Name: 라이브 이미징 및 상해 응답의 연구에 대한 마이크로 유체 칩을 사용 초파리 애벌레 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 46 s
Description: 배우세요 Drosophila 애벌레를 마이크로 유체 칩으로 비침습적으로 고정하여 라이브 이미징하는 방법을. 이 기술은 축삼 운반과 신경 재생 연구에 활용됩니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

이 작품은 (CAC에 의해 R00MH080599, 노스 캐롤라이나에 R21 NS062313 및 NS069844) 국립 과학 재단 (National Science Foundation), (허가 번호 CAC에 IOS-0842701), 건강의 국립 연구소에 의해 지원되었다. 우리는 기술 지원을 제임스 SCHUTT, 에밀리 한, 그리고 레니 트루 옹을 인정, 그리고 플라이 라인에 대한 블루밍턴 증권 센터 것이다. 모든 칩은 미시간 대학의 루리 나노 제조 시설에서 제조 하였다.

1. PDMS 칩 만들기 SU-8 몰드에서 PDMS 칩을 만들려면 단계 1.1-1.7를 따릅니다. 칩에 손이지만, 사용을위한 조립해야하는 경우, 1.8 단계로 이동합니다. <ol><li> PDMS 기반의 45g과 작은 일회용 플라스틱 용기에 PDMS 키트에서 에이전트 (10시 1분 비율) 경화 4.5 g을 혼합하고 철저 플라스틱 볶음 스틱을 사용하여 혼합. </li><li> 모든 거품을 제거하기 위해 10 분 동안 진공 용기 (예를 들면 데시 케이 터)에 컨테이너를 배치합니다. </li><li> 직경의 플라스틱 접시에 150 ㎜의 아래쪽에있는 SU-8 몰드를 삽입하고 천천히 금형에 PDMS 혼합물을 부어. PDMS를 붓는 동안 기포가 발생하지 않도록주의하라. </li><li> 4 시간 동안 650 ° C의 오븐 (또는 인큐베이터)에 PDMS를 치료. </li><li> 오븐에서 경화 PDMS/SU-8 곰팡이를 제거하고 몇 분 동안 냉각 할 수 있습니다. </li><li> 면도날을 사용하여, SU-8 몰드의 가장자리를 따라 경화 된 PDMS 잘라 SU-8 몰드에서 분리. </li><li> PDMS의 슬래브를 분할면도날을 사용하여 개개의 칩으로 PDMS. </li><li> 21 G 분배 바늘을 사용하여, PDMS 칩 (도 1a에 도시 된)의 진공 포트에 구멍을 찌를. </li><li> 23 G 분배 바늘을 가지고 바늘이 잠금 허브에서 밀고 휴식의 기지에서 몇 번 바늘 끝을 트위스트. </li><li> 튜브 바늘의 적어도 밀리미터를 덮도록 폴리에틸렌 튜브의 작은 조각에 23 G 바늘 끝을 삽입합니다. 그리곤 바늘의 여분의 튜브를 잘라 면도날을 사용합니다. 이 진공 흡기 포트에 삽입 할 때 인감을 만듭니다 바늘의 한쪽 끝의 주위에 플라스틱 링을 만듭니다. </li><li> 거꾸로 현미경 (그림 1B와 2A-B)와 함께 사용 : 진공 포트의 구멍에 23 G 바늘 끝을 삽입합니다. 직립 현미경 (그림 1C 및 2C-D)와 함께 사용할 경우 : 21 G의 dispe와 PDMS 칩의 측면에 두 번째 구멍을 찌를바늘을 nsing,이 구멍은 측면에서 첫 번째 구멍에 대한 액세스를 제공합니다. 그런 측면 구멍에 튜브 링 23 G 바늘 끝을 삽입합니다. 상단 구멍 (그림 1C)를 밀봉하는 PDMS 칩의 맨 위에 양면 테이프의 조각을 놓습니다. </li><li> 길이 약 20 cm입니다 폴리에틸렌 배관의 조각을 가져 가라. 진공 포트에 삽입 된 니들 팁을 튜브의 한 쪽을 연결한다. </li><li> (재료의 목록에서 &#39;3 웨이 스톱 콕을 참조) 3 - 웨이 밸브의 포트 중 하나에 튜브의 다른 쪽을 연결 </li><li> 나머지 두 개의 포트 중 하나에 20 ML의 주사기를 연결합니다. 마지막 포트는 환경에 열려 있습니다. </li></ol> 2. 라이브 영상의 유충 칩을 사용하여 <ol><li> 투명 접착 테이프로 PDMS 칩을 청소합니다. 칩의 바닥에 테이프의 조각을 연결합니다. 테이프가 전체 PDMS 표면을 손으로 만져되어 있는지 확인하고 테이프를 벗겨. </li><li> 확인이 만드는 위의 2 단계 - 반복 배PDMS 칩의 표면에 (이전의 실험에서 유지)에는 입자 또는 오일이 없습니다. PDMS 칩 재사용하기 때문에, 그것이 유리에 PDMS의 접착력에 영향을 불충분 밀봉 초래할 수 있으므로 오일 잔류 물을 제거하는 것이 매우 중요하다. </li><li> 물이 들어있는 페트리 접시에 3 차 령 유충을 조기 (즉 꼴)를 전송합니다. (꼴 3 차 령 단계 유충은 오히려 문화 유리 병의 측면보다, 음식에). 배지를 제거하기 위해 물에 유충 목욕. </li><li> 깨끗한 유리 커버 슬립을 가지고 그 중심에 할로 카본 700 기름의 작은 방울을 배치합니다. </li><li> 집게를 사용하여 부드럽게 집어 깨끗하고 (유충의 길이가 ~ 3.5-4 mm이어야 함) 물에서 3 차 령 유충을 조기 개최. 과잉의 물을 제거하고 기름 하락에 배치하는 경량 닦아 또는 종이 수건에 간략하게 동물을 놓습니다. 드롭은 충분히 작은 애벌레의 기관이 코팅되지 않은 것이어야한다. 유충 역에게하자10 초 동안 기름 하락에 y를 입력합니다. </li><li> 오일 드롭 유충을 제거하고 깨끗한 유리 커버 슬립에 놓습니다. </li><li> 다른 깨끗한 유리 커버 슬립에 유충을 전송합니다. 이 단계는 여분의 기름을 제거합니다. </li><li> 유충 방향에주의를 기울이십시오. 신경 코드와 분절 신경 이미징의 경우, 유충의 복부 측면은 커버 슬립에 앉아 있어야합니다. 세로 두 기관 튜브 특징은 몸 윗면이 위쪽을 향해야합니다. 참고 :이 유충 자연스럽게 선호하는 방향이다. </li><li> 부드럽게 애벌레 위에 PDMS 칩을 놓습니다. 유충은 진공 포트 지향의 꼬리, microchamber의 중심 가운데로 정렬되어야합니다. 유충은 실의 가장자리에 닿지 않도록주의하십시오. 이는 전방과 후방 기관 단자에 특히 중요합니다. 참고 :이 단계는 가장 좋은 실체 현미경을 수행합니다. </li><li> 좋은 밀봉을 위해 유리 coverslip에 대한 PDMS 칩을 밀어 넣습니다. 유충이 완전히 있는지 확인PDMS 칩은 유리 coverslip에 닿는 microchamber으로 둘러싸인. </li><li> 주사기 진공을 만들 수 (튜브를 통해) PDMS의 microchamber에서 공기를 그릴 수 있도록에서 3 방향 밸브를 전환합니다. </li><li> 한 손으로 단단히 PDMS 칩 / 유리 커버 슬립을 개최합니다. 주사기 플런저를 잡아 다른 손을 사용합니다. 저항이 진공을 만들려면 주사기 손잡이에 느껴질 때까지, 공기의 2 ~ 2.5 ㎖를 철회. 진공 PDMS 칩, 기름, 및 커버 슬립 인터페이스 단단히 밀착 생산 및 유충의 이동성을 제한합니다. </li><li> PDMS 칩은 주사기에서 환경으로부터 격리되도록 오프 밸브를 전환합니다. 결과적으로, 비교적 안정된 진공도는 주사기 플런저를 유지하기위한 필요없이 microchamber 유지된다. </li><li> 전체 동물의 몸 microchamber 내부에 배치하고, 동물이 움직일 수 있다는 것을 확인하기 위해 입체경에서 유충을 확인합니다. 기관은 볼 수 있어야합니다. 나머지PDMS 칩은 커버 슬립과 접촉해야한다. 참고 : 올바르게 칩에 고정 동물의 예는도 2E 및 2 층을 참조하십시오. 일부 잘못된 방향은 그림 2G 하반기에 표시됩니다. </li><li> 현미경의 유충 칩 (PDMS 칩 + 유리 커버 슬립)를 놓습니다. 유충 칩, 튜브 및 주사기의 coverslip에서 PDMS 칩의 분리를 방지하기 위해주의 깊게 취급해야한다. 직립 현미경의 경우, 양면 테이프 (그림 1C)로 현미경 단계로 칩의 &#39;최고&#39;면을 고정합니다. </li><li> 그 동물의 구조 (들)을 찾아 영상을 수행하는 고배율 목적 (석유 침수, 40-63X 권장)를 사용합니다. 어떤 경우에는, 낮은 배율이 고배율로 전환하기 전에 이미징 원하는 영역을 식별하기 위해 필요할 수있다. </li><li> 촬상이 완료되면 위치 전환 밸브에 의해 진공을 해제즉, 환경에 열려 있습니다. </li><li> 커버 슬립의 PDMS 칩을 분리합니다. 유충은 즉시 운동성이 있어야한다. </li><li> microchamber에서 유충을 제거하고 부드럽게 복구를위한 포도 주스 한천 플레이트에 유충을 배치 집게를 사용합니다. </li></ol> 3. 애벌레 부위 별 신경에 신경 압박 손상을 유도 <ol><li> 분리하기 위해 위의 단계 2.3에 따라 조기 원하는 유전자형의 3 차 령 애벌레를 개최. 단계 2.3에서 설명한 바와 같이 음식을 제거하기 위해 물에 유충 목욕. </li><li> CO와 함께, 표준 비행 CO 2 마취 스테이션을 사용하여 2 패드는 애벌레를 정복하기 위해 해부 실체 현미경을 유지했다. 유충은 1 ~ 2 분 동안 CO 2 패드에 배치 한 후 immotile 될 것이다. </li><li> 이제 실체 현미경을 이용하여 포도 주스 한천 플레이트에 하나의 마취 유충을 배치합니다. 복부 신경 코드를 시각화하고 (표피를 통해 신경 분절까지 동물의 복부 측면을 돌려 <str사연&gt; 그림 3). 유충이 완전히 immotile되어 있는지 확인합니다. </li><li> Dumostar 수 - 5 집게를 사용하여 단단하게 5 ~ 10 초 동안 표피를 통해 분절 신경을 꼬집어. 이것이 제대로되면 표피는 그대로 유지하고 체벽는 관통되지 않는다. 참고 : 부상, 전후방 몸의 축을 따라 서로 다른 위치에서 수행 할 수는 한 복부 신경 코드, 침샘, 창자 등의 손상되지 않습니다. 도 3d에 도시 된 바와 같이 가장 효과적인 부상 위치는 3 차 복부 세그먼트의 끝 부분이다. 이 위치에 손상을 가장 신경의 손상과 동물을 죽이지 않고 재현 할 수있는 가장 쉬운 방법입니다. </li><li> 부상 후, 동물을 돌려 아래로 포도 접시에 자사의 복부 측면이있다. 그것은 머리를 이동하고 먹을 수 있어야합니다. 부상이 성공하면, 그 유충의 후반부는 마비 될 것입니다. </li><li> 25에 포도 주스 한천 플레이트에 부상당한 동물을 유지 및# 176; C 실험 목적에 따라 원하는 시간. 운동 신경원의 경우, 근위 그루터기는 부상 14 ~ 10 시간 이내에 싹이 트기 시작하고, 말초 그루터기는 6 ~ 8 시간 (15) 내에 퇴화하기 시작합니다. 클래스 IV 다 감각 신경의 경우, 근위 그루터기는 부상 후 3 ~ 4 시간 이내에 변질 4-6 시간, 및 말초 그루터기 시작에서 새싹을 시작합니다. 참고 : 해당 인 Gal4 드라이버와 형광 기자와 함께, 발아 및 변성 (예를 들어, 그림 6 참조) 유충 칩에 관찰 할 수있다. </li></ol>

<ol><li>Pilling, A. D., Horiuchi, D., Lively, C. M., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinesin-1+and+Dynein+are+the+primary+motors+for+fast+transport+of+mitochondria+in+Drosophila+motor+axons%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Kinesin-1 and Dynein are the primary motors for fast transport of mitochondria in Drosophila motor axons.</a> Mol. Biol. Cell. 17, 2057-2068 (2006).</li>
<li>Gunawardena, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+axonal+transport+by+loss+of+huntingtin+or+expression+of+pathogenic+polyQ+proteins+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Disruption of axonal transport by loss of huntingtin or expression of pathogenic polyQ proteins in Drosophila.</a> Neuron. 40, 25-40 (2003).</li>
<li>Miller, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observation+demonstrates+that+Liprin-alpha+is+required+for+trafficking+of+synaptic+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Direct observation demonstrates that Liprin-alpha is required for trafficking of synaptic vesicles.</a> Curr. Biol. 15, 684-689 (2005).</li>
<li>Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watching+a+synapse+grow%3A+noninvasive+confocal+imaging+of+synaptic+growth+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila.</a> Neuron. 22, 719-729 (1999).</li>
<li>Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+synapse+development+and+measuring+protein+dynamics+using+two-color+fluorescence+recovery+after+photo-bleaching+at+Drosophila+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses.</a> Nat. Protoc. 2, 3285-3298 (2007).</li>
<li>Schmid, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-dependent+site-specific+changes+of+glutamate+receptor+composition+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Activity-dependent site-specific changes of glutamate receptor composition in vivo.</a> Nat. Neurosci. 11, 659-666 (2008).</li>
<li>Fuentes-Medel, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glia+and+muscle+sculpt+neuromuscular+arbors+by+engulfing+destabilized+synaptic+boutons+and+shed+presynaptic+debris%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Glia and muscle sculpt neuromuscular arbors by engulfing destabilized synaptic boutons and shed presynaptic debris.</a> PLoS Biol. 7, (2009).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAndlauer%2C+TF+%22Building+an+imaging+chamber+for+in+vivo+imaging+of+Drosophila+larvae%22">Building an imaging chamber for in vivo imaging of Drosophila larvae</a>. , Cold Spring Harb. Protoc. 476-480 (2012).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+reduces+excitability+of+Drosophila+larval+motoneurons+by+activating+a+hyperpolarizing+leak+conductance%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane reduces excitability of Drosophila larval motoneurons by activating a hyperpolarizing leak conductance.</a> Anesthesiology. 108, 434-446 (2008).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+depresses+glutamate+release+by+reducing+neuronal+excitability+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Isoflurane depresses glutamate release by reducing neuronal excitability at the Drosophila neuromuscular junction.</a> J. Physiol. 558, 489-502 (2004).</li>
<li>Mondal, S., Ahlawat, S., Rau, K., Venkataraman, V., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+in+vivo+neuronal+transport+in+genetic+model+organisms+using+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Traffic%22%5BJournal%5D)">Imaging in vivo neuronal transport in genetic model organisms using microfluidic devices.</a> Traffic. 12, 372-385 (2011).</li>
<li>Ghannad-Rezaie, M., Wang, X., Mishra, B., Collins, C., Chronis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+chips+for+in+vivo+imaging+of+cellular+responses+to+neural+injury+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Microfluidic chips for in vivo imaging of cellular responses to neural injury in Drosophila larvae.</a> PloS one. 7, (2012).</li>
<li>Schmid, A., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+neuromuscular+junctions%3A+histology+and+in+vivo+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of neuromuscular junctions: histology and in vivo imaging.</a> Methods Mol. Biol. 420, 239-251 (2008).</li>
<li>Xiong, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+turnover+of+the+Wallenda%2FDLK+kinase+regulates+a+retrograde+response+to+axonal+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Protein turnover of the Wallenda/DLK kinase regulates a retrograde response to axonal injury.</a> J Cell Biol. 191, 211-223 (2010).</li>
<li>Xiong, X., Collins, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+conditioning+lesion+protects+axons+from+degeneration+via+the+Wallenda%2FDLK+MAP+kinase+signaling+cascade%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A conditioning lesion protects axons from degeneration via the Wallenda/DLK MAP kinase signaling cascade.</a> J. Neurosci. 32, 610-615 (2012).</li>
<li>Byrne, A. B., Edwards, T. J., Hammarlund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Laser+Axotomy+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo Laser Axotomy in C. elegans.</a> J. Vis. Exp. (51), (2011).</li>
<li>Williams, W., Nix, P., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Constructing+a+Low-budget+Laser+Axotomy+System+to+Study+Axon+Regeneration+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Constructing a Low-budget Laser Axotomy System to Study Axon Regeneration in C. elegans.</a> J. Vis. Exp. (57), (2011).</li>
<li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neural+activity+in+worms%2C+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nat. Methods. 6, 875-881 (2009).</li>
<li>Chudakov, D. M., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+intracellular+protein+movements+using+photoswitchable+fluorescent+proteins+PS-CFP2%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Tracking intracellular protein movements using photoswitchable fluorescent proteins PS-CFP2.</a> 2, 2024-2032 (2007).</li>
<li>Gurskaya, N. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+of+a+monomeric+green-to-red+photoactivatable+fluorescent+protein+induced+by+blue+light%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Engineering of a monomeric green-to-red photoactivatable fluorescent protein induced by blue light.</a> Nat. Biotechnol. 24, 461-465 (2006).</li>
<li>Rao, S., Lang, C., Levitan, E. S., Deitcher, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+neuropeptide+expression%2C+transport%2C+and+exocytosis+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Visualization of neuropeptide expression, transport, and exocytosis in Drosophila melanogaster.</a> J. Neurobiol. 49, 159-172 (2001).</li>
<li>Fujioka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Even-skipped%2C+acting+as+a+repressor%2C+regulates+axonal+projections+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Even-skipped, acting as a repressor, regulates axonal projections in Drosophila.</a> Development. 130, 5385-5400 (2003).</li>
<li>Rietdorf, J., Steitz, A., Heidelberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linear+unmixing+macro+for+ImageJ%5BTitle%5D)+AND+%22European+Advanced+Light+Microscopy+Network%22%5BJournal%5D)">Linear unmixing macro for ImageJ.</a> European Advanced Light Microscopy Network. , (2004).</li>
<li>Koon, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autoregulatory+and+paracrine+control+of+synaptic+and+behavioral+plasticity+by+octopaminergic+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Autoregulatory and paracrine control of synaptic and behavioral plasticity by octopaminergic signaling.</a> Nat. Neurosci. 14, 190-199 (2011).</li>
<li>Yarali, A., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Neurogenetic+Dissociation+between+Punishment-%2C+Reward-%2C+and+Relief-Learning+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Behav.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A Neurogenetic Dissociation between Punishment-, Reward-, and Relief-Learning in Drosophila.</a> Front. Behav. Neurosci. 4, (2010).</li>
<li>Kuo, C. T., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrite-specific+remodeling+of+Drosophila+sensory+neurons+requires+matrix+metalloproteases%2C+ubiquitin-proteasome%2C+and+ecdysone+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Dendrite-specific remodeling of Drosophila sensory neurons requires matrix metalloproteases, ubiquitin-proteasome, and ecdysone signaling.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 15230-15235 (2005).</li>
<li>Mondal, S., Ahlawat, S., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+Microfluidic+Devices+for+in+vivo+Imaging+of+C.+elegans%2C+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li>
<li>Xiong, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+highwire+ubiquitin+ligase+promotes+axonal+degeneration+by+tuning+levels+of+nmnat+protein%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">The highwire ubiquitin ligase promotes axonal degeneration by tuning levels of nmnat protein.</a> PLoS Biol. 10, (2012).</li>
<li>Shin, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual+leucine+zipper+kinase+is+required+for+retrograde+injury+signaling+and+axonal+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Dual leucine zipper kinase is required for retrograde injury signaling and axonal regeneration.</a> Neuron. 74, 1015-1022 (2012).</li>
<li>Watkins, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DLK+initiates+a+transcriptional+program+that+couples+apoptotic+and+regenerative+responses+to+axonal+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">DLK initiates a transcriptional program that couples apoptotic and regenerative responses to axonal injury.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110, 4039-4044 (2013).</li>
<li>Hammarlund, M., Nix, P., Hauth, L., Jorgensen, E. M., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axon+regeneration+requires+a+conserved+MAP+kinase+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Axon regeneration requires a conserved MAP kinase pathway.</a> Science. 323, 802-806 (2009).</li>
<li>Guo, S. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtosecond+laser+nanoaxotomy+lab-on-a-chip+for+in+vivo+nerve+regeneration+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Femtosecond laser nanoaxotomy lab-on-a-chip for in vivo nerve regeneration studies.</a> Nat. Methods. 5, 531-533 (2008).</li>
<li>O'Brien, G. S., Rieger, S., Martin, S. M., Cavanaugh, A. M., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+axotomy+and+time-lapse+confocal+imaging+in+live+zebrafish+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos.</a> J. Vis. Exp. (24), (2009).</li>
<li>Stone, M. C., Nguyen, M. M., Tao, J., Allender, D. L., Rolls, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+up-regulation+of+microtubule+dynamics+and+polarity+reversal+during+regeneration+of+an+axon+from+a+dendrite%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Global up-regulation of microtubule dynamics and polarity reversal during regeneration of an axon from a dendrite.</a> Mol. Biol. Cell. 21, 767-777 (2010).</li>
<li>Miller, D. L., Ballard, S. L., Ganetzky, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+synaptic+growth+and+function+in+Drosophila+with+an+extended+larval+stage%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Analysis of synaptic growth and function in Drosophila with an extended larval stage.</a> J. Neurosci. 32, 13776-13786 (2012).</li>
</ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이익을 선언하지 않습니다.

만들기 또는 유충 칩을 획득 : 유충 칩은 유리 커버 슬립에 부착 된 PDMS 블록 ( &#39;PDMS 칩&#39;라고)로 구성되어 있습니다. 1 단계에서 프로토콜을 만들고 유충 칩을 사용, SU-8 몰드를 사용할 가정을위한 절차를 설명합니다. SU-8 주형은 포토 리소그래피 (자세한 Ghannad-Rezaie 외. 12 참조) 실리콘 웨이퍼 상에 140 ㎛의 두께의 SU-8 포토 레지스트 층을 패터닝하여 마이크로 제조된다. SU-8 몰드의 미세가 전문 장비에 액세스 할 수 있어야합니다, 우리는 미세 시설에서 주문하는 것이 좋습니다 (예. 미시간 (14)의 대학에서 LNF 시설), 또는 그들에게 제공되는 칩 설계를 전송하여 파운드리 보조 파일로 저장됩니다. 하나는 (다른 크기의 애벌레와 함께 사용 예) PDMS 칩의 디자인, DXF 파일 (예 :의 AutoCAD) 처리 CAD 소프트웨어를 변경하고자하는 경우에 사용될 수있다. SU-8 금형도 Mondal의 지침에 따라 자체적으로 할 수있다 등. 27 많은 독자가 편리 단순히 자신의 칩을 제조하기 전에 기술을 사용해 샘플 PDMS 칩을 얻기 위해 찾을 수 있습니다. 이 요청에 따라 자유롭게 사용할 수 있습니다. 라이브 영상을위한 미세 유체 &#39;유충 칩&#39;의 사용 : 유충 칩에 고정화 방법은 마취제의 사용을 피하고, 대신 동물의 이동을 규제하기 위해, 진공의인가를 통해, 압력을 포함한다. 동물이 여러 시간 12 짧은 고정 기간 (5 ~ 15 분)의 칩에 고정 살아남을 수 있지만 권장합니다. 이 세포 내 칼슘의 변화, 또는 빠른 축삭 수송 등의 관심이 많은 세포 사건을, 이미징을위한 충분한 시간이다. 이것은 또한 레이저 기반 미세, 광표백 및 photoconver으로 살아있는 동물에서 원하는 조작을위한 충분한 시간입니다시온. 길이 방향으로 하나의 동물에 더 긴 시간 동안의 이벤트를 연구하기 위해, 동물은 휴식의 기간으로 구분하여 여러 번 칩에 넣고 몇 군데 있습니다. 그들은 쉬운 음식 소스와 습도를 제공하기 때문에 포도 주스 한천 플레이트는 영상 세션 사이에 휴식에 이상적입니다. 각 세션 (아래 문제 해결에 2 부 참조) 동물을 손상에 대한 몇 가지 모험을 수반하기 때문에 여러 이미지 세션은, 정도의 애벌레의 생존에 영향을 미치지 않습니다. 동물은 정기적으로 50 % 이상 생존율 이틀에 걸쳐&gt; 5 배를 이미지 할 수 있습니다. 동물이 마취되지 않기 때문에, 그들은 즉시 칩에 진공을 방출 한 후 건강 및 운동성. 이 촬상 세션 사이 복구 시간에 대한 필요성이 없기 때문에 세션 사이의 시간 간격은, 유연하고 실험의 목적으로 조정될 수있다. 문제 해결 : 가장 일반적인 기술은유충 칩 및 권장 해결 방법은 다음과 같습니다에 고소 : (1) 동물을 너무 많이 움직이고있다. 너무 많은 이동성 촬상 목표를 방해 할 수있다. 유충 칩이 가장 일반적인 이유는 a) 동물의 칩이 너무 작고, 또는 b) 고정화 공정 중에 적용 진공 압력이 저하되어있다. 초기 3 차 령 애벌레를 개최를 위해이 프로토콜에 설명 된 유충 칩 설계되었습니다. 동물에 대한 최적의 크기는 (전후 축 방향) 길이 3.5-4 ㎜이다. 저항이 핸들에 느껴질 때까지 진공 압력이 충분하다는 것을 보장하기 위해, 주사기 ~ 2.5 ML를 잡아 당기거나. 진공이 작동하는지 하나의 표시는 경계 채널에서 작은 기포가 진공 원쪽으로 천천히 이동 볼 수있는 것입니다. 또 다른 표시는 칩 (상단에서 해제 될 때 커버 슬립은 항상 칩과 함께 가야한다는 것입니다 이것은 챔버를 전송하기위한 권장되는 방법입니다유충은 위치와 진공)에 한 번. 튜브에 균열이 존재하는 경우, 진공이 저하되거나, 오일 호스에서 존재하는 경우. 이것은 쉽게 (단계 1.6-1.14부터) 바늘 끝과 폴리에틸렌-50 튜브 분배 23 G를 대체하여 해결할 수 있습니다. (2) 동물들은 칩의 촬상 후 죽는다. 절차는 동물에 최소 스트레스를 야기하기위한, 그리고 야생형 유전자형의 동물에서도 칩 (12)에 고정의 시간 후에,&gt; 90 % 생존율을 가지고있다. 어떤 유전자형이 칩의 응력에 덜 탄력적 수 있기 때문에, 제 야생형 동물 (예를 들어, 부르 S) 고정화 기술을 생존 확인. ) 치사의 가장 일반적인 원인은 유충의 잘못된 위치 (그림 2G-H 참조). 표피, 머리 또는 기관의 일부가 챔버 내에 완전히없는 경우, 그들은 고정하는 동안 손상되​​고, 수칩 (&gt; 4mm)에 비해 너무 큰 애벌레는 생존 가능성이 적습니다. B) 치사에 대한 덜 흔한 원인은 너무 많은 압력 또는 진공 칩을로드를 사용하는 것입니다. 적절 칩에 위치하면 진공에 의해 생성 된 압력은 내약성이다. 그러나 진공에서 또는 동물의 위치의 초기에 하나 과도한 압력이 문제가 될 수있다. 그것은 올바른 크기의 야생형 애벌레와 시험에 의해 경험적으로 필요한 압력의 정도를 학습하는 것이 가장 좋습니다. 너무 많은 할로 카본 오일은 동물의 기관을 포함 할 경우 C) 동물은 잠재적으로 장기 생존에 문제가있을 수 있습니다. 이는 진공 생성, 촬상시 광학 위해 중요하고, 그 칩을 건조 중화 : 오일 칩에 여러 가지 중요한 역할을한다. 그러나 과도한 오일은 피해야한다. (이것은 또한 진공 저하, 튜브 및 주사기에 오일로 이어질 수 있습니다.) 기름 유충의 단지 복부 측면 제안 된 프로토콜 코트 후, r영상의 최종 커버 슬립에 전송하기 전에 깨끗한 커버 슬립에 유충의 배치로 여분의 기름을 emoves. d) 광독성이 촬상 세션에서 경험 될 수있다. 모든 실시간 이미징 애플리케이션과 같이, 가장 고감도 카메라 또는 검출기를 이용하여 달성되는 저 강도의 레이저 광, 짧은 노출 시간을 사용하는 것이 이상적이다. 수은 광원에 의해 생성 광범위한 스펙트럼 빛을 포함, 자외선 조명을 최소화하려고합니다. 다른 문제와 미래의 방향 : 이 방법은 마취를 사용하지 않기 때문에, 동물의 심장이 이길을 계속하고 있습니다. 이것은 더 다른 사람보다 일부 지역의 이미지에 영향을주는 피할 수없는 이동성을 만듭니다. 여기에 예는 복부 신경 코드, 분절 신경 및 신체 벽을 쉽게 하트 비트의 간섭없이 이미지가 될 수 있다는 것을 보여줍니다. 하트 비트가 영상에 영향을 미치는 경우에, 일정한 움직임 때로는 함께 보정 할 수있다분석 소프트웨어 (예를 들어, ImageJ에 대한 손떨림 보정 플러그인). 개별 개체를 (시간 분) 빠른 시간 척도 (빠른 축삭 수송을위한 예를 들어 ~ 1 μm의 / 초) 또는 매우 느린 시간 규모에 이동하는 경우에 잘 작동합니다. 그러나, 객체 (들)의 속도와 방향의 범위와 관심의 이동, 그것은 심장 박동에 의한 움직임을 보정하기 위해 더 열심히 할 수 있습니다. 또 다른 문제는 동물에서 동물로, 또는 칩에 같은 동물의 여러 이미징 세션 사이에 광학에 약간의 변화입니다. 깊은 관심의 대상이 동물 안에, 더 큰이 변화 될 것입니다. 부위 별 신경 및 복부 신경 코드가 너무 깊이 일반 현미경 이미지에 표시 할 다음 동물에서 일반적입니다. 그러나 유충 칩에 경험이 가벼운 압력은 매우 가까운 표피와 coverslip에 이러한 구조를 푸시합니다. 커버 슬립에서 이러한 구조의 정확한 거리는 TR에서 작은 변화를해야합니다재판에 IAL. 개체의 변화는 감각 신경의 세포 기관으로, 표피를 닫고, 이하입니다. 그것은 광학의 다양성을 고려하여 동물과 독립 시행의 큰 숫자를 활용, 특히 강도의 측정을 만들기위한 것이 중요하다. 여기에 표시된 예는 신경 세포 내에서 프로세스에 초점을 맞추고 있지만, 방법은 현미경의 대물 렌즈의 초점 깊이 이내에 제기 할 수있는 동물의 모든 구조를 이미징 할 의무가 있어야한다. 이 표피, 신체 벽 근육, 그들의 NMJs가 포함되어 있습니다. 동물의 복부 측면에서 기관과 잠재적으로 소화 기관의 일부 이미지를 만들 수 있습니다. 동물도 등의 표면에 가까운 구조의 단기 이미징 coverslip을 향해 몸 윗면에 위치 될 수있다. 깊은 동물 내의 화상 구조와 기능은 사용 현미경 대물의 작동 거리에 의해 제한된다. 이러한 메신저와 같은 구조aginal 디스크는 높은 배율 (예 : 40 배) 목표에 액세스 할 수 없습니다. 이 프로토콜에 설명 된 유충 칩 (3.5-4 mm의 크기에 이르기까지) 초기 3 차 령 단계에서 유충을 위해 설계되었습니다. 그러나 많은 흥미로운 질문은 다른 유생 단계에서 영상을 필요로합니다. 후반 3 차 령충을 수용하기 위해 2 차 령 유충, 또는 더 큰 칩들을 수용하기 위해 더 작은 칩으로 간단 동일한 원리를 이용하여 설계 될 수있다. (보충 그림 1은 변형 된 챔버의 크기에 실리콘 형을 만들기위한 쉽게 수정 DXF 파일이 포함되어 있습니다). 가역 씰의 간단한 원리는 심지어 C.와 같은 다른 생물에 적용 할 수있는 주요 변형 챔버의 크기되고있는 엘레 또는 제브라 피쉬. 유용한 미래의 방향은 검사 목적으로 사용하는, 한 번에 많은 동물을 무력화 할 수있는 칩을 설계하는 것입니다. 그러나,이를 위해, 설계는 상당히 상이 할 필요가있을 것이다칩에 동물의 위치의 문제가 독립적으로 각각의 동물에 대해 처리 할 필요가 현재 장치로부터. 유충의 말초 신경에 손상 반응을 연구하는 신경 호감 분석 : 애벌레 분절 신경에 여기에서 설명하는 신경 호감 분석은 초파리 주변 축삭에 부상을 도입하는 간단한 방법입니다. 이 방법의 장점은 다음과 같습니다)는 초파리 실험실 (실체의 CO 2 소스와 집게)에있는 표준 도구를 사용하여 수행 할 수 간단합니다 B)는 손상 후 신경 코드의 생화학 적 분석을하고, 많은 동물에 대해 신속하게 수행 할 수있다 14 가능, C)이 부상으로 분자 및 세포 반응은 14,15,28 높은 재현성과 척추 동물의 신경 세포 (29, 30)도 중요한 프로세스를 발견 할 수 있습니다. 신경 손상의 대체 방법은 focu하는 것입니다SA 고출력 레이저, 예를 들어 레이저 미세 17,31-33 통해 축삭을 절단하는 펄스-UV 또는 펨토초 레이저. 유충 칩은 미세 수술에 대한 동물의 위치를​​위한 이상적인 방법입니다. 그러나, 전술 한 바와 시험 사이의 광학, 사소한 차이, 레이저 기반의 방법은 특히 유충의 분절 신경에, 유충에서 재현하는 것이 더 어려울 수 있습니다. 또한, 레이저 기반 축삭 손상은, 각각의 동물을 배치하는 시간을 더 필요로하므로 (동물의 다수) 대규모로 실시하는 것이 더 어렵다. 문제 해결 : 신경 호감에서 가장 일반적으로 발생하는 기술적 인 문제는 내부 장기 손상으로 인한 사망이다. 호감을 수행 할 때, 복부 신경 코드, 침샘, 또는 내장을 꼬집어하지 않는 것이 중요합니다. 그것은 표피에 구멍을하지 않는 것도 중요합니다. 이러한 문제는 가장 표피의 계면에 45 ° 각도로 집게를 가져 와서 피할 수있다E (도 3 참조). 집게의 품질은 그 후 호감과 생존의 효과에 따라 큰 영향을 미치고 있습니다. 우리는 Dumostar 번호에게 5 개의 집게를 추천합니다. 자신의 선명도를 유지하려면, 집게, 취급시주의가 다른 목적으로 이용되지, 그들은 무딘 또는 굴곡이되면 교체해야합니다. 동물의 크기는 또한 분쇄의 효과에 영향을 미칠 수있다. 작은 동물 (길이 3 mm 이하)를 훨씬 덜 가능성이 부상에서 살아남을 수 있습니다. 큰 동물로, (3 차 령충 방황), 그것은 신경을 찾아 큰 침샘과 내장의 손상을 방지하는 것이 더 어렵고, 용화 전에 부상의 반응을 연구하는 데 시간이 덜이있다. 신경 호감을 가장 효율적으로 초기 3 차 령 유충 실시합니다 (이 있습니다 ~ 전후 축을 따라 길이 3-4.5 mm). 동물이 때 발생하는 음식 소스에 영향을 줄 수 있습니다분쇄 후 표피와 생존의 힘. 그것은 표준 효모 포도당 레시피로 만든 음식 동물을 마련하는 것이 좋습니다. 효과적으로 분쇄 작업을 수행하는 방법을 배우기위한 가장 좋은 방법은 먼저 기본 생존을 달성 목표 (그리고 용화) 분쇄 후 24 시간과 많은 동물에 연습하는 것입니다. 초보자는 일반적으로 낮은 생존율 (예 : 10 %)을 가지고 있지만, 기술이 알게되면, 생존율 ~ 90 %에 도달 할 수 있습니다. 다른 문제와 미래의 방향 : 호감 분석은 부상 사이트와 축삭 손상 사이트에 말단 시냅스의 변성 축삭의 근위의 싹을 연구 할 수있는 강력한 방법을 제공한다. 변성의 비율이 다른 신경 세포의 종류에 따라 다릅니다 있지만, 그들은 부상 분석의 재현성에 증거를 제공, 특​​정 신경 세포 유형에서 높은 재현성 있습니다. 반대로, &#39;재생&#39;은 돋근위 축삭에서 관찰 응답은 연구에 더 많은 도전입니다. 분절 신경의 모든 축삭 (예를 들어, 그림 6과 그림 3 참조) 부상 사이트 부근에 돋아 광범위한 시작합니다. 그러나 발아의 정도는 신경 세포에서 신경 세포로 변화하고, 정량화하기 어려운 수 있습니다. 발아에 유사한 정도의 변화는 UV 펄스 색소 레이저를 사용하여 도입 분절 신경의 하나의 운동 신경원의 더 많은 초점 병변 후 관찰 할 수있다. 우리는 발아의 nondiscriminate 방향성 분절 신경의지도 단서의 부재 때문이라고 해석한다. 반면에 가까운 자신의 세포 기관에 레이저로 부상 감각 신경 세포의 축삭은 손실 축삭 (34)과 동일한 방향으로 새로운 축삭의 성장을 받고있다. 동물의이 지역의 축삭은 가능성이 재생 된 축삭의 지침에 대한보다 구체적인 위치 정보에 노출되어 있습니다. 분절 신경 내의 환경은 많은 re​​semblan을하지 않을 수 있습니다원래 배아에서의 지침 동안 탐색 축삭이, 따라서 재생 축삭을 안내하는 정보를 가질 것으로 예상되지 않는 환경에 CE. 분절 신경 호감 분석을 사용하여 재생을 연구의 또 다른 한계는 부상 감각과 motoneuron 축삭은 여전히​​ 동물 겪습 전에 자신의 목표에 도달하는 (0.25-1 mm), 그리고 제한된 시간 프레임 (&lt;3 일)를 충당하기 위해 상당한 거리를 가지고있다 용화. 최근의 연구는 3 차 령 애벌레 단계 (35)의 지속 시간을 세배 prothoraciotropic 호르몬 수용체의 유전자 조작을 확인했습니다. 이 조작은 9 대신에 3 일, 크게 손상 후 신경 세포의 복구 및 변성을 공부하는 시간 프레임을 확장 할 것입니다. 이 부상이 시냅스 끝 부근에 유도 특히, 이러한 시냅스의 대상에 부상 축삭의 재 연결과 같은 새로운 이벤트를 관찰 충분히 할 수있다.

과일 파리, 초파리 melanogaster의는, 100 년 이상을위한 모델 생물로 활용하고 있으며, 기본 신호 및 무척추 동물에서 인간으로 보존되어 발달 경로를 정의하는 수단이 입증되었습니다. 특정 세포 유형에 찬란 태그 단백질을 표현하는 수 많은 유전 적 도구가 특히 있기 때문에, 라이브 영상은 세포 메커니즘을 연구에 중요한 접근 방법, 그리고 간단한 몸 계획과 초파리 유충의 반투명 표피는 라이브 영상을위한 매력적인 시스템이 있습니다. 라이브 영상 기술의 중요한 과제는 비 침습적으로 고정화 및 현미경 동물을 배치하는 것입니다. 기존의 고정화 방법은 동물을 죽이고 둘, 해부, 2 또는 클로로포름의 사용을 포함한다. 마취제는 에테르 (4)과 이소 플루오 란 5-8도 사용되어왔다. 마취제는 많은 장점을 제공하지만, 그들은 또한 따라서 연구 과정에 영향을 동물에 스트레스를 만들 수 있습니다, 신경 활동과 (하트 비트 포함) 중요한 생리 9-11 억제한다. 에테르, 이소 플루오 란 작업을위한 인간의 안전에 대한 우려도 있습니다. 우리는 우리가 &#39;유충 칩&#39;(12)를 호출 한 층 PDMS 마이크로 유체 장치에 초파리 애벌레를 고정화 할 수있는 약 자유로운 방법을 개발했습니다. 이 프로토콜은 구하거나 유충 칩을 만드는 방법을 설명하고, 조기 개최 3 차 령 유충의 라이브 영상에 활용하는 방법에 대해 설명합니다. 이 칩은 주사기를 통해 진공의 응용 프로그램에, 부드러운 기계적 힘을 통해 동물을 고정화, 아늑한 맞는 microchamber,로 구성되어 있습니다. 고정화 방법은 유리 커버 슬립에 가까운 거리에 신경 코드, 분절 신경 및 신체 벽 근육, 복부와 같은 구조를 제공합니다. 이것은 높은 수치 APER와 같은 구조의 고해상도 영상을 허용진짜야 (고배율) 목표. (I) 유충 칩의 사용이 unanesthetized 동물의 생체 내 이미징을 허용, 화학 물질의 사용을 대체 기존의 다른 기술을 통해 유충 칩의 장점은 다음과 같습니다. (II)의 유충은 즉시 (이소 플루오 란 8,13에 대한 2 시간의 회복 기간에 대비하여) 칩에서 출시 후 복구 할 수 있습니다. 이것은 시간과 일, 밀리 초에서 분에 이르기까지 다양한 시간 규모, 이상 이미징 할 수 있습니다. (ⅲ) 가스 투과 재료 인 PDMS,의 사용은 유충 본체로 환경에서 산소 / 공기의 연속 확산 가능. (iv) 칩은 사용하기 쉽고 안전한, 그리고 (v)는 재사용 가능하며, 최소한의 비용으로 제조 할 수있다. 유충 칩을 사용에 대한 지침뿐만 아니라,이 프로토콜은 3 차 령 유충의 신경 세포 사건을 연구하는 그것의 사용의 몇 가지 예를 제공 할 것입니다. 이들은 axona의 라이브 영상을 포함L 전송, 부상으로 칼슘 응답 및 긴 거리와 시간 규모에 광 변환 단백질의 매매 시간 경과 연구. 칩의 또 다른 응용 프로그램은 축삭 손상에 대한 신경 세포의 반응을 연구하는 것입니다. 이를 위해 추가 절차는 분절 신경 호감에 의해 말초 신경 내의 축삭 손상에 대해 (제 3의) 설명되어 있습니다. 이 간단한 분석은 동시에 처리 될 많은 동물을 허용 표준 해부 실체 현미경 하에서 모두 신속하고 재현 가능하게 수행 될 수있다. 부상에 대한 세포 반응은 유충 칩의 라이브 영상으로 공부하실 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>0.5 mm 폴리에틸렌 튜빙</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-11B</td><td>폴리에틸렌 튜빙, I.D. = 0.023 인치 O.D. = 0.038 인치</td></tr><tr><td>1 mm 폴리우레탄 튜빙</td><td>Fisher Scientific</td><td>BB521-63</td><td>폴리우레탄 튜빙, I.D. = 0.063 인치&nbsp; O.D. = 0.125 인치</td></tr><tr><td>바브에서 바브 커넥터</td><td>Bio Rad</td><td>732-8300</td><td>0.8 mm 바브에서 바브 커넥터</td></tr><tr><td>3-방향 스톱콕 밸브</td><td>Bio Rad</td><td>732-8104</td><td>주사기</td></tr> 주<tr><td>사기 (20 ml)</td>용 나사식 밸브 <td>Fisher Scientific</td><td>14-817-33</td><td>진공 분배 바늘 생성을 위한 20 ml 주사기에 나사</td></tr><tr><td>식, 23 G (0.4 mm I.D., 0.6 mm O.D.)</td><td>McMaster-Carr</td><td>75165A684</td><td>콘센트 연결용 바늘</td></tr><tr><td>디스펜싱 바늘, 21G, (0.6mm I.D.,&nbsp; 0.8mm O.D.)</td><td>McMaster-Carr</td><td>75165A679</td><td>출구 연결용 바늘</td></tr><tr><td>할로카본 오일</td><td>시그마</td><td>H8898</td><td>할로카본 오일 700</td></tr><tr><td>Dumostar 번호 5 집게</td><td>Roboz</td><td>RS-498</td><td>신경 분쇄</td></tr>용 <tr><td>PDMS 키트(베이스 및 경화제)</td><td>Ellsworth</td><td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td><td>다우 코닝 실가드 184 실리콘 봉지재 0.5kg 키트 투명</td></tr><tr><td>유리 커버슬립</td><td>피셔 Scientific</td><td>12-544-C</td><td>24mm x 40mm(현미경 대물렌즈 권장 사항에 따른 두께)</td></tr><tr><td>일회용 플라스틱 컵(9oz)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>플라스틱 커피 교반기 스틱</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>면도날</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>포도 주스 한천 플레이트</td><td></td><td></td><td>레시피는 <a href="http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925">http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925</a>를 참조하십시오</td></tr></tbody></table>.

라이브 이미징 및 상해 응답의 연구에 대한 마이크로 유체 칩을 사용<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

라이브 영상은 그러나이 살아있는 동물에 도전 할 수있는, 세포 생물학적 과정을 연구하기위한 중요한 기술이다. 초파리 유충의 반투명 표피는 라이브 영상 연구를위한 매력적인 모델 생물한다. 그러나 라이브 영상 기술을위한 중요한 과제는 비 침습적으로 고정화하고 현미경에 동물을 배치하는 것입니다. 이 프로토콜은 폴리 디메틸 실록산 우리가 &#39;유충 칩을&#39;호출 (PDMS) 마이크로 유체 장치에 초파리 유충을 고정 및 이미징을위한 간단하고 사용하기 쉬운 방법을 제공합니다. 유충 칩은 주사기를 통해 진공의 응용 프로그램에, 동물을 움직이게하고 신경 코드, 분절 신경과 몸으로 복부 구조를 제공, 얇은 유리 커버 슬립에 부착되어 아늑한 맞는 PDMS의 microchamber으로 구성되어 있습니다 커버 슬립에 가까운 거리에 벽의 근육. 이것은 고해상도 이미징을 허용하고, 중요한 ANE의 사용을 피한다생리적 과정의 광범위한 연구를 용이 sthetics 가꾸. 유충 고정화로부터 쉽게 회복 때문에, 그들은 좀처럼 체류 촬상 세션을 실시 할 수있다. 이 시간까지 일에 이르기까지 시간 과정을 통해 종 방향 연구 할 수 있습니다. 이 프로토콜은 단계별 칩과 방법을 3 차 령 유충의 신경 이벤트의 라이브 영상을위한 칩을 활용하는 방법을 준비하는 방법에 대해 설명합니다. 이러한 이벤트는 축삭 손상에 칼슘 응답 및 긴 거리와 시간 규모에 광 변환 단백질의 매매 시간 경과 연구에서 세포 내 소기관의 빠른 전송을 포함한다. 칩의 또 다른 응용 프로그램이 재생 축삭 손상에 퇴행성 반응을 연구하는 것입니다, 그래서이 프로토콜의 두 번째 부분은 분절 신경 호감에 의해 말초 신경 내의 축삭 손상에 대한 새로운 간단한 절차를 설명합니다.

초파리 애벌레는 그들의 반투명 표피와 강력한 유전학 라이브 영상을위한 매력적인 모델 시스템이다. 이 프로토콜은 3 차 령 초파리 유충의 신경 세포 내에서 세포 프로세스의 실시간 이미징을위한 &#39;유충 칩&#39;이라는 단일 층 PDMS 장치를 활용하는 방법에 대해 설명합니다.

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

다음 실험의 전반적인 목표는 변형된 미세유체 챔버를 사용하여 초파리 유충을 비침습적으로 고정함으로써 라이브 이미징을 수행하는 것입니다. 3령 유충을 오일과 함께 칩에 배치하여 유충의 밀폐를 돕습니다. 그다음, 유충의 몸체가 챔버 내에 맞도록 칩을 유충 위에 놓습니다.칩을 시린지에 연결하여 진공을 가할 수 있도록 합니다. 이렇게 하면 유충의 운동성이 제한되며, 동물의 복측 구조가 커버 슬립 쪽으로 밀착됩니다. 공초점 현미경을 사용하여 감각 신경세포 축삭 말단의 세부 구조나 유도된 신경 손상 후 분절 신경의 재생과 같은 구조들을 용이하게 이미징할 수 있습니다.생체 이미징을 위해 zebrafish를 고정하는 다른 방법으로는 클로로포름, 에테르 또는 ISO 마취제가 있습니다. 이 기술의 주요 장점은 동물의 생리에 영향을 미치는 이러한 독소들의 사용을 피할 수 있다는 점입니다. 독소가 없어서 얻는 추가적인 이점은 자어(larva)가 안전하며 취급하기 쉽다는 것입니다. 이러한 견고한 고정 방식은 빠른 축삭 수송이나 세포 내 칼슘 변화와 같이 급격하게 일어나는 현상의 이미징을 가능하게 합니다.단일 유충을 칩 내에 고정하여 여러 번 이미징할 수 있습니다. 이를 통해 최대 72시간 동안 발생하는 과정을 시간 경과에 따라 관찰하는 타임랩스 이미징이 가능합니다. 먼저 샘플 PDMS 칩을 확보하여 본 프로토콜을 시도해 보십시오.21 gauge 디스펜싱 니들을 사용하여 SU-8 몰드로부터 A-P-D-M-S 칩을 제작하는 방법은 텍스트 프로토콜에서 확인할 수 있습니다. 도립 현미경 사용을 위해 PDMS 칩의 진공 포트에 구멍을 뚫습니다. 23 gauge 니들을 베이스(잠금 허브)에서 몇 번 돌려 분리합니다.그 다음 바늘 팁을 작은 폴리에틸렌 튜빙 조각에 삽입하여 튜빙이 바늘의 최소 1mm 부분을 덮도록 합니다. 면도날을 사용하여 남은 튜빙을 잘라냅니다. 이렇게 하면 밀폐를 형성할 수 있는 플라스틱 링이 남게 됩니다.23 gauge 바늘 팁을 진공 포트의 구멍에 삽입합니다. 정립 현미경을 사용하는 경우, 21 gauge 디스펜싱 바늘로 PDMS 칩의 측면에 두 번째 구멍을 뚫습니다. 이 구멍은 측면에서 첫 번째 구멍으로 접근할 수 있는 통로가 됩니다.그 다음 23 gauge 바늘 팁과 튜빙 링을 측면 구멍에 삽입하십시오. PDMS 칩 상단 구멍을 밀봉하기 위해 칩 윗면에 양면테이프를 붙입니다. 칩의 진공 포트에 삽입된 바늘 팁과 3방향 밸브의 포트 중 하나 사이에 20 centimeter 길이의 폴리에틸렌 튜빙을 연결하십시오.그런 다음 밸브의 남은 두 포트 중 하나에 20 milliliter 주사기를 연결하고, 마지막 포트는 열어 둡니다. 투명 접착 테이프로 PDMS 칩을 세척합니다. 칩 바닥에 테이프 조각을 부착합니다.테이프가 PDMS 표면 전체에 닿게 한 다음, 테이프를 떼어냅니다. 이 세척 방법을 세 번 반복하십시오. PDMS 칩은 재사용이 가능하므로, 기름 잔여물이 유리와 PDMS의 접착력에 영향을 줄 수 있어 이를 제거하는 것이 매우 중요합니다. 초기 탐색 전이를 수행합니다.3령 유충을 먹이에서 물이 담긴 페트리 접시로 옮깁니다. 칩에 적절하게 맞으려면 유충의 길이가 3.5에서 4mm 사이여야 합니다. 유충을 세척하여 배양액을 제거합니다.다음으로, 포셉을 사용하여 세척된 유충을 조심스럽게 집어 듭니다. 가벼운 와이프 위에 잠시 올려두어 물기를 제거한 후, 유리 커버 슬립 중앙에 떨어뜨린 소량의 halocarbon 700 오일 위에 10초 동안 둡니다. 이때 오일 방울은 유충의 기관까지 코팅되지 않을 정도로 작아야 합니다.그런 다음 유충을 깨끗한 유리 커버슬립 위에 잠시 올려두었다가 다른 커버슬립으로 옮깁니다. 이렇게 하여 오일을 조금 더 제거합니다. 신경삭(neural cord)과 분절 신경(segmental nerves)을 촬영할 수 있도록 유충의 방향에 주의하십시오.복측이 아래를 향하게 합니다. 쉽게 식별 가능한 기관관이 위를 향해야 합니다. 이제 PDMS 칩을 유충 위에 조심스럽게 올립니다.유충을 마이크로 챔버의 중앙에 맞춥니다. 유충의 후단이 진공 포트를 향하게 하며, 챔버의 가장자리에 닿지 않도록 해야 합니다. 위치를 맞춘 후, PDMS 칩을 유리 커버 슬립에 밀착시켜 밀봉 상태를 좋게 유지합니다.그런 다음 유충이 마이크로 챔버 내에 완전히 갇혀 있는지 다시 한번 확인하십시오. 이제 3방향 밸브를 시린지로 전환합니다. PDMS 어셈블리를 단단히 잡고, 저항이 느껴질 때까지 시린지 플런저를 당겨 공기를 2~2.5 mm 정도 흡입합니다.이렇게 하여 진공 상태를 만듭니다. 그런 다음 밸브를 끕니다. 진공 상태를 주의 깊게 유지하기 위해 유충의 상태를 다시 한번 확인하십시오.개체는 마이크로 챔버 내부에 고정되어야 하며, 기관이 보여야 합니다. PDMS 칩의 나머지 부분은 커버슬립과 접촉해 있어야 합니다. 이와 같은 배치는 올바르지 않습니다. 이제 유충을 촬영하십시오.정립현미경을 사용하는 경우, 양면테이프로 칩의 상단을 스테이지에 고정하십시오. 이미징이 완료되면 진공을 해제하십시오. 그런 다음 커버슬립에서 PDMS 칩을 분리하십시오.핀셋을 사용했을 때 유충이 즉시 움직여야 합니다. 회복을 위해 유충을 포도즙 한천 배지로 옮깁니다. 마취된 유충 한 마리를 포도즙 한천 배지 위에 놓습니다.실체 현미경 하에서 동물을 복측이 위로 향하도록 뒤집습니다. 복측 신경삭과 마디 신경을 시각화하기 위해 유충이 완전히 움직이지 않는 상태인지 확인하십시오. 신경삭과 타액선을 찾습니다.이러한 구조물들을 손상시키지 않는 것이 중요합니다. 세 번째 복부 마디의 끝부분을 찾으십시오. 이 부위에 가해지는 손상은 가장 많은 신경을 손상시키며, 동물을 죽이지 않고도 가장 쉽게 재현할 수 있습니다.손상은 duo star 5번 핀셋을 사용하여 더 후방의 분절에서도 수행할 수 있습니다. 큐티클을 통해 분절 신경을 5~10초 동안 단단히 집어줍니다. 올바르게 수행되면 큐티클은 손상되지 않은 상태로 유지되며 체벽은 뚫리지 않습니다.동물을 대판 위에 복측이 아래로 향하게 놓아 손상을 가한 후, 숙달되기까지 연습이 필요할 것입니다. 동물은 머리를 움직이고 먹이를 먹을 수 있어야 합니다. 손상이 성공적으로 이루어졌다면, 유충의 후반신은 마비될 것입니다.개별 말초 축삭 내에서 키네신(kinesin)에 의해 매개되는 시냅스 소포의 수송을 이미징하기 위해 유충 칩을 사용하였습니다. 이들 소포의 순방향 수송 속도는 초당 약 1.0 microns로 측정되었습니다. 역방향 수송 속도는 초당 0.8 microns로 기록되었습니다.펄스 UV 다이 레이저를 이용한 레이저 미세수술을 위해 고정 기술이 사용되었습니다. 유전적으로 부호화된 지표 덕분에 특정 뉴런의 칼슘 농도를 관찰할 수 있었습니다. G camp 3.0을 통해 감각 뉴런 이후의 칼슘 스파이크가 검출되었습니다.수상돌기가 절단되었습니다. 영상 촬영 세션 사이에 동물을 휴식하게 함으로써 세포 사건들을 시간에 따라 관찰할 수 있습니다. Emeric 운동 뉴런의 축삭을 압착한 후, 근위부 축삭 그루터기에서 새로운 발아가 일어났습니다.한편, 원위부 축삭은 정맥류(varicosities)를 형성하며 월러 변성(wallerian degeneration) 과정을 통해 단편화되었습니다. larva chip tracking 사진을 이용하면 생체 내(in vivo)에서 형광 단백질을 광전환(photo converted)하는 것도 가능합니다. 4급 감각 뉴런에서 발현된 DRA two alpha tubulin 융합 단백질이 세포체에서 광전환되었습니다.이틀 이내에 상당량의 광전환 단백질이 세포체 내 원래 위치에서 약 1mm 떨어진 감각 뉴런의 축삭 말단으로 이동했습니다. 이 영상을 시청한 후, 여러분은 초파리 유충의 생체 이미징을 위해 유충 칩을 활용하는 방법과 신경 압착 손상을 유도하는 방법에 대해 충분히 이해하게 될 것입니다. 이러한 기술을 숙달하면, 단 몇 분 만에 유충을 현미경 위에 배치할 수 있습니다.신경 압착(nerve crush) 과정 또한 매우 빠르게 진행됩니다. 따라서 이러한 절차는 유전적 분석과 같은 대규모 실험에 활용될 수 있습니다. 또한, 이 칩을 사용하여 초파리 유충의 복측 구조를 이미지화할 수 있습니다.여기에는 근육, 신경근 접합부 시냅스, 감각 뉴런, 말초 신경 및 복측 신경삭 등이 포함되나 이에 국한되지 않습니다. 이 절차는 유충의 심장, 침샘 및 기관의 생체 이미징을 수행하는 데에도 사용될 수 있습니다. 본 영상에서 사용된 유충 칩은 길이가 3.5에서 4mm 사이인 동물에 맞게 제작되었습니다.더 작거나 더 큰 이미징을 위해, 더 작거나 더 큰 챔버를 가진 동물 칩을 쉽게 제작할 수 있습니다. PDMS 칩 제작을 위한 보조 설계 파일과 지침을 참조하십시오. PDMS 칩 제작 지침은 서면 프로토콜에 포함되어 있습니다.저희에게 연락해 주시면 샘플 칩을 보내드릴 수 있습니다.

using-microfluidics-chips-for-live-imaging-study-injury-responses

Research

연구

JoVE Journal

Bioengineering

생명공학

우리는 공촛점 현미경과 형광 염료를 사용하여 라이브 파리 애벌레의 소설 내부 아웃 조직 준비에 Glia - 신경근육학 시냅스의 구조 기능을 설명했다. 우리는 HRP에 형광 기본 항체 살 신경 터미널로 표시하고, 또한 형광 Dextrans와 perisynaptic 공간을 시각.

라이브를 떠올리 Drosophila</em형광 염료와 함께> Glial - 신경근육학 융티온

Drosophila의 hemocytes은 개발 배아의 전체를 통해 분산. 이 프로토콜은 찬란 표시된 hemocytes와 배아를 사용하여 이러한 마이 그 레이션을 마운트 및 이미지하는 방법을 보여줍니다.

라이브 영상 Drosophila melanogaster 배아 Hemocyte 마이 그 레이션

개발 및 성인의 준비 Drosophila 두뇌와 라이브 영상을위한 Retinae

간단한 마이크로 유체 장치는 마취 무료를 수행하기 위해...

에 대한 간단한 마이크로 유체 장치<em&gt; 생체 내</em의&gt; 이미징<em&gt; C. elegans</em&gt;<em&gt; Drosophila</em&gt;와 Zebrafish

이 동영상은 살아있는 초파리 배아에 시약을 전달하는 미세주입을 수행하는 방법을 설명합니다. 연구자들은 이 방법을 사용하여 배아 발달의 초기 단계에서 핵산 및 단백질과 같은 외인성 화합물을 도입할 수 있습니다. 주요 프로토콜은 모든 용해성 시약(여기서는 라이브 이미징 실험을 위한 형광 단백질)의 주입 절차를 설정하고 수행하는 방법을 보여줍니다.

살아있는 초파리 배아의 미세주입: 발달 중인 배아에 시약의 조기 전달

아주 늦은 단계 Drosophila의 배아의 배아 표피 빠른 찔린 상처의 응답 분석을위한 생체 시스템을 제공하고, 포유 동물 모델로 번역 상처 치료에 대한 연구를 진행하기 위하여 유전자 조작 물질 또는 화학 물질 미세 주입 치료와 결합 될 수있다.

미세 주입 상처 분석 및<em&gt; 생체 내</em&gt; 표피의 현지화는 응답 기자의 상처<em&gt; 초파리</em&gt; 태아.

이 프로토콜은 그대로 애벌레 뇌의 맥락에서 라이브 세포 이미징을 수행하는 데 사용하는 효율적인 방법을 자세히 설명합니다. 라이브 세포 이미징 방식은 지속적으로 이전에 간과 된 메커니즘을 밝혀, 비대칭 신경 줄기 세포 분열의 연구뿐만 아니라 다른 신경 인성과 발달 과정에 대한 귀중한 있습니다.

의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레 Neuroblasts

이 프로토콜은 살아있는 초파리 번데기 눈 신경 상피를 이미징하는 효율적인 방법을 제시합니다. 이 방법은 조직의 움직임과 불균일한 토폴로지를 보상하고, 여러 GFP 태그가 지정된 접합 단백질을 사용하여 세포 경계의 시각화를 향상시키며, 쉽게 조립할 수 있는 이미징 장비를 사용합니다.

의 라이브 영상 초파리 번데기 눈

이 프로토콜은 그대로 살아있는 동물에서 중단없는 시간 경과 이미징의 10 시간 이상을 달성하기 위해 Drosophila 애벌레를 장착하는 방법을 설명합니다. 이 방법은 애벌레 몸벽에 가까운 많은 생물학적 과정을 이미지화하는데 사용될 수 있다.

LarvaSPA, 장기 시간 경과 이미징을 위한 초파리 유충을 장착하는 방법

여기에 제시된 프로토콜은 플레이트 기반의 고함량 이미저를 사용하여 배아 발달 중에 여러 Drosophila 배아를 마이크로주입하고 동시에 이미지화하는 프로토콜이다.

자동 고함량 분석기를 사용하여 수행된 살아있는 세포 현미경 검사법을 위한 Drosophila 배아 준비 및 미세 주입

이 프로토콜은 축삭 손상 후 신경 대사 역학을 모델링하는 미세유체 시스템을 설명하여 내재 대사 리모델링의 이미징, 다중 오믹스 분석 및 기계론적 연구를 가능하게 합니다.

축삭 손상 모델 구성 및 다중 오믹스 분석 가능을 위한 미세유체 칩

배우세요 Drosophila 애벌레를 마이크로 유체 칩으로 비침습적으로 고정하여 라이브 이미징하는 방법을. 이 기술은 축삼 운반과 신경 재생 연구에 활용됩니다.

라이브 이미징 및 상해 응답의 연구에 대한 마이크로 유체 칩을 사용

더 많은 동영상 탐색