertébrale dans la mesure du possible.</li>
	<li>Score autour de la moelle épinière pour séparer le cervelet et le cerveau tige des méninges spinales. Après que le couteau est inséré à travers le magnum foramen, angle doucement le couteau à suivre le long du crâne autant que possible.</li>
	<li>Insérez une spatule de chimie ou une cuillère mince et longue manipulée dans l'espace entre le tissu neural et les méninges spinales.</li>
	<li>Sonde autour de la moelle épinière et du cervelet pour s'assurer que la connexion aux méninges de la colonne vertébrale a été sectionnée.</li>
	<li>Tenez le tronc cérébral avec des forceps. D'autre part, avancez la cuillère vers le haut puis doracer pour ramasser le cervelet. Simultanément tirer vers l'arrière sur le tronc cérébral avec les forceps et retirer le cervelet à l'aide de la cuillère. REMARQUE : Il peut prendre plus d'une tentative pour récupérer le cervelet proportionné pour l'essai de rage.</li>
</ol>5. Post nécropsie
<ol><li>Éliminer tous les matériaux jetables (gants, tampons, revêtements de surface de travail) et les tissus inutilisés dans les déchets biodangereux.</li>
	<li>Nettoyer et désinfecter tous les instruments avec la méthode disponible (p. ex. lave-vaisselle industriel, autoclave, désinfectant chimique, ébullition).</li>
	<li>Nettoyez et désinfectez toutes les surfaces de travail avec 20 % d'eau de Javel et/ou 70 % d'éthanol.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((West+Nile+virus+activity+-+United+States%2C+2009%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li>
<li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humans+and+cattle%3A+A+review+of+bovine+zoonoses%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+and+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li>
<li>Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019).</li>
<li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li>
<li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Occupational+and+Environmental+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li>
<li>Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarrat%2C+J+%22Laboratory+techniques+in+Rabies+4th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 4th Edition</a>. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).</li>
<li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+perform+an+equine+field+necropsy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Association+of+Equine+Practitioners%22%5BJournal%5D)">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li>
<li>Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019).</li>
<li>New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019).</li>
<li>CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019).</li>
<li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Developments+in+Biological+Standardizations%22%5BJournal%5D)">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li>
<li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Diagnostic+Investigation%22%5BJournal%5D)">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li>
<li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li>
<li>Chapter 7. Brain removal. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+techniques+in+Rabies+5th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 5th Edition</a>. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Les spécimens soumis pour l'autopsie de la rage ont souvent des antécédents de signes cliniques compatibles avec une maladie neurologique. La présence de maladies cliniques peut être associée à une variété de troubles, y compris les maladies zoonotiques, ce qui augmente le risque pour le personnel d'une infection acquise en laboratoire. Pour réduire ces risques, des techniques ont été mises en œuvre qui réduisent la manipulation et la manipulation des spécimens.
Les méthodes démontrées représe...

Travailler sur le plancher d'autopsie d'un laboratoire de la rage est intrinsèquement dangereux. Parfois, les spécimens arrivent avec des piquants de porc-épic intégrés, des objets étrangers, y compris des flèches/balles/pellets ou des éclats d'os exposés qui peuvent pénétrer dans l'enveloppe d'expédition protectrice. Un emballage inadéquat peut entraîner des fuites, mettant en danger les individus qui déballent des spécimens. En plus des blessures physiques, les techniciens en autopsie risquent d'être exposés à des agents infectieux zoonotiques inconnus du SNC et aux liquides organiques des spécimens. En outre, les ectoparasites transportés par le spécimen peuvent transmettre d'autres maladies zoonotiques, comme les puces et les tiques sont couramment observées sur les animaux soumis. Selon l'emplacement géographique et les espèces concernées, les maladies exposées varient. Les arbovirus tels que le virus de l'encéphalite équine orientale (EEEV) ou le virus du Nil occidental (VNO), les maladies transmises par les tiques, y compris la maladie de Lyme ou la tularémie, les bactéries causant la fièvre Q ou la tuberculose, et les prions infectieux nom un petit nombre des dangers possibles1 , 2 (en) , 3.
Le but de ces méthodes est de démontrer des techniques d'autopsie sûres et efficaces à l'aide d'instruments qui minimisent le potentiel d'aérosol contrairement aux outils électriques ou aux scies4,5. Généralement, l'autopsie des petits animaux dans le laboratoire de la rage nécessite de couper les muscles crâniens et à l'aide d'un marteau et un ciseau pour ouvrir la partie dorsal caudale du calvarium6. L'enlèvement de cette zone de calvarium expose le cerveau postérieur, y compris le cervelet entier et le tronc crânien de cerveau. Des techniques d'autopsie modifiées peuvent être pratiquées sur la partie ventrale du crâne, en évitant les grands muscles crâniens et les régions plus épaisses du crâne. Cependant, ces techniques d'autopsie modifiées ne sont possibles que lorsque le spécimen est sans vertèbres cervicales.
De même, le tissu cérébral chez les grands animaux peut être enlevé en séparant les muscles crâniens et en ouvrant la partie dorsal caudale du crâne7. Des efforts considérables sont nécessaires pour exposer le cervelet et le tronc cérébral car les crânes des plus grands animaux sont généralement plus épais. Pour éviter de pénétrer le crâne, la tête d'un gros animal est positionnée de sorte que la partie ventro-caudale du crâne est face au technicien. À l'aide d'instruments modifiés, le cervelet et le tronc cérébral sont enlevés par le magnum foramen. Ceci est similaire à la méthode d'acquisition d'échantillons recommandée par le Laboratoire de référence de l'Union européenne tSE pour les enquêtes sur l'encéphalopathie spongiforme transmissible (TSE)8. Les vertèbres crâniennes doivent être enlevées à l'avance pour donner accès au magnum foramen.
L'application de ces techniques est bénéfique pour les techniciens dûment formés dans les laboratoires de la rage. Comme le laboratoire de la rage reçoit des échantillons de différentes tailles, des chauves-souris juvéniles aux chevaux de trait adultes9, le technicien a plusieurs méthodes à choisir en fonction de la circonstance individuelle. La méthode démontrée pour un gros animal est également appropriée pour les vétérinaires qui effectuent des nécropsies sur le terrain, puisque l'expédition d'une tête entière de gros animal pour l'essai de rage est lourde et coûteuse. La mise en œuvre de l'une ou l'autre de ces techniques améliorera la sécurité en diminuant le potentiel de production d'aérosols, en réduisant la manipulation du spécimen et en économisant le temps de traitement. Cependant, comme le domaine n'a pas les mêmes avantages qu'un laboratoire mis en place spécifiquement pour les tests de dépistage de la rage, il est essentiel que toute modification apportée à ces procédures se concentre sur la sécurité, en particulier l'utilisation d'équipements de protection individuelle (PPE).

<table><tbody><tr><td>Cuillère de chimie</td><td>N’importe quel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ciseau à mayonnaise incurvé, pointu-émoussé</td><td>Sklar</td><td>14-2055</td><td>Ciseaux d’opération Sklar 5-1/2 pouces Premium OR Grade Poignée annulaire en acier inoxydable incurvé Sharp/Blunt</td></tr><tr><td>Grand couteau à découper tranchant de qualité restaurant</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Couteau utilitaire festonné de 8 po, manche blanc</td></tr><tr><td>Verrouillage tumor-tenacula</td><td>Diamond Scientific et Chirurgies</td><td>N/A</td><td>Czerny Tenaculum Forcep</td></tr><tr><td>Couteau à talon aiguille modifié (couteau à découper à lame de 6,5 pouces de long rectifié à 0,5 pouce de large)</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Modified 8" Couteau utilitaire festonné, manche blanc</td></tr><tr><td>Marteau maillet orthopédique</td><td>Mortech</td><td>N/A</td><td>Marteau post-mortem avec crochet</td></tr><tr><td>Ciseau à os orthopédique Sharp councilman</td><td>Shandon</td><td>60-5</td><td>Ciseau du conseiller Lame : 2 po x 2,25 po standard 7 po</td></tr><tr><td>Cuillère à soupe aiguisée ou autre cuillère à long manche N’importe</td><td>quelle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pince à pansement en tissu à pointe lisse sans dents</td><td>Shandon</td><td>63-03</td><td>Pince à pouce Shandon à pointe large</td></tr><tr><td>Gants sans latex non poudrés</td><td>N’importe quel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lunettes de sécurité, lunettes ou écran facial N’importe</td><td>quel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Masque chirurgical ou N-95</td><td>Tout</td><td></td><td></td></tr><tr><td>papier kraft, papier de boucherie, tampon absorbant, etc</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>.

techniques d'autopsie de la rage chez les grands et les petits animaux

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

Le New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory reçoit entre 6 000 et 9 000 spécimens par an et effectue des tests de dépistage de la rage pour l'ensemble de l'État, à l'exception de la ville de New York. Le laboratoire de la rage écorferme une variété d'animaux allant de la taille des chauves-souris aux bovidés. La plupart de ces spécimens sont des animaux présentant des signes neurologiques, cependant, moins de 10% effectivement testé positif pour la rage; traumatismes, lésions ou autres agents infectieux comme cause de ces symptômes. En raison du risque d'aérosol des agents infectieux non diagnostiqués, le Laboratoire de la rage n'utilise pas d'outils électriques ou de scies. Trois techniques d'autopsie seront présentées pour les animaux dont les crânes sont impénétrables avec des ciseaux. Le laboratoire a mis en œuvre ces techniques pour réduire l'exposition potentielle aux agents infectieux, éliminer la manipulation inutile de l'échantillon et réduire le temps de traitement. Les avantages d'une technique préférée par opposition à une autre sont soumis au traitement individuel formé du spécimen.

Tous les échantillons terrestres soumis avec des crânes entre le 31 janvier 2019 et le 28 février 2019 avaient des informations concernant la présence d'un cou et la méthode d'autopsie recueillie. Pendant ce temps, 170 têtes ont été nécropsiées avec 18 espèces représentées. 52 % (89/170) ont été correctement décapités. Le reste avait au moins une vertèbre attachée comprenant trois spécimens entiers de corps. La méthode ventrale a été utilisée 75% (128/170) du temps, de ceux-ci, cous étaie...

L'objectif de ce protocole est de démontrer des techniques d'autopsie sûres chez les petits et grands animaux afin d'obtenir des échantillons de tissus satisfaisants pour les tests de dépistage de la rage.

Techniques d'autopsie de la rage chez les grands et les petits animaux

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

La collecte de tissus pour les tests de dépistage de la rage présente des dangers évidents et apparents. Le technicien doit utiliser les méthodes les plus sûres disponibles et porter l’équipement de protection individuelle approprié. Ces protocoles fournissent des techniques d’autopsie sécuritaires sans utiliser d’outils électriques ou de scies, minimisant la production d’aérosols.Le protocole grand animal peut également être exécuté sur le terrain. L’utilisation de la méthode de récupération des échantillons de gros animaux sur le terrain élimine le défi de transporter une tête animale pesant plus de 45 kilogrammes au laboratoire. La méthode des gros animaux est similaire au protocole européen de récupération de l’échantillon d’encéphalopathie spongiforme transmissible et peut être utilisée pour toute enquête utilisant le tronc cérébral et le cervelet.Pour récupérer le cervelet et le tronc cérébral par la méthode ventrale, placez le côté ventral de l’échantillon vers le haut avec le nez dirigé distally vers l’arrière de l’armoire de biosécurité. Tenant un maillet orthopédique dans la main dominante et un ciseau de conseiller dans l’autre main, placez le ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d’angle au ciseau dans l’ouverture en forme de V entre le côté droit des os temporels et occipital. Frapper le dessus du ciseau avec le maillet jusqu’à ce que les deux os se séparent.Et faire une coupe à côté de l’os basisphenoid. Séparez les os temporels et occipital sur le côté gauche du spécimen comme juste démontré. Et utilisez le ciseau pour plier la région V du crâne vers le bas pour exposer toute la zone rhombencéphale du cerveau.Ensuite, utilisez des ciseaux et des forceps pour enlever le tronc cérébral et le cervelet, en enlevant les morceaux de tissu restants du crâne au besoin. Si l’échantillon ne permet pas la position de récupération ventrale de l’échantillon dorsally, avec le nez dirigé distally vers l’arrière de l’armoire de biosécurité. Et utiliser une tenacula tumorale pour saisir le muscle temporal gauche avec les dents de la tenacula.Pressez la poignée pour verrouiller les dents autour du tissu et utilisez un couteau à découper pointu pour couper le muscle temporal jusqu’à l’os. Faites pivoter le spécimen à 180 degrés avec la tenacula et le couteau et répétez l’incision sur le muscle temporal opposé pour exposer le crâne. Remettre la tête à son orientation d’origine et placer le ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d’angle au ciseau au centre du crâne à la jonction des os pariétals et intrapariétals.Et frapper le haut du ciseau avec le maillet jusqu’à ce qu’une ouverture horizontale est faite sur la moitié supérieure du crâne à l’os pariétal. Faites pivoter le spécimen à 180 degrés et faites une ouverture de l’autre côté du crâne comme nous venons de le démontrer. Placez la tête au besoin pour insérer le point du ciseau dans l’extrémité de la première coupe à un angle de 90 degrés à l’ouverture horizontale et frapper le ciseau jusqu’à ce que l’ouverture atteigne l’os occipital.Rouler le spécimen pour faire une ouverture sur l’os occipital opposé de la même manière. Les ouvertures dans le crâne devraient ressembler à un U.Insert à l’envers les dents de la tenacula dans le crâne au fond de la vous et tirer l’os vers l’arrière pour exposer l’extrémité caudale du cerveau et le cervelet. Ensuite, utilisez des ciseaux comme une pelle pour indiscrets sur l’ensemble du cervelet de l’intérieur de la cavité.Et utiliser des forceps tissulaires pour taquiner le tronc cérébral des contre-hommes. Pour la récupération du cervelet et du tronc cérébral des grands animaux, placez le spécimen de façon à ce que la partie dorsale du crâne soit en contact avec la surface de l’autopsie. Avec la partie caudale du crâne et le magnum foramen face à l’avant de l’armoire de biosécurité.Saisissez le tronc cérébral avec des forceps. Insérez autant que possible un couteau à talons aiguilles modifié dans le magnum foramen entre la moelle épinière et les méninges rachidiens et parcourez autour de la moelle épinière pour séparer le cervelet et le tronc cérébral des méninges rachidiens. Puis, tirez la tige hors des contre-hommes avec des forceps.Lorsque le couteau a été inséré à travers le magnum foramen, inclinez doucement la lame pour suivre le long du crâne autant que possible et insérez une spatule ou un couteau en métal avec une poignée assez longue pour atteindre sous le cerveau dans l’espace entre le tissu neuronal et les méninges spinales. Sondez autour du cervelet pour s’assurer que les connexions aux méninges spinales ont été rompues. Lorsque les méninges ont été complètement sectionnées avancer la spatule rostrally et dorsalement pour ramasser le cervelet.Puis ramasser le cervelet avec la spatule. Tous les échantillons terrestres soumis avec des crânes entre le 31 janvier 2019 et le 28 février 2019 avaient des informations concernant la présence d’un cou et la méthode d’autopsie collectée. Pendant ce temps, 170 têtes ont été nécrosées avec 18 espèces représentées.52 % ont été correctement décapités. Le reste avait au moins une vertèbre attachée, y compris trois spécimens de corps entier. La méthode ventrale a été utilisée 75% du temps.De ce nombre, des cous étaient présents sur 49. Trois grands animaux ont été soumis et, dans deux cas, le protocole sur les gros animaux a été utilisé. Un écureuil a été soumis avec un crâne écrasé et tout simplement couper la peau a exposé le tissu cérébral de sorte qu’aucune des méthodes démontrées ont été utilisés.Les tissus utilisés pour fabriquer des diapositives de microscopie et ou extraits de méthodes moléculaires lors du traitement de plusieurs animaux évitent la contamination croisée en utilisant de nouveaux instruments de gants et une zone de travail propre. Soyez prudent lors de l’exécution de ces protocoles car les spécimens peuvent être infectés par le virus de la rage ou d’autres maladies zoonotiques. Notez que des objets pointus peuvent également être présents dans les spécimens.

rabies-necropsy-techniques-in-large-and-small-animals

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Cet article décrit les procédures permettant d'effectuer un examen post-mortem de base d'une souris ou un rat, et la collecte des organes de base, ainsi que plusieurs types d'échantillons difficiles à partir de l'évaluation histologique, microbiologique et la PCR.

Autopsie de diagnostic et de certains tissus et de collecte des échantillons dans les rats et les souris

Cette vidéo démontre la coloration immunohistochimique pour la détection de l’antigène du virus de la rage dans les tissus cérébraux de souris infectés. Le processus comprend la déparaffinisation et le traitement à l’alcool, suivis d’un traitement protéolytique pour améliorer l’accessibilité de l’antigène. La coloration immunohistochimique révèle des précipités rouges, confirmant la présence d’antigènes de la rage dans la coupe tissulaire.

Une coloration immunohistochimique pour la détection des antigènes du virus de la rage

Ce protocole donne un aperçu des procédures d’isolement d’ARN pour le profilage de transcriptomique des tissus ganglionnaires de grands animaux, y compris les étapes dans l’identification et l’excision des ganglions lymphatiques du bétail et la faune, échantillonnage des approches pour assurer la cohérence entre plusieurs animaux et des considérations plus des résultats représentatifs pour la préservation de l’après la collecte et le traitement aux fins d’analyse de RNA.

Collecte et traitement des ganglions lymphatiques des animaux de grande taille pour l’analyse de l’ARN : préparation pour l’étude de transcriptomique ganglion des grandes espèces animales

Les nouvelles techniques de compensation des tissus immunostaining-compatibles comme l'imagerie 3D ultime des organes éclaircis par solvant permettent la visualisation 3D de l'infection cérébrale du virus de la rage et de son environnement cellulaire complexe. D'épaisses tranches de tissu cérébral étiquetées par anticorps sont rendues optiquement transparentes afin d'augmenter la profondeur d'imagerie et de permettre l'analyse 3D par microscopie de balayage laser confocal.

Imagerie 3D haute résolution de l'infection par le virus de la rage dans un tissu cérébral éclairci par solvant

Le test immunohistochimique rapide direct (DRIT) offre une alternative reconnue par l'Organisation mondiale de la santé animale et de l'Organisation mondiale de la santé (OIE/OMS) au test direct d'anticorps fluorescents (DFA) pour le diagnostic de la rage. Ce test permet des applications sur le terrain qui peuvent être effectuées en environ 1 h sur les impressions cérébrales à l'aide de la microscopie légère.

Surveillance accrue de la rage à l'aide d'un test immunohistochimique rapide direct

Ce protocole introduit une procédure d'exploitation de laboratoire standard pour l'essai diagnostique des antigènes de lyssavirus dans les chauves-souris à Taiwan.

Procédure d'exploitation standard pour la surveillance du Lyssavirus de la population de chauves-souris à Taiwan

Une réaction en chaîne de polymérase de transcription inverse imbriquée de Pan-lyssavirus a été développée pour détecter spécifiquement tous les lyssavirus connus. La validation à l’aide d’échantillons de cerveau de la rage de différentes espèces animales a montré que cette méthode a une sensibilité et une spécificité équivalentes au test d’anticorps fluorescent étalon-or et pourrait être utilisée pour le diagnostic systématique de la rage.

Évaluation d’une réaction en chaîne de polymérase de transcription inverse imbriquée universelle pour la détection des lyssavirus

Nous présentons un protocole complet pour le diagnostic post mortem de la rage animale dans des conditions de terrain utilisant un essai immunochromagraphic rapide de diagnostic (RIDT), de l’échantillonnage de biopsie de cerveau à l’interprétation finale. Nous décrivons également d’autres applications utilisant le dispositif pour l’analyse moléculaire et le génotypage viral.

Test de diagnostic immunochromatographique rapide sur le terrain postmortem pour les paramètres limités par les ressources avec d’autres applications moléculaires

Ce protocole présente une approche basée sur qRT-PCR pour déterminer le numéro de copie de gène de nucléoprotéine de virus de rage (N) dans diverses structures anatomiques de cerveau bovin utilisant la transcription in vitro.

Quantitation du virus de la rage dans diverses structures cérébrales bovines

Ce protocole fait la démonstration de l’essai RT-PCR (transcription inverse en chaîne par polymérase en temps réel du pan-lyssavirus LN34), de la collecte de tissus à l’interprétation des résultats, y compris les mises à jour des séquences d’amorces et des formulations afin d’améliorer les performances des tests pour certains lyssavirus et lagomorphes non enragés. Nous démontrons également la configuration de l’essai pour un format LN34 multiplexé à puits unique (LN34M).

Diagnostic post-mortem de la rage chez les animaux par le test actualisé et multiplexé LN34 Real-time Reverse Transcription-Polymerase Chain Reaction

Découvrez les techniques d'autopsie sécurisées pour le dépistage de la rage chez les petits et grands animaux. Ces méthodes manuelles minimisent les aérosols et permettent un prélèvement efficace du tronc cérébral et du cervelet en laboratoire ou sur le terrain.

Techniques d'autopsie de la rage chez les grands et les petits animaux

Explorer plus de vidéos