Name: Wszechstronna, zautomatyzowana platforma do eksperymentów ze stymulacją komórek w mikroskali (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 21 s
Description: Poznaj zautomatyzowaną platformę mikrofluidyczną do hodowli i stymulacji małych populacji komórek z odzyskiwaniem lizatów do analiz molekularnych. Ta metoda umożliwia precyzyjną kontrolę warunków kultury.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy dziękują Ronaldowi F. Renzi i Michaelowi S. Bartschowi za ich wkład w projektowanie i rozwój urządzeń DMF oraz koncentratora DMF. Badania te były w pełni wspierane przez program badawczo-rozwojowy kierowany przez laboratorium w Sandia National Laboratories. Sandia to wieloprogramowe laboratorium zarządzane i obsługiwane przez Sandia Corporation, spółkę zależną należącą w całości do Lockheed Martin Corporation, dla Narodowej Administracji Bezpieczeństwa Jądrowego Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych w ramach kontraktu DE-AC04-94AL85000.

Ten ogólny protokół ma na celu wspieranie zastosowania platformy do szerokiej gamy badań; aspekty specyficzne dla reprezentatywnego badania opisanego w tym raporcie są oddzielone w nawiasach. Rysunek 2 przedstawia reprezentatywne badanie przeprowadzone przy użyciu protokołu. Zauważ, że w protokole wszystkie polecenia "instruct" są zautomatyzowane za pomocą wcześniej określonych skryptów. Należy również zauważyć, że Krok 2 może być wykonywany równolegle z Krokiem 1 (np. podczas Kroków 1.7 i 1.8) oraz że Krok 2.1 jest często pomijany (ponieważ wzorzyste/powlekane płyty urządzeń DMF mogą być myte i ponownie używane; patrz Krok 5.2).
1. Złóż i wypełnij komory perfuzyjne komórek
<ol>
	<li>Pokryć wewnętrzne powierzchnie wysterylizowanych (autoklawowanych) mikrokapilar (stopiona krzemionka; 679 μm üm üd, 534 μm üm id; 15 cm długości) fibronektyną, nakazując pompie strzykawkowej pobranie sterylnego roztworu fibronektyny (30 μl z 50 μg/ml) do każdej mikrokapilarnej, inkubacji (37 °C przez 2 godziny), nakazując pompie strzykawkowej pobranie roztworu, i pozostawienie mikronaczyń włosowatych do wyschnięcia (temperatura pokojowa (RT) przez 6 godzin).</li>
	<li>Podłącz każdą mikrokapilarnę (komorę perfuzyjną) pokrytą fibronektyną do rurki poliwęglanowej (średnica zewnętrzna 500 μm, średnica wewnętrzna 100 μm), a rurkę do wieloportowej pompy strzykawkowej za pomocą złączek CapTite (6 komór perfuzyjnych, 8-portowa pompa strzykawkowa).</li>
	<li>Za pomocą taśmy przymocuj korpus każdej komory perfuzyjnej do bloku grzewczego ustawionego na żądaną temperaturę (37 °C).</li>
	<li>Zanurzyć otwarte końce komór perfuzyjnych w zbiorniku (probówka mikrocentyfugowa lub studzienka płytki mikromiareczkowej) zawierającym komórki (mysie makrofagi P388D.1) zawieszone w świeżej pożywce wzrostowej (RPMI-1640, 10% FBS, 500 jednostek/ml penicyliny, 500 μg/ml streptomycyny) w pożądanym stężeniu (10-6 komórek/ml).</li>
	<li>Poinstruuj pompę strzykawkową, aby wciągnęła komórki (10 μl, 104 komórki) do każdej komory perfuzyjnej, a następnie doprowadzono tyle powietrza, aby przesunąć korek cieczy (~ 4.5 cm) do sekcji przymocowanej do bloku grzewczego.</li>
	<li>Pozostawić komórki do przylegania do pokrytych fibronektyną wewnętrznych powierzchni komór perfuzyjnych (37 °C przez 1-2 godziny). W międzyczasie przenieś otwarte końce komór perfuzyjnych ze zbiornika komórek do nowego zbiornika zawierającego świeżą pożywkę wzrostową.</li>
	<li>Po upływie okresu przylegania poinstruować pompę strzykawkową, aby wysłała korki cieczy (kondycjonowane media i nieprzyłączone ogniwa) do odpadów, pobrała świeżą pożywkę (10 μl), a następnie dodała wystarczającą ilość powietrza, aby umieścić nowe korki cieczy (świeże podłoże) nad przylegającymi komórkami.</li>
	<li>Kontynuuj wymianę pożywki (tj. powtarzaj krok 1.7) w regularnych odstępach czasu (co 2 godziny), aż populacje komórek zostaną wystarczająco zrównoważone i rozszerzone (16 - 24 godziny hodowli w mikroskali wygenerowanych populacji ~ 1,000 komórek / komorę).</li>
</ol>
2. Wyprodukuj urządzenie DMF i zmontuj architekturę huba
<ol>
	<li>Jak opisano poprzednio14,29, uformować dolną płytkę urządzenia DMF za pomocą czterdziestu sześciu elektrod z tlenku indu i cyny (ITO) (sterowników uruchamiania kropel) za pomocą fotolitografii i trawienia, a następnie pokryć 5 μm parylenu-C i 50 nm teflonu-AF. Uformuj górną płytę urządzenia DMF, pokrywając niewzorzyste podłoże szklane ITO Teflonem-AF, jak powyżej.</li>
	<li>Za pomocą metalowych ram zaciskowych zamocuj płyty DMF w odlewie polimerowym14,30 z wgłębieniami, które utrzymują odstęp 400 μm między płytami; odstęp ten, w połączeniu z rozmiarem elektrody uruchamiającej (2,5 mm2), określa objętość kropli (2,5 μl na elektrodę). Należy pamiętać, że montaż DKZ można wykonać w prostszy sposób24.</li>
	<li>Włożyć pokryte teflonem mikrokapilary transferowe (średnica zewnętrzna 360 μm, średnica wewnętrzna 100 μm; długość 3,5 - 4,0 cm) w przestrzeń między płytami DMF, ustawiając każdą z nich tak, aby sięgała do krawędzi pokrewnej elektrody uruchamiającej.</li>
	<li>Na przeciwległym końcu każdej mikrokapilary transferowej przymocuj złączkę CapTite.</li>
	<li>Podłącz złącza elektryczne, aby dostarczyć napięcie do elektrod ITO. Sekwencje aktywacji elektrod są zautomatyzowane za pomocą sterowanego komputerowo interfejsu elektronicznego, na którym działają wcześniej określone skrypty.</li>
	<li>Opcjonalnie: Przenieś zmontowaną piastę DMF na stolik translacyjny mikroskopu (SZ-6145TR (Olympus, Japonia)) wyposażonego w kamerę z urządzeniem ze sprzężeniem ładunkowym (CCD) (DCR-HC96 (Sony, Japonia)) w celu ułatwienia śledzenia kropel. Rozdział 31</li>
</ol>
3. Podłącz komory perfuzyjne do koncentratora DMF i stymuluj populacje komórek
<ol>
	<li>Wyjmij otwarte końce komór perfuzyjnych ze zbiornika pożywki (patrz krok 1.6) i włóż je do złączek CapTite przymocowanych do końców mikrokapilar transferowych piasty DKZ (patrz krok 2.4).</li>
	<li>Poinstruuj pompę strzykawkową, aby wysłała korki cieczy (kondycjonowane media) w komorach perfuzyjnych do odpadów.</li>
	<li>Poinstruuj koncentrator DMF, aby pobierał bodziec (Biocząstki E. coli w stężeniu 100 μg/ml w świeżej pożywce z 0,1% Pluronic F127 w/v) z pokładowego zbiornika i dostarczał kroplę o odpowiedniej wielkości (10 μl) do każdej mikrokapilary transferowej. Zbiorniki pokładowe składają się z cylindrycznych komór (1,5 x 1,5 cm każdy) i są połączone z piastą DMF za pomocą przewodów.</li>
	<li>Poinstruuj pompę strzykawkową, aby wciągnęła czopki bodźcowe do mikrokapilar transferowych, a następnie doprowadź tyle powietrza, aby umieścić czopki nad populacjami komórek w komorach perfuzyjnych.</li>
	<li>Inkubować komórki z bodźcem (37 °C przez 1 - 4 godziny). Opcjonalnie: Wymieniaj na nowy bodziec (tj. powtarzaj kroki 3.2-3.4) w regularnych odstępach czasu.</li>
</ol>
4. Zakończ stymulację i odzyskaj lizaty komórkowe do analizy
<ol>
	<li>Opcjonalnie: Jeśli wymagany jest okres po stymulacji, należy wymienić korki płynne zawierające bodziec na świeże podłoże (tj. powtórzyć kroki 3.2 - 3.4, zastępując bodziec świeżym podłożem) i kontynuować inkubację i wymianę w razie potrzeby.</li>
	<li>Wymień korki z cieczą w komorach perfuzyjnych na bufor do przemywania (Prelude Direct Lysis Module Buffer B) (tj. powtórz kroki 3.2 - 3.4, zastępując bodziec buforem do płukania) i inkubuj w razie potrzeby (5 min).</li>
	<li>Wymień korki z cieczą (bufor do płukania) na roztwór do lizy (Prelude Direct Lysis Module Buffer A z 0,1% Pluronic F127 w/v) (tj. powtórz kroki 3.2 - 3.4, zastępując roztwór do lizy jako bodziec) i inkubuj w razie potrzeby (5 min).</li>
	<li>Poinstruuj pompę strzykawkową, aby wysłała korki cieczy (lizaty komórkowe) do piasty DMF.</li>
	<li>Zdemontuj piastę DMF, zdejmij górną płytkę urządzenia DMF (uważając, aby nie przechylić płytki na boki, ponieważ może to spowodować wymieszanie się kropel) i zbierz lizaty za pomocą Pipetmana lub strzykawki do analizy poza platformą (profilowanie ekspresji genów za pomocą qPCR).</li>
</ol>
5. Czysty sprzęt platformy do ponownego wykorzystania
<ol>
	<li>Zanurz mikrokapilary transferowe i złączki CapTite w 10% wybielaczu (v/v w wodzie) na 10 minut w temperaturze pokojowej, dobrze spłucz wodą dejonizowaną i wysusz przy użyciu gazowego azotu.</li>
	<li>Zanurz płytki urządzenia DMF w 10% wybielaczu na 10 minut w temperaturze pokojowej, dobrze spłucz izopropanolem, a następnie wodą dejonizowaną i wysusz przy użyciu azotu, a następnie piecz w temperaturze 160 °C przez 10 minut.</li>
	<li>Rurka z poliwęglanu pompy strzykawkowej oraz odlewana z polimeru i rama kompresyjna urządzenia DMF mogą być ponownie użyte bez czyszczenia. Mikrokapilary komory perfuzyjnej są odrzucane po każdym eksperymencie.</li>
</ol>

<ol><li>Young, E. W. K., Beebe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fundamentals+of+microfluidic+cell+culture+in+controlled+microenvironments%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Society+Reviews%22%5BJournal%5D)">Fundamentals of microfluidic cell culture in controlled microenvironments.</a> Chemical Society Reviews. 39, 1036-1048 (2010).</li>
<li>Yeo, L. Y., Chang, H. C., Chan, P. P. Y., Friend, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+devices+for+bioapplications%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Microfluidic devices for bioapplications.</a> Small. 7, 12-48 (2011).</li>
<li>Zhang, B., Kim, M. C., Thorsen, T., Wang, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+self-contained+microfluidic+cell+culture+system%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Microdevices%22%5BJournal%5D)">A self-contained microfluidic cell culture system.</a> Biomedical Microdevices. 11, 1233-1237 (2009).</li>
<li>Skafte-Pedersen, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+self-contained%2C+programmable+microfluidic+cell+culture+system+with+real-time+microscopy+access%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Microdevices%22%5BJournal%5D)">A self-contained, programmable microfluidic cell culture system with real-time microscopy access.</a> Biomedical Microdevices. 14, 385-399 (2012).</li>
<li>Barbulovic-Nad, I., Au, S. H., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+platform+for+complete+mammalian+cell+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">A microfluidic platform for complete mammalian cell culture.</a> Lab Chip. 10, 1536-1542 (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Pang, Y., Huang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Openly+Accessible+Microfluidic+Liquid+Handlers+for+Automated+High-Throughput+Nanoliter+Cell+Culture%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Openly Accessible Microfluidic Liquid Handlers for Automated High-Throughput Nanoliter Cell Culture.</a> Analytical Chemistry. 84, 2576-2584 (2012).</li>
<li>Wang, H. Y., Bao, N., Lu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+cell+array+with+individually+addressable+culture+chambers%5BTitle%5D)+AND+%22Biosensors+and+Bioelectronics%22%5BJournal%5D)">A microfluidic cell array with individually addressable culture chambers.</a> Biosensors and Bioelectronics. 24, 613-617 (2008).</li>
<li>Cimetta, E., Cagnin, S., Volpatti, A., Lanfranchi, G., Elvassore, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+culture+of+droplet-confined+cell+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+Progress%22%5BJournal%5D)">Dynamic culture of droplet-confined cell arrays.</a> Biotechnology Progress. 26, 220-231 (2010).</li>
<li>Hung, P. J., Lee, P. J., Sabounchi, P., Lin, R., Lee, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+perfusion+microfluidic+cell+culture+array+for+high-throughput+cell-based+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+and+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Continuous perfusion microfluidic cell culture array for high-throughput cell-based assays.</a> Biotechnology and Bioengineering. 89, 1-8 (2005).</li>
<li>King, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+microfluidic+real-time+gene+expression+living+cell+array%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">A high-throughput microfluidic real-time gene expression living cell array.</a> Lab on a Chip. 7, 77-85 (2007).</li>
<li>Gómez-Sjöberg, R., Leyrat, A. A., Pirone, D. M., Chen, C. S., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Versatile%2C+fully+automated%2C+microfluidic+cell+culture+system%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Versatile, fully automated, microfluidic cell culture system.</a> Analytical Chemistry. 79, 8557-8563 (2007).</li>
<li>Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemistry+-+Putting+electrowetting+to+work%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Chemistry - Putting electrowetting to work.</a> Science. 322, 539-540 (2008).</li>
<li>Gong, J., Kim, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((All-electronic+droplet+generation+on-chip+with+real-time+feedback+control+for+EWOD+digital+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">All-electronic droplet generation on-chip with real-time feedback control for EWOD digital microfluidics.</a> Lab Chip. 8, 898-906 (2008).</li>
<li>Choi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integration+of+field+effect+transistor-based+biosensors+with+a+digital+microfluidic+device+for+a+lab-on-a-chip+application%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Integration of field effect transistor-based biosensors with a digital microfluidic device for a lab-on-a-chip application.</a> Lab Chip. 12, 1533-1536 (2012).</li>
<li>Barbulovic-Nad, I., Yang, H., Park, P. S., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+microfluidics+for+cell-based+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Digital microfluidics for cell-based assays.</a> Lab Chip. 8, 519-526 (2008).</li>
<li>Gentilucci, L., de Marco, R., Cerisoli, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+modifications+designed+to+improve+peptide+stability%3A+incorporation+of+non-natural+amino+acids%2C+pseudo-peptide%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Chemical modifications designed to improve peptide stability: incorporation of non-natural amino acids, pseudo-peptide.</a> 16, 3185-3203 (2010).</li>
<li>Miller, E. M., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+digital+microfluidic+approach+to+homogeneous+enzyme+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">A digital microfluidic approach to homogeneous enzyme assays.</a> Anal. Chem. 80, 1614-1619 (2008).</li>
<li>Jebrail, M. J., Bartsch, M. S., Patel, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+microfluidics%3A+a+versatile+tool+for+applications+in+chemistry%2C+biology%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Digital microfluidics: a versatile tool for applications in chemistry, biology.</a> 12, 2452-2463 (2012).</li>
<li>Ng, A. H. C., Choi, K., Luoma, R. P., Robinson, J. M., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+Microfluidic+Magnetic+Separation+for+Particle-Based+Immunoassays%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Digital Microfluidic Magnetic Separation for Particle-Based Immunoassays.</a> Analytical Chemistry. 84, 8805-8812 (2012).</li>
<li>Sista, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneous+immunoassays+using+magnetic+beads+on+a+digital+microfluidic+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Heterogeneous immunoassays using magnetic beads on a digital microfluidic platform.</a> Lab Chip. 8, 2188-2196 (2008).</li>
<li>Malic, L., Veres, T., Tabrizian, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochip+functionalization+using+electrowetting-on-dielectric+digital+microfluidics+for+surface+plasmon+resonance+imaging+detection+of+DNA+hybridization%5BTitle%5D)+AND+%22Biosens.+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">Biochip functionalization using electrowetting-on-dielectric digital microfluidics for surface plasmon resonance imaging detection of DNA hybridization.</a> Biosens. Bioelectron. 24, 2218-2224 (2009).</li>
<li>Malic, L., Veres, T., Tabrizian, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanostructured+digital+microfluidics+for+enhanced+surface+plasmon+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Biosens.+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">Nanostructured digital microfluidics for enhanced surface plasmon resonance imaging.</a> Biosens. Bioelectron. 26, 2053-2059 (2011).</li>
<li>Jebrail, M. J., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+microfluidic+method+for+protein+extraction+by+precipitation%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Digital microfluidic method for protein extraction by precipitation.</a> Anal. Chem. 81, 330-335 (2009).</li>
<li>Nelson, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incubated+protein+reduction+and+digestion+on+an+electrowetting-on-dielectric+digital+microfluidic+chip+for+MALDI-MS%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Incubated protein reduction and digestion on an electrowetting-on-dielectric digital microfluidic chip for MALDI-MS.</a> Anal. Chem. 82, 9932-9937 (2010).</li>
<li>Mousa, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet-scale+estrogen+assays+in+breast+tissue%2C+blood%2C+and+serum%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Transl.+Med%22%5BJournal%5D)">Droplet-scale estrogen assays in breast tissue, blood, and serum.</a> Sci. Transl. Med. 1, 1ra2(2009).</li>
<li>Jebrail, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+digital+microfluidic+method+for+dried+blood+spot+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">A digital microfluidic method for dried blood spot analysis.</a> Lab Chip. 11, 3218-3224 (2011).</li>
<li>Choi, K., Ng, A. H. C., Fobel, R., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Digital microfluidics.</a> Annual Review of Analytical Chemistry. 5, 413-440 (2012).</li>
<li>Jebrail, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+Microfluidics+for+Automated+Proteomic+Processing%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Digital Microfluidics for Automated Proteomic Processing.</a> J. Vis. Exp. (33), e1603(2009).</li>
<li>Thaitrong, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quality+Control+of+Next+Generation+Sequencing+Library+through+an+Integrative+Digital+Microfluidic+Platform%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Quality Control of Next Generation Sequencing Library through an Integrative Digital Microfluidic Platform.</a> , Submitted (2012).</li>
<li>Shin, Y. J., Lee, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Machine+vision+for+digital+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Review+of+Scientific+Instruments%22%5BJournal%5D)">Machine vision for digital microfluidics.</a> Review of Scientific Instruments. 81, (2010).</li>
<li>Thornton, M., Eward, K. L., Helmstetter, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+minimally+disturbed+synchronous+cultures+of+hematopoietic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22BioTechniques%22%5BJournal%5D)">Production of minimally disturbed synchronous cultures of hematopoietic cells.</a> BioTechniques. 32, 1098-1105 (2002).</li>
<li>Huang, X., Dai, W., Darzynkiewicz, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enforced+adhesion+of+hematopoietic+cells+to+culture+dish+induces+endomitosis+and+polyploidy%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Cycle%22%5BJournal%5D)">Enforced adhesion of hematopoietic cells to culture dish induces endomitosis and polyploidy.</a> Cell Cycle. 4, 801-805 (2005).</li>
<li>Raje, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Charged+nylon+membrane+substrate+for+convenient+and+versatile+high+resolution+microscopic+analysis+of+Escherichia+coli+%26+mammalian+cells+in+suspension+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotechnology%22%5BJournal%5D)">Charged nylon membrane substrate for convenient and versatile high resolution microscopic analysis of Escherichia coli & mammalian cells in suspension culture.</a> Cytotechnology. 51, 111-117 (2006).</li>
<li>Chatterjee, D., Hetayothin, B., Wheeler, A. R., King, D. J., Garrell, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet-based+microfluidics+with+nonaqueous+solvents+and+solutions%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Droplet-based microfluidics with nonaqueous solvents and solutions.</a> Lab Chip. 6, 199-206 (2006).</li>
<li>Perroud, T. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-based+cell+sorting+of+Francisella+tularensis+infected+macrophages+using+optical+forces%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-based cell sorting of Francisella tularensis infected macrophages using optical forces.</a> Analytical Chemistry. 80, 6365-6372 (2008).</li>
<li>Wang, Z., Gerstein, M., Snyder, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA-Seq%3A+A+revolutionary+tool+for+transcriptomics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Genetics%22%5BJournal%5D)">RNA-Seq: A revolutionary tool for transcriptomics.</a> Nature Reviews Genetics. 10, 57-63 (2009).</li>
<li>Malone, J. H., Oliver, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microarrays%2C+deep+sequencing+and+the+true+measure+of+the+transcriptome%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Microarrays, deep sequencing and the true measure of the transcriptome.</a> BMC Biology. 9, (2011).</li>
<li>Wu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidically-unified+cell+culture%2C+sample+preparation%2C+imaging+and+flow+cytometry+for+measurement+of+cell+signaling+pathways+with+single+cell+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidically-unified cell culture, sample preparation, imaging and flow cytometry for measurement of cell signaling pathways with single cell resolution.</a> Lab on a Chip. 12, 2823-2831 (2012).</li>
<li>Srivastava, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+integrated+microfluidic+platform+enabling+automated+phosphoprofiling+of+macrophage+response%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Fully integrated microfluidic platform enabling automated phosphoprofiling of macrophage response.</a> Analytical Chemistry. 81, 3261-3269 (2009).</li>
<li>Herr, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+immunoassays+as+rapid+saliva-based+clinical+diagnostics%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Microfluidic immunoassays as rapid saliva-based clinical diagnostics.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 5268-5273 (2007).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opracowaliśmy prostą i wszechstronną zautomatyzowaną platformę do eksperymentów z hodowlą i stymulacją komórek w mikroskali. Platforma umożliwia nam pracę z małymi objętościami kultur i populacjami komórek (1 - 20 μl i 100 - 2 000 komórek na komorę); Rozmiary kultur można jeszcze bardziej zmniejszyć poprzez zastosowanie mikronaczyń włosowatych o mniejszej średnicy. Praca w tych skalach zmniejsza koszty rutynowych badań i umożliwia badania, które wymagają użycia cennych odczynników i/lub komórek. Eksperymenty prz...

Badanie komórek utrzymywanych w hodowli (analiza in vitro) dostarczyło bezcennych informacji na temat podstawowych zasad i mechanizmów molekularnych rządzących złożonymi systemami biologicznymi i ludzkim zdrowiem. Konwencjonalne metody hodowli, stymulacji i pobierania komórek do analizy, które wykorzystują szalki Petriego i płytki do mikromiareczkowania, zostały zaprojektowane do badania dużych populacji komórek (≥105) w objętościach kultur w skali mililitrów (≥0,1 ml). Istnieje jednak wiele przypadków, w których dostępne są tylko ograniczone ilości komórek (np. komórki pierwotne) lub pożądane są małe populacje komórek (np. w celu zmniejszenia zmienności między komórkami w całej populacji) lub wymagane odczynniki są trudne do uzyskania lub zbyt drogie (np. oczyszczone czynniki wydzielane przez komórki). Problemy te można z powodzeniem rozwiązać, zmniejszając wielkość hodowli, co ma dodatkową zaletę w postaci zmniejszenia zużycia wszystkich odczynników wymaganych do analizy in vitro 1,2. Niestety, konwencjonalny sprzęt i metody nie wspierają precyzyjnej i powtarzalnej manipulacji kulturami w mikroskali, a dostępne obecnie zautomatyzowane systemy oparte na mikrofluidycesą zbyt złożone i wyspecjalizowane, aby można je było rutynowo stosować w większości laboratoriów.
W tym raporcie opisujemy montaż i wykorzystanie prostej i wszechstronnej platformy technologicznej do zautomatyzowanej hodowli, stymulacji i odzyskiwania małych populacji komórek (100 - 2 000 komórek) w mikroskalowych objętościach (1 - 20 μl). Architektura platformy (rysunek 1) ma konstrukcję modułową: zestaw mikrokapilar pokrytych fibronektyną (moduł "komory perfuzyjne komórek") służy jako miejsce zakładania, utrzymywania i stymulacji kultur w mikroskali; oraz cyfrowe urządzenie mikroprzepływowe (DMF)12,13 wyposażone w mikrokapilary "transferowe" (moduł "koncentratora centralnego")14,15 kieruje komórki i odczynniki do i z komór perfuzyjnych. DMF umożliwia użytkownikowi indywidualne adresowanie wielu kropel jednocześnie oraz zmianę lub zmianę kolejności manipulacji (tj. rekonfigurację ciągów przetwarzania próbek) bez zmiany sprzętu urządzenia. Jej ogromna elastyczność jest widoczna w niedawnym pojawieniu się jako kluczowej technologii w szerokim zakresie zastosowań, w tym w hodowlach komórkowych16,17, testach enzymatycznych18,19, testach immunologicznych20,21, analizie DNA22,23, przetwarzaniu białek,24,25 i przetwarzaniu próbek klinicznych. 26,27 Nasz centralny hub wykorzystuje elastyczność właściwą urządzeniom DMF i dodatkowo ją zwiększa poprzez dodanie interfejsów mikrokapilarnych, co daje możliwość przeprowadzenia podzbioru manipulacji (np. hodowli komórek) w wyspecjalizowanych modułach peryferyjnych, a nie na samym urządzeniu DMF. Podział na przedziały ciągów procesowych w ten sposób upraszcza również projektowanie architektury platformy (nie ma potrzeby budowania urządzenia DMF, które może przeprowadzić wszystkie etapy przetwarzania) i ułatwia jej ewolucję w miarę zapotrzebowania na nowe funkcje (w razie potrzeby wystarczy zintegrować nowe moduły peryferyjne). Transport ogniw i odczynników w obrębie węzła centralnego jest napędzany siłami elektrozwilżania generowanymi przez sekwencyjną aktywację elektrod w urządzeniu DMF13,28; Transport do, z i w obrębie komór perfuzyjnych jest napędzany zmianami ciśnienia generowanymi przez precyzyjną pompę strzykawkową. Wszystkie te płynne ruchy są kontrolowane za pomocą prostego interfejsu elektronicznego i zautomatyzowane za pomocą wcześniej określonych skryptów.
Jako reprezentatywny przykład, demonstrujemy użycie platformy do badania odpowiedzi transkrypcyjnych wywoływanych w komórkach odpornościowych po prowokacji z bakteriami (Rysunek 2). Przeprowadzenie tych eksperymentów na platformie umożliwiło nam pracę z niewielką liczbą komórek (~1000 na warunki eksperymentalne), zminimalizowanie zmienności między eksperymentami, oszczędzanie odczynników i przekierowanie pracy ręcznej. Biorąc pod uwagę korzyści, jakie daje, a także jej dostępność i wszechstronność, platforma ta powinna znaleźć zastosowanie w wielu różnych laboratoriach i aplikacjach oraz okazać się szczególnie przydatna w ułatwianiu analizy komórek i bodźców, które są dostępne tylko w ograniczonych ilościach.

<table><tbody><tr><td>Moduł Prelude Direct Lysis NuGEN</td><td></td><td>1400-24</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue (0,4% w/v)</td><td>GIBCO</td><td>15250-061</td><td></td></tr><tr><td>Stripper</td> komórkowy <td>Cellgro</td><td>25-056-C1</td><td></td></tr><tr><td>Ovation PicoSL WTA</td><td>NuGEN</td><td>3310-048</td><td></td></tr><tr><td>Agencourt RNAClean XP</td><td>Beckman Coulter Genomics</td><td>A63987</td><td></td></tr><tr><td>pHrodo BioParticles</td><td>Test qRT-PCR Invitrogen</td><td>P35361</td><td></td></tr><tr><td>CCL4 TaqMan qRT-PCR</td><td>Test Applied Biosystems</td><td>Mm00443111_m1</td><td></td></tr><tr><td>CCL5 Test qRT-PCR TaqMan</td><td></td><td>Mm01302428_m1</td><td></td></tr><tr><td>Test QRT-PCR PTGS2 TaqMan Test qRT-PCR</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm00478374_m1</td><td></td></tr><tr><td>TNF Test qRT-PCR</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm00443258_m1</td><td></td></tr><tr><td>GAPDH Test TaqMan qRT-PCR</td><td>Applied Biosystems</td><td>Mm99999915_g1</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F127</td><td>Sigma Chemical</td><td>2594628</td><td></td></tr><tr><td>Fluorinert FC-40</td><td>Sigma Chemical</td><td>51142-49-5</td><td></td></tr><tr><td>Dimer Parylenu C</td><td>Specjalistyczne systemy powlekania</td><td>28804-46-8</td><td></td></tr><tr><td>Teflon-AF</td><td>DuPont</td><td>AF1600</td><td></td></tr><tr><td>Taśma poliamidowa</td><td>ULINE</td><td>S-11928</td><td></td></tr><tr><td>Podłoża szklane powlekane tlenkiem indu i cyny (ITO) Delta </td><td>Technologies</td><td>CB-40IN-1107</td><td></td></tr><tr><td>Piasta DMF Mikrokapilary z topionej krzemionki pokryte teflonem</td><td>Polymicro Technologies</td><td>TSU100375</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokapilary komory perfuzyjnej</td><td>Polymicro Technologies</td><td>TSP530700</td><td></td></tr><tr><td>Rurki i złączki mikrokapilarne</td><td>Sandia National Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rurka poliwęglanowa</td><td>Paradigm Optics</td><td>CTPC100-500-5</td><td></td></tr><tr><td>8-portowa precyzyjna pompa strzykawkowa wyposażona w 30 mm (500 &#956; l pojemność) strzykawki</td><td>Hamilton Company</td><td>54848-01</td><td></td></tr><tr><td>Przyrząd do osadzania z fazy gazowej Parylene-C</td><td>Specjalistyczne systemy powlekania</td><td>PDS 2010 Labcoter 2</td><td></td></tr><tr><td>Wysokonapięciowy generator funkcyjny</td><td>Trek</td><td>615A-1 615-3</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop MVX10</td><td>Olympus</td><td></td><td>Opcjonalnie (ułatwia śledzenie kropel na piaście DMF)</td></tr> <tr><td>Cyfrowa kamera CCD QIClick</td><td>QImaging</td><td>QIClick-F-CLR-12</td><td>Opcjonalnie (ułatwia śledzenie kropel na piaście DMF)</td></tr></tbody></table>

wszechstronna, zautomatyzowana platforma do eksperymentów ze stymulacją komórek w mikroskali

A Versatile Automated Platform for Micro-scale Cell Stimulation Experiments

Badanie komórek w hodowli (analiza in vitro) dostarczyło ważnych informacji na temat złożonych systemów biologicznych. Konwencjonalne metody i sprzęt do analizy in vitro doskonale nadają się do badania dużej liczby komórek (≥105) w objętościach w skali mililitrów (≥0,1 ml). Istnieje jednak wiele przypadków, w których konieczne lub pożądane jest zmniejszenie wielkości hodowli w celu zmniejszenia zużycia komórek będących przedmiotem zainteresowania i/lub odczynników wymaganych do ich hodowli, stymulacji lub przetwarzania. Niestety, konwencjonalne podejścia nie wspierają precyzyjnej i powtarzalnej manipulacji kulturami w mikroskali, a obecnie dostępne zautomatyzowane systemy oparte na mikroprzepływach są zbyt złożone i wyspecjalizowane, aby mogły być rutynowo stosowane przez większość laboratoriów. Aby rozwiązać ten problem, opracowaliśmy prostą i wszechstronną platformę technologiczną do zautomatyzowanej hodowli, stymulacji i odzyskiwania małych populacji komórek (100 - 2 000 komórek) w mikroskalowych objętościach (1 - 20 μl). Platforma składa się z zestawu mikronaczyń włosowatych pokrytych fibronektyną ("komór perfuzyjnych komórek"), w których zakłada się, utrzymuje i stymuluje hodowle w mikroskali; cyfrowe urządzenie mikroprzepływowe (DMF) wyposażone w mikrokapilary "transferowe" ("koncentrator centralny"), które kierują komórki i odczynniki do i z komór perfuzyjnych; precyzyjną pompę strzykawkową, która napędza transport materiałów między komorami perfuzyjnymi a piastą centralną; oraz interfejs elektroniczny, który zapewnia kontrolę nad transportem materiałów, który jest koordynowany i zautomatyzowany za pomocą wcześniej określonych skryptów. Na przykład wykorzystaliśmy platformę, aby ułatwić badanie odpowiedzi transkrypcyjnych wywoływanych w komórkach odpornościowych po prowokacji z bakteriami. Korzystanie z platformy umożliwiło nam zmniejszenie zużycia komórek i odczynników, zminimalizowanie zmienności między eksperymentami i przekierowanie pracy ręcznej. Biorąc pod uwagę korzyści, jakie daje, a także jej dostępność i wszechstronność, nasza platforma powinna znaleźć zastosowanie w wielu różnych laboratoriach i aplikacjach, a także okazać się szczególnie przydatna w ułatwianiu analizy komórek i bodźców, które są dostępne tylko w ograniczonych ilościach.

W ramach demonstracji zautomatyzowanej platformy wykorzystaliśmy ją do przeprowadzenia badania, w którym małe populacje komórek odpornościowych hodowano w kulturach w mikroskali, poddawano działaniu bakterii, a następnie lizowano w celu analizy odpowiedzi prozapalnych poza platformą (Rysunek 2).
Do każdej z sześciu komór perfuzyjnych do hodowli komórek zasiano 104 komórki odpornościowe (mysie makrofagi P388D.1) resuspendowane w 10 μl pożywki wzrostowej. Po okresie a...

Opracowaliśmy zautomatyzowaną platformę do hodowli komórek i przesłuchań do eksperymentów stymulacji komórek na mikroskalę. Platforma oferuje prostą, wszechstronną i precyzyjną kontrolę w hodowli i stymulacji małych populacji komórek oraz odzyskiwaniu lizatów do analiz molekularnych. Platforma doskonale nadaje się do badań, w których wykorzystuje się cenne komórki i/lub odczynniki.

Wszechstronna, zautomatyzowana platforma do eksperymentów ze stymulacją komórek w mikroskali

Study of cells in culture (in vitro analysis) has provided important insight into complex biological systems. Conventional methods and equipment for in ...

Ogólnym celem tej procedury jest zbudowanie i wykorzystanie półautomatycznej platformy mikrofluidycznej do hodowli i stymulacji niewielkich populacji komórek oraz odzyskiwania lizatów komórkowych do analiz molekularnych. Jest to realizowane poprzez wstępne ustanowienie mikroskalowych kultur komórkowych w mikrokapilarach pokrytych fibronektyną, nazywanych komorami perfuzyjnymi komórek. Drugim krokiem jest połączenie komór perfuzyjnych z modułem cyfrowej mikrofluidyki (DMF), który zapewnia elastyczny sposób transportu odczynników do mikroskalowych kultur komórkowych i z powrotem.Następnie moduł DMF dostarcza wybrany bodziec do komór perfuzyjnych, a komórki są inkubowane z bodźcem przez określony czas ekspozycji. Na koniec komórki są lizowane chemicznie, a lizaty są odzyskiwane do modułu DMF w celu analizy molekularnej. Odzyskane lizaty są następnie analizowane za pomocą ilościowego R-T-P-C-R, aby scharakteryzować odpowiedź transkrypcyjną populacji komórek na podany bodziec.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z konwencjonalnymi metodami hodowli komórkowych jest możliwość przeprowadzania badań nad stymulacją komórek przy użyciu niewielkich ilości komórek oraz niewielkich ilości odc

a-versatile-automated-platform-for-micro-scale-cell-stimulation

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Wszechstronna zautomatyzowana platforma do eksperymentów stymulacji komórkowej w skali mikro

W niniejszym protokole prezentujemy proces wytwarzania macierzy mikroaktuatorów z pionowo przesuniętymi słupkami, na której opiera się ta technologia, oraz sposób, w jaki technologia bazowa ta może zostać zmodyfikowana w celu prowadzenia wysokoprzepustowych dynamicznych mechanicznie hodweli komórkowych w dwu- i trójwymiarowych paradygmatach hodowli.

Mikrofabrykowane platformy do mechanicznie dynamicznej hodowli komórek

Ten film demonstruje użycie mikroprzepływowego chipa pokrytego macierzą zewnątrzkomórkową do różnicowania nerwowych komórek macierzystych i progenitorowych lub NPC za pomocą stymulacji elektrycznej. Po wysianiu i przyleganiu do pokrytego obszaru NPC rosną, a zastosowanie prądu stałego wyzwala ich różnicowanie w neurony, astrocyty i oligodendrocyty.

Różnicowanie nerwowych komórek macierzystych i progenitorowych wywołane stymulacją elektryczną

Prezentujemy w tym artykule nowatorską platformę rozciągającą, która może być wykorzystana do badania reakcji pojedynczych komórek na złożone anizotropowe dwuosiowe deformacje mechaniczne i ilościowego określania właściwości mechanicznych tkanek biologicznych.

Nowatorska platforma do rozciągania do zastosowań w mechanobiologii komórek i tkanek

Tutaj prezentujemy protokół izolacji i hodowli pojedynczych komórek za pomocą platformy mikroprzepływowej, który wykorzystuje nową koncepcję projektowania mikrostudzienek, aby umożliwić wysokowydajną izolację pojedynczych komórek i długoterminową hodowlę klonalną.

Platforma mikroprzepływowa do wysokowydajnej izolacji i hodowli pojedynczych komórek

Tutaj prezentujemy protokół treningu populacji komórek za pomocą bodźców elektrycznych i mechanicznych naśladujących fizjologię serca. Ta elektromechaniczna stymulacja zwiększa potencjał kardiomiogenny leczonych komórek i jest obiecującą strategią dla dalszej terapii komórkowej, modelowania choroby i badań przesiewowych leków.

Jednoczesna stymulacja elektryczna i mechaniczna w celu zwiększenia potencjału kardiomiogennego komórek

Ten artykuł zawiera szczegółowe metody wytwarzania i charakteryzowania pneumatycznie uruchamiającego urządzenia mikroprzepływowego do kompresji chondrocytów.

Platforma mikroprzepływowa do stymulacji chondrocytów za pomocą dynamicznej kompresji

Prezentujemy system mikroprzepływowy do wysokoprzepustowych badań nad złożonymi maszynami życia, który składa się z 1500 jednostek hodowlanych, szeregu ulepszonych pomp perystaltycznych i modułu mieszania na miejscu. Chip mikroprzepływowy pozwala na analizę wysoce złożonych i dynamicznych warunków mikrośrodowiskowych in vivo.

Generowanie dynamicznych warunków środowiskowych za pomocą wysokowydajnego urządzenia mikroprzepływowego

Nowa platforma statyczna służy do charakteryzowania struktury białek i miejsc interakcji w natywnym środowisku komórkowym, wykorzystując technikę śladu białkowego zwaną szybkim fotochemicznym utlenianiem białek w komórce (IC-FPOP).

Inkubator platformowy z ruchomym stolikiem XY: nowa platforma do wdrażania szybkiego utleniania fotochemicznego białek w komórkach

Prezentujemy metodę elastycznej chemicznej i multimodalnej stymulacji oraz rejestrowania jednoczesnej aktywności neuronalnej wielu robaków Caenorhabditis elegans. Metoda ta wykorzystuje mikrofluidykę, sprzęt i oprogramowanie typu open source oraz nadzorowaną automatyczną analizę danych, aby umożliwić pomiar zjawisk neuronalnych, takich jak adaptacja, hamowanie czasowe i przesłuchy bodźców.

Zautomatyzowana stymulacja multimodalna i jednoczesna rejestracja neuronów z wielu małych organizmów

Ten protokół opisuje zminiaturyzowaną edycję genomu CRISPR–Cas9 receptora TCRα/β w pierwotnych ludzkich komórkach T za pomocą ‘DMF-ekcji’, platformy elektroporacji cyfrowych mikrofluidów (DMF). Metoda umożliwia równoległą edycję genów z małym zapotrzebowaniem na wysoką żywotność i jest ponadto przystosowana do dostarczania mRNA do wielowarstwowymi 3D kulistości.

Platforma elektroporacji cyfrowej mikrofluidycznej do edycji genomu CRISPR z niskim wejściem i transfekcji mRNA w zawiesinach limfocytów T oraz modelach komórkowych 3D

Poznaj zautomatyzowaną platformę mikrofluidyczną do hodowli i stymulacji małych populacji komórek z odzyskiwaniem lizatów do analiz molekularnych. Ta metoda umożliwia precyzyjną kontrolę warunków kultury.

Wszechstronna, zautomatyzowana platforma do eksperymentów ze stymulacją komórek w mikroskali

Przeglądaj więcej filmów