Name: Analiza ekspresji genów bakteryjnych za pomocą mikromacierzy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-05-28T00:00:00.000+00:00
Duration: 29 min 41 s
Description: Poznaj metodę pośredniego znakowania do analizy ekspresji genów bakteryjnych za pomocą mikromacierzy. Technika umożliwia wykrywanie różnic w ekspresji między próbkami typu dzikiego i mutantów z minimalnym błędem systematycznym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Reakcja odwrotnej transkrypcji
Ustaw temperaturę bloku grzejnego na 70-80°C oraz 42°C. Na tym etapie można również zastosować łaźnie wodne. W przypadku użycia bloków grzejnych, należy dodać niewielką ilość wody, aby zapewnić równomierny rozkład ciepła.
<ol>
<li>Reakcja inicjująca<ol>
<li>Odmierzyć 3 μg RNA</li>
<li>Dopełnić objętość do 13 μl wodą wolną od RNaz</li>
<li>Dodać 2,5 μl randomowych starterów heksamerowych (2mg/mL)</li>
</ol></li>
<li>Dokładnie wymieszać i inkubować w temperaturze 70-80°C przez 8 minut. Następnie umieścić na lodzie na 5 min.</li>
<li>Przygotować koktajl RT (14,5 μl/reakcję): 
<table border="0">
<tbody >
<tr >
<td >Składnik</td>
<td >Objętość</td>
</tr >
<tr >
<td >Bufor 5X First Strand</td>
<td >6 µl</td >
</tr >
<tr >
<td >0,1 M DTT </td>
<td >3 µl</td >
</tr >
<tr >
<td >Mieszanka 25X aminoallyl-dNTP</td >
<td >1,2 µl</td >
</tr >
<tr >
<td >SuperScript II RT (200U/µl)</td >
<td >2,3 µl</td >
</tr >
<tr >
<td >Woda </td>
<td >2,0 μl</td >
</tr >
</tbody>
</table>
 * Dla n reakcji przygotować Master Mix dla n+0,5 aliquotów koktajlu, aby uniknąć ich zabraknięcia. </li>
<li>Dodać 14,5 μl do schłodzonych reakcji.</li>
<li>Wymieszać (nie wirować w vortexie) i inkubować w temperaturze 42°C przez 3-4 godziny</li>
<li>Próbki można przechowywać w temperaturze -20°C, jeśli jest to konieczne.</li>
</ol>
Hydroliza RNA
<ol>
<li>Do każdej próbki dodać 3 µl 1 N NaOH oraz 0,6 µl 0,5 M EDTA. (Stężenia końcowe = 100mM NaOH, 10mM EDTA)</li>
<li>Wymieszać i inkubować w temperaturze 65°C przez 10 minut.</li>
<li>Zneutralizować, dodając 33,6 μl 1M HEPES, pH=7,0 (stężenie końcowe = 500mM HEPES)</li>
<li>W razie potrzeby próbki można przechowywać w temperaturze -20°C.</li>
</ol>
Oczyszczanie reakcji: Usuwanie nieprzyłączonego aa-dUTP i wolnych amin
Uwaga: Niniejszy protokół oczyszczania został zmodyfikowany na podstawie instrukcji zestawu Qiagen QIAquick PCR purification kit. Bufor do płukania fosforanowego oraz bufor do elucji zostały zastąpione zamiennikami, ponieważ bufory dostarczone przez firmę Qiagen zawierają wolne aminy, które konkurują z reakcją sprzęgania barwnika Cy. Można również wykorzystać kolumny z zestawu do mini-preparacji.
<ol>
<li>Wymieszać reakcję cDNA z 300 µl (lub 5-krotną objętością reakcji = 336 μl) buforu PB (dostarczonego przez Qiagen) i przenieść do kolumny QIAquick.</li>
<li>Umieścić kolumnę w probówce do zbierania o pojemności 2 ml (dostarczonej przez Qiagen) i wirować przy ~13 000 rpm przez 1 minutę. Opróżnić probówkę do zbierania.</li>
<li>Aby przeprowadzić przemycie, dodać do kolumny 750 µl fosforanowego buforu do przemywania (nie firmy Qiagen) i wirować przy ~13 000 rpm przez 1 minutę.</li>
<li>Opróżnić probówkę do zbierania i powtórzyć etap przemywania 750 µl oraz wirowania.</li>
<li>Opróżnić probówkę do zbierania i wirować kolumnę przez dodatkową 1 minutę z maksymalną prędkością.</li>
<li>Przenieść kolumnę do nowej probówki do mikrowirowania o pojemności 1,5 mL i ostrożnie dodać 30 µl fosforanowego buforu do elucji (patrz sekcja przygotowania roztworów).</li>
<li>Inkubować przez 1 minutę w temperaturze pokojowej.</li>
<li>Eluować poprzez wirowanie przy ~13 000 rpm przez 1 minutę.</li>
<li>Przeprowadzić drugą elucję (z użyciem kolejnych 30 µl fosforanowego buforu do elucji) do tej samej probówki, powtarzając kroki 6-8. Końcowa objętość eluatu powinna wynosić ~60 µl.</li>
<li>Ilość cDNA można określić na tym etapie:        ng cDNA = (czynnik rozcieńczenia)(OD260)(37)(całkowita objętość eluatu z kolumny)</li>
<li>Osuszyć próbkę w wirówce próżniowej (speed vac) w temperaturze 45°C.</li>
<li>W razie potrzeby próbki można przechowywać w temperaturze -20°C.</li>
</ol>
Sprzęganie aa-cDNA z estrem barwnika Cy
<ol>
<li>W razie potrzeby resuspendować cDNA znakowane aminoallylem w 10 μl 50 mM wodorowęglanu sodu, pH=9.0. (Bufor ten należy przygotowywać na świeżo co dwa tygodnie)</li>
<li>Pracując w ciemności, dodać sondę do probówki z odpowiednim barwnikiem Cy. Kilkukrotnie pipetować w górę i w dół, aby resuspendować barwnik.</li>
<li>Inkubować mieszaninę reakcyjną przez 1 godzinę w ciemności w temperaturze pokojowej. (Inkubacja może trwać do dwóch godzin)</li>
</ol>
Oczyszczanie produktów reakcji II: Usuwanie nieprzypiętego barwnika
<ol>
<li>Do mieszaniny reakcyjnej dodać 35 µl 100 mM NaOAc pH 5.2. Dokładnie wymieszać.</li>
<li>Do każdej próbki dodać 250 µl (lub 5-krotność objętości reakcji = 225 μl) buforu PB (dostarczonego przez Qiagen) i wymieszać poprzez pipetowanie w górę i w dół.</li>
<li>Umieścić kolumnę wirówkową QIAquick w probówce zbiorczej o pojemności 2 mL (dostarczonej przez Qiagen), nanieść próbkę na kolumnę i wirować przy ~13,000 przez 1 minutę. Opróżnić probówkę zbiorczą.</li>
<li>W celu przemycia dodać do kolumny 0,75 mL buforu PE (dostarczonego przez Qiagen) i wirować przy ~13,000 przez 1 minutę.</li>
<li>Powtórzyć krok 4.</li>
<li>Opróżnić probówkę zbiorczą i wirować kolumnę przez dodatkową 1 minutę z maksymalną prędkością.</li>
<li>Umieścić kolumnę w czystej probówce do mikrowirowania o pojemności 1,5 mL i ostrożnie dodać 30 µl buforu EB (dostarczonego przez Qiagen) na środek membrany kolumny.</li>
<li>Inkubować przez 1 minutę w temperaturze pokojowej.</li>
<li>Eluować poprzez wirowanie przy ~13,000 rpm przez 1 minutę.</li>
<li>Przeprowadzić drugą elucję do tej samej probówki, powtarzając kroki 7-9. Końcowa objętość eluatu powinna wynosić ~60 µl.</li>
</ol>
Analiza reakcji znakowania
Ilość cDNA i znacznika może zostać określona na tym etapie:
<ul>
<li>Zmierz OD 260, 550 oraz 650 (próbka ślepa to woda). Użyj programu nanodrop microarray.</li>
<li>Oblicz pmol wbudowanych barwników, pmol DNA oraz stosunek nuc/dye, korzystając z poniższych równań:                  pmol nukleotydów = [OD260 * objętość (μL) * 37 ng/μL * 1000 pg/ng] / 324.5 pg/pmol</li>
</ul>
Uwaga: 1 OD260 = 37 ng/μL dla cDNA; 324,5 pg/pmol średnia masa cząsteczkowa dNTP)         pmol Cy3 = OD550 * objętość (μL)/0,15         pmol Cy5 = OD650 * objętość (μL)/0,25         stosunek nukleotydów do barwnika = pmol cDNA/pmol barwnika Cy
Jeśli używasz urządzenia NanoDrop, otrzymujesz ono już wynik w pmol/μl dla każdego barwnika. Aby obliczyć całkowitą ilość wbudowanego barwnika w pmol, wystarczy pomnożyć tę wartość przez objętość.
Uwaga: &gt;150-200 pmol wbudowanego barwnika na próbkę oraz stosunek mniejszy niż 20 nukleotydów/cząsteczek barwnika są optymalne dla hybrydyzacji.
<ul>
<li>Próbki można przechowywać w temperaturze -20°C w ciemności. 
<ul>
<li>Połączyć sondy przeznaczone do wspólnej hybrydyzacji i odparować w wirówce do odparowywania (speedvac) w temperaturze 42°C.</li>
<li>Próbki można przechowywać w temperaturze -20°C do momentu przystąpienia do hybrydyzacji.</li>
</ul>
</li>
</ul>
Preparaty do prehybrydyzacji
<ol>
<li>Umieść preparat stroną roboczą do dołu w czystym czerwonym uchwycie do szkiełek w 100 mL wody w temperaturze RT na 3-5 minut</li>
<li>Wysusz gwałtownie preparat, kładąc go stroną roboczą do góry na bloku grzewczym o temperaturze 100°C przez kilka sekund – aż do momentu zniknięcia kondensacji</li>
<li>Przeprowadź sieciowanie UV preparatu dawką 250 mJoules (wprowadź wartość 2500 do urządzenia do sieciowania UV)</li>
<li>Nawodnij preparaty, zanurzając je w uprzednio ogrzanej wodzie o temperaturze 42°C. Wirować przez 5 min przy 700 RPM w temperaturze RT.</li>
<li>Inkubuj preparaty w 50-mililitrowej kasecie Coplina zawierającej uprzednio ogrzany bufor do prehybrydyzacji (5XSSC, 1% BSA, 0,1% SDS) przez co najmniej 45 minut w 42°C; w razie potrzeby czas inkubacji można wydłużyć. 50 mL buforu do prehybrydyzacji: 12,5 mL 20x SSC, 10 ml 5% BSA, 0,5 ml 10 % SDS, 27 mL wody </li>
<li>Zanurz preparaty w uprzednio ogrzanej wodzie (42°C) i agituj przez kilka minut, aby usunąć bufor do prehybrydyzacji.</li>
<li>Przepłucz w izopropanolu i wirować przez 5 min przy 700 rpm w temperaturze pokojowej w celu osuszenia.</li>
</ol>
Przygotowanie próbek do hybrydyzacji
<ol>
<li>Resuspender sondę w wodzie (objętości podano poniżej) 
<table border="0">
<tbody >
<tr >
<td>Dla obj. całkowitej = 30μl </td>
<td>Dla obj. całkowitej = 35μl </td>
<td>Dla obj. całkowitej = 40μl </td>
<td>&nbsp;</td>
</tr >
<tr >
<td>19.8 μl wody </td>
<td>23.55 μl wody </td>
<td>27.2 μl wody </td>
<td> </td>
</tr >
<tr >
<td>1.5 μl</td>
<td>1.5 μl</td>
<td>1.5 μl</td>
<td>10 mg/ml DNA sperm sperm DNA (Invitrogen)</td>
</tr >
<tr >
<td>1.2 μl</td>
<td>1.2 μl</td>
<td>1.2 μl</td>
<td>12.5 mg/ml tRNA</td>
</tr >
<tr >
<td>4.5 μl</td>
<td>5.25 μl</td>
<td>6 μl</td>
<td>20XSSC (stężenie końcowe 3X)</td>
</tr >
<tr >
<td>3 μl</td>
<td>3.5 μl</td>
<td>4 μl</td>
<td>1% SDS</td>
</tr >
</tbody >
</table >
 Uwaga: Kolejność dodawania odczynników jest istotna. Nie przygotowywać mieszaniny głównej (master mix). </li >
<li>Gotować przez&nbsp;5 minut, następnie wirować przez 5 minut przy 14 000 rpm. Chłodzić przez&nbsp;2 min w temperaturze pokojowej.</li >
</ol>
Hybrydyzacja
<ol>
<li>Do studzienek komory hybrydyzacyjnej, na każdym brzegu oraz w środku, nanieś 10-12 µl 3X SSC.</li>
<li>Na odpowiednim obszarze slajdu umieść czystą lamellkę dystansową i ostrożnie nanieś roztwór do hybrydyzacji (30-40 μl). Po obu krawędziach lamellki powinna znajdować się nadmiarowa ilość próbki.</li>
<li>Umieść slajd w komorze. Dokręć śruby i pozostaw w kąpieli wodnej o temperaturze 65°C na noc. Nie kładź komory bezpośrednio na dnie kąpieli wodnej. Na wierzchu najwyższej komory połóż obciążnik, aby ustabilizować cały zestaw. Przykryj kąpiel wodną pokrywą, aby chronić próbki wrażliwe na światło.</li>
</ol>
Przemywanie hybrydyzacyjne
<ol>
<li>Przygotować następujące bufory: 
<ul>
<li>1X SSC, 0,05 % SDS</li>
<li>0,06 X SSC</li>
</ul>
</li>
<li>Po inkubacji rozszczelnić komorę do hybrydyzacji. Wyjąć preparat z komory, uważając, aby nie przesunąć szkiełka przykrywnego.</li>
<li>Aby usunąć szkiełka przykrywne, zanurzyć preparaty w naczyniu zawierającym ciepły bufor piorący 1X SSC, 0,05 % SDS, tak aby szkiełko przykrywne było skierowane w stronę dna naczynia. Szkiełko przykrywne odpadnie po przesunięciu preparatu na boki.</li>
<li>Po usunięciu szkiełka przykrywnego umieścić preparat w statywie w nowej kąpieli z ciepłym 1X SSC, 0,05% SDS. Mieszać przez kilka minut.</li>
<li>Przenieść preparaty wraz ze statywem do kąpieli z 0,06 X SSC.</li>
<li>Przenieść preparaty do kolejnej kąpieli z 0,06 X SSC z nowym statywem, osuszając preparat ręcznikiem papierowym, aby usunąć jak najwięcej buforu zawierającego SDS przed umieszczeniem w nowej kąpieli.</li>
<li>Mieszać preparaty przez kilka minut.</li>
<li>Natychmiast wirować w&nbsp;temperaturze pokojowej przez 5 min przy 700 rpm; następnie preparaty są gotowe do skanowania. Przechowywać w ciemności do czasu skanowania.</li>
</ol>

<ol><li>Hasseman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TIGR+Aminoallyl+Labeling+of+RNA+for%5BTitle%5D)+AND+%22Microarrays+%26+TIGR+Microarray+Labeled+Probe+Hybridization%22%5BJournal%5D)">TIGR Aminoallyl Labeling of RNA for.</a> Microarrays & TIGR Microarray Labeled Probe Hybridization. , Forthcoming.</li>
<li>Gilbert,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TIGR+Microbial+RNA+Aminoallyl+Labeling+for+Microarrays+%26+Hybridization+of+probed+labels%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">TIGR Microbial RNA Aminoallyl Labeling for Microarrays & Hybridization of probed labels.</a> , Forthcoming.</li>
<li>Hedge,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+concise+guide+to+cDNA+Microarray+analysis-II%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">A concise guide to cDNA Microarray analysis-II.</a> , Forthcoming.</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>AA-dUTP</td><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A0410</td><td>5-(3-aminoallyl)-2&amp;rsquo;deoksyurydyna-5&amp;rsquo;-trifosforan</td></tr><tr><td>dNTP</td><td></td><td>Amersham</td><td>27-2035-01</td><td>Zestaw dNTP 100 mM klasy PCR</td></tr><tr><td>Losowe primery heksamerowe</td><td></td><td>Amersham</td><td>27-2166-01</td><td>3mg/mL</td></tr><tr><td>SuperScript III RT</td><td></td><td>Invitrogen</td><td>80800444</td><td>200U/&amp;#x03BC;L</td></tr><tr><td>CyDye&amp;#8482;</td><td></td><td>Amersham</td><td>RPN5661</td><td>Zestaw reakcyjnych barwników do znakowania po syntezie</td></tr><tr><td>QIAquick</td><td></td><td>Qiagen</td><td>28104</td><td>Zestaw do oczyszczania PCR</td></tr><tr><td>1 M K2HPO4</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 M KH2PO4</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 M KPO4</td><td>Bufor</td><td></td><td></td><td>Aby przygotować 1M bufor fosforanowy (KPO4, pH 8,5-8,7) połączyć: 9,5 mL 1M K2HPO4 oraz 0,5 ml 1M KH2PO4</td></tr><tr><td>Fosforanowy bufor do płukania</td><td>Bufor</td><td></td><td></td><td>Aby przygotować 100 mL fosforanowego buforu do płukania (5 mM KPO4, pH 8,0, 80% EtOH) wymieszać: 0,5 ml 1 M KPO4 pH 8,5 + 15,25 mL wody MilliQ + 84,25 mL 95% etanolu. Bufor do płukania będzie lekko mętny. ** WAŻNE: Fosforanowy bufor do płukania należy przygotowywać codziennie.</td></tr><tr><td>Fosforanowy bufor do elucji</td><td>Bufor</td><td></td><td></td><td>Rozcieńczenie 1 M KPO4, pH 8,5 do 4 mM wodą sterylną</td></tr><tr><td>Bufor węglanowy</td><td></td><td></td><td></td><td>(Na2CO3): 0,5M, pH 9,0. Rozpuścić 4,2 g NaHCO3 w 80 mL wody sterylnej i dostosować pH do 9,0 za pomocą 10 N NaOH; dopełnić objętość do 100 mL wodą sterylną. Aby przygotować roztwór 50 mM do reakcji sprzęgania barwnika, rozcieńczyć 1:10 wodą. Uwaga: Skład buforu węglanowego zmienia się z czasem; należy przygotowywać go na świeżo co dwa tygodnie lub raz w miesiącu.</td></tr></tbody></table>

analiza ekspresji genów bakteryjnych z wykorzystaniem mikromacierzy

Bacterial Gene Expression Analysis Using Microarrays

Analiza ekspresji genów bakteryjnych z wykorzystaniem mikromacierzy

Cześć, nazywam się Ena. W naszym laboratorium regularnie przeprowadzamy profilowanie ekspresji genów. Technikę tę wykorzystujemy do monitorowania genów różnicowo regulowanych pomiędzy typem dzikim a próbkami z mutacją meth. Dzisiaj dysponuję próbkami RNA typu dzikiego oraz meth i w pierwszej kolejności przeprowadzimy analizę cDNA.Stosujemy metody znakowania pośredniego, a zaletą tej techniki jest zapobieganie błędowi obserwatora, który może wystąpić przy znakowaniu bezpośrednim. W tym celu przygotowujemy próbki RNA, dążąc do uzyskania 3 µg RNA w całkowitej objętości 13 µL. Następnie dodajemy 2,5 µg random hexamers do naszych próbek.Próbkę inkubujemy w temperaturze 75°C przez 8 minut, aby zdenaturować RNA. Następnie dodajemy koktajl do odwrotnej transkrypcji zawierający mieszankę dNTP, bufor odwrotnej transkrypazy oraz odwrotną transkrypazę. Po wymieszaniu próbki w wirówce, inkubujemy ją w temperaturze 42°C przez 4 godziny. Po upływie 4 godzin wyjmujemy próbki.Obecnie w probówce znajduje się mieszanina cDNA i RNA. Naszym celem jest przeprowadzenie hydrolizy RNA poprzez dodanie wodorotlenku sodu oraz EDTA; stężenie końcowe wodorotlenku sodu powinno wynosić 100 mM, a stężenie końcowe

bacterial-gene-expression-analysis-using-microarrays

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Analiza ekspresji genów bakteryjnych za pomocą mikroarrayów

Przedstawiamy metodę generowania cDNA z mRNA pochodzącego ze środowiska. W ujęciu ogólnym, najpierw pobiera się całkowity RNA ze środowiska, selektywnie usuwa rRNA, selektywnie amplifikuje mRNA, a następnie sekwencjonuje cDNA zsyntetyzowane z wzbogaconej puli mRNA. Odzyskane sekwencje można poddać adnotacji przy użyciu standardowych technik bioinformatycznych w celu identyfikacji ekspresyjnych genów.

Analiza ekspresji genów w morskich społecznościach drobnoustrojów z wykorzystaniem transkryptomiki środowiskowej

Mikromacierze genów są potężnymi narzędziami w profilowaniu ekspresji genów na poziomie całego genomu. Technologia ta znajduje zastosowanie w wielu dyscyplinach biologicznych, w tym w biologii rozwoju i toksykologii. W tym filmie szczegółowo opisujemy protokół globalnej analizy ekspresji genów z wykorzystaniem kompleksowej platformy mikromacierzy oligonukleotydowych dla danio pręgowanego.

Analiza globalnej ekspresji genów z wykorzystaniem platformy mikromacierzy oligonukleotydowych dla ryby danio-ostrobramkowej

W niniejszym protokole ekspresja genów w drożdżach (Saccharomyces cerevisiae) ulega zmianie po narażeniu na stres oksydacyjny wywołany dodaniem nadtlenku wodoru (H2O2), który jest środkiem utleniającym.

Analiza mikromacierzy dla Saccharomyces cerevisiae

Przeprowadzono analizę mikromacierzy w celu określenia profili ekspresji genów u C. elegans, a w celu walidacji i kwantyfikacji danych z mikromacierzy zastosowano reakcję PCR w czasie rzeczywistym.

Wyznaczanie profili ekspresji genetycznej w C. elegans z wykorzystaniem mikromacierzy i PCR w czasie rzeczywistym

Systematyczne, wielkoskalowe przesiewy syntetycznych interakcji genetycznych (gen-gen lub epistaza) mogą być wykorzystywane do badania redundancji genetycznej i wzajemnych powiązań między szlakami sygnałowymi. W niniejszej pracy opisujemy opracowaną przez nas technologię wysokoprzepustowych ilościowych przesiewów macierzy syntetycznych interakcji genetycznych, nazwaną eSGA, służącą do wyjaśniania relacji epistatycznych i badania sieci interakcji genetycznych w Escherichia coli.

Mapowanie bakteryjnych sieci funkcjonalnych i szlaków w Escherichia Coli z wykorzystaniem syntetycznych macierzy genetycznych

Ten manuskrypt opisuje użycie najnowocześniejszej technologii dostarczanej przez mikromacierze DNA. Mikromacierze zapewniają przegląd zmian transkryptomicznych u bakterii powstałych w określonych warunkach. Ponadto podkreślamy łatwość, z jaką można analizować duże ilości danych za pomocą wygodnych, opracowanych przez nas pakietów oprogramowania.

Szybki i niezawodny proces analizy transkryptomu bakteryjnego Studium przypadku: Zależna od seryny regulacja genów w Streptococcus pneumoniae

Opracowaliśmy protokół, który jest szybki, czuły i powtarzalny do profilowania ekspresji genów patogenów podczas infekcji.

Profilowanie ekspresji genów zakażonych drobnoustrojów za pomocą cyfrowej platformy kodów kreskowych

Opisana tutaj jest metoda analizy ekspresji genów bakteryjnych w tkankach zwierzęcych na poziomie komórkowym. Metoda ta stanowi źródło do badania różnorodności fenotypowej występującej w populacji bakterii w odpowiedzi na środowisko tkankowe podczas infekcji.

Oparta na fluorescencji metoda badania regulacji genów bakteryjnych w zakażonych tkankach

Niniejsza procedura opisuje sposób tworzenia pierwotnych kultur komórek krwiotwórczych z szpiku kostnego myszy, po których następuje transfekcja przy użyciu systemu elektroporacji Gene Pulser MXCell.

Przygotowanie pierwotnych kultur komórek hematopoetycznych z szpiku kostnego myszy do elektroporacji

Protokół infekcji komórek HeLa wirusem Vaccinia oraz analizy ekspresji genów gospodarza i wirusa. Część 1 z 3.

Infekcja wirusem vaccinia oraz analiza czasowa ekspresji genów wirusa: Część 1

Poznaj metodę pośredniego znakowania do analizy ekspresji genów bakteryjnych za pomocą mikromacierzy. Technika umożliwia wykrywanie różnic w ekspresji między próbkami typu dzikiego i mutantów z minimalnym błędem systematycznym.

Analiza ekspresji genów bakteryjnych z wykorzystaniem mikromacierzy

Przeglądaj więcej filmów