Summary
Qui presentiamo un approccio toracico chiuso alle registrazioni bi-ventricolari di pressione-volume basate sull'ammissione in suini con disfunzione ventricolare destra acuta.
Abstract
La registrazione in loop pressione-volume (PV) consente l'indagine all'avanguardia delle variabili indipendenti dal carico delle prestazioni ventricolari. La valutazione uni-ventricolare viene spesso eseguita nella ricerca preclinica. Tuttavia, i ventricoli destro e sinistro esercitano un'interdipendenza funzionale a causa delle loro connessioni parallele e seriali, incoraggiando la valutazione simultanea di entrambi i ventricoli. Inoltre, vari interventi farmacologici possono influenzare i ventricoli e i loro precarichi e postcarico in modo diverso.
Descriviamo il nostro approccio toracico chiuso alle registrazioni in loop fotovoltaico bi-ventricolare basate sull'ammissione in un modello suino di sovraccarico acuto del ventricolo destro (RV). Utilizziamo tecniche minimamente invasive con tutti gli accessi vascolari guidati da ultrasuoni. I cateteri fotovoltaici sono posizionati, sotto guida fluoroscopica, per evitare la toracotomia negli animali, poiché l'approccio toracico chiuso mantiene la fisiologia cardiopolmonare pertinente. La tecnologia di ammissione fornisce registrazioni in loop fotovoltaico in tempo reale senza la necessità di elaborazioni post-hoc. Inoltre, spieghiamo alcuni passaggi essenziali per la risoluzione dei problemi durante i timepoint critici della procedura presentata.
Il protocollo presentato è un approccio riproducibile e fisiologicamente rilevante per ottenere una registrazione del loop PV cardiaco bi-ventricolare in un modello animale di grandi dimensioni. Questo può essere applicato a una grande varietà di ricerca sugli animali cardiovascolari.
Introduction
I loop pressione-volume (PV) contengono un gran numero di informazioni emodinamiche, tra cui pressioni e volumi sistolici e diastolici finali, frazione di eiezione, volume della corsa e lavoro dell'ictus1. Inoltre, la riduzione transitoria del precarico crea una famiglia di loop da cui è possibile derivare variabili indipendenti dal carico2,3. Questa valutazione indipendente dal carico della funzione ventricolare rende le registrazioni di loop fotovoltaici all'avanguardia nella valutazione emodinamica. La registrazione in loop fotovoltaico può essere eseguita nell'uomo, ma è principalmente utilizzata e raccomandata nella ricerca preclinica4,5,6.
I loop pressione-volume possono essere ottenuti sia dal ventricolo destro (RV) che dal ventricolo sinistro (LV). La maggior parte delle ipotesi di ricerca si concentra su un singolo ventricolo, con il risultato che vengono registrati solo loop fotovoltaici non avventurosi7,8,9,10. Tuttavia, i ventricoli destro e sinistro esercitano un'interdipendenza sistolica e diastolica a causa delle loro connessioni seriali e parallele all'interno dello stretto pericardio11. I cambiamenti nell'uscita o nelle dimensioni di un ventricolo influenzeranno le dimensioni, le condizioni di carico o la perfusione dell'altro ventricolo. Pertanto, le registrazioni bi-ventricolari del loop fotovoltaico forniscono una valutazione più completa delle prestazioni cardiache totali. Gli interventi farmacologici possono anche influenzare i due ventricoli e le loro condizioni di carico in modo diverso, sottolineando ulteriormente l'importanza della valutazione bi-ventricolare.
I cateteri fotovoltaici possono essere avanzati in entrambi i ventricoli con diversi approcci, incluso l'approccio toracico aperto con accesso dall'apice del cuore o attraverso il tratto di deflusso RV7,10,12,13,14. Tuttavia, l'apertura del torace influenzerà le condizioni fisiologiche e potrebbe introdurre pregiudizi.
Sulla base della nostra esperienza da studi precedenti15,16,17,18, miriamo a presentare il nostro approccio a torace chiuso alle registrazioni bi-ventricolari pv loop in un modello animale di grande affannosso acuto del camper che ha un'influenza minima sulla fisiologia cardiopolmonare (Figura 1).
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Protocol
Questo protocollo è stato sviluppato e utilizzato per studi condotti in conformità con le linee guida danesi e istituzionali sul benessere e l'etica degli animali. L'Ispettorato danese per la ricerca sugli animali ha approvato lo studio (licenza n. 2016-15-0201-00840). È stato utilizzato un maiale da macello danese femmina (incrocio di Landrace, Yorkshire e Duroc) di circa 60 kg.
1. Anestesia e ventilazione
- Pre-anestetizzare il maiale sveglio con Zoletil mix 1 mL/kg (vedi Tabella dei materiali) come iniezione intramuscolare per ridurre lo stress, il dolore e l'ansia dell'animale durante il trasporto.
- Trasporta l'animale dalle strutture agricole alle strutture di ricerca.
- Stabilire l'accesso endovenoso in una vena dell'orecchio.
- Per fare ciò, leggermente laccio emostatico l'orecchio per causare la stasi del sangue venoso. Disinfettare la pelle su una vena visibile e diritta con etanolo.
- Perforare la vena con un catetere venoso da 20 G e rilasciare il laccio emostatico. Assicurati di fissare l'accesso con nastro adesivo per evitare spostamenti.
- Risciacquo con soluzione salina isotonica per garantire il corretto posizionamento del catetere venoso. Osservare per una leggera decolorazione della vena mentre la soluzione salina passa.
NOTA: Se appare un rigonfiamento sottocutaneo, il catetere venoso è in posizione sottocutanea e deve essere rimosso. Considerare la possibilità di stabilire il secondo accesso endovenoso come backup.
- Sposta l'animale su un tavolo operatorio. Mettilo in posizione supina.
- Intubare il maiale mediante laringoscopia diretta con un tubo di taglia 7. Fissare il tubo al muso / testa dell'animale per evitare qualsiasi estubazione accidentale. Garantire il corretto posizionamento del tubo cercando uguali movimenti toracici su ventilazione, stetoscopia e/o sufficiente anidride carbonica espiratoria.
- Collegare il tubo a un ventilatore meccanico pre-testato e avviare la ventilazione. Utilizzare la ventilazione volume-gated a pressione controllata con un volume di marea di 8 ml/kg e una ventilazione a basso flusso. La frazione di ossigeno inspirato (FiO2) può essere 0,21 per normossia o superiore. Regolare la frequenza respiratoria per indirizzare l'anidride carbonica di fine marea di 5 kPa.
- Iniziare l'anestesia endovenosa totale con propofol 3 mg/kg/h e fentanil 6,25 g/kg/h. Garantire un'anestesia sufficiente dalla mancanza di riflessi corneali e risposta a uno stimolo doloroso. Aumentare l'infusione, se necessario.
NOTA: Non lasciare l'animale incustodito in qualsiasi momento fino a quando non ha riacquistato una coscienza sufficiente per mantenere la reclinazione sternale (protocollo di sopravvivenza) o è stato eutanasia. - Monitorare l'animale con un elettrocardiogramma a 3 derivazioni e pulsossimetria.
- Misurare la temperatura corporea. Se necessario, riscaldare l'animale mirando a una temperatura suina normale di 38-39 °C.
NOTA: L'ipotermia può aumentare il rischio di aritmogenesi innescata dalla strumentazione19. - Inserire il catetere vescicale (taglia 14) mediante accesso transvaginale e collegarlo a una sacca per il prelievo di urina.
- A seconda del protocollo di ricerca e dell'ipotesi scientifica da indagare, considerare la somministrazione di eparina per via endovenosa (5000 IE ripetuti ogni 4-6 ore, se necessario) e/o amiodaron (infusione di 300 mg nell'arco di 20 min).
NOTA: L'eparinizzazione può essere eseguita dopo aver stabilito gli accessi intravascolare. Questi farmaci possono facilitare la strumentazione, ma potrebbero influenzare i risultati. In alternativa, l'infusione salina lenta su guaine endovenose può prevenire la trombosi intraluminale. - Utilizzare unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza.
2. Accessi intravascolare
NOTA: Gli accessi intravascolare devono essere stabiliti nella vena giugulare esterna destra, nella vena giugulare esterna sinistra, nell'arteria carotide sinistra, nell'arteria femorale sinistra e nella vena femorale destra. Nel maiale, la vena giugulare esterna è molto più grande della vena giugulare interna e, quindi, più facile da accedere. Tutti i materiali necessari per questa sezione sono mostrati nella Figura 2A.
- Rasare l'animale nei siti di puntura per gli accessi intravascolare.
- Disinfettare la pelle con clorexidina (o iodio povidone) e pulire con alcool isopropilico. Ripetere per altri 2 cicli.
- Posizionare un drappo sterile nell'area disinfettata con un foro posizionato centralmente nel coperchio.
- Utilizzare un dispositivo ad ultrasuoni con una sonda lineare. Coprire la sonda con una copertura sterile e utilizzare gel sterile per l'esame vascolare.
- Utilizzare un catetere venoso sterile da 17 G per perforare la pelle e guidare l'ago al posizionamento intravascolare mediante ultrasuoni (Figura 2B,C).
- Sostituire l'ago con un filo guida utilizzando la tecnica Seldinger. Rimuovere il catetere venoso lasciando solo il filo guida nel lume intravascolare. Quindi, effettuare una piccola incisione cutanea (~ 5 mm) aderente al filo guida per facilitare l'inserimento della guaina.
- Posizionare una guaina 8 francese (F) sopra il filo guida e nella nave scelta (la tecnica Seldinger). Scegli una guaina 8F nella vena giugulare esterna destra (per la cateterizzazione del cuore destro) e nell'arteria carotide sinistra (per il catetere LV PV loop). È necessario un lumen sufficiente per evitare di danneggiare i cateteri.
- Posizionare una guaina 7F nella vena giugulare esterna sinistra. In seguito verrà scambiato con una guaina più grande (vedere i passaggi 4.4-4.6).
- Posizionare una guaina 7F nell'arteria femorale sinistra. L'accesso è per la misurazione invasiva della pressione sanguigna e il campionamento dei gas ematici.
- Posizionare una guaina 12F (o 14F se disponibile) nella vena femorale destra per l'inserimento del palloncino della vena cava inferiore (IVC). Prendi in considerazione l'utilizzo di un dilatatore in un approccio in due fasi per le guaine più grandi.
- Confermare e controllare il posizionamento di tutte le guaine prelevando sangue (venoso o arterioso, rispettivamente) e facile lavaggio con soluzione salina isotonica. Le guaine sono posizionate correttamente all'interno di un vaso sanguigno se si può prelevare sangue senza resistenza.
- Fissare tutte le guaine con una sutura cutanea (taglia 3.0) per evitare qualsiasi rimozione accidentale di una guaina. Le suture cutanee verranno rimosse dopo il completamento del protocollo insieme alla rimozione delle guaine.
- Collegare l'accesso arterioso femorale al trasduttore di pressione e calibrare la pressione atmosferica. Assicurarsi che questa configurazione generi la forma corretta della curva di pressione arteriosa.
- Prelevare un campione di sangue arterioso da una guaina arteriosa e analizzarlo su un dispositivo di campionamento del sangue arterioso per valutare il pH, la pressione parziale arteriosa di anidride carbonica (PaCO2) e ossigeno (PaO2, a seconda della FiO2 scelta), nonché l'emoglobina, gli elettroliti, la glicemia e i livelli di lattato.
- Correggere gli elettroliti e la glicemia, se necessario, ai valori standard mediante infusione del prodotto necessario. In particolare, considerare la correzione dei livelli di potassio in quanto i disturbi del potassio possono aumentare il rischio di aritmogenesi innescata dalla strumentazione.
- Se il maiale era a digiuno prima dell'esperimento, prendere in considerazione l'infusione in bolo di soluzione salina isotonica (10 ml / kg infusa per 30-60 minuti) o cristalloide simile per contrastare l'ipovolemia.
- Considerare un'infusione continua di 4 ml/kg/h di soluzione salina isotonica per contrastare la traspirazione durante tutto il protocollo.
NOTA: l'esperimento può essere messo in pausa in questo passaggio.
3. Cateterizzazione del cuore destro
- Lavare un catetere Swan Ganz con soluzione salina e assicurarsi che il palloncino si gonfi correttamente.
- Collegare le porte del catetere Swan Ganz ai trasduttori di pressione. Ripristinare la pressione alla pressione atmosferica mantenendo le due porte di pressione (rispettivamente per la pressione arteriosa polmonare e venosa centrale) al livello ascellare medio del maiale.
- Inserire il catetere Swan Ganz attraverso la guaina 8F nella vena giugulare destra (passaggio 2.7).
ATTENZIONE: grembiuli di piombo o protezioni simili devono essere indossati ogni volta che si utilizza la fluoroscopia. - Osservare in fluoroscopia quando la parte distale del catetere Swan Ganz è fuori dalla guaina. Gonfiare il palloncino con la siringa associata.
NOTA: il gonfiaggio del palloncino Swan Ganz all'interno della guaina danneggerà il palloncino. La vista anteriore-posteriore della fluoroscopia è sufficiente per tutte le procedure descritte. - Far avanzare il catetere Swan Ganz lentamente seguendo i suoi movimenti sulla fluoroscopia. Avanzamenti più lenti permetteranno al flusso sanguigno di guidare il catetere.
- Osservare i cambiamenti nel segnale di pressione dalla porta distale mentre entra nel camper e poco dopo l'arteria polmonare (Figura 3). Assicurarsi che il catetere avanzi senza alcuna resistenza.
- Assicurarsi che la pressione passi da 5-8 mmHg nella circolazione venosa centrale a 20-30 mmHg nella sistole e 0-5 mmHg nella diastole nel camper. Dopo aver superato le valvole polmonari, la pressione diastolica sarà di 10-15 mmHg (vedere figura 3 per i cambiamenti nelle forme del segnale di pressione).
NOTA: Le pressioni sistoliche nel camper e nell'arteria polmonare superiori a 40 (o una pressione arteriosa polmonare media superiore a 25) potrebbero essere un segno di ipertensione polmonare dovuta a infezione polmonare nell'animale. Si ricorda che la ventilazione meccanica a pressione positiva può anche aumentare la pressione arteriosa polmonare.
- Assicurarsi che la pressione passi da 5-8 mmHg nella circolazione venosa centrale a 20-30 mmHg nella sistole e 0-5 mmHg nella diastole nel camper. Dopo aver superato le valvole polmonari, la pressione diastolica sarà di 10-15 mmHg (vedere figura 3 per i cambiamenti nelle forme del segnale di pressione).
- Sgonfiare il palloncino e assicurarsi che la porta di pressione distale sia ancora nell'arteria polmonare principale. Utilizzare sia la fluoroscopia che il segnale di pressione per questa verifica.
4. Inserimento del catetere pressione-volume ventricolare destro (Figura 4)
- Leggere e seguire le istruzioni del produttore. Lasciare che il catetere fotovoltaico si impregni in soluzione salina per almeno 30 minuti.
- Aprire il software di acquisizione dati (vedere Tabella dei materiali) con una configurazione a 8 canali (pressione, volume, fase e grandezza da entrambi i ventricoli). Fare clic su Start per assicurarsi che il segnale di pressione sia registrato. Cerca il rumore eccessivo nel segnale di pressione. I valori saranno vicini a 0 mmHg poiché il registratore di pressione è ancora al di fuori dell'animale.
- Calibrare la pressione al livello zero tenendo la porta di pressione appena sotto la superficie della soluzione salina per evitare effetti di pressione indesiderati dalla colonna d'acqua sopra.
- Inserire un lungo filo guida attraverso la guaina 7F nella vena giugulare sinistra (passaggio 2.8). Guidato dalla fluoroscopia, far avanzare il filo guida attraverso le vene centrali superiori, l'atrio destro (RA) e nella vena cava inferiore. Assicurati che l'avanzamento sia senza alcuna resistenza. Gli eventi sistolici prematuri sono comuni quando il filo guida passa l'AR.
- Estrarre la guaina 7F lasciando il filo guida nella circolazione venosa. Comprimere il punto di ingresso per evitare sanguinamenti. Utilizzando la tecnica Seldinger, scambia la guaina 7F con la guaina 16F. Estendere l'incisione cutanea per la guaina più grande, se necessario.
- Guidati dalla fluoroscopia, far avanzare la guaina 16F sul filo guida fino a quando la punta della guaina (non il dilatatore) ha raggiunto il livello della vena cava superiore (Figura 4B).
- Tirando con cura, estrarre il dilatatore e il filo guida, ma fare attenzione a non rimuovere la guaina. Lavare la guaina con soluzione salina isotonica per evitare la coagulazione del sangue intra-luminale.
- Inserire il catetere fotovoltaico nella guaina 16F.
- Utilizzare la fluoroscopia per seguire il catetere fotovoltaico mentre passa attraverso la guaina fino a quando la porta di pressione non ha lasciato la guaina.
- Avanzare con attenzione la guaina e il catetere fotovoltaico collettivamente fino a quando la guaina è appena fuori dal confine pericardico.
- Far avanzare il catetere fotovoltaico nell'AR (Figura 4C).
- Utilizzare la lunghezza della guaina per aiutare a far avanzare il catetere fotovoltaico dall'AR al camper più posizionato anteriormente; puntare l'estremità esterna della guaina 16F verso il basso (posteriore all'animale supino) e medialmente, che punterà l'estremità interna della guaina anteriormente.
- Far avanzare il catetere fotovoltaico nel camper. Ciò può essere verificato dalla variazione del segnale di pressione dal catetere fotovoltaico a una classica forma ventricolare e dalla resistenza tattile in quanto il catetere fotovoltaico incontra l'apice ventricolare destro.
- Una volta che il catetere fotovoltaico è nel camper, ritrarre la guaina 16F al di fuori della cavità toracica per evitare qualsiasi influenza emodinamica o elettrica del dispositivo situato vicino al cuore (Figura 4D).
- Ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico, basato sulla fluoroscopia, il più vicino possibile all'apice del camper, ma non lasciare che tocchi l'endocardio.
NOTA: Utilizzare la fluoroscopia per osservare l'eccesso di contatto meccanico tra catetere fotovoltaico ed endocardio, se presente. Questo è visto come un catetere fotovoltaico piegato (compresa la sua coda di maiale) e eventi sistolici prematuri persistenti attraverso il monitoraggio elettrocardiografico.- Fissare il catetere fotovoltaico all'estremità esterna della guaina con nastro adesivo per garantire la stabilità del posizionamento del catetere.
NOTA: Occasionalmente, un catetere flottante può causare battiti extra. Se è così, prova a fissarlo senza comprimere troppo l'endocardio.
- Fissare il catetere fotovoltaico all'estremità esterna della guaina con nastro adesivo per garantire la stabilità del posizionamento del catetere.
- Seguire il protocollo del produttore per scegliere il numero rilevante di segmenti di registrazione e ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico nel camper, in base ai segnali di fase e magnitudo registrati.
NOTA: per i suini di peso di 60 kg, per questo esperimento sono stati utilizzati due o tre segmenti per il camper e il più delle volte tre segmenti per il LV. Saranno necessari meno segmenti negli animali più piccoli e viceversa. Il posizionamento del catetere era inizialmente basato sulla grandezza dei segnali; la forma del circuito pressione-magnitudo dovrebbe assomigliare al ciclo pressione-volume desiderato. L'ampiezza di magnitudine dovrebbe essere la più alta possibile (5-10 mS). L'angolo di fase deve essere compreso tra 1-3 o con la massima ampiezza possibile (circa 1,5 o).
5. Inserimento del catetere ventricolare sinistro pressione-volume (Figura 5)
- Leggere e seguire le istruzioni del produttore. Lasciare che il catetere fotovoltaico si impregni in soluzione salina per almeno 30 minuti.
- Calibrare la pressione a livello zero (punto 4.3).
- Inserire il catetere FOTOVOLTAICO nella guaina 8F nell'arteria carotide sinistra.
- Seguire il catetere fotovoltaico mediante fluoroscopia mentre passa attraverso la guaina verso le valvole aortiche (Figura 5B). Una resistenza si avverte quando il catetere fotovoltaico viene fermato dalle valvole aortiche. Sulla fluoroscopia si osserva la flessione del catetere.
NOTA: Occasionalmente, il catetere fotovoltaico si trasforma nell'aorta discendente. Questo è riconosciuto dalla fluoroscopia e da una tacca aortica meno prominente sulla curva di pressione del catetere fotovoltaico. - Ritrarre i cateteri fotovoltaici a circa 1 cm sopra le valvole aortiche.
- Sincronizzare il successivo rapido avanzamento del catetere fotovoltaico in una fase sistolica del ciclo cardiaco. Questo avverrà attraverso le valvole aortiche aperte. Il successo può essere verificato dalla variazione del segnale di pressione dal catetere fotovoltaico a una classica forma ventricolare.
- Se i tentativi di avanzare attraverso le valvole falliscono, ruotare il catetere fotovoltaico per un migliore posizionamento al centro dell'aorta ascendente. Riprova, se necessario.
- Una volta all'interno del LV, ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico ventricolare sinistro in base alla fluoroscopia, il più vicino possibile all'apice LV, ma non lasciare che tocchi l'endocardio (Figura 5C). Vedere il passaggio 4.15.
NOTA: Occasionalmente, un catetere galleggiante può causare contrazioni cardiache premature. Se è così, prova a fissarlo senza comprimere troppo l'endocardio. - Seguire il protocollo del produttore per scegliere il numero rilevante di segmenti di registrazione e per ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico nel BT, in base ai segnali di fase e magnitudo registrati (vedere il passaggio 4.16).
6. Inserimento palloncino vena cava inferiore
- Riempire la siringa per il gonfiaggio con soluzione salina o mezzo di contrasto come preferito e assicurarsi che il palloncino possa essere gonfiato correttamente.
- Inserire il filo guida nella guaina 12F nella vena femorale destra.
- Avanzare il filo guida all'IVC a livello del diaframma.
- Inserite la bolla sopra il filo guida e fatela avanzare al livello del diaframma alla scadenza finale (Figura 5D).
- Ritrarre il filo guida e lavare il lume con soluzione salina per evitare la coagulazione del sangue.
7. Calibrazione del catetere pressione-volume
- Leggere e seguire le istruzioni del produttore.
- Garantire un ritmo sinusale stabile sul monitor elettrocardiografico e variabili cardiopolmonari stabili per 5-10 minuti.
- Utilizzare il catetere Swan Ganz per misurare la gittata cardiaca (CO) mediante termodiluizione. Utilizzare una media di tre iniezioni di 10 ml di glucosio isotonico a 5 °C con una variazione inferiore al 10%. Osservare la frequenza cardiaca (HR) dell'animale durante la misurazione del CO. Calcolate il volume della corsa (SV) come SV = CO/HR (unità mL). Il CO normale è di 4-6 L/min per un maiale di 60 kg con un volume di corsa di 80-110 ml.
- Inserisci l'SV nelle scatole fotovoltaiche sia per il LV che per il CAMPER.
- Verificare che i segnali di fase e magnitudo ottimali siano ricevuti da entrambi i ventricoli. In particolare, le due scatole fotovoltaiche devono registrare a frequenze diverse per evitare il cross-talking elettronico.
- Nell'apnea transitoria, calibrare ("scansionare") i segnali fotovoltaici.
- Se la calibrazione è soddisfacente, assicurarsi la forma corretta di entrambi i circuiti fotovoltaici ventricolari, nonché pressioni e volumi realistici. In caso contrario, ripetere la calibrazione.
8. Valutazione di base
NOTA: L'esperimento può essere sospeso a questo livello per la stabilizzazione dell'emodinamica prima dell'inizio del protocollo di ricerca.
- Quando i loop fotovoltaici devono essere registrati, seguire le istruzioni del produttore. Premere Start nel software di acquisizione dati. Assicurarsi che i circuiti fotovoltaici siano ancora di forma accettabile.
- Registra loop fotovoltaici su 30-60 s di ventilazione continua. Eseguire l'analisi trovando la media di, ad esempio, tre cicli respiratori. In alternativa, eseguire un trattenimento transitorio del respiro per la fine dell'espirazione sul ventilatore e analizzare questi loop dall'apnea. Prendi in considerazione la possibilità di avere una valvola PEEP (Positive End-Expiratory Pressure) bassa/assente e una valvola APL (Minimum Adjustable Pressure Limiting).
NOTA: La funzione ventricolare, in particolare il camper, è influenzata da cambiamenti ciclici delle pressioni intratoraciche durante la ventilazione (o la respirazione spontanea). È importante sottolineare che riportare nel documento se i loop fotovoltaici sono stati registrati durante la ventilazione o in apnea. - Per le variabili PV indipendenti dal carico, fai un respiro e attendi qualche battito cardiaco prima di gonfiare lentamente il palloncino IVC con il liquido scelto (passaggio 6.1). Il palloncino diminuisce progressivamente il precarico cardiaco.
- Osserva come i loop fotovoltaici RV diventano progressivamente più piccoli e spostati verso sinistra.
NOTA: la graduale diminuzione del precarico RV abbasserà progressivamente il volume diastolico RV end. Volumi più bassi causeranno pressioni e uscite inferiori (meccanismo di storno). Per ulteriori dettagli, si vedano i riferimenti1,2,3. - È importante sottolineare che mantenere il palloncino gonfiato mantenendo la pressione sulla siringa associata abbastanza a lungo per la riduzione del precarico LV (collegato in serie con il camper). Osservare anche la progressiva diminuzione della pressione e del volume LV. Vedere la sezione Risultati rappresentativi per esempi.
- Sgonfiare rapidamente il palloncino e attivare la ventilazione.
- Ripetere 8,3-8,7 se la risposta non è stata soddisfacente, cioè senza complessi cardiaci prematuri, bradicardia sinusale o funzione cardiaca colpita in modo simile.
- Lasciare stabilizzare il maiale per 2-5 minuti prima della successiva occlusione IVC.
NOTA: L'emodinamica è influenzata transitoriamente dalla presa del respiro e dalla riduzione del precarico, specialmente nei modelli di compromissione cardiovascolare. - Considerare l'esecuzione di tre occlusioni soddisfacenti (vedere 8.7) per aumentare la robustezza delle analisi statistiche.
9. Post Protocollo
- Negli studi di sopravvivenza, rimuovere e pulire tutte le apparecchiature intravascolare (cateteri FOTOVOLTAICI, palloncino IVC e catetere Swan Ganz).
- Tagliare le suture della pelle che mantenevano le guaine in posizione. Rimuovere ogni guaina tirando manualmente. Comprimere su ogni sito di accesso venoso per alcuni minuti per ottenere l'emostasi.
- Per le arterie, rimuovere la guaina e comprimere più a lungo (5-10 minuti) per ottenere l'emostasi. In alternativa, prendere in considerazione l'utilizzo di un dispositivo di chiusura vascolare.
- Chiudere le incisioni cutanee dalle guaine con una sutura cutanea adattiva (3.0, sutura assorbibile) per evitare sanguinamento e infezioni. Applicare 5 mL di bupivacaina (5 mg / mL) per via sottocutanea intorno a ciascuna incisione cutanea per alleviare il dolore.
- Una volta che tutti i dispositivi sono stati rimossi e l'emostasi è stata raggiunta, interrompere l'infusione di anestesia. Osservare attentamente l'animale in questa fase.
- Tenere l'animale intubato (inizialmente con il bracciale gonfiato) fino a quando non sono presenti riflessi della gola e l'animale è sufficientemente sveglio per l'estubazione. Continuare a misurare i livelli di ossigeno tramite pulsossimetria prima e dopo l'estubazione per garantire una corretta ventilazione. Applicare ossigeno se necessario.
- Non restituire l'animale alla compagnia di altri animali fino a quando non viene completamente recuperato.
- Per la chirurgia di sopravvivenza, mantenere condizioni sterili adeguate. Vedere i passaggi 2.2-2.5. Osservare quotidianamente le incisioni cutanee e le suture per segni di infezione, compresa la misurazione della temperatura dell'animale.
- Una volta terminato l'esperimento, eseguire l'eutanasia con una dose letale di pentobarbital (15 ml, 400 mg / mL).
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Representative Results
Le presenti istruzioni descrivono un approccio per ottenere registrazioni fotovoltaiche basate sull'ammissione sia dal camper che dal LV in un animale di grandi dimensioni.
Per confrontare le nostre registrazioni fotovoltaiche simultanee nel camper e nel LV, abbiamo eseguito una regressione lineare delle misurazioni bi-ventricolari di CO dal nostro più grande studio18 con il maggior numero di misurazioni simultanee di CO RV e LV CO (n = 379 registrazioni da 12 animali). Abbiamo scoperto che la pendenza era 1,03 (95%CI 0,90-1,15) con un'intercetta Y di 695 (95% CI -2-1392) e r2 = 0,40. Ciò suggerisce una buona correlazione tra il CO misurato dal catetere fotovoltaico in ciascun ventricolo.
La Figura 6 mostra i loop fotovoltaici dal RV e LV e rappresenta sia i loop accettabili (Figura 6A,B), sia i loop non ottimali (Figura 6C,D). I loop non provengono dallo stesso animale ma sono scelti per motivi rappresentativi. Lo sperimentatore deve prestare molta attenzione alla forma dei loop e regolare i cateteri fotovoltaici per migliorare la qualità dei loop (vedere le istruzioni del produttore). Di solito, è possibile ottenere facilmente anelli fotovoltaici sufficienti dal LV; lo sperimentatore dovrebbe sempre mirare ai classici anelli quadrati. Nel camper, a volte è più difficile ottenere i classici loop triangolari senza rumore. Un certo rumore statico (Figura 6D, angolo in basso a destra del loop) dalla turbolenza del sangue nella diastole finale è accettabile.
Il collegamento seriale dei due ventricoli provoca uno spostamento temporale nella riduzione del precarico (vedere paragrafo 8.6). Il pallone IVC riduce rapidamente il precarico RV, ma il precaricamento LV non viene ridotto fino a quando l'uscita RV non è diminuita per mancanza di precarico, vedere la Figura 7A. In ogni singolo animale, la graduale riduzione del precarico causerà una famiglia di anelli con graduale riduzione del volume e della pressione sia al BT che al RV (Figura 7B,C). Le variabili indipendenti dal carico di queste famiglie di loop vengono analizzate dal software di acquisizione dati. La relazione fine-sistolica pressione-volume corrisponde all'elassanza sistolica terminale (contrattilità ventricolare). Il lavoro di ictus precaricabile reclutabile (PRSW) è un'altra variabile della contrattilità che correla il lavoro dell'ictus ventricolare al volume diastolico finale. La relazione pressione-volume end-diastolica corrisponde all'elassanza end-diastolica ed è una misura della funzione diastolica ventricolare. Tutte le correlazioni sono state ottenute con il software di acquisizione dati durante le analisi post-protocollo.
Si prega di notare che solo le variabili indipendenti dal carico sono ottenute dalla famiglia di loop mediante riduzione del precarico. Le variabili fotovoltaiche "standard" (ad esempio, volumi, pressioni, frazione di eiezione, derivate prime della pressione, ecc.) sono ottenute dalle registrazioni durante la ventilazione e il normale precarico (fase 8.2). Questi vengono nuovamente analizzati e consegnati dal software di acquisizione dati.
Tutte le variabili dovrebbero essere analizzate con l'osservatore in cieco.
Seguendo questo protocollo, è possibile registrare contemporaneamente loop fotovoltaici in tempo reale da entrambi i ventricoli. Queste registrazioni sono in grado di rilevare effetti su entrambi i ventricoli da un modello di malattia17,18, nonché cambiamenti da interventi mirati al preload15 e al postcarico16,17.
Figura 1: Panoramica della strumentazione. Il maiale è anestetizzato, ventilato meccanicamente e in posizione supina. (A) illustra una guaina nella vena giugulare esterna destra attraverso la quale un catetere Swan Ganz viene avanzato all'arteria polmonare. (B) mostra il catetere pressione-volume ventricolare sinistro inserito attraverso l'arteria carotide sinistra, dove (C) è il catetere del volume di pressione ventricolare destro inserito attraverso la vena giugulare esterna sinistra. Dalla vena femorale destra, un palloncino della vena cava inferiore viene avanzato al livello diaframmatico (D). Confronta questo con l'immagine fluoroscopica, Figura 5D. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Accesso intravascolare guidato da ultrasuoni. (A) Assicurarsi che tutte le apparecchiature siano pronte, sterili e ben funzionanti. L'attrezzatura necessaria include guaine 7F (arancione), guaine 8F (blu) e una guaina 12F (bianca), fili guida per la tecnica Seldinger, cateteri venosi per l'accesso intravascolare, siringa, soluzione salina isotonica, bisturi e sutura. (B) Utilizzare una sonda ad ultrasuoni lineare per guidare l'inserimento di un catetere venoso al recipiente richiesto. La punta dell'ago deve essere sempre seguita per evitare di perforare il tessuto circostante. A (C), l'ago (freccia bianca) è posizionato centralmente nella vena femorale (in parte contrassegnata con blu tratteggiato) utilizzando l'approccio ecografico fuori piano. L'arteria femorale è in parte contrassegnata con il rosso tratteggiato e dovrebbe essere risparmiata per la punteggiatura utilizzando la tecnica guidata dagli ultrasuoni. Evitare la tecnica di riduzione riduce al minimo le risposte traumatiche, al dolore e allo stress nell'animale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Caterizzazione del cuore destro. L'attrezzatura è mostrata in (A) con un catetere Swan Ganz (freccia gialla) e una siringa e soluzione salina isotonica. Assicurarsi che il palloncino della punta funzioni correttamente. Le immagini fluoroscopiche sono mostrate in (B-D). Il catetere Swan Ganz è avanzato con un palloncino gonfiato (l'alone intorno alla punta del catetere, contrassegnato da una freccia tratteggiata). Il catetere Swan Ganz passa l'atrio destro (B), il ventricolo destro (C, direzione anteriore cioè fuori dall'immagine) e nell'arteria polmonare (D). Assicurarsi che la punta non si ritragga al ventricolo destro quando il palloncino è sgonfiato. Il palloncino deve essere sgonfiato alla fine (D, senza alone) per evitare di compromettere il flusso sanguigno o causare incuneamenti. Si prega di notare che in queste immagini il catetere Swan Ganz è avanzato attraverso una grande guaina in quanto le immagini derivano dal nostro modello di insufficienza ventricolare destra (riferimento 18) in cui la grande guaina viene utilizzata per l'induzione dell'embolia polmonare. La grande guaina stessa non è necessaria per la strumentazione pressione-volume bi-ventricolare a torace chiusa qui presentata e quindi non inclusa nel presente protocollo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Inserimento del catetere ventricolare destro pressione-volume. I materiali necessari sono mostrati in (A) e includono il catetere pressione-volume (freccia blu), un filo guida e la guaina 16F da 30 cm (freccia nera). (B) mostra un'immagine fluoroscopica della guaina 16F avanzata su un filo guida che continua nella vena cava inferiore. Far avanzare il catetere pressione-volume attraverso la guaina nell'atrio destro (C). Utilizzare la lunghezza della guaina per puntare la punta verso il ventricolo destro e far avanzare il catetere pressione-volume. Nota i diversi segnali di pressione all'esterno rispetto all'interno del ventricolo destro. In definitiva, ritrarre la guaina fuori dalla cavità toracica (D). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Catetere pressione-volume ventricolare sinistro e inserzioni della vena cava inferiore. I materiali necessari sono mostrati in (A) e includono il catetere pressione-volume (freccia rossa) e il palloncino della vena cava inferiore (freccia verde). Il catetere pressione-volume ventricolare sinistro è avanzato retrogradamente (dall'alto nella foto) con un segnale di pressione aortica (B). Dopo aver superato le valvole aortiche, il segnale di pressione cambia e il catetere può essere posizionato vicino all'apice (C). Il palloncino della vena cava inferiore è avanzato dal livello inferiore al livello del diaframma (D). La parte del diaframma è contrassegnata da una curva verde tratteggiata. Il pallone deve essere sgonfiato quando avanzato e posizionato e gonfiato solo transitoriamente quando vengono registrate variabili pressione-volume indipendenti dal carico. Confrontare questo pannello con la panoramica della strumentazione nella Figura 1. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: Varietà di loop pressione-volume da entrambi i ventricoli. A sinistra, vengono mostrati i loop pressione-volume dal ventricolo sinistro. (A) è un loop quadrato ottimale, classico per il ventricolo sinistro, mentre (C) è un loop non ottimale. Quest'ultimo dovrebbe essere migliorato in quanto di solito è possibile ottenere buoni anelli dal ventricolo sinistro. A destra, vengono mostrati i loop pressione-volume dal ventricolo destro. (B) è un anello ottimale senza rumore e ha una forma triangolare. (D) rappresentano anelli con più rumore, spesso visti nell'angolo in basso a destra, cioè nella diastole terminale in cui il flusso sanguigno cambia direzione nel ventricolo che causa turbolenza. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 7: Riduzione del precarico mediante gonfiaggio del palloncino della vena cava inferiore. (A) mostra registrazioni simultanee di pressione, volume, fase e grandezza dal ventricolo sinistro (in alto) e dal ventricolo destro (in basso). L'asse X è il tempo. Si prega di notare come la pressione e il volume sono ridotti nel ventricolo destro prima della riduzione della pressione ventricolare sinistra e del volume. Di conseguenza, il palloncino della vena cava inferiore deve essere gonfiato abbastanza a lungo da causare la riduzione del precarico in entrambi i ventricoli (passaggi 8.4-8.6). (B) e (C) mostrano una famiglia rappresentativa di loop pressione-volume (cioè volume sull'asse x e pressione sull'asse y) durante tale riduzione del precarico per il ventricolo sinistro (B) e il ventricolo destro (C). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Questo articolo descrive un approccio al torace chiuso minimamente invasivo riproducibile per le registrazioni bi-ventricolari del ciclo pressione-volume.
L'avanzamento del catetere fotovoltaico dall'AR al RV è il passo più critico in questo protocollo. La complessa composizione del camper e la rigidità del catetere complicano l'inserimento nel camper facilmente disteso e geometricamente impegnativo. Questa difficoltà può spiegare perché la strumentazione del torace aperto è spesso preferita. Durante gli studi pilota, numerosi accessi e tecniche sono stati provati e scartati, tra cui l'accesso alla vena giugulare esterna destra, l'accesso soprasternale alla vena cava superiore e dalla vena cava inferiore. Sulla base di questi studi pilota, l'accesso dal lato sinistro del collo è risultato essere l'approccio più semplice e riproducibile.
Miriamo a fornire consigli per la risoluzione dei problemi in questo difficile passaggio di inserimento nel camper. In primo luogo, il catetere PV spesso passa dall'AR alla vena cava inferiore. Questo è facilmente riconoscibile dalla fluoroscopia quando il catetere FOTOVOLTAICo lascia l'ombra pericardica e non si osserva alcun cambiamento nella curva di pressione appropriata. Si consiglia di osservare da vicino il percorso del catetere Swan Ganz attraverso l'AR per imitare lo stesso percorso per il catetere PV RV. Ritrarre il catetere fotovoltaico nella parte superiore dell'AR e ruotare 45-180o in entrambe le direzioni e/o manipolare la posizione e la direzione della guaina. Occasionalmente, potrebbe essere necessario far avanzare la punta della guaina nell'AR. Innatamente, questo è un approccio "hit-or-miss", ma la guida fluoroscopica è di grande aiuto. Lo stesso approccio della rotazione del catetere fotovoltaico può essere utile quando si incontrano difficoltà a far avanzare il catetere fotovoltaico BT attraverso le valvole aortiche.
Raramente, il catetere fotovoltaico RV ha difficoltà ad avanzare al camper nonostante diversi tentativi e condizioni di lavoro ottimizzate attraverso la risoluzione dei problemi di cui sopra. Utilizziamo quanto segue come approccio di backup. ritrarre completamente il catetere fotovoltaico fuori dall'animale. Inserire un altro catetere Swan Ganz attraverso la guaina nella vena giugulare esterna sinistra e farlo avanzare nell'arteria polmonare (cioè ripetere i passaggi 3.1-3.8, ma dal lato sinistro). Usa questo secondo catetere Swan Ganz come filo guida e fai avanzare la guaina 16F nel camper. Ciò può causare aritmie ventricolari, quindi si consiglia di estrarre rapidamente il catetere Swan Ganz interamente e inserire il catetere PV attraverso la guaina 16F direttamente nel camper. Ritrarre la guaina 16F, assicurandosi che il catetere PV rimanga nel camper. Questa tecnica mette uno sforzo meccanico più grande ma transitorio sul cuore, ma è efficiente come tecnica di backup. In alternativa, è possibile utilizzare guaine orientabili.
L'approccio presentato alla strumentazione toracica chiusa dei cateteri fotovoltaici bi-ventricolari ha un potenziale significato. Precedenti studi su animali di grandi dimensioni si sono spesso basati sulla misurazione PV non avventurosa8,20,21 Queste misurazioni hanno carenze intrinseche nella valutazione della fisiologia cardiovascolare completa in quanto potrebbe perdere l'effetto interventistico sull'altro ventricolo. Allo stesso modo, un approccio a torace aperto è frequente nella ricerca che utilizza anelli fotovoltaici in modelli animali di grandi dimensioni7,10,13,14,22. Tuttavia, l'apertura del torace e del pericardio influenzerà l'emodinamica, specialmente per l'RV23,24, e potrebbe influenzare i risultati. Le nostre tecniche garantiscono un'indagine cardiopolmonare approfondita con effetti insignificanti sull'emodinamica, quindi meno rischio di bias.
Abbiamo utilizzato la tecnologia basata sull'ammissione per le registrazioni in loop fotovoltaico. I loop fotovoltaici sono stati tradizionalmente registrati in base alla tecnologia di conduttanza. La nuova tecnologia basata sull'ammissione emersa consente la sottrazione in tempo reale della conduttanza parallela, evitando così l'elaborazione post-hoc dei dati fotovoltaici25. Le registrazioni in loop fotovoltaico basate sull'ammissione sono state ben convalidate8,26.
L'approccio presentato potrebbe non essere limitato a modelli animali di disfunzione acuta del camper15,16,17,18, ma può essere applicato in un ampio spettro di ricerca cardiopolmonare. I due ventricoli sono interdipendenti nella sistole e nella diastole11,27. Il LV e il setto rappresentano il 20-40% dell'espulsione del camper28 e la funzione RV è un predittore significativo dell'esito nelle malattie LV29,30. Pertanto, suggeriamo che i ricercatori che eseguono qualsiasi tipo di ricerca preclinica cardiopolmonare dovrebbero prendere in considerazione una valutazione cardiaca bi-ventricolare.
La configurazione presentata presenta alcune limitazioni. In primo luogo, la strumentazione e la valutazione emodinamica richiedono che l'animale sia anestetizzato e ventilato meccanicamente. Questo varierà dalla normale fisiologia, ma è una carenza indipendentemente dall'approccio della strumentazione fotovoltaica. In secondo luogo, la strumentazione richiede la fluoroscopia che richiede attenzione a causa dell'esposizione alle radiazioni ai ricercatori. Inoltre, non tutte le strutture di ricerca sugli animali possono avere accesso a questa attrezzatura specializzata e costosa. In terzo luogo, la forma del camper non è ottimale per valutare la volumetria con un catetere dritto e parti minori del tratto di deflusso del camper potrebbero essere perse con il nostro approccio anterogrado. Tuttavia, le misurazioni ripetute eseguite prima e / o dopo gli interventi con un catetere fissato limiteranno questo pregiudizio. Inoltre, le registrazioni in loop fotovoltaico in generale offrono una serie di variabili emodinamiche che superano questa preoccupazione. Infine, le tecniche di strumentazione potrebbero essere difficili da imparare rispetto a un approccio a cassa aperta in cui è possibile la manipolazione manuale dell'apparecchiatura.
In conclusione, presentiamo un approccio riproducibile e fisiologicamente rilevante per eseguire registrazioni di loop fotovoltaici cardiaci bi-ventricolari in un modello animale di grandi dimensioni. Questa tecnica può essere applicabile a un'ampia varietà di ricerche cardiovascolari in modelli animali di grandi dimensioni.
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Disclosures
Nessuno degli autori ha conflitti di interesse da dichiarare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dalla Laerdal Foundation for Acute Medicine (3374), dalla Holger and Ruth Hesse's Memorial Foundation, dalla Søster and Verner Lippert's Foundation, dalla Novo Nordisk Foundation (NNF16OC0023244, NFF17CO0024868) e dalla Alfred Benzon's Foundation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12L-RS | GE Healthcare Japan | 5141337 | Ultrasound probe |
| 12L-RS | GE Healthcare Japan | 5141337 | Ultrasound probe |
| Adhesive Aperature Drape (OneMed) | evercare | 1515-01 | 75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm) |
| Adhesive Aperature Drape (OneMed) | evercare | 1515-01 | 75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm) |
| Alaris GP Guardrails plus | CareFusion | 9002TIG01-G | Infusion pump |
| Alaris GP Guardrails plus | CareFusion | 9002TIG01-G | Infusion pump |
| Alaris Infusion set | BD Plastipak | 60593 | |
| Alaris Infusion set | BD Plastipak | 60593 | |
| Alkoholswap | MEDIQ Danmark | 3340012 | 82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection |
| Alkoholswap | MEDIQ Danmark | 3340012 | 82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection |
| Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff | Cook Medical | THSF-25-260-AES | diameter: 0.025 inches, length: 260 cm |
| Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff | Cook Medical | THSF-25-260-AES | diameter: 0.025 inches, length: 260 cm |
| BD Connecta | BD | 394601 | Luer-Lock |
| BD Connecta | BD | 394601 | Luer-Lock |
| BD Emerald | BD | 307736 | 10 mL syringe |
| BD Emerald | BD | 307736 | 10 mL syringe |
| BD Luer-Lock | BD Plastipak | 300865 | BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe |
| BD Luer-Lock | BD Plastipak | 300865 | BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe |
| BD Platipak | BD | 300613 | 20 mL syringe |
| BD Platipak | BD | 300613 | 20 mL syringe |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393204 | 20G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393204 | 20G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393208 | 17G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393208 | 17G |
| Butomidor Vet | Richter Pharma AG | 531943 | 10 mg/mL |
| Butomidor Vet | Richter Pharma AG | 531943 | 10 mg/mL |
| Check-Flo Performer Introducer | Cook Medical | RCFW-16.0P-38-30-RB | 16 F sheath, 30 cm long |
| Check-Flo Performer Introducer | Cook Medical | RCFW-16.0P-38-30-RB | 16 F sheath, 30 cm long |
| Cios Connect S/N 20015 | Siemens Healthineers | C-arm | |
| Cios Connect S/N 20015 | Siemens Healthineers | C-arm | |
| D-LCC12A-01 | GE Healthcare Finland | Pressure measurement monitor | |
| D-LCC12A-01 | GE Healthcare Finland | Pressure measurement monitor | |
| Durapore | 3M | - | Adhesive tape |
| Durapore | 3M | - | Adhesive tape |
| E-PRESTIN-00 | GE Healthcare Finland | 6152932 | Respirator tubes |
| E-PRESTIN-00 | GE Healthcare Finland | 6152932 | Respirator tubes |
| Exagon vet | Richter Pharma AG | 427931 | 400 mg/mL |
| Exagon vet | Richter Pharma AG | 427931 | 400 mg/mL |
| Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F | St. Jude Medical | 406128 | L: 12 cm |
| Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F | St. Jude Medical | 406128 | L: 12 cm |
| Favorita II | Aesculap | Type: GT104 | |
| Favorita II | Aesculap | Type: GT104 | |
| Fentanyl | B. Braun | 71036 | 50 mikrogram/mL |
| Fentanyl | B. Braun | 71036 | 50 mikrogram/mL |
| Ketaminol Vet | MSD/Intervet International B.V. | 511519 | 100 mg/mL |
| Ketaminol Vet | MSD/Intervet International B.V. | 511519 | 100 mg/mL |
| LabChart | ADInstruments | Data aquisition software | |
| LabChart | ADInstruments | Data aquisition software | |
| Lawton 85-0010 ZK1 | Lawton | Laryngoscope | |
| Lawton 85-0010 ZK1 | Lawton | Laryngoscope | |
| Lectospiral | VYGON | 1159.90 | 400 cm (Luer-LOCK) |
| Lectospiral | VYGON | 1159.90 | 400 cm (Luer-LOCK) |
| Lubrithal eye gel | Dechra, Great Britain | ||
| Lubrithal eye gel | Dechra, Great Britain | ||
| MBH qufora | MBH-International A/S | 13853401 | Urine bag |
| MBH qufora | MBH-International A/S | 13853401 | Urine bag |
| Natriumklorid | Fresenius Kabi | 7340022100528 | 9 mg/ml Isotonic saline |
| Natriumklorid | Fresenius Kabi | 7340022100528 | 9 mg/ml Isotonic saline |
| PICO50 Aterial Blood Sampler | Radiometer | 956-552 | 2 mL |
| PICO50 Aterial Blood Sampler | Radiometer | 956-552 | 2 mL |
| Portex Tracheal Tube | Smiths Medical | 100/150/075 | "Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye" |
| Portex Tracheal Tube | Smiths Medical | 100/150/075 | "Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye" |
| PowerLab 16/35 | ADInstruments | PL3516 | Serial number: 3516-1841 |
| PowerLab 16/35 | ADInstruments | PL3516 | Serial number: 3516-1841 |
| Pressure Extension set | CODAN | 7,14,020 | Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm |
| Pressure Extension set | CODAN | 7,14,020 | Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm |
| Propolipid | Fresenius Kabi | 21636 | Propofol, 10 mg/mL |
| Propolipid | Fresenius Kabi | 21636 | Propofol, 10 mg/mL |
| PTS-X | NuMED Canada Inc. | PTSX253 | Inferior vena cava balloon |
| PTS-X | NuMED Canada Inc. | PTSX253 | Inferior vena cava balloon |
| Radiofocus Introducer II | Radiofocus/Terumo | RS+B80N10MQ | 6+7+8F sheaths |
| Radiofocus Introducer II | Radiofocus/Terumo | RS+B80N10MQ | 6+7+8F sheaths |
| Rompun Vet | Beyer | 86450917 | Xylazin, 20 mg/mL |
| Rompun Vet | Beyer | 86450917 | Xylazin, 20 mg/mL |
| Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine | Teleflex | 178000 | Bladder catheter, size 14 |
| Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine | Teleflex | 178000 | Bladder catheter, size 14 |
| S/5 Avance | Datex-Ohmeda | - | Mechanical ventilator |
| S/5 Avance | Datex-Ohmeda | - | Mechanical ventilator |
| Safersonic Conti Plus & Safergel | SECMA medical innovation | SAF.612.18120.WG.SEC | 18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel) |
| Safersonic Conti Plus & Safergel | SECMA medical innovation | SAF.612.18120.WG.SEC | 18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel) |
| Scisense Catheter | Transonic Scisense | FDH-5018B-E245B | Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter |
| Scisense Catheter | Transonic Scisense | FDH-5018B-E245B | Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter |
| Scisense Pressure-Volume Measurement System | Transonic Scisense | ADV500 | Model: FY097B. Pressure-volume box |
| Scisense Pressure-Volume Measurement System | Transonic Scisense | ADV500 | Model: FY097B. Pressure-volume box |
| Swan-Ganz CCOmbo | Edwards Lifesciences | 744F75 | 110 cm |
| Swan-Ganz CCOmbo | Edwards Lifesciences | 744F75 | 110 cm |
| TruWave Pressure Monitoring Set | Edwards Lifesciences | T434303A | 210 cm |
| TruWave Pressure Monitoring Set | Edwards Lifesciences | T434303A | 210 cm |
| Vivid iq | GE Medical Systems China | Vivid iq | |
| Vivid iq | GE Medical Systems China | Vivid iq | |
| Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg) | Virbac | 83046805 | Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection |
| Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg) | Virbac | 83046805 | Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection |
References
- Burkhoff, D., Mirsky, I., Suga, H. Assessment of systolic and diastolic ventricular properties via pressure-volume analysis: a guide for clinical, translational, and basic researchers. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 501-512 (2005).
- Sagawa, K., Suga, H., Shoukas, A. A., Bakalar, K. M. End-systolic pressure/volume ratio: A new index of ventricular contractility. American Journal of Cardiology. 40 (5), 748-753 (1977).
- Chantler, P. D., Lakatta, E. G., Najjar, S. S. Arterial-ventricular coupling: mechanistic insights into cardiovascular performance at rest and during exercise. Journal of Applied Physiology. 105 (4), 1342-1351 (2008).
- Axell, R. G., et al. Ventriculo-arterial coupling detects occult RV dysfunction in chronic thromboembolic pulmonary vascular disease. Physiological Reports. 5 (7), 13227 (2017).
- Houser, S. R., et al.
- Lahm, T., et al. Assessment of right ventricular function in the research setting: knowledge gaps and pathways forward. An official american thoracic society research statement. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 198 (4), e15-e43 (2018).
- Morimont, P., et al. Effective arterial elastance as an index of pulmonary vascular load. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 294 (6), 2736-2742 (2008).
- Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Experimental Physiology. 98 (6), 1092-1101 (2013).
- Bove, T., et al. Acute and chronic effects of dysfunction of right ventricular outflow tract components on right ventricular performance in a porcine model: Implications for primary repair of tetralogy of fallot. Journal of the American College of Cardiology. 60 (1), 64-71 (2012).
- Townsend, D. Measuring pressure volume loops in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Belenkie, I., Smith, E. R., Tyberg, J. V. Ventricular interaction: From bench to bedside. Annals of Medicine. 33 (4), 236-241 (2009).
- LaCorte, J. C., et al. Correlation of the TIE index with invasive measurements of ventricular function in a porcine model. Journal of the American Society of Echocardiography. 16 (5), 442-447 (2003).
- Amà, R., Leather, H. A., Segers, P., Vandermeersch, E., Wouters, P. F. Acute pulmonary hypertension causes depression of left ventricular contractility and relaxation. European Journal of Anaesthesiology. 23 (10), 824-831 (2006).
- Missant, C., Rex, S., Segers, P., Wouters, P. F. Levosimendan improves right ventriculovascular coupling in a porcine model of right ventricular dysfunction. Critical Care Medicine. 35 (3), 707-715 (2007).
- Mortensen, C. S., et al. Impact of preload on right ventricular hemodynamics in acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. 48 (12), 1306-1312 (2020).
- Kramer, A., et al. Inhaled nitric oxide has pulmonary vasodilator efficacy both in the immediate and prolonged phase of acute pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262091871 (2020).
- Lyhne, M. D., et al. Oxygen therapy lowers right ventricular afterload in experimental acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. , (2021).
- Lyhne, M. D., et al. Right ventricular adaptation in the critical phase after acute intermediate-risk pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262092525 (2020).
- Dietrichs, E. S., Tveita, T., Smith, G. Hypothermia and cardiac electrophysiology: a systematic review of clinical and experimental data. Cardiovascular Research. 115 (3), 501-509 (2018).
- Boulate, D., et al. Early development of right ventricular ischemic lesions in a novel large animal model of acute right heart failure in chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Journal of Cardiac Failure. 23 (12), 876-886 (2017).
- Haney, M. F., et al. Myocardial systolic function increases during positive pressure lung inflation. Anesthesia and Analgesia. 101 (5), 1269-1274 (2005).
- Gorcsan, J., Strum, D. P., Mandarino, W. A., Gulati, V. K., Pinsky, M. R. Quantitative assessment of alterations in regional left ventricular contractility with color-coded tissue doppler echocardiography: Comparison with sonomicrometry and pressure-volume relations. Circulation. 95 (10), 2423-2433 (1997).
- Pinsky, M. R. Dynamic right and left ventricular interactions in the pig. Experimental Physiology. 105 (8), 1293-1315 (2020).
- Mitchell, J. R., et al. RV filling modulates LV function by direct ventricular interaction during mechanical ventilation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 549-557 (2005).
- Larson, E. R., Feldman, M. D., Valvano, J. W., Pearce, J. A. Analysis of the spatial sensitivity of conductance/admittance catheter ventricular volume estimation. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 60 (8), 2316-2324 (2013).
- Hout, G. P. J., et al. Admittance-based pressure-volume loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Baker, A. E., Dani, R., Smith, E. R., Tyberg, J. V., Belenkie, I. Quantitative assessment of independent contributions of pericardium and septum to direct ventricular interaction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 275 (2), 476-483 (1998).
- Sanz, J., Sánchez-Quintana, D., Bossone, E., Bogaard, H. J., Naeije, R. Anatomy, function, and dysfunction of the right ventricle. Journal of the American College of Cardiology. 73 (12), 1463-1482 (2019).
- Gavazzoni, M., et al. Prognostic value of right ventricular free wall longitudinal strain in a large cohort of outpatients with left-side heart disease. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 21 (9), 1013-1021 (2019).
- Berglund, F., Piña, P., Herrera, C. J. Right ventricle in heart failure with preserved ejection fraction. Heart. 106 (23), 1798-1804 (2020).
