Summary
在这里，我们提出了一种闭合胸部方法，用于急性右心室功能不全猪的基于入院的双室压力 - 体积环记录。
Abstract
压力容积 （PV） 回路记录可对心室表现的负荷无关变量进行最先进的研究。单心室评估通常在临床前研究中进行。然而，由于左右心室的平行和连续连接，左右心室发挥功能上的相互依存性，鼓励同时评估两个心室。此外，各种药物干预可能会以不同的方式影响心室及其前负荷和后负荷。
我们描述了在急性右心室 （RV） 超负荷的猪模型中，对基于入院的双心室 PV 环记录的闭胸方法。我们利用微创技术，所有血管通路均由超声波引导。PV导管在荧光镜引导下放置，以避免动物开胸，因为闭合胸部进路可维持相关的心肺生理学。导纳技术提供实时PV环路记录，无需事后处理。此外，我们还解释了在所介绍过程的关键时间点的一些基本故障排除步骤。
所提出的方案是一种可重复且生理相关的方法，可在大型动物模型中获得双心室心脏PV环记录。这可以应用于各种各样的心血管动物研究。
Introduction
压力-容积 （PV） 回路包含大量血流动力学信息，包括收缩末期和舒张末期压力和血容量、射血分数、卒中量和卒中功1。此外，瞬态预载荷降低创建了一系列环路，从中可以导出与负载无关的变量2，3。这种与负荷无关的心室功能评估使PV环路记录成为血流动力学评估中最先进的。PV环路记录可以在人类身上进行，但主要用于并推荐用于临床前研究4，5，6。
压力-容积环路可从右心室 （RV） 和左心室 （LV） 获得。大多数研究假设都集中在单个心室上，导致仅记录单心室PV环7，8，9，10。然而，左右心室由于在紧绷心包内有连续和平行连接而导致收缩期和舒张期相互依赖性11。一个心室的输出量或大小的变化将影响另一个心室的大小、负荷条件或灌注。因此，双心室PV环记录可以更全面地评估心脏总表现。药物干预也可能对两个心室及其负荷状况产生不同的影响，进一步强调了双心室评估的重要性。
PV 导管可通过多种途径进入任一心室，包括从心脏顶端或通过 RV 流出道进入的开胸入路7、10、12、13、14。然而，胸部的开口会影响生理状况，并可能引入偏倚。
根据我们先前研究的经验15，16，17，18，我们的目标是在急性房车衰竭的大型动物模型中展示我们的闭胸双心室PV环记录方法，对心肺生理学的影响最小（图1）。
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Protocol
该协议是根据丹麦和机构关于动物福利和伦理的指导方针制定和使用的。丹麦动物研究监察局批准了该研究（许可证号：2016-15-0201-00840）。使用了约60公斤的丹麦雌性屠宰猪（Landrace，Yorkshire和Duroc的杂交品种）。
1. 麻醉和通气
- 用Zoletil混合物1 mL / kg（ 见材料表）作为肌内注射预先麻醉清醒的猪，以减少动物在运输过程中的压力，疼痛和焦虑。
- 将动物从农场设施运送到研究设施。
- 在耳静脉中建立静脉通路。
- 为此，请轻轻止血带耳朵以引起静脉血瘀。用乙醇在可见的直静脉上消毒皮肤。
- 用20 G静脉导管刺穿静脉并释放止血带。确保用胶带固定通道，以避免移位。
- 用等渗盐水冲洗，以确保静脉导管的正确定位。观察盐水通过时静脉的轻微脱色。
注意：如果出现皮下隆起，静脉导管处于皮下位置，必须将其取出。考虑建立第二次静脉通路作为备用。
- 将动物移到手术台上。将其置于仰卧位。
- 通过7号管的直接喉镜检查猪插管。将管子固定在动物的鼻子/头部，以避免任何意外拔管。通过在通气、听诊和/或足够的呼气二氧化碳上寻找相等的胸腔运动，确保导管的正确定位。
- 将管道连接到预先测试的机械通风机并开始通气。使用压力控制、容积门控通风，潮气量为 8 mL/kg，低流量通风。对于正常氧或更高，吸入氧（FiO2）的比例可以为0.21。调整呼吸频率以达到5 kPa的潮气末二氧化碳。
- 通过丙泊酚3mg / kg / h和芬太尼6.25g / kg / h开始全静脉麻醉。通过缺乏角膜反射和对疼痛刺激的反应来确保足够的麻醉。如有必要，增加输注。
注意：在动物恢复足够的意识以保持胸骨卧位（生存协议）或被安乐死之前，任何时候都不要让动物无人看管。 - 用3导联心电图和脉搏血氧饱和度监测动物。
- 测量体温。如有必要，将动物加热到38-39°C的正常猪温。
注意：体温过低可能会增加由器械触发的心律失常发生的风险19。 - 通过经阴道通路插入膀胱导管（尺寸 14），并连接到尿液采样袋。
- 根据研究方案和要研究的科学假设，考虑静脉注射肝素（必要时每4-6小时重复5000个IE）和/或amiodaron（300mg输注超过20分钟）。
注意：肝素化可以在建立血管内通路后进行。这些药物可能会减轻仪器的使用，但可能会使结果偏倚。或者，在静脉鞘上缓慢输注生理盐水可预防腔内血栓形成。 - 在眼睛上使用兽医软膏以防止干燥。
2. 血管内通路
注意：血管内通路应建立于右颈外静脉、左颈外静脉、左颈动脉、左股动脉和右股静脉。在猪中，颈外静脉比颈内静脉大得多，因此更容易进入。本节所需的所有材料如图 2A所示。
- 在穿刺部位剃须动物，以便进行血管内通路。
- 用氯己定（或聚维酮碘）消毒皮肤，并用异丙醇擦拭干净。再重复 2 个周期。
- 在消毒区域放置无菌悬垂物，盖子上有一个位于中央的孔。
- 使用带有线性探头的超声设备。用无菌盖住探针，并使用无菌凝胶进行血管检查。
- 使用17G无菌静脉导管刺穿皮肤，并通过超声引导针头到血管内定位（图2B，C）。
- 使用Seldinger技术用导丝替换针头。取出静脉导管，只留下血管内腔中的导丝。接下来，在导丝上做一个小的皮肤切口（~5毫米），以方便鞘的插入。
- 将8法国（F）护套放在导丝上并放入所选的容器中（Seldinger技术）。在右颈外静脉（用于右心导管插入术）和左颈动脉（用于左心室PV环导管）中选择8F鞘。需要足够的腔以避免损坏导管。
- 在左颈外静脉放置7F鞘。稍后将更换为更大的护套（见步骤4.4-4.6）。
- 在左股动脉放置7F鞘。该通道用于侵入性血压测量和血气采样。
- 在右股静脉放置 12F（或 14F，如果可用）鞘，用于下腔静脉 （IVC） 球囊插入。考虑对较大的护套使用扩张器，采用两步法。
- 通过抽血（分别为静脉或动脉）和易用等渗盐水冲洗来确认和控制所有鞘的位置。如果一个人可以毫无阻力地抽血，鞘被正确定位在血管内。
- 用皮肤缝合线（尺寸3.0）固定所有鞘，以避免意外去除鞘。在方案完成后，皮肤缝合线将与鞘的去除一起被移除。
- 将股动脉通道连接到压力传感器，并根据大气压力进行校准。确保此设置生成正确形式的动脉压曲线。
- 从动脉鞘中抽取动脉血样本，并在动脉血液采样装置上进行分析，以评估pH值，动脉二氧化碳分压（PaCO2）和氧气（PaO2，取决于您选择的FiO2）以及血红蛋白，电解质，血糖和乳酸水平。
- 如有必要，通过输注所需产品将电解质和血糖校正至标准值。特别是，考虑纠正钾水平，因为钾紊乱可能会增加器械引发的心律失常发生的风险。
- 如果猪在实验前禁食，请考虑推注等渗盐水（10 mL / kg，输注30-60分钟）或类似的晶体，以抵消低血容量。
- 考虑连续输注 4 mL/kg/h 等渗盐水，以抵消整个方案中的汗液。
注意：实验可以在此步骤中暂停。
3. 右心导管插入术
- 用生理盐水冲洗 Swan Ganz 导管，并确保球囊正确充气。
- 将 Swan Ganz 导管的端口连接到压力传感器。将压力重置为大气压，将两个压力端口（分别用于肺动脉和中心静脉压）保持在猪的腋窝中水平。
- 将 Swan Ganz 导管通过 8F 鞘插入右颈静脉（步骤 2.7）。
注意：使用透视检查时，应穿铅围裙或类似防护装置。 - 当 Swan Ganz 导管的远端部分脱离鞘时，在透视镜检查中观察。用相关的注射器给球囊充气。
注意：鞘内天鹅甘兹气球的膨胀会损坏气球。透视透视的前后视图足以治疗所有所述手术。 - 在透视检查中缓慢地推进Swan Ganz导管的运动。较慢的进展将允许血流引导导管。
- 观察远端端口在进入房车时和肺动脉后不久的压力信号的变化（图3）。确保导管向前推进，没有任何阻力。
- 确保压力从中心静脉循环中的5-8 mmHg变化到收缩期的20-30 mmHg和RV的舒张期0-5 mmHg。通过肺动脉瓣膜后，舒张压将为10-15 mmHg（压力信号形状的变化见 图3 ）。
注意：RV 和肺动脉收缩压高于 40（或平均肺动脉压高于 25）可能是动物肺气肿感染导致肺动脉高压的体征。请记住，正压机械通气也可能增加肺动脉压。
- 确保压力从中心静脉循环中的5-8 mmHg变化到收缩期的20-30 mmHg和RV的舒张期0-5 mmHg。通过肺动脉瓣膜后，舒张压将为10-15 mmHg（压力信号形状的变化见 图3 ）。
- 放气球囊，确保远端压力端口仍在肺主动脉中。使用透视和压力信号进行此验证。
4. 右心室压力-容积导管插入术（图4）
- 阅读并遵循制造商的说明。让PV导管在盐水中浸泡至少30分钟。
- 以8通道设置（来自两个心室的压力，体积，相位和量级）打开数据采集软件（参见 材料表）。单击 “开始” 以确保记录压力信号。寻找压力信号中的过度噪音。值将接近0 mmHg，因为压力记录仪仍在动物外部。
- 通过将压力端口保持在盐水表面正下方，将压力校准到零水平，以避免来自上方水柱的不必要的压力影响。
- 将长导丝插入左颈静脉的7F鞘（步骤2.8）。在透视镜检查的指导下，将导丝推进穿过上中央静脉，右心房（RA），进入下腔静脉。确保进步没有任何阻力。当导丝通过 RA 时，过早收缩期事件很常见。
- 提取7F鞘，将导丝留在静脉循环中。压缩入口点以避免出血。使用Seldinger技术，将7F护套换成16F护套。如有必要，延长皮肤切口以获得更大的鞘。
- 在荧光透视的指导下，将16F护套推进到导丝上，直到鞘的尖端（不是扩张器）达到上腔静脉的水平（图4B）。
- 通过小心拉动，拔出扩张器和导丝，但要注意不要取下鞘。用等渗盐水冲洗鞘，以避免腔内血液凝固。
- 将PV导管插入16F护套。
- 使用透视检查跟随PV导管通过鞘，直到压力端口离开鞘。
- 小心地将鞘和 PV 导管一起推进，直到鞘刚好超出心包边界。
- 将PV导管推进到RA中（图4C）。
- 使用鞘长度帮助将PV导管从RA推进到更前方的RV;将16F鞘的外端向下（仰卧动物的后部）和内侧，这将指向鞘的前部。
- 将 PV 导管推进到房车中。这可以通过从PV导管到典型心室形状的压力信号变化以及PV导管与右心室顶点相遇时的触觉阻力来验证。
- 一旦PV导管进入RV，将16F鞘缩回胸腔外，以避免位于心脏附近的装置的任何血流动力学或电影响（图4D）。
- 优化PV导管定位，基于透视，尽可能靠近RV顶点，但不要让它接触心内膜。
注意：使用透视检查观察PV导管和心内膜之间过量的机械接触（如果有的话）。这被视为弯曲的PV导管（包括其尾纤）和通过心电图监测持续存在过早收缩期事件。- 用粘合胶带将PV导管固定在护套的外端，以确保导管定位的稳定性。
注意：有时，浮动导管可能会导致外跳。如果是这样，请尝试在不过度压缩心内膜的情况下固定它。
- 用粘合胶带将PV导管固定在护套的外端，以确保导管定位的稳定性。
- 按照制造商的协议选择相关数量的记录段，并根据记录的相位和幅度信号优化RV中的PV导管定位。
注意：对于体重为60公斤的猪，本实验使用了两段或三段用于RV，最常见的是LV的三段。较小的动物需要更少的片段，反之亦然。导管的定位最初基于信号的大小;压力大小环路的形状应类似于所需的压力-体积回路。幅度幅度应尽可能高（5-10 mS）。相位角应在1-3 o 以内，具有最高的振幅（约1.5 o）。
5. 左心室压力-容积导管插入术（图5）
- 阅读并遵循制造商的说明。让PV导管在盐水中浸泡至少30分钟。
- 将压力校准到零水平（步骤4.3）。
- 将PV导管插入左颈动脉的8F鞘中。
- 通过荧光透视观察PV导管，当PV导管通过鞘朝主动脉瓣方向移动时（图5B）。当PV导管被主动脉瓣停止时，会感觉到阻力。在透视检查中，观察到导管弯曲。
注意：偶尔，PV导管会变成降主动脉。这可以通过荧光透视和PV导管压力曲线上不太突出的主动脉缺口来识别。 - 将 PV 导管缩回主动脉瓣上方约 1 cm 处。
- 将 PV 导管的下一次快速推进同步到心脏周期的收缩期。这将通过开放的主动脉瓣发生。通过从 PV 导管到典型心室形状的压力信号变化，可以验证成功与否。
- 如果尝试通过瓣膜前进失败，请旋转PV导管以更好地定位在升主动脉的中心。如果需要，请重试。
- 一旦进入左心室，根据透视优化左心室PV导管定位，尽可能靠近左心室顶点，但不要让它接触心内膜（图5C）。请参阅步骤 4.15。
注意：偶尔，浮动导管可能会导致心脏过早收缩。如果是这样，请尝试在不过度压缩心内膜的情况下固定它。 - 遵循制造商的协议，根据记录的相位和幅度信号选择相关数量的记录段，并优化LV中PV导管的定位（参见步骤4.16）。
6. 下腔静脉球囊插入术
- 根据需要用生理盐水或造影剂填充注射器以进行充气，并确保球囊可以正确充气。
- 将导丝插入右股静脉的12F鞘中。
- 将导丝推进到膜片水平处的IVC。
- 将球囊插入导丝上，并在末端到期时将其推进到隔膜水平（图5D）。
- 收回导丝并用生理盐水冲洗管腔，以避免血液凝固。
7. 压力-容积导管校准
- 阅读并遵循制造商的说明。
- 确保心电监护仪上稳定的窦性心律和稳定的心肺变量5-10分钟。
- 使用 Swan Ganz 导管通过热稀释测量心输出量 （CO）。平均使用三次注射10 mL的5°C等渗葡萄糖，变异小于10%。在一氧化碳测量过程中观察动物的心率（HR）。将冲程量 （SV） 计算为 SV = CO/HR（单位 mL）。对于每周期体积为 80-110 mL 的 60 kg 猪，正常 CO 为 4-6 L/min。
- 将 SV 输入到 LV 和 RV 的 PV 盒中。
- 检查从两个心室接收到最佳相位和幅度信号。值得注意的是，两个光伏盒必须以不同的频率录制，以避免电子串扰。
- 在短暂性呼吸暂停中，校准（“扫描”）PV信号。
- 如果校准令人满意，请确保两个心室PV回路的正确形状，以及真实的压力和体积。如果没有，请重新进行校准。
8. 基线评估
注意：在研究方案开始之前，实验可以暂停在此水平上，以稳定血液动力学。
- 要记录 PV 环路时，请遵循制造商的说明。在数据采集软件中 按开始 。确保 PV 环路的形状仍然可接受。
- 记录超过30-60秒连续通风的PV循环。通过找到例如三个呼吸周期的平均值来执行分析。或者，在呼吸机上进行短暂的喘气，以达到最终呼气，并分析呼吸暂停引起的这些环路。考虑使用低/无呼气末正压 （PEEP） 和最小可调压力限制 （APL） 阀。
注意：心室功能，尤其是房车，受通气（或自发呼吸）期间胸内压的周期性变化的影响。重要的是，在论文中报告是否在通气或呼吸暂停期间记录了PV回路。 - 对于与负载无关的 PV 变量，请屏住呼吸并等待几次心跳，然后用所选液体缓慢充气 IVC 球囊（步骤 6.1）。球囊逐渐降低心脏前负荷。
- 观察房车PV回路如何逐渐变小并向左移动。
注意：RV 预负荷逐渐降低将逐渐降低 RV 舒张末期容积。较低的体积将导致较低的压力和输出（Starling机制）。有关更多详细信息，请参阅参考文献1，2，3。 - 重要的是，通过保持相关注射器上的压力足够长的时间以降低左心室预载荷（与RV串联）来保持球囊充气。观察左心室压力和体积的逐渐减少。有关示例，请参阅代表性成果部分。
- 快速，放气气球并打开通风。
- 如果反应不令人满意，即没有过早的心脏复合物、窦性心动过缓或类似的心功能影响，则重做8.3-8.7。
- 让猪在下一次IVC闭塞之前稳定2-5分钟。
注意：血液动力学会受到屏气和前负荷减少的短暂影响，特别是在心血管损害模型中。 - 考虑执行三个令人满意的遮挡（见8.7），以提高统计分析的稳健性。
9. 后协议
- 在生存研究中，取出并清洁所有血管内设备（PV 导管、IVC 球囊和 Swan Ganz 导管）。
- 剪下使鞘固定到位的皮肤缝合线。通过手动拉取每个护套。在每个静脉通路部位压迫几分钟以达到止血。
- 对于动脉，取出鞘并压缩更长时间（5-10分钟）以达到止血。或者，考虑使用血管闭合装置。
- 用一条自适应皮肤缝合线（3.0，可吸收缝合线）从鞘上关闭皮肤切口，以避免出血和感染。在每个皮肤切口周围皮下涂抹5 mL布比卡因（5 mg / mL），以缓解疼痛。
- 一旦所有装置都被移除并达到止血，停止麻醉输注。在此阶段仔细观察动物。
- 保持动物插管（最初袖带充气），直到出现喉咙反射并且动物充分清醒以进行拔管。在拔管前后通过脉搏血氧饱和度法继续测量氧气水平，以确保适当的通气。如有必要，请吸氧。
- 在完全康复之前，不要将动物归还给其他动物。
- 对于生存手术，保持适当的无菌条件。请参阅步骤 2.2-2.5。每天观察皮肤切口和缝合线，以发现感染的迹象，包括测量动物的体温。
- 实验结束后，用致命剂量的戊巴比妥（15 mL，400 mg / mL）进行安乐死。
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Representative Results
本说明描述了一种在大型动物中实现来自RV和LV的基于导纳的PV记录的方法。
为了比较我们在RV和LV中的同时PV记录，我们对来自我们最大研究的双心室CO测量值进行了线性回归18 ，同时进行RV CO和LV CO测量的数量最多（来自12只动物的n = 379个记录）。我们发现斜率为1.03（95%CI 0.90-1.15），Y截距为695（95%CI -2-1392），r2= 0.40。这表明每个心室中PV导管测量的CO之间存在良好的相关性。
图6显示了来自RV和LV的PV环路，并表示可接受的环路（图6A，B）以及次优环路（图6C，D）。环不是来自同一动物，而是出于代表性原因选择的。调查人员应密切关注回路的形状，并调整PV导管以提高回路的质量（见制造商的说明）。通常，可以很容易地从LV获得足够的PV回路;调查人员应始终以经典的平方循环为目标。在房车中，有时更难获得没有噪音的经典三角形环路。来自舒张末期血液湍流的一些静态噪声（图6D，环的右下角）是可以接受的。
两个心室的串联导致预负荷减少的顺时移动（见第8.6节）。IVC球囊可快速降低RV预载荷，但低压预载荷直到RV输出因缺乏预载荷而减少后才降低，见图7A。在每只动物中，预载荷的逐渐减少将导致一系列环路，体积和压力逐渐减少到LV和RV（图7B，C）。数据采集软件分析这些循环系列中与负载无关的变量。收缩末期-收缩压-容积关系对应于收缩末期弹性（心室收缩力）。预负荷可募集卒中术 （PRSW） 是将心室卒中与舒张末期容积相关的另一个收缩力变量。舒张末期压力-容积关系对应于舒张末期弹性，是心室舒张功能的量度。在实验方案后分析期间，所有相关性均通过数据采集软件获得。
请注意，只有与负载无关的变量是通过预负载减少从循环系列中获取的。“标准”PV变量（例如，体积，压力，射血分数，压力的一阶导数等）是从通风和正常预紧期间的记录中获得的（步骤8.2）。这些数据再次由数据采集软件进行分析和交付。
所有变量都应在观察者盲法的情况下进行分析。
通过遵循该协议，可以同时记录来自两个心室的实时PV回路。这些记录可以检测疾病模型17，18对两个心室的影响，以及针对前负荷15和后负荷16，17的干预措施的变化。
图 1：检测概述。 对猪进行麻醉，机械通气并处于仰卧位。（A）说明了右颈外静脉中的鞘，Swan Ganz导管通过该鞘推进到肺动脉。（B）显示左心室压力容积导管插入左颈动脉，其中（C）是通过左颈外静脉插入的右心室压力通量导管。从右股静脉开始，下腔静脉球囊推进到横膈膜水平（D）。将此与透视图像（ 图5D）进行比较。 请点击此处查看此图的放大版本。
图 2：超声引导的血管内通路。 （A） 确保所有设备都已准备就绪、无菌且功能正常。必要的设备包括7F鞘（橙色），8F鞘（蓝色）和12F鞘（白色），Seldinger技术的导丝，用于血管内通路的静脉导管，注射器，等渗盐水，手术刀和缝合线。（B）使用线性超声探头引导静脉导管插入请求的血管。应始终遵循针尖，以避免刺穿周围组织。在（C）处，使用面外超声方法将针（白色箭头）放置在股静脉中央（部分用虚线蓝色标记）。股动脉部分用红色虚线标记，应使用超声引导技术进行标点符号检查。避免切割技术可以最大限度地减少动物的创伤，疼痛和压力反应。 请点击此处查看此图的放大版本。
图3：右心导管插入术。 设备如（A）所示，配有Swan Ganz导管（黄色箭头）和注射器和等渗盐水。确保吸头气球工作正常。透视图片显示在（B-D）中。Swan Ganz导管用充气的球囊（导管尖端周围的光晕，用虚线箭头标记）推进。Swan Ganz 导管通过右心房 （B）、右心室（C，前向，即在图片外）并进入肺动脉 （D）。确保球囊放气时吸头不会缩回右心室。球囊最终必须放气（D，无晕轮），以避免影响血流或导致楔入。请注意，在这些图片中，Swan Ganz导管通过大鞘推进，因为图片源于我们的右心室衰竭模型（参考文献18），其中大鞘用于肺栓塞诱导。大鞘本身对于本文介绍的闭合胸部双心室压力-容积仪器不是必需的，因此不包括在本方案中。 请点击此处查看此图的放大版本。
图 4：右心室压力-容积导管插入。 所需材料如（A）所示，包括压力容积导管（蓝色箭头）、导丝和 16F 30 cm 护套（黑色箭头）。（B）显示了16F护套在导丝上前进的透视图像，该导丝继续进入下腔静脉。将压力容积导管通过鞘推进到右心房（C）。使用鞘的长度将其尖端对准右心室，并推进压力容积导管。注意右心室外和右心室内的压力信号不同。最终，将鞘从胸腔（D）中收回。 请点击此处查看此图的放大版本。
图 5：左心室压力-容积导管和下腔静脉插入术。 所需材料如（A）所示，包括压力容积导管（红色箭头）和下腔静脉球囊（绿色箭头）。左心室压力-容积导管逆行（从图中的顶部开始），伴有主动脉压信号（B）。通过主动脉瓣后，压力信号发生变化，导管可以放置在靠近顶点（C）的地方。下腔静脉球囊从下部推进到隔膜水平（D）。隔膜部分标有绿色虚线曲线。球囊在前进和定位时必须放气，并且只有在记录与负载无关的压力体积变量时才会暂时充气。将此面板与 图 1 中仪器的概述进行比较。 请点击此处查看此图的放大版本。
图 6：来自两个心室的各种压力-容积回路。 在左侧，显示了来自左心室的压力容积环路。（A）是最佳方形环，是左心室的典型，而（C）是次优环。后者应该得到改善，因为通常可以从左心室获得良好的袢。在右侧，显示了来自右心室的压力容积回路。（B）是无噪声的最优环路，具有三角形。（D）代表具有更多噪声的环路，通常见于右下角，即在舒张末期，血流在心室中改变方向，导致湍流。 请点击此处查看此图的放大版本。
图 7：下腔静脉球囊充气引起的预负荷降低。 （A） 显示了从左心室（上图）和右心室（下图）同时记录的压力、体积、相位和幅度。X轴是时间。请注意，在左心室压力和容量减少之前，右心室的压力和体积如何减小。因此，下腔静脉球囊必须充气足够长的时间，以引起两个心室的预负荷降低（步骤8.4-8.6）。（B）和（C）显示了左心室（B）和右心室（C）的预负荷减少期间具有代表性的压力体积环族（即x轴上的体积和y轴上的压力）。 请点击此处查看此图的放大版本。
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Discussion
本文介绍了一种可重复的微创闭合胸入路，用于双心室压力-体积环记录。
将PV导管从RA推进到RV是该协议中最关键的步骤。RV的复杂组成和导管的刚度使插入易于膨胀和几何上具有挑战性的RV变得复杂。这种困难可以解释为什么通常首选开胸器械。在试点研究期间，尝试并放弃了许多通路和技术，包括右颈外静脉通路，胸骨上通路进入上腔静脉和下腔静脉。根据这些试点研究，从颈部左侧进入被发现是最简单，最可重复的方法。
我们的目标是为进入房车的这一具有挑战性的步骤提供故障排除建议。首先，PV导管通常会从RA进入下腔静脉。当PV导管离开心包阴影时，通过透视很容易识别，并且在适当的压力曲线中未观察到任何变化。我们建议密切观察Swan Ganz导管通过RA的路径，以模仿RV PV导管的相同路径。将PV导管缩回RA的顶部，并在任一方向和/或操纵鞘的位置和方向旋转45-180o。有时，可能需要将鞘的尖端推进到RA中。从本质上讲，这是一种“命中或未命中”的方法，但透视指导有很大的帮助。当遇到困难通过主动脉瓣推进左心室PV导管时，PV导管旋转的相同方法可能是有益的。
在极少数情况下，房车PV导管很难推进到房车，尽管经过多次尝试并通过上述故障排除优化了工作条件。我们使用以下方法作为备份方法。将PV导管从动物体内收回。通过左颈外静脉的鞘插入另一个Swan Ganz导管，并将其推进到肺动脉（即，重复步骤3.1-3.8，但从左侧）。使用第二根Swan Ganz导管作为导丝，并将16F护套推进到RV中。这可能会导致室性心律失常，因此建议快速完全拔出Swan Ganz导管，并将PV导管通过16F鞘直接插入RV.缩回16F鞘，同时确保PV导管保留在RV中。这种技术会给心脏带来更大但短暂的机械压力，但作为备用技术是有效的。或者，也可以使用可操纵护套。
所提出的双室 PV 导管闭合胸器械方法具有潜在的意义。以前的大型动物研究通常依赖于单室PV测量8，20，21 这些测量在评估完整的心血管生理学方面具有固有的缺点，因为它可能会错过对另一个心室的介入作用。同样，在大型动物模型中使用PV回路的研究中，开胸方法也很常见7，10，13，14，22。然而，胸部和心包的打开会影响血液动力学，特别是对于RV23，24，并且可能会使结果偏倚。我们的技术确保了彻底的心肺检查，对血流动力学的影响微不足道，从而降低了偏倚风险。
我们使用基于导纳的技术进行 PV 循环记录。PV环路传统上是基于电导技术记录的。新出现的基于导纳的技术允许实时减去并行电导，从而避免了PV数据的事后处理25。基于导纳的PV环路记录已经过充分验证8，26。
所提出的方法可能不限于急性房车功能障碍的动物模型15，16，17，18 ，但可以应用于广泛的心肺研究。这两个心室在收缩期和舒张期是相互依存的11，27。左心室和隔膜占房车射血量的20-40%28，房车功能是左心室疾病结局的重要预测因素29，30。因此，我们建议进行任何类型的心肺临床前研究的研究人员应考虑进行双心室心脏评估。
提供的设置有一些限制。首先，仪器和血流动力学评估要求对动物进行麻醉和机械通气。这将与正常的生理学不同，但无论PV仪器方法如何，它都是一个缺点。其次，仪器需要透视，由于暴露于研究人员的辐射，这需要注意。此外，并非所有动物研究机构都可以使用这种专业且昂贵的设备。第三，RV的形状对于通过直导管评估容积测定不是最佳的，并且我们的顺行方法可能会错过RV流出道的次要部分。然而，在用固定导管干预之前和/或之后进行重复测量将限制这种偏倚。此外，PV循环记录通常提供了许多血液动力学变量，超过了这个问题。最后，与可以手动操作设备的开箱方法相比，仪器技术可能很难学习。
总之，我们提出了一种可重复且生理相关的方法，用于在大型动物模型中进行双心室心脏PV循环记录。该技术可适用于大型动物模型中的各种心血管研究。
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Disclosures
作者均无任何利益冲突可申报。
Acknowledgments
这项工作得到了挪度急性医学基金会（3374），Holger和Ruth Hesse的纪念基金会，Søster和Verner Lippert基金会，诺和诺德基金会（NNF16OC0023244，NFF17CO0024868）和阿尔弗雷德·本松基金会的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12L-RS | GE Healthcare Japan | 5141337 | Ultrasound probe |
| 12L-RS | GE Healthcare Japan | 5141337 | Ultrasound probe |
| Adhesive Aperature Drape (OneMed) | evercare | 1515-01 | 75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm) |
| Adhesive Aperature Drape (OneMed) | evercare | 1515-01 | 75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm) |
| Alaris GP Guardrails plus | CareFusion | 9002TIG01-G | Infusion pump |
| Alaris GP Guardrails plus | CareFusion | 9002TIG01-G | Infusion pump |
| Alaris Infusion set | BD Plastipak | 60593 | |
| Alaris Infusion set | BD Plastipak | 60593 | |
| Alkoholswap | MEDIQ Danmark | 3340012 | 82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection |
| Alkoholswap | MEDIQ Danmark | 3340012 | 82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection |
| Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff | Cook Medical | THSF-25-260-AES | diameter: 0.025 inches, length: 260 cm |
| Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff | Cook Medical | THSF-25-260-AES | diameter: 0.025 inches, length: 260 cm |
| BD Connecta | BD | 394601 | Luer-Lock |
| BD Connecta | BD | 394601 | Luer-Lock |
| BD Emerald | BD | 307736 | 10 mL syringe |
| BD Emerald | BD | 307736 | 10 mL syringe |
| BD Luer-Lock | BD Plastipak | 300865 | BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe |
| BD Luer-Lock | BD Plastipak | 300865 | BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe |
| BD Platipak | BD | 300613 | 20 mL syringe |
| BD Platipak | BD | 300613 | 20 mL syringe |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393204 | 20G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393204 | 20G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393208 | 17G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393208 | 17G |
| Butomidor Vet | Richter Pharma AG | 531943 | 10 mg/mL |
| Butomidor Vet | Richter Pharma AG | 531943 | 10 mg/mL |
| Check-Flo Performer Introducer | Cook Medical | RCFW-16.0P-38-30-RB | 16 F sheath, 30 cm long |
| Check-Flo Performer Introducer | Cook Medical | RCFW-16.0P-38-30-RB | 16 F sheath, 30 cm long |
| Cios Connect S/N 20015 | Siemens Healthineers | C-arm | |
| Cios Connect S/N 20015 | Siemens Healthineers | C-arm | |
| D-LCC12A-01 | GE Healthcare Finland | Pressure measurement monitor | |
| D-LCC12A-01 | GE Healthcare Finland | Pressure measurement monitor | |
| Durapore | 3M | - | Adhesive tape |
| Durapore | 3M | - | Adhesive tape |
| E-PRESTIN-00 | GE Healthcare Finland | 6152932 | Respirator tubes |
| E-PRESTIN-00 | GE Healthcare Finland | 6152932 | Respirator tubes |
| Exagon vet | Richter Pharma AG | 427931 | 400 mg/mL |
| Exagon vet | Richter Pharma AG | 427931 | 400 mg/mL |
| Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F | St. Jude Medical | 406128 | L: 12 cm |
| Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F | St. Jude Medical | 406128 | L: 12 cm |
| Favorita II | Aesculap | Type: GT104 | |
| Favorita II | Aesculap | Type: GT104 | |
| Fentanyl | B. Braun | 71036 | 50 mikrogram/mL |
| Fentanyl | B. Braun | 71036 | 50 mikrogram/mL |
| Ketaminol Vet | MSD/Intervet International B.V. | 511519 | 100 mg/mL |
| Ketaminol Vet | MSD/Intervet International B.V. | 511519 | 100 mg/mL |
| LabChart | ADInstruments | Data aquisition software | |
| LabChart | ADInstruments | Data aquisition software | |
| Lawton 85-0010 ZK1 | Lawton | Laryngoscope | |
| Lawton 85-0010 ZK1 | Lawton | Laryngoscope | |
| Lectospiral | VYGON | 1159.90 | 400 cm (Luer-LOCK) |
| Lectospiral | VYGON | 1159.90 | 400 cm (Luer-LOCK) |
| Lubrithal eye gel | Dechra, Great Britain | ||
| Lubrithal eye gel | Dechra, Great Britain | ||
| MBH qufora | MBH-International A/S | 13853401 | Urine bag |
| MBH qufora | MBH-International A/S | 13853401 | Urine bag |
| Natriumklorid | Fresenius Kabi | 7340022100528 | 9 mg/ml Isotonic saline |
| Natriumklorid | Fresenius Kabi | 7340022100528 | 9 mg/ml Isotonic saline |
| PICO50 Aterial Blood Sampler | Radiometer | 956-552 | 2 mL |
| PICO50 Aterial Blood Sampler | Radiometer | 956-552 | 2 mL |
| Portex Tracheal Tube | Smiths Medical | 100/150/075 | "Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye" |
| Portex Tracheal Tube | Smiths Medical | 100/150/075 | "Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye" |
| PowerLab 16/35 | ADInstruments | PL3516 | Serial number: 3516-1841 |
| PowerLab 16/35 | ADInstruments | PL3516 | Serial number: 3516-1841 |
| Pressure Extension set | CODAN | 7,14,020 | Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm |
| Pressure Extension set | CODAN | 7,14,020 | Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm |
| Propolipid | Fresenius Kabi | 21636 | Propofol, 10 mg/mL |
| Propolipid | Fresenius Kabi | 21636 | Propofol, 10 mg/mL |
| PTS-X | NuMED Canada Inc. | PTSX253 | Inferior vena cava balloon |
| PTS-X | NuMED Canada Inc. | PTSX253 | Inferior vena cava balloon |
| Radiofocus Introducer II | Radiofocus/Terumo | RS+B80N10MQ | 6+7+8F sheaths |
| Radiofocus Introducer II | Radiofocus/Terumo | RS+B80N10MQ | 6+7+8F sheaths |
| Rompun Vet | Beyer | 86450917 | Xylazin, 20 mg/mL |
| Rompun Vet | Beyer | 86450917 | Xylazin, 20 mg/mL |
| Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine | Teleflex | 178000 | Bladder catheter, size 14 |
| Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine | Teleflex | 178000 | Bladder catheter, size 14 |
| S/5 Avance | Datex-Ohmeda | - | Mechanical ventilator |
| S/5 Avance | Datex-Ohmeda | - | Mechanical ventilator |
| Safersonic Conti Plus & Safergel | SECMA medical innovation | SAF.612.18120.WG.SEC | 18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel) |
| Safersonic Conti Plus & Safergel | SECMA medical innovation | SAF.612.18120.WG.SEC | 18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel) |
| Scisense Catheter | Transonic Scisense | FDH-5018B-E245B | Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter |
| Scisense Catheter | Transonic Scisense | FDH-5018B-E245B | Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter |
| Scisense Pressure-Volume Measurement System | Transonic Scisense | ADV500 | Model: FY097B. Pressure-volume box |
| Scisense Pressure-Volume Measurement System | Transonic Scisense | ADV500 | Model: FY097B. Pressure-volume box |
| Swan-Ganz CCOmbo | Edwards Lifesciences | 744F75 | 110 cm |
| Swan-Ganz CCOmbo | Edwards Lifesciences | 744F75 | 110 cm |
| TruWave Pressure Monitoring Set | Edwards Lifesciences | T434303A | 210 cm |
| TruWave Pressure Monitoring Set | Edwards Lifesciences | T434303A | 210 cm |
| Vivid iq | GE Medical Systems China | Vivid iq | |
| Vivid iq | GE Medical Systems China | Vivid iq | |
| Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg) | Virbac | 83046805 | Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection |
| Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg) | Virbac | 83046805 | Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection |
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