Name: Inżynieria biologicznych przeszczepów naczyniowych przy użyciu bioreaktora pulsacyjnego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 22 s
Description: Poznaj metodę inżynierii biologicznych przeszczepów naczyniowych przy użyciu bioreaktora pulsacyjnego. Technika ta umożliwia hodowlę komórek mięśni gładkich na biodegradowalnych rusztowaniach PGA, tworząc funkcjonalne naczynia z potencjałem zastosowania w leczeniu choroby wieńcowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta została sfinansowana z grantów National Institutes of Health R01 EB-008836 oraz R01 HL083895 (oba przyznane L.E.N.). Chcielibyśmy podziękować Darylowi Smithowi, szklarzowi uniwersyteckiemu, za wykonanie bioreaktorów na potrzeby naszych badań.

Autoklawowanie
Zmontować i wysterylizować w autoklawie przewody systemu przepływowego oraz elementy bioreaktora (sam bioreaktor i silikonowy korek) zgodnie z instrukcjami przedstawionymi na Ryc. 1 i Ryc. 2. Przewód doprowadzający posiada złączkę męską na jednym końcu i otwarty koniec po drugiej stronie. Trzy krótkie segmenty przewodów są wprowadzone przez silikonową nasadkę w celu wymiany gazowej.
1. Szycie siatki PGA
<ol>
	<li>Wytnij arkusz siatki PGA o wymiarach 1,1 cm x ~8 cm (zależnie od wielkości bioreaktora).</li>
	<li>Wyczyść rurkę silikonową (średnica wewnętrzna 3 mm) wodą destylowaną (dH20) i wysusz na powietrzu przed użyciem.</li>
	<li>Używając nici chirurgicznej Dexon 6.0, przyszyj siatkę PGA wokół czystej rurki silikonowej, zaczynając od trzech węzłów chirurgicznych, a następnie wykonując pojedyncze szwy.</li>
</ol>
2. Obróbka powierzchniowa rusztowań z PGA
<ol>
	<li>Zanurz rusztowania PGA w 1M NaOH na 1-2 min, zanotuj czas obróbki i stosuj ten sam czas dla wszystkich rusztowań PGA.</li>
	<li>Płucz rusztowania PGA w kąpielach z dH2O przez 2 minuty, powtarzając czynność 3 razy.</li>
	<li>Osusz rusztowania PGA za pomocą chusteczek Kimwipes po każdym zanurzeniu w kąpielach z dH2O.</li>
	<li>Susz rusztowania PGA w dygestorium do hodowli tkankowej przez 15 minut przy włączonym nadmuchu, aż całkowicie wyschną.</li>
</ol>
3. Szycie ramion z Dacronu
<ol>
	<li>Za pomocą nici Prolene 4.0 przyszyć niewielkie fragmenty mankietów z Dacronu (1cm) do każdego końca siatki PGA, zachowując zakładkę o szerokości 2-3mm. Uwaga: należy uważać, aby nie przebić rurki silikonowej (Rysunek 3).</li>
	<li>Tą samą nicią wykonać trzy szwy wokół wolnego końca mankietów z Dacronu. Należy pozostawić wystarczająco długie końce nici Prolene do etapu 5.1 (Rysunek 3).</li>
</ol>
4. Montaż bioreaktora (Dzień przed rozpoczęciem hodowli w bioreaktorze)
<ol>
	<li>Namocz zszytą siatkę i rurki silikonowe, narzędzia chirurgiczne oraz cienki drut w 70% kąpieli etanolowej przez 20-30 minut.</li>
	<li>Otwórz worki do autoklawowania zawierające bioreaktor i zanurz go w 70% kąpieli etanolowej na co najmniej 30 minut przed montażem. Pamiętaj, aby dokładnie przepłukać bioreaktor etanolem. Narażenie wszystkich komponentów bioreaktora na 70% etanol stanowi dodatkowy etap sterylizacji. Krok ten usuwa również endotoksyny, których autoklawowanie nie eliminuje, a które są szkodliwe dla komórek naczyniowych.</li>
	<li>Przeciągnij rurki silikonowe przez boczne ramiona, używając cienkiego drutu do ich wciągnięcia.</li>
	<li>Wyjmij bioreaktor z kąpieli etanolowej (siatkę pozostaw zanurzoną w etanolu). Zamocuj rusztowanie PGA wewnątrz bioreaktora, mocując mankiety z Dacronu na rozszerzonych krawędziach szklanych poprzez zaciśnięcie i zawiązanie szwów z Prolene (Rycina 3).</li>
	<li>Połącz jedną stronę bocznych ramion bioreaktora z konektorami za pomocą rurek silikonowych.</li>
	<li>Naciągnij drugą stronę rurek silikonowych z odpowiednią siłą i włóż pozostałe dwa konektory do rurek silikonowych. Mocno trzymaj rurki silikonowe podczas wkładania konektorów!</li>
	<li>Ponownie włóż bioreaktor do kąpieli etanolowej i przepłucz etanolem, delikatnie wyciągając konektory z bocznych ramion.</li>
	<li>Odwróć bioreaktor do góry dnem i pozostaw do namoczenia na 10 minut.</li>
	<li>Odwróć bioreaktor z powrotem i mocz przez kolejne 10 minut.</li>
	<li>Odlej cały etanol.</li>
	<li>Przygotuj trzy duże szalki Petriego (10 cm) w szeregu i umieść bioreaktor w środkowej szalce, aby zebrać nadmiar etanolu skapującego z końców rurek.</li>
	<li>Przepłucz bioreaktor i siatkę PGA wodą do hodowli tkankowej, używając pipety 5 ml lub 10 ml. Przepłucz również rurki silikonowe wodą do hodowli tkankowej.</li>
	<li>Dokładnie odlej całą nadmiarową wodę do szalek Petriego znajdujących się po obu stronach bioreaktora.</li>
	<li>Susz bioreaktor przez noc w komorze z włączonym nawiewem i wyłączonym promieniowaniem UV.</li>
	<li>Uwagi dodatkowe: upewnij się, że w bioreaktorze znajduje się sterylny mieszadło magnetyczne. Od tego momentu unikaj pochylania się bezpośrednio nad bioreaktorem, aby uniknąć kontaminacji. Potnij wiele pasków parafilmu i namocz je w małej kąpieli z 70% etanolu (dobrze sprawdzi się duża szalka Petriego).</li>
</ol>
5. Dzień 1: Konfiguracja bioreaktora
<ol>
	<li>Na otwarcie każdego bioreaktora należy nałożyć sterylną szalkę Petriego, aby chronić znajdujące się wewnątrz rusztowanie z PGA przed zanieczyszczeniami.</li>
	<li>Zmontować układ przepływowy z bioreaktorem zgodnie ze schematem przedstawionym na rysunku 4 i zabezpieczyć wszystkie połączenia folią Parafilm.
		<ol>
			<li>Najpierw przemyć złącza chusteczkami nasączonymi alkoholem.</li>
			<li>Podłącz port wtryskowy do trzeciego, niewykorzystanego ramienia bioreaktora.</li>
			<li>Zdejmij dreny typu walrus i zawiąż niebieski koniec zestawu do rozcieńczania soli fizjologicznej jak najbliżej złącza Y. Przesuń zacisk rurki na odpowiednie miejsce, aby zapobiec przedostawaniu się cieczy do tej części rurki.</li>
			<li>Zdejmij worek do infuzji dożylnej, &amp; podłączyć rurkę walrus (czerwoną) do przeciwległego końca worka z płynem infuzyjnym. Przed podłączeniem należy przetrzeć port wkłucia chusteczką nasączoną alkoholem.</li>
			<li>Podłącz walrus do jednej strony układu przepływowego (za pomocą białej rurki końcowej). </li>
			<li>Wprowadź trójdrożny kurek do układu przepływowego.</li>
			<li>Zdejmij przetwornik ciśnienia &amp; podłączyć do kurka trójdrożnego.</li>
			<li>Drugi koniec przetwornika ciśnienia przymocuj do środniowego otworu w worku.</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Podłącz bioreaktor do układu przepływowego za pomocą złącza w kształcie litery Y. Za pomocą strzykawki 60 ml dodaj 350 ml 1% fungizonu (wymieszaj 5 ml fungizonu z 495 ml PBS) do worka do infuzji.</li>
	<li>Ściśnij worek z kroplówką IV, aby przepłukać układ, regulując kurki odcinające w celu umożliwienia przepływu PBS. Uwaga: sprawdź wnętrze bioreaktora, aby upewnić się, że nie ma wycieków.</li>
	<li>Resuspendować 8 x 106 SMC (około jednej konfluentnej kultury w kolbie T75) w 1,25 ml pożywki i zasiać na każdy rusztowanie z PGA. Należy upewnić się, że zawiesina komórkowa została równomiernie naniesiona kroplowo na złącze siatki z PGA i Dacronu, a także na dolną stronę siatki z PGA.</li>
	<li>Przetrzeć krawędź bioreaktora chusteczką nasączoną alkoholem, obracając bioreaktor w bok, unikając trzymania go w powietrzu.</li>
	<li>Zespół pokrywy z silikonowym korkiem (Rysunek 2)
		<ol>
			<li>Ostrożnie odklej torbę do autoklawowania, dbając o to, aby nie odsłonić spodu pokrywki.</li>
			<li>Podłączyć port do wstrzykiwania do zgłębnika do żywienia w miejscu złącza męskiego.</li>
			<li>Przymocuj PTFE 0.20 μm filtry do każdego z trzech portów powietrznych. </li>
			<li>Należy uważać, aby podczas tego procesu nie odsłonić i nie dotknąć spodu pokrywki.</li>
			<li>Uszczelnij port wtryskowy folią Parafilm.</li>
		</ol>
	</li>
	<li>Wstaw silikonową zatyczkę do szklanego bioreaktora i upewnij się, że rurka doprowadzająca wewnątrz bioreaktora nie dotyka zasianych rusztowań PGA. Uszczelnij krawędź zatyczki folią Parafilm. </li>
	<li>Umieść bioreaktor z systemem przepływowym w inkubatorze (na boku) i obracaj bioreaktorem co 5 minut przez okres od 25 do 30 minut.</li>
	<li>Napełnić komorę bioreaktora 400 ml pożywki hodowlanej 4-10 zgodnie z opisem w (Tabeli 1). Pożywka ta jest „zoptymalizowana” dla inżynierowanych tętnic świńskich.</li>
</ol>
6. Dzień 6-7: Uruchomienie pompy i pierwsze karmienie
<ol>
	<li>Hoduj zasiane rusztowania statycznie, bez pulsacyjnego pompowania przez silikonowe rurki, przez 6-7 dni. W tym czasie nie ma potrzeby wymiany medium ani suplementacji witaminą C.</li>
	<li>Przed włączeniem pompy upewnij się, że w systemie przepływowym nie występują wycieki PBS ani zagięcia rurek.</li>
	<li>Włącz pompę systemu przepływowego i dostosuj ustawienia pompy tak, aby odczyt ciśnienia wynosił około 270/-30mmHg.</li>
	<li>Codziennie w trakcie hodowli zapisuj wartości ciśnienia i utrzymuj je na poziomie 270/-30mmHg. Przetwornik ciśnienia można podłączyć do komputera w celu odczytu i monitorowania ciśnienia.</li>
</ol>
Pierwsze karmienie
<ol start="5">
	<li>Zamontuj port wtryskowy i filtr PTFE na pokrywach zasilających, przeznaczonych zarówno do wymiany medium, jak i do usuwania zużytego medium.</li>
	<li>Mocno zamocuj rurkę zasilającą na pompie, a następnie wprowadź jeden jej koniec do portu zasilającego bioreaktora, a drugi do pokrywy zasilającej. Należy pamiętać o przetarciu portów wtryskowych chusteczkami nasączonymi etanolem.</li>
	<li>Użyj dwukierunkowej pompy Masterflex, aby odessać 200ml medium. Następnie użyj nowej rurki zasilającej, aby wpompować 200ml świeżego medium z powrotem do bioreaktora. Zawsze rozpoczynaj od bardzo małej prędkości, szczególnie podczas pompowania medium z powrotem do bioreaktora.</li>
	<li>Wymieniaj medium i uzupełniaj kwas askorbinowy 2 razy w tygodniu. Aby dodać kwas askorbinowy, użyj strzykawki 30ml, aby odessać 25ml medium i odstawić je na bok w komorze z laminarnym przepływem powietrza. Rozpuść 25mg kwasu askorbinowego w 5ml PBS i przefiltruj go przez filtr 0,22 μm. Najpierw wstrzyknij sterylny kwas askorbinowy do rurki zasilającej, a następnie dodaj wcześniej odessane 25ml medium. Skład medium podano w Tabeli 1.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki:

<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig1.jpg" alt="Schemat systemu przepływowego z przewodami, łącznikiem Y, grubymi złączkami i przewodami Masterflex Pharmed® L/S18." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Powyżej przedstawiono przewody i złączki do montażu systemu przepływowego.
<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig2.jpg" alt="Schemat układu fermentacyjnego z rurką do zasilania, silikonowym korkiem i rurkami do wymiany gazowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Powyżej przedstawiono zestaw pokrywy z silikonowym korkiem.
<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig3.jpg" alt="Schemat montażu bioreaktora z rurkami silikonowymi, mankietami z dakronu, filtrem wymiany gazowej oraz systemem przepływowym." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Powyżej przedstawiono schematy montażu bioreaktora. Wewnątrz bioreaktora mankiety z dakronu są przymocowane do szklanych ramion za pomocą niebieskich węzłów szewskich. 
<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig4.jpg" alt="Schemat układu przepływowego; bioreaktor, pompa, przetwornik ciśnienia dla procesu ciągłej hodowli komórkowej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> 
Na powyższej ilustracji przedstawiono układ przepływowy połączony z przewodami i bioreaktorem (Rysunek 4). Płyn w przewodach L/S18 będzie tłoczony przez pompę Masterflex, co wymusi przepływ. Przetwornik ciśnienia będzie mierzył ciśnienie w górnym strumieniu, przed wprowadzeniem do bioreaktora. 
<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig5.jpg" alt="Szalka Petri z kulturą bakterii, zestaw do eksperymentu mikrobiologicznego w celu analizy wzrostu." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Obraz zebranego zmodyfikowanego naczynia. Zmodyfikowane naczynia będą nieprzezroczyste i osiągną grubość ścianki około 250μm po 8-tygodniowej hodowli w warunkach pulsacyjnych. 
<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig6.jpg" alt="Histologia, barwione próbki tkanek, obraz mikroskopowy, porównanie struktury komórkowej, widoczne paski skali." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6. Przekroje poprzeczne inżynieryjnych naczyń barwione hematoksyliną i eozyną. A i B przedstawiają odpowiednio naczynia niepoddane i poddane pulsacji po 8 tygodniach. C i D przedstawiają odpowiednio naczynia niepoddane i poddane pulsacji po 4 tygodniach. L oznacza stronę światła naczyń. Pasek skali wynosi 100μm.
<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig7.jpg" alt="Analiza histologiczna, barwienie trichromem Massona, przekroje tkanki serca, badanie włóknienia." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7. Barwienie trichromem Massona na kolagen (niebieski) w przekrojach poprzecznych zaprojektowanych naczyń. A i B przedstawiają odpowiednio naczynia niepulsacyjne i pulsacyjne po 8 tygodniach. C i D przedstawiają odpowiednio naczynia niepulsacyjne i pulsacyjne po 4 tygodniach. Należy zauważyć, że naczynie pulsacyjne po 4 tygodniach wykazuje więcej kolagenu niż jego niepulsacyjny odpowiednik. Białe strzałki wskazują pozostałe fragmenty PGA w naczyniach. Pasek skali wynosi 100μm.
<img src="/files/ftp_upload/2646/2646fig8.jpg" alt="Porównanie barwień mięśni gładkich, SMa aktyna, kalponina-1, SMMHC, obraz mikroskopowy." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8. Barwienie immunochemiczne markerów SMC w bydlęcych naczyniach inżynieryjnych. $\alpha$-aktyna mięśni gładkich, kalponina-1 oraz ciężki łańcuch miozyny mięśni gładkich (SMMHC) to odpowiednio wczesne, pośrednie i późne markery kurczliwości SMC. Pod koniec 12-tygodniowej hodowli komórki w ścianie naczynia wykazują ekspresję SM $\alpha$-aktyny oraz umiarkowane ilości kalponiny-1 i SMMHC. Pasek skali wynosi 20μm.

<table border="1">
	<tbody>
 	<tr>
 	<td>Komponent</td>
 <td>Ilość</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>DMEM (DME/low modified) </td>
 <td>500 ml</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>FBS (płodowa surowica bydlęca) inaktywowana termicznie</td>
 <td>100 ml</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>HEPES 1,0 M </td>
 <td>5 ml</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>Witamina C (rozpuszczona w PBS lub DMEM)</td>
 <td>25 mg</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>Prolina/Glicyna/Alanina 25 mg/25 mg/10 mg (rozpuszczone w 5 ml PBS)</td>
 <td>5 ml</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>CuSO44 1.5 μg (rozpuszczone w 1 ml PBS)</td>
 <td>1 ml</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>Penicylina G w stężeniu 10 000 j./ml </td>
 <td>5 ml</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>PDGF-BB (czynnik wzrostu pochodzenia płytkowego-BB) w stężeniu 10 ng/ml</td>
 <td>5μg</td>
 </tr>
 <tr>
 	<td>bFGF (podstawowy czynnik wzrostu fibroblastów) w stężeniu 10 ng/ml</td>
 <td>5μg</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>
Tabela 1. Składniki pożywki „4-10” przedstawiono w powyższej tabeli. Z wyjątkiem PDGF-BB i bFGF, wszystkie pozostałe składniki należy przefiltrować przez filtr 0.2μm przed użyciem.

<ol><li>Risau, W., Flamme, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vasculogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Cell+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Vasculogenesis.</a> Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 11, 73-91 (1995).</li>
<li>Fankhauser, F., Bebie, H., Kwasniewska, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Influcence+of+mechanical+Forices+and+Flow+Mechanisms+on+Vessel+Occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">The Influcence of mechanical Forices and Flow Mechanisms on Vessel Occlusion.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 6, 530-532 (1987).</li>
<li>Niklason, L. E., Gao, J., Abbott, W. M., Hirschi, K. K., Houser, S., Marini, R., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+arteries+grown+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li>
<li>Prabhakar, V., Grinstaff, M. W., Alarcon, J., Knors, C., Solan, A. K., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+porcine+arteries%3A+Effects+of+scaffold+modification%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+Part+A%22%5BJournal%5D)">Engineering porcine arteries: Effects of scaffold modification.</a> Journal of Biomedical Materials Research Part A. 67A, 303-311 (2003).</li>
<li>Mitchell, S. L., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirements+for+growing+tissue-engineered+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Requirements for growing tissue-engineered vascular grafts.</a> Cardiovascular Pathology. 12, 59-64 (2003).</li>
<li>Dahl, S. L. M., Rhim, C., Song, Y. C., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+and+compositions+of+tissue+engineered+and+native+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties and compositions of tissue engineered and native arteries.</a> Annals of Biomedical Engineering. 35, 348-355 (2007).</li>
<li>Quint, C., Kondo, Y., Manson, R. J., Lawson, J. H., Dardik, A., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+tissue-engineered+blood+vessel+as+an+arterial+conduit%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108, 9214-9219 (2011).</li>
<li>Niklason, L. E., Yeh, A. T., Calle, E. A., Bai, Y., Valentín, A., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enabling+Tools+for+Engineering+Collagenous+Tissues+Integrating+Bioreactors%2C+Intravital+Imaging%2C+and+Biomechanical+Modeling%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Enabling Tools for Engineering Collagenous Tissues Integrating Bioreactors, Intravital Imaging, and Biomechanical Modeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 3335-3339 (2010).</li>
<li>Gong, Z., Calkins, G., Cheng, E. -c, Krause, D., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+Culture+Medium+on+Smooth+Muscle+Cell+Differentiation+from+Human+Bone+Marrow-Derived+Mesenchymal+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Influence of Culture Medium on Smooth Muscle Cell Differentiation from Human Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells.</a> Tissue Engineering Part A. 15, 319-330 (2009).</li>
<li>Gong, Z. D., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small-diameter+human+vessel+wall+engineered+from+bone+marrow-derived+mesenchymal+stem+cells+%28hMSCs%5BTitle%5D)+AND+%22Faseb+Journal%22%5BJournal%5D)">Small-diameter human vessel wall engineered from bone marrow-derived mesenchymal stem cells (hMSCs.</a> Faseb Journal. 22, 1635-1648 (2008).</li>
<li>Poh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessels+engineered+from+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Blood vessels engineered from human cells.</a> Lancet. 365, 2122-2124 (2005).</li>
<li>American Heart Association. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Biostatistical+fact+sheet%3A+cardiovascular+procedures%22">Biostatistical fact sheet: cardiovascular procedures</a>. , American Heart Association. (2002).</li>
</ol>

Brak declared konfliktów interesów.

Jakość konstruowanych naczyń zależy w dużej mierze od jakości SMC stosowanych w hodowli tkankowej. Krytyczne aspekty fenotypu SMC obejmują morfologię kurczliwą, niską liczbę pasaży oraz zdolność do proliferacji wewnątrz bioreaktora. Zalecamy, aby liczba pasaży nie przekraczała P3 w momencie zasiewania komórek na rusztowanie polimerowe. Ponadto kluczowe jest potwierdzenie, że źródła SMC są wolne od mykoplazm przed ich użyciem. Zaobserwowaliśmy, że komórki zanieczyszczone mykoplazmami prowadzą do znacznego spadku prolifera...

<table><tbody><tr><td>FBS (płodowa surowica bydlęca) inaktywowana ciepłem </td><td>Hyclone</td><td>SH30071</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>11885</td><td></td></tr><tr><td>rhFGF-basic</td><td>R&amp;R&D Systems</td><td>234-FSE</td><td></td></tr><tr><td>rrPDGF-BB</td><td>R&amp;R&D Systems</td><td>520-BB</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina G</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PENNA</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan(VI) miedzi(II)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8027</td><td></td></tr><tr><td>Glicyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8790</td><td></td></tr><tr><td>L-alanina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7469-25G</td><td></td></tr><tr><td>L-prolina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5607-25G</td><td></td></tr><tr><td>Kwas askorbinowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4544-25G</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375-100G</td><td></td></tr><tr><td>Korek silikonowy</td><td>Cole-Parmer</td><td>06298-24</td><td></td></tr><tr><td>Przewody Masterflex L/S</td><td>Cole-Parmer</td><td>06508-16, 06508-18</td><td></td></tr><tr><td>Pompa Masterflex</td><td>Cole-Parmer</td><td>7553-80</td><td></td></tr><tr><td>mankiet z Dacronu</td><td>Maquet</td><td>174406</td><td></td></tr><tr><td>filc z PGA</td><td>Concordia</td><td>MO000877-01</td><td></td></tr><tr><td>szew Surgipro II 4-0 1,5 metric</td><td>Syneture</td><td>VP-557-X</td><td></td></tr><tr><td>szew Dexon 6-0 0,7 metric</td><td>Syneture</td><td>7538-11</td><td></td></tr><tr><td>0.22&amp;mu;filtry PTFE z membraną</td><td>Whatman, GE Healthcare</td><td>6780-2502</td><td></td></tr><tr><td>Kurk trójdrożny</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>593WSC</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX212</td><td></td></tr><tr><td>worki do wlewów dożylnych</td><td>Baxter International Inc.</td><td>R4R2110</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do rozcieńczania w soli fizjologicznej</td><td>Arrow International</td><td>W20030</td><td></td></tr><tr><td>Przewody silikonowe</td><td>Saint-Gobain</td><td>F05027</td><td></td></tr></tbody></table>

projektowanie biologicznych przeszczepów naczyniowych z wykorzystaniem bioreaktora pulsacyjnego

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Podjęto wiele wysiłków w celu opracowania i udoskonalenia metodologii regeneracji funkcjonalnych bypassów tętniczych o małej średnicy. W środowisku fizjologicznym zarówno stymulacja mechaniczna, jak i chemiczna są niezbędne do utrzymania prawidłowego rozwoju i funkcjonalności naczyń tętniczych1,2.
Systemy hodowli w bioreaktorach opracowane przez naszą grupę zostały zaprojektowane w celu wspierania regeneracji naczyń w precyzyjnie kontrolowanym środowisku chemechanicznym, naśladującym warunki panujące w naczyniach natywnych. Procedury montażu i konserwacji naszego bioreaktora są dość proste i wysoce powtarzalne3,4. Komórki mięśni gładkich (SMCs) wysiewa się na rurkowatą siatkę z kwasu poliglikolowego (PGA), która jest nasunięta na elastyczną rurkę silikonową, a następnie hoduje w bioreaktorze z pulsacyjną stymulacją lub bez niej przez okres do 12 tygodni. Istnieją cztery główne cechy, które odróżniają nasz bioreaktor od niektórych jego poprzedników. 1) W przeciwieństwie do innych systemów hodowli, które symulują jedynie biochemiczne otoczenie natywnych naczyń krwionośnych, nasz bioreaktor tworzy również fizjologiczne środowisko pulsacyjne poprzez przykładanie cyklicznego odkształcenia radialnego do hodowanych naczyń. 2) Wiele zaprojektowanych naczyń można hodować jednocześnie w różnych warunkach mechanicznych w ramach kontrolowanego środowiska chemicznego. 3) Bioreaktor umożliwia łatwe pokrycie strony luminalnej zaprojektowanych naczyń monowarstwą komórek śródbłonka (EC) na potrzeby modeli implantacji zwierzęcych. 4) Nasz bioreaktor umożliwia również hodowlę zaprojektowanych naczyń o różnych średnicach w zakresie od 1 mm do 3 mm, co eliminuje konieczność dostosowywania każdego pojedynczego bioreaktora do konkretnego rozmiaru średnicy.
Hodowane w naszym bioreaktorze naczynia inżynieryjne w pewnym stopniu przypominają pod względem histologicznym natywne naczynia krwionośne. Komórki w ścianach naczyń wykazują ekspresję dojrzałych markerów kurczliwych SMC, takich jak ciężki łańcuch miozyny mięśni gładkich (SMMHC)3. W macierzy zewnątrzkomórkowej odkładana jest znaczna ilość kolagenu, który odpowiada za ostateczną wytrzymałość mechaniczną naczyń inżynieryjnych5. Analiza biochemiczna wskazuje również, że zawartość kolagenu w naczyniach inżynieryjnych jest porównywalna do zawartości w natywnych tętnicach6. Co istotne, pulsacyjny bioreaktor w sposób spójny regenerował naczynia wykazujące właściwości mechaniczne pozwalające na przeprowadzenie udanych eksperymentów z implantacją w modelach zwierzęcych3,7. Dodatkowo bioreaktor ten może zostać zmodyfikowany w celu umożliwienia nieinwazyjnej oceny i śledzenia przebudowy kolagenu w czasie rzeczywistym przy użyciu nieliniowej mikroskopii optycznej (NLOM)8. Podsumowując, bioreaktor ten powinien stanowić doskonałą platformę do badania podstawowych mechanizmów regulujących regenerację funkcjonalnych przeszczepów naczyniowych o małej średnicy.

Nasz zespół opracował system hodowli w bioreaktorze, który naśladuje fizjologiczne naprężenia pulsacyjne układu sercowo-naczyniowego w celu regeneracji wszczepialnych zastążek naczyniowych o małej średnicy.

Projektowanie biologicznych przeszczepów naczyniowych z wykorzystaniem bioreaktora pulsacyjnego

Do opracowania i udoskonalenia metodologii regeneracji funkcjonalnych pomostów tętniczych o małej średnicy poświęcono wiele wysiłków. W warunkach fizjologicznych...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wytworzenie biologicznych przeszczepów naczyniowych z wykorzystaniem pulsacyjnego systemu bioreaktora. Jest to realizowane poprzez przygotowanie biodegradowalnego rusztowania z siatki PGA, na której będą rozwijać się komórki, a następnie zamieszczenie go w komorze bioreaktora. Rusztowania są następnie zasiedlane komórkami mięśni gładkich, a komora bioreaktora zostaje zamknięta pokrywą z uszczelnionymi rurkami doprowadzającymi powietrze i pożywkę.Następnie bioreaktor zostaje podłączony do systemu przepływowego, aby zapewnić pulsacyjny przepływ do naczyń w bioreaktorze. W reaktorze komórki rozwijają się w naczynia, które przechodzą testy immunochemiczne, biochemiczne i mechaniczne. Znaczenie tej techniki rozciąga się na terapię choroby wieńcowej, ponieważ metoda ta stanowi obiecujące podejście do regeneracji implantowalnych przeszczepów naczyniowych o małej średnicy do pomostowania tętniczego.Choć metoda ta pozwala na uzyskanie wiedzy w zakresie inżynierii naczyniowej, można ją zastosować do innych układów narządowych poddawanych cyklicznym siłom fizjologicznym. Zazwyczaj osoby początkujące w tej metodzie napotykają trudności. Pełne opanowanie tych umiejętności wymaga wprawy i częstej praktyki.Pomysł na to podejście pojawił się, gdy uświadomiliśmy sobie znaczenie zastosowania fizjologicznej stymulacji mechanicznej w celu regeneracji konstruktów inżynieryjnych. Wizualna prezentacja tej metody jest kluczowa, ponieważ procesy bioreaktorowe są trudne do opanowania ze względu na liczne etapy i mogą zostać przyswojone jedynie poprzez szczegółowy pokaz. Na początek należy użyć wody destylowanej do oczyszczenia 30 centimeter odcinków rurek silikonowych o średnicy wewnętrznej trzech milimetrów, a następnie pozostawić je do wyschnięcia na powietrzu.Za pomocą nożyczek wytnij fragment siatki PGA o wymiarach 1,1 cm na 8 cm dla każdego odcinka rurki. Przy użyciu kleszczyków hemostatycznych przymocuj siatkę PGA do rurki, wiążąc trzy węzły chirurgiczne nicią Dexon 6.0, a następnie wykonaj pojedyncze szwy kleszczykami hemostatycznymi; tak zabezpieczona siatka tworzy rusztowanie PGA. Przemyj rusztowania, najpierw zanurzając je w 1 M wodorotlenku sodu na 1-2 minuty, a następnie trzykrotnie zanurzając w wodzie destylowanej po 2 minuty na każde zanurzenie. Osusz je delikatnie między kolejnymi płukaniami, a po trzecim płukaniu pozostaw do wyschnięcia na powietrzu w dygestorium przez 15 minut.Po wysuszeniu zaszyj jednocentymetrowe mankiety z Dacronu na obu końcach siatki, wykonując trzy szwy. Pozostaw od dwóch do trzech milimetrów zakładki rurki i nie przebijaj rurki. Należy pozostawić około 15 cm wolnej nici chirurgicznej do późniejszego wykorzystania w tym protokole.Wszystkie komponenty i narzędzia bioreaktora należy wcześniej poddać autoklawowaniu. Na dzień przed rozpoczęciem hodowli w bioreaktorze, urządzenie musi zostać częściowo złożone; należy zanurzyć komponenty bioreaktora – rusztowania, siatkę, rurki silikonowe, narzędzia chirurgiczne oraz cienki drut dłuższy niż długość bioreaktora – w 70% etanolu na co najmniej 30 minut. Za pomocą drutu należy przeciągnąć rurki silikonowe przez boczne wyloty reaktora.Teraz wyjmij bioreaktor i zamocuj wewnątrz rusztowania PGA, mocując mankiety z Dacronu na rozszerzonych krawędziach szklanych. Wykorzystaj nadmiar nici chirurgicznej, aby zawiązać każdy mankiet. Następnie, używając łączników, podłącz rurki silikonowe po jednej stronie rusztowania do jednej pary ramion bioreaktora, a rurki po drugiej stronie rusztowania do dwóch pozostałych ramion.Po zainstalowaniu łączników wyciągnij je z bocznych ramion i przepłucz bioreaktor etanolem. Pozostaw reaktor do namaczania przez 10 minut z każdej strony. Umieść bioreaktor na szalkach Petriego i przepłucz go pożywką do hodowli tkanek.Przepłucz wodą. Używając pipety, upewnij się, że wypłukałeś również siatkę i rurki. Następnie umieść sterylną mieszadłkę magnetyczną w reaktorze do późniejszego użycia i susz aparat przez noc w dygestorium z włączonym nawiewem i wyłączonym promiennikiem UV od tego momentu.Nie należy pochylać się nad reaktorem, ponieważ może to doprowadzić do kontaminacji. Podczas przygotowania wszystkie złącza muszą zostać przetarte alkoholem. Przed wykonaniem połączeń wiele złączy należy wzmocnić paraformą, którą przed nałożeniem trzeba namoczyć w 70% etanolu. Należy zatem przygotować odpowiednią ilość obu tych substancji.W ramach środków ostrożności należy umieścić sterylną szalkę Petriego nad każdym otworem bioreaktora, aby chronić znajdujące się wewnątrz rusztowanie PGA przed zanieczyszczeniami. Następnie należy rozpocząć konfigurację, mocując port wtryskowy do trzeciego wolnego ramienia bioreaktora. W kolejnym kroku należy połączyć worek IV z systemem przepływowym.W zestawie drenów walrus zawiąż niebieski koniec jak najbliżej rozwidlenia w kształcie litery Y i zaciśnij rurkę zaciskiem. Podłącz czerwoną rurkę do dalszego końca worka z płynem infuzyjnym. Następnie podłącz białą rurkę do jednej strony układu przepływowego.Wstaw trójdrożny kranik w systemie przepływowym. Jeden koniec rurki przetwornika ciśnienia podłącz do kranika, a drugi koniec do środniego otworu worka do infuzji. Następnie, aby częściowo wypełnić system przepływowy i sprawdzić szczelność, dodaj do worka do infuzji 350 milliliters PBS oraz 1% fungi zone.Używając strzykawki o pojemności 60 mililitrów przed lub po podłączeniu do systemu przepływowego, należy ustawić kurek, aby kontrolować kierunek przepływu PBS, a następnie ścisnąć worek, aby przepłukać system. Ten krok można wykonać zarówno przed, jak i po osadzaniu komórek. Teraz komórki mogą zostać osadzone w bioreaktorze.W tym przykładzie resuspenduj 8 milionów komórek SM (co odpowiada około jednej konfluencyjnej hodowli w naczyniu T 75) w 1,25 mililitrach pożywki, a następnie nanieś je równomiernie kroplowo na rusztowanie PGA, od złącza Dacron do złącza Dacron. Po dodaniu komórek przetrzyj krawędź bioreaktora alkoholem. Unikaj pochylania się bezpośrednio nad reaktorem.Następnie ostrożnie złóż pokrywę z silikonowym korkiem. Należy uważać, aby nie odsłonić spodu pokrywy podczas wyjmowania jej z worka do autoklawu oraz w trakcie wszystkich kolejnych etapów montażu. Najpierw przymocuj port wstrzykiwania do rurki zasilającej w miejscu złącza męskiego.Po drugie, do każdego z trzech portów dostępowych przymocuj filtry PTFE 0,20 mikrona. Po trzecie, zabezpiecz port wtryskowy folią. Włóż zmontowaną pokrywę z silikonowym korkiem do szklanego bioreaktora.Upewnij się, że rurka doprowadzająca pożywkę nie dotyka osadzonych rusztowań PGA. Następnie uszczelnij całość parafilmem. Teraz podłącz bioreaktor do układu przepływowego, a następnie umieść bioreaktor wraz z układem przepływowym w inkubatorze w temperaturze 37 °C.Przez 25 do 30 minut reaktor należy ustawić na boku i obracać co pięć minut. Następnie, wciąż w inkubatorze, należy napełnić komorę bioreaktora 400 mililitrami pożywki hodowlanej four to 10 za pomocą pompy przez rurkę doprowadzającą. Teraz należy inkubować zasiane rusztowania bez pulsacyjnego pompowania przez sześć do siedmiu dni w temperaturze 37 °C przy 5% carbon dioxide.W tym czasie nie ma potrzeby wymiany pożywki ani suplementacji witaminą C; przed włączeniem pompy należy sprawdzić, czy przewody nie są nieszczelne lub załamane. Następnie należy dostosować prędkość pompy tak, aby utrzymać zakres ciśnienia od -30 do 270 mmHg. Ciśnienie to należy monitorować i utrzymywać codziennie przez cały okres hodowli.Wymianę pożywki oraz suplementację kwasem askorbinowym należy przeprowadzać dwa razy w tygodniu podczas wzrostu rusztowania z zastosowaniem pompowania pulsacyjnego w celu podania świeżej pożywki; najpierw należy zamocować port wtryskowy i filtr PTFE na pokrywach doprowadzających, służących zarówno do wymiany pożywki, jak i do usuwania zużytej pożywki. Następnie należy mocno umieścić rurkę doprowadzającą w pompie dwukierunkowej, wkładając jeden koniec do portu doprowadzającego bioreaktora, a drugi koniec do pokrywy doprowadzającej. Teraz należy powoli rozpocząć wypompowywanie 200 mililitrów pożywki.Prędkość pompy można stopniowo zwiększać. Następnie należy podłączyć nową rurkę doprowadzającą i powoli rozpocząć pompowanie 200 milliliters świeżej pożywki. Aby dodać kwas askorbinowy do reaktora, należy odessać 25 milliliters pożywki za pomocą sterylnej strzykawki o pojemności 30 milliliters.Dodaj pięć mililitrów sterylnego roztworu kwasu askorbinowego, a następnie odzyskaj 25 mililitrów. Inżynieryjne naczynia w medium będą wydawać się nieprzezroczyste i osiągną grubość ścianki około 250 mikronów po ośmiotygodniowej hodowli. W warunkach pulsacyjnych barwienie hematoksyliną, eozyną i kwasem pruskim inżynieryjnych naczyń wykazuje zmiany morfologii tkanki w czasie oraz w zależności od pulsacji.Strona luminalna naczyń jest oznaczona literą L przy barwieniu trójskładnikowym Massona. Barwienie na kolagen wykazuje, że naczynia poddawane impulsom przez cztery tygodnie mają więcej kolagenu niż ich odpowiedniki niepoddawane impulsom; białe strzałki wskazują pozostałe fragmenty PGA w naczyniach w 12. tygodniu. Analiza immunochemiczna wykazuje ekspresję wczesnego markera mięśni gładkich aktyny alfa, pośredniego markera mięśni gładkich kalponiny 1 oraz późnego markera mięśni gładkich ciężkiego łańcucha miozyny. Po opanowaniu techniki, przy prawidłowym wykonaniu, procedura ta może zostać przeprowadzona w ciągu siedmiu do ośmiu godzin.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o zachowaniu maksymalnej czystości i sterylności zgodnie z poniższym opisem. W celu uzyskania odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak znaczenie modyfikacji powierzchni światła w utrzymaniu naczyń inżynieryjnych podczas badań in vivo, można zastosować inne metody, np. modyfikację światła naczyń inżynieryjnych, po ich opracowaniu.Technika ta utorowała drogę badaczom z dziedziny inżynierii tkankowej, a w szczególności inżynierii naczyniowej, do poszukiwania potencjalnych metod leczenia chorób tętnic wieńcowych w modelach zwierzęcych. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak uzyskać implantowalne inżynieryjne przeszczepy naczyniowe poprzez dynamiczną kulturę powysiewną. Pamiętaj, że praca z wodorotlenkiem sodu może być niebezpieczna, dlatego podczas wykonywania tej procedury należy zawsze stosować środki ostrożności, takie jak ochrona oczu i fartuch laboratoryjny.

engineering-biological-based-vascular-grafts-using-pulsatile

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Inżynieria biologicznie opartych przeszczepów naczyniowych przy użyciu pulsującego bioreaktora

Elastomeryczne rusztowania PGS z hodowanymi komórkami mięśni gładkich naczyń w bioreaktorze z przepływem pulsacyjnym mogą prowadzić do uzyskania obiecujących konstruktów tętniczych o małej średnicy z produkcją natywnej ECM w stosunkowo krótkim okresie hodowli.

Elastomeryczne rusztowania PGS w inżynierii tkanki tętniczej

Protokół krok po kroku do międzypozycyjnego umieszczania naczyń TEV (Tissue Engineered Departments) w tętnicy szyjnej owcy za pomocą zespolenia end-to-end i cyfrowej oceny w czasie rzeczywistym in vivo, aż do uśmiercenia zwierzęcia.

Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo

Tutaj prezentujemy protokół do generowania przeszczepów naczyń krwionośnych z inżynierii tkankowej, które są funkcjonalne do szczepienia myszom poprzez podwójne wysiewanie częściowo indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (PiPSC) - pochodzących komórek mięśni gładkich i PiPSC - pochodzących komórek śródbłonka na bezkomórkowym bioreaktorze rusztowania naczyń krwionośnych.

Wytwarzanie i przeszczepianie naczyń krwionośnych metodą inżynierii tkankowej w modelu mysim

W tej pracy prezentujemy technikę szybkiego wytwarzania żywych tkanek naczyniowych poprzez bezpośrednią hodowlę kolagenu, komórek mięśni gładkich i komórek śródbłonka. Ponadto opisano nowy protokół charakterystyki mechanicznej zmodyfikowanych tkanek naczyniowych.

Inżynieria 3D cellularnych żeli kolagenowych do regeneracji tkanki naczyniowej

To jest wytyczne do konstruowania in vivo unaczynionej tkanki za pomocą mikrochirurgicznej pętli tętniczo-żylnej lub przepływowej konfiguracji szypułki wewnątrz komory inżynierii tkankowej. Powstałe unaczynione tkanki mogą być wykorzystane do regeneracji narządów i wymiany ubytków tkanek, a także do testowania leków i modelowania chorób.

Inżynieria tkankowa poprzez wewnętrzne unaczynienie w komorze inżynierii tkankowej in vivo

Skalowalne naczynia krwionośne poprawiłyby możliwości zastosowania klinicznego. Korzystając z łatwo zwymiarowanych prowadnic drukowanych w 3D, stworzono pierścienie mięśni gładkich naczyń krwionośnych i ułożono je w formę rurkową, tworząc przeszczep naczyniowy. Przeszczepy można dobrać tak, aby spełniały zakres wymiarów ludzkich tętnic wieńcowych, po prostu zmieniając rozmiar prowadnicy wydrukowanej w 3D.

Skalowanie zaprojektowanych przeszczepów naczyniowych przy użyciu prowadnic drukowanych w 3D i metody układania pierścieni

Dostarczamy uogólniony protokół oparty na strategii mikroprzepływowego biodruku do inżynierii mikrowłóknistego łożyska naczyniowego, gdzie wtórny typ komórek może być dalej umieszczany w przestrzeni śródmiąższowej tej mikrofibrowej struktury w celu wytworzenia unaczynionych tkanek i organoidów.

Bioprinting mikroprzepływowy do inżynierii unaczynionych tkanek i organoidów

Opisujemy zaprojektowany przez nas model komory przepływowej in vitro, który pozwala na badanie przylegania bakterii do przeszczepionych tkanek.

Model in vitro systemu perfuzyjnego z równoległymi płytkami do badania przylegania bakterii do tkanek przeszczepu

Celem tego protokołu jest przeprowadzenie dynamicznej ko-hodowli ludzkich makrofagów i miofibroblastów w rurowych rusztowaniach elektroprzędzonych w celu zbadania regeneracji tkanek sterowanej materiałem, przy użyciu bioreaktora, który umożliwia oddzielenie naprężeń ścinających od cyklicznego rozciągania.

Bioreaktor z wieloma wskazówkami do oceny zdolności zapalnej i regeneracyjnej biomateriałów poddanych przepływowi i rozciąganiu

Ten protokół przedstawia konfigurację i działanie nowo opracowanego, wydrukowanego w 3D bioreaktora do hodowli ex vivo naczyń krwionośnych w trakcie perfuzji. System został zaprojektowany tak, aby mógł być łatwo przyjęty przez innych użytkowników, praktyczny, niedrogi i możliwy do dostosowania do różnych zastosowań eksperymentalnych, takich jak podstawowa biologia i badania farmakologiczne.

Ex vivo Kultura perfuzyjna dużych naczyń krwionośnych w bioreaktorze wydrukowanym w 3D

Tutaj przedstawiono protokół implantacji przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej do tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej, dostarczając odpowiedniego modelu zwierzęcego do badania mechanizmów regeneracji tkanki naczyniowej.

Implantacja przeszczepu naczyniowego z wykorzystaniem inżynierii tkankowej w tętnicy szyjnej myszy za pomocą techniki mankietowej

Poznaj metodę inżynierii biologicznych przeszczepów naczyniowych przy użyciu bioreaktora pulsacyjnego. Technika ta umożliwia hodowlę komórek mięśni gładkich na biodegradowalnych rusztowaniach PGA, tworząc funkcjonalne naczynia z potencjałem zastosowania w leczeniu choroby wieńcowej.

Projektowanie biologicznych przeszczepów naczyniowych z wykorzystaniem bioreaktora pulsacyjnego

Przeglądaj więcej filmów