Waiting
Elaborazione accesso...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Приготовление обогащенного вирусом инокулята при оральной инфекции медоносных пчел (Apis mellifera)

Published: August 26, 2020 doi: 10.3791/61725
Automatic Translation
1, 2, 1
1Department of Entomology, University of Illinois, 2Department of Microbiology, Center for Scientific Research and Higher Education of Ensenada (CICESE)

Summary

Здесь мы описываем два протокола: во-первых, для размножения, извлечения, очистки и количественной оценки большого количества частиц вируса медоносной пчелы без оболочки, включая метод удаления куколок медоносной пчелы, а во-вторых, для проверки последствий вирусной инфекции с использованием высоковоспроизводимого биоанализа в клетке с высокой пропускной способностью.

Abstract

Медоносные пчелы имеют большое экологическое и сельскохозяйственное значение во всем мире, но также подвергаются различным нагрузкам, которые негативно влияют на здоровье пчел, включая воздействие вирусных патогенов. Такие вирусы могут вызывать широкий спектр разрушительных последствий и часто могут быть сложными для изучения из-за множества факторов, которые затрудняют отделение эффектов экспериментального лечения от ранее существовавшей фоновой инфекции. Здесь мы представляем метод массового производства больших количеств вирусных частиц вместе с высокопроизводительным биоанализом для проверки вирусной инфекции и эффектов. В связи с нынешним отсутствием непрерывной, свободной от вирусов клеточной линии медоносных пчел вирусные частицы усиливаются in vivo с использованием куколок медоносных пчел, которые извлекаются из улья в больших объемах с использованием минимально стрессовой методологии. Эти вирусные частицы затем могут быть использованы в биоанализах в клетке медоносных пчел для проверки жизнеспособности инокулы, а также различных других динамик вирусной инфекции, включая взаимодействие с питанием, пестицидами и другими патогенами. Основным преимуществом использования таких частиц является то, что это значительно снижает шансы на введение неизвестных переменных в последующих экспериментах по сравнению с текущими альтернативами, такими как заражение через инфицированную пчелиную гемолимфу или гомогенат, хотя при поиске пчел все же следует соблюдать осторожность, чтобы свести к минимуму фоновое заражение вирусом. Клеточные анализы не заменяют крупномасштабные, реалистичные полевые эксперименты, проверяющие эффекты вирусной инфекции на уровне колонии, а вместо этого функционируют как метод установления базовых вирусных реакций, которые в сочетании с получистыми вирусными частицами могут служить важными инструментами для изучения различных измерений физиологических взаимодействий медоносных пчел и вирусов.

Introduction

Медоносные пчелы (Apis mellifera) играют решающую роль в современном глобальном сельскохозяйственном ландшафте, но в настоящее время страдают от комбинации биотических и абиотических стрессоров, включая воздействие пестицидов, плохой корм, паразитов и патогенов 1,2. Одним из наиболее важных патогенов, вызывающих озабоченность, являются вирусы, многие из которых переносятся другим из основных стрессоров медоносных пчел, паразитическим клещом Варроа (Деструктор Варроа). Эти вирусы могут вызывать множество негативных эффектов у медоносных пчел, включая снижение выживаемости расплода, дефекты развития и паралич, которые могут привести к полному разрушению улья как до, так и после периодов зимовки 3,4,5. Хотя были достигнуты многообещающие успехи в разработке технологий, используемых для борьбы с вирусной инфекцией 6,7,8,9, динамика, с помощью которой многие вирусы размножаются, распространяются и взаимодействуют внутри медоносной пчелы или колонии, все еще плохо изучена 5,10 . Понимание базовой биологии взаимодействия медоносных пчел и вирусов и их взаимосвязей с другими факторами окружающей среды имеет решающее значение для разработки эффективных методов борьбы с вирусами.

Тем не менее, изучение взаимодействия медоносных пчел и вирусов создает проблемы с многочисленными известными и неизвестными факторами, усложняющими процесс. К ним относятся взаимодействия с диетой11,12, воздействие пестицидов13 и генетический фон пчел14,15. Даже если сосредоточиться только на вирусной инфекции, осложнения являются общими, потому что популяции медоносных пчел, как управляемые, так и дикие, всегда имеют некоторую степень фоновой вирусной инфекции, хотя часто без проявления острых симптомов 16,17, а последствия коинфекции вируса не совсем понятны18. Это затруднило изучение эффектов вируса медоносных пчел.

Многие исследования вируса медоносных пчел использовали косвенные вирусные инфекции для поиска взаимодействий с другими стрессорами, наблюдая, как фоновые инфекции изменяются при других методах лечения 12,19,20,21. Хотя этот подход был успешным в выявлении важных эффектов, особенно в обнаружении того, как пестициды или диетические методы лечения влияют на уровни и репликацию вируса, прививка вирусной обработкой известного содержания и концентрации имеет решающее значение для экспериментального тестирования динамики вирусной инфекции. Тем не менее, отделение экспериментального лечения от фоновой инфекции также может представлять проблемы. В полевых исследованиях исследователи дифференцировали штаммы вируса деформированного крыла (DWV), чтобы предоставить доказательства передачи вируса от медоносных пчелшмелям 22, но использование этого подхода было бы затруднено только для медоносных пчел. Вирусные инфекционные клоны являются мощным инструментом не только для отслеживания инфекции 23,24,25, но и для обратных генетических исследований вирусов медоносных пчел и для исследований взаимодействия вирус-хозяин 26,27,28. Однако в большинстве случаев инфекционные клоны по-прежнему необходимы для выполнения инфекционного цикла внутри клеток для производства частиц. Такие частицы предпочтительны в качестве инокул для экспериментального лечения, потому что их инфекционность выше, чем у голой вирусной РНК, а инокуляция инкапсидированными геномами имитирует естественную инфекцию.

Производство чистых, незагрязненных инокул вируса медоносных пчел (штаммы вируса дикого типа или штаммы, полученные из инфекционных клонов) также создает проблемы. В первую очередь это связано с трудностями в получении надежной, непрерывно реплицирующейся, безвирусной клеточной линии медоносных пчел для получения вирусов чистого штамма29,30. Хотя некоторые клеточные линии были произведены, эти системы остаются несовершенными; Тем не менее, есть надежда, что жизнеспособная клеточная линия может быть произведена29, что позволит более точно контролировать производство и исследование вируса. До тех пор, пока такая линия не станет широко доступной, большинство протоколов производства вирусов будут по-прежнему полагаться на использование in vivo вирусов производства и очистки 18,31,32,33,34. Эти подходы включают идентификацию и очистку вирусных частиц, представляющих интерес (или производство инфекционного клона) и использование их для заражения медоносных пчел, обычно в виде куколок. Куколкам вводят вирус-мишень, а затем приносят в жертву, а затем извлекают и очищают частицы. Однако, поскольку ни одна пчела не свободна от вирусов, в любом таком концентрате всегда присутствует некоторая степень заражения от следов других вирусов, и, следовательно, необходимо проявлять большую осторожность при выборе пчел с низкой вероятностью фоновых инфекций. Кроме того, методы удаления куколок из гребенчатых ячеек для использования в этих протоколах33 являются очень трудоемкими и могут вызывать стресс у пчел, ограничивая производство этими средствами18,32. Здесь мы сообщаем об альтернативном методе, который позволяет в больших масштабах удалять личинок с небольшим трудом и меньшей механической нагрузкой на пчел.

После того, как куколки получены и введены с начальным вирусным инокулятом, их необходимо инкубировать, чтобы обеспечить вирусу время для репликации. Впоследствии полученные вирусные частицы могут быть переработаны в форму, пригодную для заражения экспериментальных пчел. Существует несколько простых методов для достижения этого, в том числе использование сырого гомогената35,36 или гемолимфы, полученной от вирусно инфицированных пчел в качестве источника инфекции37. Эти методы эффективны, но имеют большую вероятность введения неизвестных переменных из фонового субстрата (например, других факторов в гомогенатах мертвых пчел). Кроме того, желательно концентрировать частицы, если эксперимент требует введения большой, известной дозы вируса за короткий промежуток времени. Поэтому для лучшего контроля предпочтительнее использовать методы, допускающие некоторый уровень очистки и концентрацию вирусных частиц. Как правило, серия этапов осаждения и центрифугирования приведет к удалению почти всего возможного нецелевого вирусного материала33.

После получения этого концентрированного инокулята полезно количественно оценить вирусные титры (qPCR) и охарактеризовать его биоанализами in vivo, чтобы проверить его жизнеспособность и способность вызывать смертность, а также подтвердить, что повышенные титры вируса получены после заражения. Это может быть достигнуто с помощью инъекционных экспериментов (либо в куколок, либо во взрослых особей) или экспериментов по кормлению (в личинок или взрослых особей). Хотя все эти подходы возможны, кормление групп взрослых пчел в клетке часто является самым быстрым и простым. Клеточный метод анализа также широко используется для тестирования различных других методов лечения на пчелах, включая токсичность пестицидов38, развитие яичников39 и влияние питательных веществ на поведение40,41 и, следовательно, может стать хорошей основой для экспериментов, связывающих вирусную инфекцию с другими факторами42.

Здесь мы описываем надежный метод получения больших количеств получистых, высокообогащенных вирусных частиц без использования дорогостоящей ультрацентрифуги, включая метод удаления куколок, который уменьшает трудовую и механическую нагрузку на пчел, и высоковоспроизводимый, высокопроизводительный биоанализ для тестирования вирусной инфекции и эффектов. Жестко контролируя чистоту вирусной инокулы, исследователи могут уменьшить вариации вирусного ответа медоносной пчелы по сравнению с другими методами вирусной инокуляции. Кроме того, биоанализ может проверять вирусные эффекты на уровне небольших групп с использованием высоковоспроизводимых экспериментальных единиц перед масштабированием до реалистичных в полевых условиях, что гораздо более трудоемко для управления. В сочетании эти два метода предоставляют необходимые инструменты для исследований, которые могут помочь улучшить наше общее понимание физиологических взаимодействий между медоносными пчелами и вирусом.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Массовое извлечение пчел Вариант 1: самоудаление личинок

  1. Поместите матку медоносных пчел в пустую, вытянутую рамку Лангстрота и верните ее в свою колонию. Дайте матке отложить яйца на этом каркасе в течение 24 ч.
    1. Проверьте рамку через 24 часа, чтобы убедиться, что большинство гребенчатых клеток содержат недавно отложенные яйца. В зависимости от матки и колонии, яйца иногда откладываются не очень хорошо в первые 24 ч. Если это произойдет, подождите еще 24 часа и отрегулируйте время по мере необходимости.
  2. После 24-часового периода яйцекладки отпустите матку. Четко отметьте рамку и верните ее в колонию.
  3. Ровно через 192 ч (8 дней) после того, как матка находится в клетке (при условии нормальной откладки яиц в течение первых 24 ч; 8 дней отмечает точку прямо перед окукливанием) снимите отмеченную рамку с колонии. Смахните всех взрослых пчел и перенесите каркас в инкубатор в соответствии с внутренними условиями улья (34 °C и относительная влажность 50% (RH)).
    1. Убедитесь, что большая часть рамки заполнена личинками5-й звезды, которые можно узнать по их большим, белым, с-образным телам, плотно прижатым к нижним краям гребенчатых ячеек. Вероятно, также будет несколько клеток, уже покрытых восковым укупоркой, особенно вблизи центра рамы.
  4. Подготовьте контейнеры, соответствующие высоте и ширине заполненного личинками каркаса, чтобы получить5-ю звезду личинок, тщательно очистив внутреннюю и внешнюю поверхности с мылом и водой, затем раствором отбеливателя и, наконец, этанолом. Тщательно высушите контейнер, прежде чем продолжить.
    1. Выровняйте дно контейнеров несколькими слоями бумажных полотенец. Затем добавьте несколько перекрывающихся слоев более тонких, абсорбирующих чистящих салфеток (например, деликатных дворников) или фильтровальной бумаги. Материал должен быть абсорбирующим. Избегайте перекрытия верхнего слоя, чтобы улучшить легкость будущего переноса личинок.
  5. Поместите рамки лицевой стороной вниз (с фокальными личинками, обращенными вниз) поверх контейнеров, чтобы личинки могли упасть на слой очищающих салфеток.
    1. Накройте контейнер и раму шатром из алюминиевой фольги или другим покрытием, чтобы сохранить влагу и вернуть установку в инкубатор. Оставьте настройку на ночь. Естественная склонность личинок к поиску пищи заставит их выползти из своих клеток и упасть на мягкую поверхность внизу.
  6. Подготовьте отдельные лотки для переноса, тщательно очистив их, выполнив те же действия, которые описаны в 1.4. Дайте лоткам высохнуть и обложите дно чистящими салфетками. Лотки не должны соответствовать каким-либо конкретным размерам, но более мелкие лотки позволят легче манипулировать личинками.
    1. Начните переносить личинок из контейнеров в лотки, осторожно снимая отдельные салфетки с верхнего слоя в контейнерах и осторожно выливая личинок на лотки. Личинки должны были упасть в контейнеры за ночь, образовав несколько липких масс (рисунок 1А).
    2. Используйте тупые мягкие щипцы, чтобы отделить личинки и разложить их по всей поверхности лотков. Они не должны быть равномерно расположены и могут быть близко друг к другу, но не должны касаться. Смотрите рисунок 1B для визуального изображения разделенных личинок.
    3. Воспользуйтесь этой возможностью, чтобы удалить любые поврежденные (обесцвеченные) или ниже среднего размера личинки. Они с большей вероятностью умирают во время процесса созревания и могут принести инфекции / грибковый рост по всему лотку.
  7. Накройте лоток алюминиевой фольгой, чтобы сохранить влагу и вернуть установку в инкубатор.
  8. Ежедневно проверяйте личинок и удаляйте все, которые обесцвечены (темно-коричневые или черные).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Личинки / пре-куколки будут испражняться на чистящие салфетки, проявляясь в виде небольших коричневых пятен. Они также могут производить небольшое количество белых, тонких ремней в рамках процесса укупорки. Ни один из этих случаев не требует замены чистящих салфеток, если они являются абсорбирующими.
  9. Позвольте личинкам окупиться и созреть до стадии белоглазого глаза, которую можно определить по их общей форме, соответствующей форме взрослой пчелы, при этом все еще не имея пигментации в глазах и большей части остальной части тела. Это должно произойти между 14 и 15 днями после клетки матки. Куколки теперь готовы к инъекции вируса. Рисунок 1C, 1D для примеров белоглазых куколок.

2. Массовое извлечение пчел Вариант 2: ручное иссечение куколок

ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя вариант 2 (иссечение куколки) является жизнеспособным методом экстракции пчел, он также имеет несколько недостатков по сравнению с вариантом 1 (самоудаление личинок). Вариант 2 гораздо более трудоемкий, его сложнее контролировать для роста куколок и, как правило, более стрессовый для самих пчел. По возможности рекомендуется использовать вариант 1.

  1. Выберите из подходящей колонии каркас из выводка медоносной пчелы, содержащего куколок на стадии белых глаз или рядом с ней (см. описание в 1.9). Снимите укупорку с гребенчатых клеток, расположенных вблизи центра и краев каркаса, чтобы подтвердить наличие соответствующей стадии развития.
  2. Перенесите раму в инкубатор, установленный на 34 °C и относительную влажность 50%. Всегда возвращайте раму в инкубатор, когда она не используется немедленно.
  3. Подготовьте и очистите передаточные лотки, идентичные описанным в 1.6.
  4. Снимите рамку с инкубатора и установите на угловую подставку под источником света. Смочите небольшую стопку бумажных полотенец водой.
  5. Очистите пару тупых жестких щипцов, используя этанол. Используя чистые щипцы, удалите укупорку из клеток, содержащих белоглазых куколок, заботясь о том, чтобы не повредить куколок в процессе.
  6. Один за другим аккуратно иссейте куколки из гребенчатых клеток. Безопаснее всего захватывать куколки вокруг грудной клетки и живота с помощью кончиков щипцов, если есть достаточно места. Если нет, однако, куколки также могут быть удалены, захватив голову и медленно выкручивая ее достаточно далеко, чтобы затем схватить по всему телу.
    1. Накройте части рамы, к которым не осуществляется немедленный доступ, влажными бумажными полотенцами, чтобы сохранить влагу. Удалите и замените по мере необходимости во время процесса иссечения.
  7. Разместите иссеченные куколки вдоль чистящих салфеток в передаточных лотках, убедившись, что ни одна из них не касается. Любые обезображенные или обесцвеченные куколки должны быть выброшены. Куколки теперь готовы к инъекции вируса.
    1. Выбросьте куколки, которые выделяют жидкость при контакте с салфетками; они, вероятно, были проколоты. Иногда куколки будут демонстрировать небольшие темные пятна меланизации вблизи точек контакта с щипцами в течение 1 ч после удаления. Это не должно влиять на выживание. При появлении больших пятен меланизации пораженные куколки следует отбросить.

3. Инъекция вируса куколки

ПРИМЕЧАНИЕ: Если этот протокол выполняется впервые (т.е. без предварительных запасов вирусных инокул), сначала извлекайте и концентрируйте частицы с использованием взрослых особей, куколок или личинок из колонии с подозрением на инфекцию. Измерьте вирусные титры в результирующей инокуле, как описано на этапе 5, и определите, какие частицы следует распространять дальше.

  1. Стерилизуйте все рабочие поверхности с помощью отбеливающей воды и этанола перед началом работы с вирусами медоносных пчел. Нитриловые перчатки следует носить в течение всего процесса.
  2. Подготовьте инжекторный аппарат, способный впрыскивать жидкость в количествах ~1 мкл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Одним из недорогих, но эффективных подходов было бы создание устройства ручной работы путем прикрепления подкожной иглы весом 30 г к кончику 100-мкл с несколькими дозаторами (см. Таблицу материалов) с использованием гибкой эпоксидной смолы или другого жидкого клея. Убедитесь, что края крышки иглы плотно прижаты к наконечнику мультидозатора и дайте аппарату высохнуть. На рисунке 2 приведено визуальное изображение примера инжекторного аппарата.
  3. Приготовьте раствор для инъекционного разбавления вируса путем смешивания желаемого типа вирусных частиц со стерилизованным 1x PBS (фосфатно-буферизованным физиологическим раствором) в конической центрифужной трубке объемом 15 мл. Общее необходимое количество будет зависеть от количества куколок, которые необходимо ввести, причем каждая куколка требует инъекции 1 мкл (например, 500 куколок = 5 мкл вирусных частиц + 495 мкл PBS).
  4. Прикрепите инжекторный аппарат к ручной мультипипетке и проверьте эффективность, вытягивая 100 мкл воды из отдельного стакана и дозируя ее в дозах 1 мкл. Убедитесь, что все дозируемые количества равны, заменяя инжекторное устройство по мере необходимости. Очистите оставшуюся воду из инжектора.
  5. Извлеките из инкубатора лотки куколок, образовавшиеся на этапе 1 или 2, и снимите покрытие из алюминиевой фольги.
  6. Очистите пару тупых жестких щипцов, используя этанол. Осторожно схватите отдельную куколку вдоль грудной клетки, оказывая достаточное давление, чтобы заставить внутренние жидкости приложиться к животу. Это должно сделать тергитовые деления более очевидными.
  7. Наберите 100 мкл раствора вирусных частиц с помощью мультипипетки, вставьте иглу между третьим и четвертым брюшными тергитами и введите 1 мкл раствора вируса. Повторите для каждой куколки, разложенной на лотках, позаботившись о том, чтобы избежать повторных инъекций. Любые куколки, поврежденные во время процесса, должны быть выброшены.
    ВНИМАНИЕ: Все материалы, связанные с вирусными препаратами, обозначены как биологические опасности и должны быть автоклавированы и утилизированы в соответствии с институциональными руководящими принципами. Иглы также следует утилизировать в соответствии с институциональными руководящими принципами.
  8. Накройте лотки введенных куколок алюминиевой фольгой и верните в инкубатор. Дайте вирусным частицам размножаться внутри куколок в течение 3-5 дней.
    1. Выполняйте ежедневные проверки куколок и удаляйте любые мертвые или гниющие образцы, чтобы предотвратить накопление бактерий или грибков. Небольшие точки меланизации могут появиться в месте инъекции на брюшной полости, но не должны влиять на выживаемость.
  9. Отбирайте пробы куколок в конические центрифужные трубки объемом 50 мл и вихрь для гомогенизации содержимого, заботясь о том, чтобы отбирать куколки в пробирки по колониальному источнику, чтобы уменьшить загрязнение от нецелевых вирусов. Убедитесь, что не осталось целых куколок, и переложите пробирки в морозильную камеру с температурой -80 °C до готовности к осаждению и концентрации вирусных частиц.

4. Концентрация вирусных частиц

ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол не был протестирован для восстановления вирусов в оболочке.

  1. Автоклавируйте все материалы и контейнеры перед использованием. Нитриловые перчатки, лабораторные халаты и средства защиты глаз следует носить во время всего этого процесса. Стерилизуйте все рабочие поверхности с помощью отбеливающей воды, этанола и раствора, инактивирующего РНКазу, перед началом.
    1. Приготовьте 1x TES (Tris-EDTA-соль) буфер: смешайте 10 мМ Tris-HCL pH 7,5, 2 мМ ЭДТА и 150 мМ NaCl. Стерилизуют автоклавированием.
  2. Разморозить гомогенизированные куколки и перенести в бутылочки-центрифуги. Добавьте приблизительно три объема 1x PBS (например, добавьте полный пробирку куколок объемом 50 мл к 150 мл 1x PBS) и выровняйте объемы с объемом самой полной бутылки.
  3. Перемешайте сначала вручную, а затем поместите на орбитальный шейкер при комнатной температуре в течение 10 мин.
  4. Центрифуга при 15 000 х г при 4 °C в течение 5 мин для удаления клеточного мусора. Повторите этот шаг по мере необходимости, если клеточный мусор остается.
    1. Если супернатант имеет большие шарики жира, плавающие на поверхности, процедите марлю в отдельные стерильные бутылки центрифуги, прежде чем продолжить.
  5. Экстрагировать надосадочный материал с 0,3 объемами раствора хлороформа:изоамилового спирта 24:1 (например, 190 мл супернатанта + 57 мл хлороформа:изоамилового спирта) и смешивать путем инверсии. Центрифуга при 21 000 х г при 4 °C в течение 20 мин.
    ВНИМАНИЕ: Избегайте прямого контакта с хлороформом на коже или глазах. Всегда носите правильные СИЗ. Все хлороформные отходы должны удаляться в соответствии с институциональными руководящими принципами.
  6. Восстановите водную фазу из каждой бутылки, декантируя супернатант в отдельные стерильные стаканы по 500 мл в ледяной ванне или в холодной камере с температурой 4 °C. Позаботьтесь о том, чтобы избежать загрязнения супернатанта хлороформом, так как это затруднит процесс очистки; лучше немного потерять водную фазу.
  7. Добавьте воду без РНКазы, чтобы довести каждый стакан до объема 200 мл. Поместите стаканы на магнитные пластины и опустите в перемешивание среднего размера. Установите тарелки для перемешивания при средне-низкой настройке.
  8. Медленно добавляйте NaCl к каждому стакану при постоянном мягком перемешивании, доводя каждый до конечной концентрации 2,3% (например, 4,6 г NaCl на 200 мл супернатанта). Добавляйте полиэтиленгликоль 8000 (ПЭГ) в каждый стакан до конечной концентрации 7% (например, 14 г ПЭГ на 200 мл надосадочного вещества).
  9. Накройте стаканы алюминиевой фольгой и продолжайте перемешивать со средне-низкой скоростью на льду или в холодном помещении в течение 1-5 ч для растворения ПЭГ. Чем больше времени затрачено на перемешивание, тем тщательнее ПЭГ растворится.
  10. Выключите тарелки для перемешивания. Инкубируйте покрытые стаканы в течение 1-3 дней на льду или в холодном помещении, чтобы позволить вирусным частицам и белкам выпасть в осадок. Чем больше времени затрачено на инкубацию, тем больше частиц будет выпадать в осадок.
  11. Переложите содержимое каждого стакана в отдельные чистые бутылки для центрифуг и центрифугу при 15 000 х г при 4 °C в течение 30 мин для извлечения гранулы частиц PEG. Выбросьте супернатант.
  12. Осторожно соскоблите гранулы частиц PEG с боков бутылки и повторно суспендируйте их в минимальных объемах 1x TES буфера внутри чистых стаканов, медленно добавляя небольшие количества TES к гранулам (примерно 10 мл на 100 оригинальных пчел).
  13. Пропустите суспендированную гранулу через иглу 18 Г не менее десяти раз, прежде чем аликвотировать в 2 мл центрифужные трубки. Держите все трубки на льду до готовности к 4.14.
  14. Центрифуга 2 мл трубки при 13 000 х г при 4 °C в течение 15 мин для удаления дополнительного ПЭГ. Переместите супернатант в другую 2 мл центрифужную трубку с помощью пипетки объемом 1000 мкл и повторите этап центрифугирования, чтобы обеспечить полное удаление всех ПЭГ.
  15. Сконцентрируйте оставшиеся частицы в супернатанте в новых центрифужных трубках с использованием центробежных фильтрующих установок (отсечка 100 кДа) с помощью нескольких раундов центрифугирования при 14 000 х г при комнатной температуре (RT) в течение 10 мин каждая до достижения примерно одной пятой исходной концентрации (10 мл раствора частиц TES примерно до 2 мл концентрированных частиц). Фильтрующие блоки бывают разных размеров; выбрать наиболее подходящий для количества обрабатываемых образцов. Устройства, которые помещаются в конические трубки размером 15 мл, обычно являются наиболее подходящими.
  16. Повторно суспендируют концентрированные частицы, проходя через подкожную иглу 26 Г и центрифугу при 14 000 х г при RT в течение 5 мин для одного заключительного раунда удаления ПЭГ. Если жидкость все еще мутная, повторяйте до тех пор, пока не будет удален весь осадок ПЭГ.
  17. Аликвотирование вязкого супернатанта в желаемые количества и хранение при -80 °C до готовности к использованию.

5. Извлечение и количественная оценка РНК вируса

  1. Экстрагируйте РНК из целых пчел или концентрированных вирусных частиц с использованием любого подходящего метода экстракции РНК (например, реагента экстракции РНК TRIzol с последующей обработкой ДНКазой).
  2. Количественная оценка титров вируса в инокуляте, генерируемом на этапе 5.1 с помощью RT-qPCR, предпочтительно с использованием метода, основанного на стандартной кривой, который не полагается на экспрессию гена хозяина18, хотя другие методы также могут допускать оценки.

6. Биоанализ вирусного питания

  1. Подготовьте все необходимые материалы для биоанализа перед этапом сбора каркаса (6,2) или в течение 24-часового периода появления пчел (6,3).
    1. Подготовьте чистые клетки или другие корпуса, способные вместить количество пчел, необходимое для биоанализа (например, клетки акрилового ящика размером 10,16 см х 10,16 см х 7,62 см), заткнув все отверстия питателя центрифужной трубкой соответствующего размера (рисунок 3). Определите и рандомизируйте методы лечения среди клеток и пометьте каждое из них с их назначенным лечением для легкого использования в будущем.
    2. Подготовьте лотки для инокулята, маркируя отдельные весовые лодки среднего размера соответствующей клеткой и обработкой.
    3. Приготовьте питательный раствор, смешав соответствующее количество сахарозы с деионизированной водой (например, 300 г сахарозы на 1 л воды для 30% раствора сахарозы), обязательно стерилизуя воду до и после добавления сахарозы. Стерильный раствор сахарозы можно хранить в холодильнике с температурой 4 °C в течение нескольких недель, но при появлении помутнения следует выбросить.
    4. Подготовьте питательные трубки, частично заполнив центрифужные трубки объемом 15 мл питательными растворами, произведенными в 6.1.3, перевернув их и проделав 1-2 отверстия вокруг кончика трубки с помощью миниатюры. Отверстия также могут быть расплавлены с помощью подкожной иглы 18G, нагретой над пламенем. Убедитесь, что крышки трубок подачи привинчены очень плотно, так как незакрепленные колпачки могут вызвать медленные утечки, которые утопят обитателей клетки в течение ночи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Питательные растворы и объем питательной трубы могут быть отрегулированы по мере необходимости в соответствии с экспериментальными потребностями.
    5. Подготовьте коллекцию, пригодную для вновь появившихся пчел, слегка покрыв края большой ванны растительным маслом или аналогичным жирным веществом. Отдельно подготовьте несколько маленьких стаканчиков, используя тот же метод нанесения покрытия.
  2. Выберите и удалите рамки расплода медоносной пчелы на грани эклозии, полученной по крайней мере из трех отдельных ульев. Соответствующим образом выдержанные пчелы напоминают полностью пигментированных взрослых особей под укупоркой клеток гребня. Верным признаком продолжающегося появления является наблюдение за обитателями клеток, медленно жующими свой выход и / или недавно опорожненными клетками с характерными зубчатыми следами жевания вдоль воскового укупорки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Точное количество требуемых кадров будет зависеть от размера эксперимента, количества появляющегося расплода на кадр и времени года. Стандартная глубокая рамка Langstroth содержит ~3000 гребенчатых ячеек на сторону; каркас, содержащий в основном куколок, с некоторыми наблюдаемыми появляющимися, может легко произвести более 400 пчел за 24 часа. Корректируйте в течение всего сезона, по мере необходимости.
  3. Смахните всех взрослых пчел, прежде чем поместить рамки в ящики для всходов и перенести их в инкубатор, соответствующий внутренним условиям улья (34 ° C и 50% относительной влажности). Дайте пчелам выйти на поверхность в течение 24 ч.
  4. Выньте из инкубатора ящики для всходов и засуньте всех вновь появившихся пчел в ванну для сбора. Обязательно удалите всех пчел из ящиков для всходов, чтобы предотвратить включение неправильно выдержанных пчел в любые последующие чистки. Любая пчела, способная летать, появилась > 24 часа назад и должна быть исключена из биоанализа.
  5. Произведите гомогенизированную смесь вновь появившихся пчел, аккуратно перемешав пчел в коллекционной ванне вручную (они не могут жалить в этом возрасте), чтобы свести к минимуму генетические эффекты улья от любой отдельной колонии. Для конкретных применений могут быть желательными другие механизмы для источника колонии.
  6. Насчитайте 35 отдельных пчел, поместив каждую из них в одну и ту же смазанную маслом чашку, прежде чем перенести содержимое в акриловую клетку. В качестве альтернативы может быть проще разделить меньшие кратные пчелы на несколько смазанных стаканчиков (например, 5 чашек по 7 пчел в каждой), чтобы избежать ошибок неправильного подсчета. Количество используемых пчел может варьироваться в зависимости от потребностей и применений.
  7. Перенесите клетки пчел в инкубатор (34 ° C и 50% относительной влажности), обязательно следуя рандомизированному порядку размещения, созданному в 6.1.1, чтобы свести к минимуму любые потенциальные эффекты микроклимата.
  8. Подготовьте рабочее пространство для работы с вирусами, очистив все поверхности и пипетки отбеливающей водой, этанолом и раствором, инактивирующим РНКазу, перед началом. Обязательно надевайте нитриловые перчатки при работе с вирусными частицами.
  9. Приготовьте вирусный инокулят желаемой концентрации путем размораживания соответствующего количества концентрированных вирусных частиц (этап 4.17) и тщательного смешивания с достаточным количеством раствора сахарозы (этап 6.1.3) в стерильном контейнере. Для клеток по 35 пчел каждая требует 600 мкл инокулята. Серийные разведения рекомендуются, если желаемая концентрация вируса находится на уровне или ниже 0,1%.
    1. Например, эксперимент с участием 40 клеток, в которых требуется 1% инокулятор вируса, потребует 24 мл раствора вируса, который может быть создан путем объединения 240 мкл концентрированных вирусных частиц с 23,76 мл раствора сахарозы. Рекомендуется включать примерно 15% превышения в первоначальный объем, так как некоторые потери следует ожидать с вязкими жидкостями.
  10. На каждый лоток выложить лотки с инокулятом, приготовленные в пункте 6.1.2, отсортированные по типу обработки, и пипетку по 600 мкл соответствующего инокулята.
    1. Осторожно вставьте лотки с инокулятом в соответствующие клетки, заботясь о том, чтобы случайно не выпустить пчел. Воспользуйтесь этой возможностью, чтобы отсканировать пчел и заменить тех, кто мог умереть в процессе передачи.
  11. Добавьте к полному расходу инокулы (приблизительно 12-14 ч) перед удалением трубок центрифуги, блокирующих верхнее отверстие питателя, вставив соответствующие питательные трубки, подготовленные в 6.1.4. Это помогает гарантировать, что пчелы в клетке равномерно распределяют инокулятив по всей популяции. Раствор сахарозы предоставляется ad libitum , и трубки должны быть заполнены по мере необходимости на протяжении всего эксперимента.
  12. Регистрируйте смертность в каждой клетке с интервалом 12 ч в течение первых 72 ч каждого эксперимента, после чего сдвигайте запись на интервалы 24 ч. Удалите мертвых пчел из клеток, чтобы облегчить будущие подсчеты, сдвинув дверцу клетки вверх достаточно далеко, чтобы пара щипцов могла войти и вычерпнуть мертвых пчел. Обязательно стерилизуйте щипцы над спиртовой лампой между клетками, чтобы предотвратить вирусное перекрестное загрязнение.
  13. Выборка пчел для измерения вирусного титра (5,1-5,2) путем случайного отбора живых образцов в каждой клетке и помещения их в центрифужные трубки на сухом льду. Как правило, трех пчел достаточно, чтобы произвести измерения вирусного титра в любой заданный момент времени без обезлюдения клетки.
  14. Продолжайте регулярные измерения смертности до тех пор, пока это необходимо.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Успешное следование протоколам (Рисунки 1) для инъекций куколок и вирусной экстракции должно производить большое количество вирусных частиц. Тем не менее, отбор проб и инъекция куколок, полученных из различных колоний в несколько временных точек, максимизируют шансы на приобретение целевого вируса с низким уровнем загрязнения. Динамика, с помощью которой вирусы реплицируются и взаимодействуют друг с другом в медоносной пчеле, не совсем понятна; в сочетании с вероятностью ранее существовавшей инфекции нет никакой гарантии, что введенный (желаемый) вирус станет доминирующим в любой данной куколке, даже если куколки были отобраны из той же первоначальной колонии. Рисунок 4 демонстрирует потенциальный диапазон вирусных пропорций, которые можно было бы ожидать увидеть после экстракции. Четыре показанные колонии представляют собой подмножество более крупных усилий по сбору вируса, в которых каждой куколке первоначально вводили ~ 95% израильского вируса острого паралича (IAPV). Хотя 10 из 16 образцов колоний, участвовавших в этих экстракциях, содержали высокочистый IAPV (> 95%), включая некоторые > 99% (например, Colony 1), другие образцы различались по своей пропорции IAPV (например, Colony 2-3), причем в некоторых даже доминировали другие вирусы, такие как вирус деформированного крыла (DWV) (например, Colony 4).

Таблица 1 предоставляет дополнительный контекст для уровня амплификации четырех вирусов (BQCV, DWV, IAPV, SBV), показанного на рисунке 4 , в виде значений порогового цикла RT-qPCR (Ct) (точка, в которой мишень ПЦР достигает порога обнаружения) и общих эквивалентов генома вируса (ge) на 100 нг РНК. Значения Ct могут использоваться в качестве предиктора пропорций, но значения ge должны быть рассчитаны с использованием метода17 на основе стандартной кривой. Обратите внимание, что фактическое количество частиц (т.е. ge) зависит от количества обработанных куколок и жесткости фильтрации в процессе экстракции.

Препараты вирусных частиц (амплифицированный инокулят) следует хранить при -80 °C и рекомендуется аликвотировать их, так как они значительно разлагаются при многократных циклах замораживания-оттаивания18. Кроме того, анализы «доза-реакция» всегда должны проводиться до экспериментов, так как множество внешних факторов (генетика улья, здоровье пчел и т. Д.) Могут привести к сильно варьируемому вирусному ответу. Используя данные, полученные из экспериментальных клеток (рисунок 3), рисунок 5 демонстрирует такую изменчивость путем сравнения кривых выживаемости доза-реакция медоносных пчел, которых кормили одними и теми же частицами IAPV в течение двух разных лет. Несмотря на идентичные параметры тестирования, включая одну и ту же вирусную инокулу и тестовые концентрации в диапазоне от 1% до 0,01% IAPV, испытания, проведенные в 2018 году (рисунок 5A) и 2019 году (рисунок 5B), показали заметно разные реакции выживаемости во всех, кроме контрольного лечения, которое не получило вируса в своей инокуляции сахарозы. Обратите внимание, что при желании расчеты LD50 также могут быть выполнены на этом этапе для получения более точных измерений смертности43, но это обычно не требуется, поскольку приближения, как правило, достаточны. В 2018 году доза 1% привела к примерно 50% выживаемости через 72 часа после заражения (hpi), что сделало ее стандартной концентрацией для большинства экспериментов с вирусными клетками, проведенных в этом году. Тем не менее, эта же доза достигла почти общей смертности в 2019 году в тот же момент времени, и в результате большинство экспериментов с вирусными клетками, проведенных в этом году, получили 0,01% инокулята IAPV. Эта значительно более низкая концентрация достигла того же уровня смертности, что и 1% инокулятив IAPV в 2018 году, а также использовала в 100 раз меньше вирусных частиц.

Эти данные были получены с помощью биоанализов с использованием клеток, аналогичных той, что показана на рисунке 3. Отверстия для кормушки сверху и сбоку позволяют легко контролировать диету, а раздвижная дверца клетки позволяет легко добавлять или удалять предметы из среды клетки, такие как лотки для инокулята или мертвые пчелы. Тем не менее, обобщенный протокол вирусного анализа не ограничивается этими типами клеток или выбором диеты и должен быть изменен в соответствии с экспериментальными потребностями.

Figure 1
Рисунок 1: Репрезентативные изображения различных стадий во время протокола самоуничтожения личинок. (A) Пример личиночной массы, которая ожидалась после ночного периода самоудаления (1.6). (B) Личинки, расположенные отдельно друг от друга на отдельных лотках для инъекций/роста (1.6.3) (C,D) Белоглазые куколки, готовые к вирусной инъекции (1.9). Коричневыми пятнами являются высушенные личинки фрасса, которые не нужно удалять. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Пример инжекторного аппарата, созданного путем объединения подкожной иглы с наконечником мультидозатора. Иглу и наконечник соединяли с помощью жидкого клея для последовательной подачи 1 мкл инъекций жидкости при прикреплении к повторяющемуся пипетке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Пример клетки, используемой в биоанализе вируса. Раствор сахарозы и пыльца были предоставлены ad libitum через отверстия в кормушке в течение всего испытания. Вирусная инокула может быть легко доставлена с помощью лотка, вставленного через дно клетки. Обратите внимание, что тип клетки и содержимое кормушки могут быть скорректированы по мере необходимости в соответствии с экспериментальными параметрами. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Средняя общая нагрузка вируса и пропорции по вирусным препаратам из четырех колоний образцов. Вирусные нагрузки измерялись с помощью RT-qPCR как вирус черной королевы клеток (BQCV) + деформированный вирус крыла (DWV) + израильский вирус острого паралича (IAPV) + эквиваленты генома вируса sacbrood (SBV) (ge) в 100 нг РНК. Каждая колония образцов состояла из более чем 150 гомогенизированных куколок, первоначально введенных с IAPV, и представляет собой типичный диапазон пропорций вируса, генерируемых протоколом инъекции вируса куколки. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Кривые выживаемости «доза-реакция» клеток биоанализа медоносных пчел. Клетки 2018 (A) и 2019 (B) были привиты IAPV и получали 30% раствор сахарозы ad libitum на протяжении всего испытания. Методы лечения представляют собой концентрации инокулы IAPV с 10-2 до 10-4 , обозначающими от 1% до 0,1% препаратов частиц IAPV, смешанных в 30% растворе сахарозы; контрольные прививки сахарозы не содержали вируса. n = 56 клеток в 2018 году; n = 77 клеток в 2019 году. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Таблица 1: Средние значения порогового цикла (Ct) и эквиваленты генома на 100 нг РНК вирусных смесей в четырех вирусных препаратах из четырех образцов колоний. Каждая колония образцов состоит из более чем 150 гомогенизированных куколок, генерируемых протоколом инъекции вируса куколки. Вирусы были обнаружены с помощью RT-qPCR с использованием конкретных праймеров для каждого вируса. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту таблицу.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Здесь мы изложили методы, детализирующие каждый этап процесса амплификации вируса и подготовки запасов инокулята, включая сбор личинок и размножение вируса, экстракцию и концентрацию, а также вирусную обработку в виде экспериментов по кормлению в клетке. Эти методы позволяют производить получистые вирусные частицы (рисунок 4), эффективность которых может быть последовательно количественно оценена путем тестирования смертности от доза-реакция для вирусов, смертельных для взрослых (рисунок 5). После подтверждения инфекционной способности и/или патологии генерируемые частицы могут быть использованы в биоанализах для выяснения взаимодействия между медоносными пчелами и вирусами медоносных пчел.

Одним из наиболее отличительных преимуществ описанных протоколов является то, что каждый из них легко масштабируется до большого объема, будь то собранные куколки, произведенные частицы или выполненные биоанализы. Используя методы иссечения куколки33, можно ожидать удаления ~ 100 куколок в час, хотя это число будет масштабироваться с мастерством. Тем не менее, метод самоудаления личинок, о котором сообщается здесь, хотя и требует различных процедур планирования и планирования, может легко генерировать в 10-20 раз большее количество удаленных пчел за ночь, при этом требуя сравнительно небольших ручных усилий и меньшей механической нагрузки на пчел.

Основным ограничением этого метода является то, что нет никакого способа гарантировать, что самоудаляющиеся личинки ранее не были заражены Варроа. Регулярная обработка клещей и мониторинг ульев могут свести к минимуму этот риск, но некоторые личинки все еще, возможно, имели некоторый уровень паразитирования Варроа. Однако ручное удаление куколок по отдельности позволяет пользователю наблюдать, присутствуют ли клещи в клетке данной куколки. Кроме того, поскольку процесс самоудаления зависит от пищевого поведения личинок, рамки, содержащие этих личинок, должны быть удалены до окончательного кормления, которое обычно происходит. Только из-за этого отсутствия провизии со стороны рабочих личинки выползают из своих клеток. Таким образом, куколки, полученные с помощью этого метода, испытывают очень короткое окно пищевого стресса по сравнению с личинками, которые развились полностью внутри колонии и могут казаться немного меньше. Это особенно заметно у самых молодых личинок в когорте, присутствующих на каркасе; поскольку матка отложила яйца за 24-часовое окно, этим личинкам не хватает пропорционально большего времени кормления. Они обычно четко заметны во время окукливания из-за их очень небольшого размера по сравнению с теми, которые удаляются ручным иссечением. Однако объем личинок, образующихся при самоудалении, с лихвой компенсирует их уменьшенную индивидуальную биомассу. Кроме того, метод ручного иссечения также может вызвать существенное механическое напряжение для куколок, когда они вытягиваются из своих клеток. Если какой-либо из методов должен использоваться как часть эксперимента, а не только для получения вирусных частиц, следует позаботиться о том, чтобы обеспечить надлежащий контроль.

Независимо от метода экстракции, протокол распространения вируса может генерировать большое количество вирусных частиц с использованием куколок, что сводит к минимуму изменчивость, вызванную другими практикуемыми в настоящее время методами инокуляции вируса 35,36,37 при тестировании вирусного ответа медоносной пчелы. Важно отметить, что этот протокол был оптимизирован и протестирован с использованием вирусов без оболочки в порядке Picornavirales (например, вирус острого паралича Израиля, вирус деформированного крыла). При работе с вирусами в оболочке44 следует придерживаться различных стратегий выделения вирусных частиц. В качестве приблизительного приближения каждый из 16 образцов, участвовавших в усилиях по сбору вируса (которые включали 4 колонии на рисунке 4), был получен из 200-300 введенных куколок и дал от 2 до 2,5 мл концентрированных препаратов вирусных частиц. Предполагая концентрацию вируса в 0,1% и стандартную клетку из 35 пчел, каждый из 16 препаратов вируса обеспечит достаточное количество частиц для 3 300-4 200 клеток. Этот избыток инфекционного материала уменьшает экспериментальные ограничения и позволяет проводить высокопроизводительные биоанализы. Важно отметить, что, хотя концентрат вирусных частиц может оставаться жизнеспособным в течение нескольких месяцев или лет при хранении при -80 ° C, он может медленно снижать инфекционность, даже если подвергаться нескольким циклам замораживания-оттаивания. Поэтому рекомендуется хранить запас вирусного препарата в небольших аликвотах, некоторые из которых затем могут быть использованы для количественной оценки вирусных титров и проверки дозы лечения во время эксперимента. Кроме того, межгодичная изменчивость, продемонстрированная на рисунке 5, еще больше усиливает необходимость периодического тестирования «доза-реакция», тем самым сводя к минимуму вероятность неожиданной потери жизнеспособности вируса.

Сами клеточные биоанализы также имеют ограничения или, по крайней мере, предостережения, которые необходимо учитывать, основным из которых является искусственная природа среды биоанализа клетки (рисунок 3). Группировка пчел в вольеры позволяет проводить вирусное тестирование за пределами индивидуального уровня; клетка становится экспериментальной единицей, а не сама пчела. Хотя это больше похоже на реальную колонию, чем на одну пчелу, которую лечат изолированно, она все еще далека от реалистичной среды улья. Удаленные из социальной среды, включая феромоны матки и расплода, пчел разного возраста и другие сигналы, эти пчелы могут не реагировать так, как полноразмерная колония. Однако это в первую очередь соображения для крупномасштабных экспериментов с использованием клеточной системы. Результаты, полученные в результате клеточных вирусных биоанализов, должны в первую очередь рассматриваться как установление базовой информации, которая может быть использована для информирования о будущих решениях по тестированию вирусов, масштабируемых до более реалистичных условий в полевых условиях по желанию пользователя.

Методы, описанные здесь, обеспечивают стандартизированный процесс массового производства вирусных частиц для использования в вирусных анализах медоносных пчел. Такие анализы уже были внедрены для изучения различных аспектов взаимодействия медоносных пчел и вирусов, включая мультивирусную инфекцию и то, как качество диеты и пищевые добавки влияют на выживаемость перед лицом вирусной инфекции 11,18,45,46. Они были расширены для использования в общеколониальных инфекционных экспериментах 11,47 и для изучения влияния инфекции на поведение47 и экспрессию генов48. В целом, эти методы обеспечивают базовую линию в инструментах, которые могут быть использованы для производства и оценки инокулы вируса медоносных пчел.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Мы хотели бы поблагодарить д-ра Джулию Файн за ее идеи и обсуждение в процессе создания протокола, а также д-ра Кассондру Вернье за ее полезные комментарии на протяжении всего редактирования. Эти материалы внесли свой вклад в проекты, которые были частично поддержаны Фондом исследований в области продовольствия и сельского хозяйства в рамках гранта ID 549025.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10% bleach solution
24:1 chloroform:isoamyl alcohol SigmaAldrich C0549
70% ethanol solution
Cages for bioassay Dependent on experimental setup
Combitips Advanced 0.1 mL Eppendorf 30089405 Optional (if no injector appartus is available)
Containers for larval self-removal Should measure roughly 19" x 9-1/8" (Langstroth deep frame dimensions)
Forceps Blunt, soft forceps for larval separationl; blunt, hard forceps for pupal excision
Fume hood
Incubator Capable of maintaining 34 ºC and 50% relative humidity
Kimwipes Fisher Scientific 06-666 Any absorbent wipe will work
Medium-sized weight boats Serve as inoculum trays
Microcon-100kDa with Biomax membrane MilliporeSigma MPE100025
NaCl
Nitrile gloves
Phosphate buffered saline (PBS) SigmaAldrich P5119
Polyethylene glycol 8000 (PEG) SigmaAldrich 1546605
Refrigerated benchtop centrifuge Capable of 15,000 x g
Refrigerated centrifuge Capable of 21,000 x g
Repeater M4 Multipipette Eppendorf 4982000322 Optional (if no injector appartus is available)
RNAse Away ThermoFisher 7000TS1
RNAse-free water SigmaAldrich W4502
Sucrose
TES SigmaAldrich T1375

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. vanEngelsdorp, D., Meixner, M. D. A historical review of managed honey bee populations in Europe and the United States and the factors that may affect them. Journal of Invertebrate Pathology. 103, Suppl. 1 80-95 (2010).
  2. Goulson, D., Nicholls, E., Botías, C., Rotheray, E. L. Bee declines driven by combined stress from parasites, pesticides, and lack of flowers. Science. 347 (6229), 1255957 (2015).
  3. Chen, Y. P., et al. Israeli acute paralysis virus: Epidemiology, pathogenesis and implications for honey bee health. PLoS Pathogens. 10 (7), 1004261 (2014).
  4. Natsopoulou, M. E., et al. The virulent, emerging genotype B of Deformed wing virus is closely linked to overwinter honey bee worker loss. Scientific Reports. 7 (1), 5242 (2017).
  5. Grozinger, C. M., Flenniken, M. L. Bee viruses: Ecology, pathogenicity, and impacts. Annual Review of Entomology. 64, 205-226 (2019).
  6. Maori, E., et al. IAPV, a bee-affecting virus associated with colony collapse disorder can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology. 18 (1), 55-60 (2009).
  7. Hunter, W., et al. Large-scale field application of RNAi technology reducing Israeli acute paralysis virus disease in honey bees (Apis mellifera, Hymenoptera: Apidae). PLoS Pathogens. 6 (12), 1001160 (2010).
  8. Leonard, S. P., et al. Engineered symbionts activate honey bee immunity and limit pathogens. Science. 367 (6477), 573-576 (2020).
  9. Park, M. G., et al. Development of a Bacillus thuringiensis based dsRNA production platform to control sacbrood virus in Apis cerana. Pest Management Science. 76 (5), 1699-1704 (2020).
  10. Brutscher, L. M., Daughenbaugh, K. F., Flenniken, M. L. Antiviral defense mechanisms in honey bees. Current Opinion in Insect Science. 10, 71-82 (2015).
  11. Dolezal, A. G., et al. Interacting stressors matter: Diet quality and virus infection in honey bee health. Royal Society Open Science. 6 (2), 181803 (2019).
  12. Li, J., et al. Pollen reverses decreased lifespan, altered nutritional metabolism and suppressed immunity in honey bees (Apis mellifera) treated with antibiotics. Journal of Experimental Biology. 222 (7), 202077 (2019).
  13. Harwood, G. P., Dolezal, A. G. Pesticide - interactions in honey bees: Challenges and opportunities for understanding drivers of bee declines. Viruses. 12 (5), 566 (2020).
  14. Locke, B., Forsgren, E., De Miranda, J. R. Increased tolerance and resistance to virus infections: A possible factor in the survival of Varroa destructor-resistant honey bees (Apis mellifera). PLoS ONE. 9 (6), 99998 (2014).
  15. Thaduri, S., Stephan, J. G., de Miranda, J. R., Locke, B. Disentangling host-parasite-pathogen interactions in a varroa-resistant honey bee population reveals virus tolerance as an independent, naturally adapted survival mechanism. Scientific Reports. 9 (1), 6221 (2019).
  16. Chen, Y., Zhao, Y., Hammond, J., Hsu, H. T., Evans, J., Feldlaufer, M. Multiple virus infections in the honey bee and genome divergence of honey bee viruses. Journal of Invertebrate Pathology. 87 (2-3), 84-93 (2004).
  17. Runckel, C., et al. Temporal analysis of the honey bee microbiome reveals four novel viruses and seasonal prevalence of known viruses, Nosema, and Crithidia. PLoS One. 6 (6), 20656 (2011).
  18. Carrillo-Tripp, J., et al. In vivo and in vitro infection dynamics of honey bee viruses. Scientific Reports. 6, 22265 (2016).
  19. Di Prisco, G., et al. Neonicotinoid clothianidin adversely affects insect immunity and promotes replication of a viral pathogen in honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (46), 18466-18471 (2013).
  20. Degrandi-Hoffman, G., Chen, Y., Dejong, E. W., Chambers, M. L., Hidalgo, G. Effects of oral exposure to fungicides on honey bee nutrition and virus levels. Journal of Economic Entomology. 108 (6), 2518-2528 (2015).
  21. Negri, P., et al. Towards precision nutrition: A novel concept linking phytochemicals, immune response and honey bee health. Insects. 10 (11), 10110401 (2019).
  22. Fürst, M. A., McMahon, D. P., Osborne, J. L., Paxton, R. J., Brown, M. J. F. Disease associations between honey bees and bumblebees as a threat to wild pollinators. Nature. 506 (7488), 364-366 (2014).
  23. Lamp, B., et al. Construction and rescue of a molecular clone of Deformed wing virus (DWV). PLoS One. 11 (11), 0164639 (2016).
  24. Gusachenko, O. N., Woodford, L., Balbirnie-Cumming, K., Ryabov, E. V., Evans, D. J. Deformed wing virus spillover from honey bees to bumble bees: A reverse genetic study. bioRxiv. , (2019).
  25. Ryabov, E. V., et al. Dynamic evolution in the key honey bee pathogen deformed wing virus: Novel insights into virulence and competition using reverse genetics. PLoS Biology. 17 (10), 3000502 (2019).
  26. Benjeddou, M., Leat, N., Allsopp, M., Davison, S. Development of infectious transcripts and genome manipulation of Black queen-cell virus of honey bees. Journal of General Virology. 83 (12), 3139-3146 (2002).
  27. Seitz, K., et al. A molecular clone of Chronic Bee Paralysis Virus (CBPV) causes mortality in honey bee pupae (Apis mellifera). Scientific Reports. 9 (1), 16274 (2019).
  28. Yang, S., et al. A reverse genetics system for the israeli acute paralysis virus and chronic bee paralysis virus. International Journal of Molecular Sciences. 21 (5), 1742 (2020).
  29. Guo, Y., Goodman, C. L., Stanley, D. W., Bonning, B. C. Cell lines for honey bee virus research. Viruses. 12 (2), 1-17 (2020).
  30. Goblirsch, M. J., Spivak, M. S., Kurtti, T. J. A cell line resource derived from honey bee (Apis mellifera) embryonic tissues. PLoS One. 8 (7), 69831 (2013).
  31. Azzami, K., Ritter, W., Tautz, J., Beier, H. Infection of honey bees with acute bee paralysis virus does not trigger humoral or cellular immune responses. Archives of Virology. 157 (4), 689-702 (2012).
  32. Boncristiani, H. F., et al. In vitro infection of pupae with Israeli acute paralysis virus suggests disturbance of transcriptional homeostasis in honey bees (Apis mellifera). PLoS One. 8 (9), 73429 (2013).
  33. De Miranda, J. R., et al. Standard methods for virus research in Apis mellifera. Journal of Apicultural Research. 52 (4), 1-56 (2013).
  34. Posada-Florez, F., et al. Deformed wing virus type A, a major honey bee pathogen, is vectored by the mite Varroa destructor in a non-propagative manner. Scientific Reports. 9 (1), 12445 (2019).
  35. Singh, R., et al. RNA viruses in hymenopteran pollinators: Evidence of inter-taxa virus transmission via pollen and potential impact on non-Apis hymenopteran species. PLoS One. 5 (12), 14357 (2010).
  36. Fine, J. D., Cox-Foster, D. L., Mullin, C. A. An inert pesticide adjuvant synergizes viral pathogenicity and mortality in honey bee larvae. Scientific Reports. 7, 40499 (2017).
  37. Palmer-Young, E. C., et al. Nectar and pollen phytochemicals stimulate honey bee (Hymenoptera: Apidae) immunity to viral infection. Journal of Economic Entomology. 110 (5), 1959-1972 (2017).
  38. Iwasa, T., Motoyama, N., Ambrose, J. T., Roe, R. M. Mechanism for the differential toxicity of neonicotinoid insecticides in the honey bee, Apis mellifera. Crop Protection. 23 (5), 371-378 (2004).
  39. Hoover, S. E. R., Keeling, C. I., Winston, M. L., Slessor, K. N. The effect of queen pheromones on worker honey bee ovary development. Naturwissenschaften. 90 (10), 477-480 (2003).
  40. Toth, A. L., Kantarovich, S., Meisel, A. F., Robinson, G. E. Nutritional status influences socially regulated foraging ontogeny in honey bees. Journal of Experimental Biology. 208 (24), 4641-4649 (2005).
  41. Walton, A., Dolezal, A. G., Bakken, M. A., Toth, A. L. Hungry for the queen: Honey bee nutritional environment affects worker pheromone response in a life stage-dependent manner. Functional Ecology. 32 (12), 2699-2706 (2018).
  42. Williams, G. R., et al. Standard methods for maintaining adult Apis mellifera in cages under in vitro laboratory conditions. Journal of Apicultural Research. 52 (1), 1-36 (2013).
  43. Robertson, J. L., Olguin, E., Alberts, B., Jones, M. M. Bioassays with arthropods. , CRC Press. Boca Raton, FL. (2007).
  44. Gauthier, L., et al. The Apis mellifera filamentous virus genome. Viruses. 7 (7), 3798-3815 (2015).
  45. Hsieh, E. M. Ameliorative effects of phytochemical ingestion on viral infection in honey bees. University of Illinois at Urbana-Champaign. , Master's thesis (2020).
  46. Zhang, G., St. Clair, A. L., Dolezal, A., Toth, A. L., O'Neal, M. Honey Bee (Hymenoptera: Apidea) pollen forage in a highly cultivated agroecosystem: Limited diet diversity and its relationship to virus resistance. Journal of Economic Entomology. 113 (3), 1062-1072 (2020).
  47. Geffre, A. C., et al. Honey bee virus causes context-dependent changes in host social behavior. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (19), 10406-10413 (2020).
  48. Rutter, L., et al. Transcriptomic responses to diet quality and viral infection in Apis mellifera. BMC Genomics. 20 (1), 412 (2019).

Tags

Биология выпуск 162 медоносная пчела Apis mellifera пчелиный вирус инфекция полости рта биоанализ в клетке экстракция вирусных частиц
Приготовление обогащенного вирусом инокулята при оральной инфекции медоносных пчел (<em>Apis mellifera</em>)
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hsieh, E. M., Carrillo-Tripp, J.,… More

Hsieh, E. M., Carrillo-Tripp, J., Dolezal, A. G. Preparation of Virus-Enriched Inoculum for Oral Infection of Honey Bees (Apis mellifera). J. Vis. Exp. (162), e61725, doi:10.3791/61725 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter