Name: Wyznaczanie płaszczyzn wiązania lodu przez białka zapobiegające zamarzaniu za pomocą powinowactwa do płaszczyzny lodu opartej na fluorescencji (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-15T14:15:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Poznaj metodę fluorescencyjnej analizy powinowactwa do płaszczyzny lodu w celu wizualizacji wiązania białek zapobiegających zamarzaniu. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów interakcji AFP z kryształami lodu w kryobiologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

PLD posiada Kanadyjską Katedrę Badawczą w dziedzinie Inżynierii Białek. Praca ta została sfinansowana z grantu Kanadyjskich Instytutów Badań nad Zdrowiem dla PLD. Prace te były również wspierane przez dotację na badania naukowe od Japońskiego Towarzystwa Promocji Nauki (JSPS) (nr 23310171) oraz przez Japońską Instytucję Rozwoju Technologii Bioorientowanych (BRAIN). Jesteśmy wdzięczni doktorom Chrisowi Marshallowi i Mike'owi Kuiperowi za pionierską pracę, która doprowadziła do powstania FIPA. Jesteśmy również wdzięczni dr Sakae Tsudzie za udostępnienie pomieszczeń do niektórych z tych prac oraz dr Laurie Graham za ustawienie filtrów wzbudzenia i emisji światła fluorescencyjnego.

1. Uprawa pojedynczych kryształków lodu
<ol>
	<li>Weź czystą metalową patelnię (15 cm średnicy, 4.5 cm wysokości), która pasuje do kąpieli chłodzącej z glikolem etylenowym i może na niej unosić się.</li>
	<li>Przygotuj cylindryczne formy z polichlorku winylu (PVC) (średnica 4,5 cm, 3-4 cm wysokości, 4 mm grubości), piłując odcinki z rury.
	<ol>
		<li>Wytnij nacięcie (1 mm szerokości, 2 mm wysokości) z jednej strony (Rysunek 1A).</li>
		<li>Przygotuj tyle foremek, ile wygodnie zmieści się na patelni (Rysunek 1B). 
		Uwaga: Badanie wykazało, że alkohol poliwinylowy (PVA) może wpływać na zarodkowanie lodu22. Jednak w naszym systemie PVC z otwartą formą nie spotkaliśmy się z problemami tworzenia się nietypowego lodu. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nałóż cienką warstwę smaru próżniowego na dolny pierścień powierzchniowy każdej formy, który jest powierzchnią z wyciętym nacięciem. Uszczelnij tę natłuszczoną, karbowaną powierzchnię na metalowej patelni z nacięciami skierowanymi od środka patelni. Uważaj, aby nie wypełnić ani nie zatkać nacięć smarem.</li>
	<li>Dodaj 0,22 μm przefiltrowaną i odgazowaną/zdejonizowaną wodę na środek patelni, ale poza foremkami i pozwól, aby woda powoli wchodziła do form przez nacięcia. Uważaj, aby nie wprowadzić żadnych bąbelków. Warstwa wody powinna mieć głębokość około 5 mm.</li>
	<li>Umieścić patelnię w łaźni glikolu etylenowego o kontrolowanej temperaturze, schłodzonej do temperatury -0,5 °C. Patelnia powinna być idealnie wypoziomowana. W razie potrzeby dodaj obciążniki balastowe po bokach patelni.</li>
	<li>Gdy patelnia i woda osiągną temperaturę -0,5 °C, dodaj mały kawałek lodu na środek patelni, na zewnątrz foremek.
	<ol>
		<li>Spowoduje to zarodkowanie wzrostu lodu w przechłodzonej wodzie przez patelnię i do form. Małe wcięcie na dnie każdej formy pozwala na rozprzestrzenianie się tylko jednego kryształu lodu, co daje pojedynczy kryształ lodu w każdej formie.</li>
		<li>Inkubuj przez noc, aby utworzyć warstwę lodu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przez następne trzy dni dodawać 13 ml odgazowanej/dejonizowanej wody o temperaturze 4 °C do każdej formy raz dziennie i obniżać temperaturę kąpieli glikolu etylenowego po każdym dodaniu do -0,8 °C pierwszego dnia, do -1,1 °C drugiego dnia i do -1,5 °C trzeciego dnia.
	<ol>
		<li>Inkubuj w tych temperaturach przez noc.</li>
		<li>Czwartego dnia foremki powinny być całkowicie wypełnione lodem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zdejmij foremki z patelni, wypchnij kryształki lodu z foremek i przechowuj na czystej powierzchni, takiej jak łódka wagowa, w zamrażarce o temperaturze -20 °C przez około 1 godzinę przed użyciem.</li>
	<li>Zamiast przygotowywać wiele małych pojedynczych kryształków lodu, duży pojedynczy kryształ lodu o objętości kilku litrów można przygotować w inkubatorze o stałej temperaturze, jak opisano w Knight23. Duże kryształki lodu mogą być przechowywane przez rok lub dłużej, jeśli są przechowywane pod przykryciem w zamrażarce o temperaturze od -15 do -20 °C. W razie potrzeby porcje monokryształu można wycinać z bloku lodu za pomocą piły.</li>
</ol>
2. Określanie osobliwości i orientacji kryształu lodu
<ol>
	<li>Określ, czy lód wyrzucony z formy jest pojedynczym kryształem, obserwując w zamrażarce, pomiędzy dwoma skrzyżowanymi polaroidami (Rysunek 1D).
	<ol>
		<li>Jeśli kryształ lodu jest pojedynczy, nie powinny być widoczne żadne pęknięcia ani nieciągłości, a kierunek światła w krysztale lodu nie powinien się zmieniać. 
		Uwaga: Jeśli zamrażarka nie jest dostępna, można zamiast niej użyć chłodni we wszystkich wymaganych krokach, zachowując ostrożność, aby pracować szybko i oszczędnie obchodzić się z lodem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ze względu na dwójłomność lodu można jednocześnie określić orientację osi c. Skorzystaj z następujących informacji, aby określić orientację:
	<ol>
		<li>Gdy oś c jest dokładnie równoległa do padającego światła, teoretycznie żadne światło nie przejdzie przez skrzyżowane polaroidy. Jeśli światło padające jest skierowane nieco dalej od równolegle do osi c, jednolite wielokolorowe widmo światła jest przepuszczane przez kryształ, gdy jest on obracany między skrzyżowanymi polaroidami. Ta jednorodna transmitancja wynika z optycznej nieaktywności lodu Ih wzdłuż jego osi c 24. Płaszczyzna podstawy kryształu lodu jest normalna do osi c.</li>
		<li>Gdy oś c jest dalej równoległa do padającego światła, a kryształ lodu obraca się między skrzyżowanymi polaroidami, przechodzące światło będzie zmieniać się w zakresie 0-100% przepuszczalności na każde 90° obrotu kryształu.</li>
		<li>Najczęściej oś c będzie normalna do okrągłej płaszczyzny cylindrycznego kryształu lodu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Określ orientację osi a poprzez wżery lodowe25, które odbywa się poprzez szczelne owinięcie kryształu lodu w folię aluminiową, wbicie małego otworu igłą przez folię w lód na płaszczyźnie podstawowej (normalnej do osi c) i umieszczenie go w próżni na 20 minut.
	<ol>
		<li>Zabieg ten spowoduje wytrawienie o sześciokątnej symetrii na płaszczyźnie podstawy, gdzie osie a przebiegają przez wierzchołki sześciobocznej gwiazdy (ryc. 2A).</li>
		<li>W razie potrzeby kryształek lodu można wyciąć piłą równoległą lub prostopadłą do jednej strony sześciokąta, aby zamontować go z płaszczyzną pryzmatu pierwotnego lub wtórnego prostopadłą odpowiednio do zimnego palca (rysunek 3).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Adsorpcja znakowanych fluorescencyjnie białek przeciw zamarzaniu do pojedynczego kryształu lodu
<ol>
	<li>Zamontuj pojedynczy kryształek lodu na zimnym palcu (Rysunek 1C), najpierw wiercąc wgłębienie w górnej części kryształu. Aby to zrobić, naprzemiennie topiąc lód za pomocą dwóch aluminiowych prętów o nieco innej średnicy, ale podobnej do średnicy zimnego palca, aby utworzyć wnękę, w której może zmieścić się zimny palec.</li>
	<li>Schłodzić zimny palec do temperatury -0,5 °C, umieścić w komorze lodowej i przytrzymać kryształek lodu na miejscu, aż przymarznie do metalu (Rysunek 2B). Unikaj pęcherzyków powietrza podczas mocowania kryształu do palca, ponieważ utrudniają one efektywne przenoszenie ciepła z palca do pręta.</li>
	<li>Napełnij półkulisty kubek o średnicy około dwukrotnie większej od średnicy kryształu lodu przefiltrowaną wodą dejonizowaną lub buforem, schłodzonym do około 4 °C. Zanurz zimny kryształek lodu oprawiony palcami w kubek i usuń nadmiar wody lub buforu tak, aby górna część kryształka lodu znajdowała się w przybliżeniu na poziomie warstwy cieczy, a lód nie dotykał ścianek kubka.
	<ol>
		<li>Przykryj kubek izolacją i obniż temperaturę do -5 °C.</li>
		<li>Odczekaj około 1 godziny, aż kryształek lodu uformuje się w półkulę, sprawdzając jego stan mniej więcej co 20 minut (Rysunek 2C).</li>
		<li>Lód przyjmie kształt półkulistego kubka poprzez stopienie i wzrost kryształu lodu, ale nigdy nie powinien przerastać, aby dotknąć ścianek kubka. Między ścianą a półkulą powinna być co najmniej 1 cm szczelina, a zimny palec nie powinien wystawać z lodu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyjmij kubek z kryształki lodu i dodaj fluorescencyjny roztwór białka do końcowej objętości 25-30 ml i pożądanego stężenia analitycznego, uważając, aby całkowita objętość płynu w kubku pozostała niezmieniona. Typowe stężenie AFP wynosi 0,1 mg/ml.
	<ol>
		<li>Ponownie zanurz kryształki lodu w kubku tak, aby górna część kryształka lodu znajdowała się na poziomie cieczy, a kryształki lodu nie dotykały ścianek kubka (Rysunek 2D).</li>
		<li>Obniż temperaturę zimnego palca do -8 °C i pozwól roztworowi białka zamarznąć w kryształkach lodu przez 2-3 godziny, często mieszając roztwór. Lód utworzony z roztworu białka powinien mieć co najmniej 5 mm przed zatrzymaniem wzrostu lodu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyjmij kryształki lodu z kubka, gdy są nadal przymocowane do zimnego palca. Odłącz lód od tego ostatniego, podgrzewając płyn chłodzący przez zimny palec do temperatury nieco powyżej 0 °C i poczekaj, aż kryształki lodu się stopią.</li>
	<li>Umieść kryształ płaską stroną do dołu na czystej powierzchni, takiej jak naczynie wagowe, uważając, aby nie dotknąć nowo powstałego lodu i przechowywać w temperaturze -20 °C przez co najmniej 20 minut przed przekazaniem.</li>
</ol>
4. Wizualizacja płaszczyzn lodu związanych z białkiem zapobiegającym zamarzaniu
<ol>
	<li>Wizualizacja fluorescencji odbywa się w zaciemnionej zamrażarce lub chłodni, umieszczając kryształ lodu płaską stroną do dołu pod lampami z filtrami wzbudzenia specyficznymi dla długości fali, aby wzbudzić etykietę fluorescencyjną i filtry emisyjne kamery, aby zablokować wszelkie inne niespecyficzne światło. Na podstawie wzoru można oszacować płaszczyzny lodu, które są ograniczone przez AFP (rysunek 4).</li>
	<li>Jeśli światła o określonej długości fali nie są dostępne, zamiast tego można użyć kasetonu UV.</li>
	<li>Tradycyjne wytrawianie lodu można również wykonać po prostu pozwalając półkuli lodowej sublimować w temperaturze -20 °C przez co najmniej 3 godziny, po czym resztki białka w proszku mogą stać się widoczne na powierzchni lodu (ryc. 5).</li>
	<li>Krok 2.3 można powtórzyć w celu określenia orientacji osi a ukończonej półkuli lodowej.</li>
</ol>

<ol><li>Devries, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antifreeze+peptides+and+glycopeptides+in+cold-water+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Antifreeze peptides and glycopeptides in cold-water fishes.</a> Annu. Rev. Physiol. 45, 245-260 (1983).</li>
<li>Sidebottom, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phytochemistry+-+heat-stable+antifreeze+protein+from+grass%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Phytochemistry - heat-stable antifreeze protein from grass.</a> Nature. 406 (6793), 256-256 (2000).</li>
<li>Tomczak, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mechanism+for+stabilization+of+membranes+at+low+temperatures+by+an+antifreeze+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">A mechanism for stabilization of membranes at low temperatures by an antifreeze protein.</a> Biophys. J. 82 (2), 874-881 (2002).</li>
<li>Gilbert, J. A., Davies, P. L., Laybourn-Parry, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperactive+Ca-dependent+antifreeze+protein+in+an+antarctic+bacterium%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol.+Lett%22%5BJournal%5D)">Hyperactive Ca-dependent antifreeze protein in an antarctic bacterium.</a> FEMS Microbiol. Lett. 245 (1), 67-72 (2005).</li>
<li>Garnham, C. P., Campbell, R. L., Davies, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anchored+clathrate+waters+bind+antifreeze+proteins+to+ice%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Anchored clathrate waters bind antifreeze proteins to ice.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (18), 7363-7367 (2011).</li>
<li>Guo, S., Garnham, C. P., Whitney, J. C., Graham, L. A., Davies, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Re-evaluation+of+a+bacterial+antifreeze+protein+as+an+adhesin+with+ice-binding+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">Re-evaluation of a bacterial antifreeze protein as an adhesin with ice-binding activity.</a> Plos One. 7 (11), (2012).</li>
<li>Raymond, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Algal+ice-binding+proteins+change+the+structure+of+sea+ice%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Algal ice-binding proteins change the structure of sea ice.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (24), (2011).</li>
<li>Raymond, J. A., Devries, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adsorption+inhibition+as+a+mechanism+of+freezing+resistance+in+polar+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Adsorption inhibition as a mechanism of freezing resistance in polar fishes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 74 (6), 2589-2593 (1977).</li>
<li>Baardsnes, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+ice-binding+face+for+type+i+antifreeze+protein%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">New ice-binding face for type i antifreeze protein.</a> FEBS Lett. 463 (1-2), 87-91 (1999).</li>
<li>Middleton, A. J., Brown, A. M., Davies, P. L., Walker, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+the+ice-binding+face+of+a+plant+antifreeze+protein%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">Identification of the ice-binding face of a plant antifreeze protein.</a> FEBS Lett. 583 (4), 815-819 (2009).</li>
<li>Garnham, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+ice-binding+site+of+an+antifreeze+protein+revealed+by+mutagenesis+and+fluorescent+tagging%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Compound ice-binding site of an antifreeze protein revealed by mutagenesis and fluorescent tagging.</a> Biochemistry. 49 (42), 9063-9071 (2010).</li>
<li>Nutt, D. R., Smith, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual+function+of+the+hydration+layer+around+an+antifreeze+protein+revealed+by+atomistic+molecular+dynamics+simulations%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Dual function of the hydration layer around an antifreeze protein revealed by atomistic molecular dynamics simulations.</a> J. Am. Chem. Soc. 130 (39), 13066-13073 (2008).</li>
<li>Knight, C. A., Cheng, C. C., Devries, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adsorption+of+alpha-helical+antifreeze+peptides+on+specific+ice+crystal-surface+planes%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Adsorption of alpha-helical antifreeze peptides on specific ice crystal-surface planes.</a> Biophys. J. 59 (2), 409-418 (1991).</li>
<li>Antson, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+the+mechanism+of+ice+binding+by+type+iii+antifreeze+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Understanding the mechanism of ice binding by type iii antifreeze proteins.</a> J. Mol. Biol. 305 (4), 875-889 (2001).</li>
<li>Graether, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta-helix+structure+and+ice-binding+properties+of+a+hyperactive+antifreeze+protein+from+an+insect%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Beta-helix structure and ice-binding properties of a hyperactive antifreeze protein from an insect.</a> Nature. 406 (6793), 325-328 (2000).</li>
<li>Pertaya, N., Marshall, C. B., Celik, Y., Davies, P. L., Braslavsky, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+visualization+of+spruce+budworm+antifreeze+protein+interacting+with+ice+crystals%3A+Basal+plane+affinity+confers+hyperactivity%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Direct visualization of spruce budworm antifreeze protein interacting with ice crystals: Basal plane affinity confers hyperactivity.</a> Biophys. J. 95 (1), 333-341 (2008).</li>
<li>Middleton, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antifreeze+protein+from+freeze-tolerant+grass+has+a+beta-roll+fold+with+an+irregularly+structured+ice-binding+site%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Antifreeze protein from freeze-tolerant grass has a beta-roll fold with an irregularly structured ice-binding site.</a> J. Mol. Biol. 416 (5), 713-724 (2012).</li>
<li>Scotter, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+basis+for+hyperactivity+of+antifreeze+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">The basis for hyperactivity of antifreeze proteins.</a> Cryobiology. 53 (2), 229-239 (2006).</li>
<li>Knight, C. A., Wierzbicki, A., Laursen, R. A., Zhang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adsorption+of+biomolecules+to+ice+and+their+effects+upon+ice+growth.+1.+Measuring+adsorption+orientations+and+initial+results%5BTitle%5D)+AND+%22Crys.+Growth+Des%22%5BJournal%5D)">Adsorption of biomolecules to ice and their effects upon ice growth. 1. Measuring adsorption orientations and initial results.</a> Crys. Growth Des. 1 (6), 429-438 (2001).</li>
<li>Hakim, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystal+structure+of+an+insect+antifreeze+protein+and+its+implications+for+ice+binding%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Crystal structure of an insect antifreeze protein and its implications for ice binding.</a> J. Biol. Chem. 288 (17), 12295-12304 (2013).</li>
<li>Garnham, C. P., Nishimiya, Y., Tsuda, S., Davies, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+a+naturally+inactive+isoform+of+type+iii+antifreeze+protein+into+one+that+can+stop+the+growth+of+ice%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">Engineering a naturally inactive isoform of type iii antifreeze protein into one that can stop the growth of ice.</a> FEBS Lett. 586 (21), 3876-3881 (2012).</li>
<li>Holt, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+antifreeze+proteins+and+poly%28vinyl+alcohol%29+on+the+nucleation+of+ice%3A+A+preliminary+study%5BTitle%5D)+AND+%22Cryo+Letters%22%5BJournal%5D)">The effect of antifreeze proteins and poly(vinyl alcohol) on the nucleation of ice: A preliminary study.</a> Cryo Letters. 24 (5), 323-330 (2003).</li>
<li>Knight, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+technique+for+growing+large%2C+optically+%27%27perfect%27%27+ice+crystals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Glac%22%5BJournal%5D)">A simple technique for growing large, optically ''perfect'' ice crystals.</a> J. Glac. 42 (142), 585-587 (1996).</li>
<li>Hobbs, P. V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHobbs%2C+PV+%22Ice+physics%22">Ice physics</a>. , Clarendon Press. Oxford. 200-248 (1974).</li>
<li>Knight, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+crystallographic+etch+pits+on+ice%2C+and+its+application+to+the+study+of+hailstones%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Meteorol%22%5BJournal%5D)">Formation of crystallographic etch pits on ice, and its application to the study of hailstones.</a> J. Appl. Meteorol. 5 (5), 710-714 (1966).</li>
<li>Yang, D. S., Sax, M., Chakrabartty, A., Hew, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystal+structure+of+an+antifreeze+polypeptide+and+its+mechanistic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Crystal structure of an antifreeze polypeptide and its mechanistic implications.</a> Nature. 333 (6170), 232-237 (1988).</li>
<li>Sicheri, F., Yang, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ice-binding+structure+and+mechanism+of+an+antifreeze+protein+from+winter+flounder%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Ice-binding structure and mechanism of an antifreeze protein from winter flounder.</a> Nature. 375 (6530), 427-431 (1995).</li>
<li>Devries, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+glycopeptides+and+peptides+in+inhibition+of+crystallization+of+water+in+polar+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Philos.+T+Roy.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Role of glycopeptides and peptides in inhibition of crystallization of water in polar fishes.</a> Philos. T Roy. Soc. B. 304 (1121), 575-588 (1984).</li>
<li>Pertaya, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+microscopy+evidence+for+quasi-permanent+attachment+of+antifreeze+proteins+to+ice+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Fluorescence microscopy evidence for quasi-permanent attachment of antifreeze proteins to ice surfaces.</a> Biophys. J. 92 (10), 3663-3673 (2007).</li>
<li>Kondo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ice-binding+site+of+snow+mold+fungus+antifreeze+protein+deviates+from+structural+regularity+and+high+conservation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Ice-binding site of snow mold fungus antifreeze protein deviates from structural regularity and high conservation.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109 (24), 9360-9365 (2012).</li>
<li>Mok, Y. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+basis+for+the+superior+activity+of+the+large+isoform+of+snow+flea+antifreeze+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Structural basis for the superior activity of the large isoform of snow flea antifreeze protein.</a> Biochemistry. 49 (11), 2593-2603 (2010).</li>
<li>Takamichi, M., Nishimiya, Y., Miura, A., Tsuda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+active+qae+isoform+confers+thermal+hysteresis+activity+on+a+defective+sp+isoform+of+type+iii+antifreeze+protein%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+J%22%5BJournal%5D)">Fully active qae isoform confers thermal hysteresis activity on a defective sp isoform of type iii antifreeze protein.</a> FEBS J. 276 (5), 1471-1479 (2009).</li>
<li>Bar-Dolev, M., Celik, Y., Wettlaufer, J. S., Davies, P. L., Braslavsky, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+insights+into+ice+growth+and+melting+modifications+by+antifreeze+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22J.+R.+Soc.+Interface%22%5BJournal%5D)">New insights into ice growth and melting modifications by antifreeze proteins.</a> J. R. Soc. Interface. 9 (77), 3249-3259 (2012).</li>
<li>Celik, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+experiments+reveal+that+antifreeze+proteins+bound+to+ice+crystals+suffice+to+prevent+their+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Microfluidic experiments reveal that antifreeze proteins bound to ice crystals suffice to prevent their growth.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (4), 1309-1314 (2013).</li>
<li>Garnham, C. P., Campbell, R. L., Walker, V. K., Davies, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+dimeric+beta-helical+model+of+an+ice+nucleation+protein+with+bridged+active+sites%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">Novel dimeric beta-helical model of an ice nucleation protein with bridged active sites.</a> BMC Struct. Biol. 11, (2011).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Opracowanie przez Charlesa Knighta metody trawienia lodu do wyznaczania płaszczyzn lodu związanych z AFP znacznie posunęło naprzód badania nad mechanizmem wiązania lodu przez AFP. Podczas gdy struktury AFP można było rozwiązać za pomocą krystalografii rentgenowskiej26,27 , nie było oczywistej metody dedukowania komplementarnej powierzchni na lodzie, do której wiązały się AFP. Kiedy po raz pierwszy scharakteryzowano AFP typu I z flądry zimowej, postawiono hipotezę, że wiąże się ona z pierwotnymi płaszczyznami p...

Produkcja białek zapobiegających zamarzaniu (AFP) jest ważnym mechanizmem przetrwania niektórych organizmów żyjących w środowisku pełnym lodu. Do niedawna uważano, że jedyną funkcją AFP jest zapobieganie lub spowalnianie wzrostu wewnętrznych kryształków lodu, które blokują krążenie, powodują uszkodzenie tkanek i stres osmotyczny. Organizmy, które nie tolerują żadnego stopnia zamarzania, takie jak ryby, wyrażają AFP, aby całkowicie zahamować wzrost kryształków lodu1. Inne, takie jak trawa, są odporne na zamarzanie i wyrażają AFP, aby zahamować rekrystalizację lodu, co zmniejsza tworzenie się dużych kryształków lodu w ich tkankach2. Stabilizacja membran w niskiej temperaturze to kolejna funkcja, która została zaproponowana dla AFPs3. Ostatnio zaproponowano nową rolę AFP antarktycznej bakterii Marinomonas primoryensis z pokrytych lodem słonawych jezior4. Ten AFP jest częścią znacznie większego białka adhezynowego5, które, jak się uważa, wiąże bakterię z lodem w celu uzyskania lepszego dostępu do tlenu i składników odżywczych6. Wiadomo, że inne drobnoustroje wydzielają AFP, które mogą zmieniać strukturę lodu, w którym żyją.
AFP zostały znalezione u niektórych ryb, owadów, roślin, glonów, bakterii, okrzemek i grzybów. Mają niezwykle rozbieżne sekwencje i struktury zgodne z ich ewolucją od różnych przodków przy różnych okazjach; A jednak wszystkie one wiążą się z lodem i hamują jego wzrost poprzez mechanizm hamowania adsorpcji8. Każdy AFP ma określoną powierzchnię, która działa jako miejsce wiązania lodu (IBS). Zazwyczaj identyfikowano je za pomocą ukierunkowanej na miejsce mutagenezy pozostałościpowierzchniowych 9-11. Przypuszcza się, że IBS układa cząsteczki wody w wzór podobny do lodu, który pasuje do określonych płaszczyzn lodu. W ten sposób AFP tworzy swój ligand przed związaniem się z nim5, 12. Płaszczyzny lodu mogą być definiowane przez ich indeksy Millera, a różne AFP mogą wiązać się z różnymi płaszczyznami. Tak więc AFP typu I z flądry zimowej wiąże się z 20-21 płaszczyznami piramidalnymi13, AFP typu III wiąże zarówno pryzmat pierwotny, jak i płaszczyzny piramidalne za pomocą złożonej powierzchni wiążącej lód11,14, podczas gdy AFP pączków świerkowych, nadaktywny AFP, wiąże się jednocześnie zarówno z płaszczyzną pierwotną, jak i podstawną15,16. Inne nadpobudliwe AFP, takie jak MpAFP, wiążą się z wieloma płaszczyznami lodu, o czym świadczy ich pełne pokrycie półkul pojedynczych kryształów lodu5,17. Przypuszcza się, że zdolność nadpobudliwych AFP do wiązania płaszczyzny podstawnej, jak również innych płaszczyzn, może odpowiadać za ich 10-krotnie wyższą aktywność w porównaniu z umiarkowanie aktywnymi AFP18. Chociaż skuteczność nadpobudliwych AFP jest dobrze udokumentowana, ich zdolność do wiązania się z wieloma płaszczyznami lodu nadal nie jest poznana.
Oryginalna metoda wyznaczania płaszczyzn lodu związanych z AFP została opracowana przez Charlesa Knighta13,19. W tej metodzie makroskopowy pojedynczy kryształ lodu jest montowany na wydrążonym metalowym pręcie (zimny palec) i formowany w półkulę poprzez zanurzenie go w półkulistym kubku wypełnionym odgazowaną wodą. Następnie półkula jest zanurzana w rozcieńczonym roztworze AFP, a warstwa lodu jest wyrastana z roztworu AFP na półkulę kryształków lodu przez kilka godzin, kontrolowana przez temperaturę glikolu etylenowego krążącego w zimnym palcu. Kryształki lodu wyjmuje się z roztworu, odłącza od zimnego palca i umieszcza w zamrażarce o temperaturze od -10 do -15 °C. Powierzchnię zeskrobuje się ostrym ostrzem w celu usunięcia zamrożonej warstwy powierzchniowej roztworu białka zapobiegającego zamarzaniu, a kryształ lodu pozostawia się do sublimacji przez co najmniej 3 godziny. Po sublimacji płaszczyzny lodu związane AFP mogą być widoczne jako białe wytrawione wzory pochodzące z resztkowego białka. Półkula lodowa może być zorientowana zgodnie z osiami c i a, aby zlokalizować płaszczyzny podstawy i pryzmatu lodu oraz określić wskaźniki Millera wytrawionych plam.
Tutaj opisujemy modyfikację oryginalnej metody wyznaczania płaszczyzn lodu związanych z AFP, metody, którą nazywamy powinowactwem do płaszczyzny lodu opartą na fluorescencji (FIPA)11. AFP są znakowane fluorescencyjnie albo znacznikiem chimerycznym, takim jak białko zielonej fluorescencji (GFP)11,16,17,20, albo barwnikiem fluorescencyjnym związanym z AFP5,21. Znakowane fluorescencyjnie AFP są adsorbowane do pojedynczego kryształu lodu i przerastane przy użyciu tej samej procedury eksperymentalnej, co oryginalne eksperymenty z trawieniem lodu. Stopień wiązania AFP z rosnącą półkulą lodową można monitorować przez cały czas trwania eksperymentu za pomocą lampy ultrafioletowej (UV). Po zakończeniu eksperymentu półkula może zostać bezpośrednio zdjęta z zimnego palca i zobrazowana, bez sublimacji. Jednak w razie potrzeby półkulę można pozostawić do sublimacji, aby uwidocznić tradycyjną trawę lodu. Modyfikacje wprowadzone do metodyki FIPA skracają tradycyjny protokół trawienia lodem o kilka godzin. Ponadto istnieje możliwość jednoczesnego obrazowania kilku AFP, z których każdy ma inną etykietę fluorescencyjną, w celu wizualizacji nakładających się wzorów płaszczyzn lodu związanych z AFP.

<table><tbody><tr><td>Wanna chłodnicza/cyrkulatory NESLAB RTE</td><td>Thermo Scientific</td><td>RTE7</td><td></td></tr><tr><td>Glikol etylenowy, wstępnie zmieszany płyn niezamarzający/płyn chłodzący</td><td>Certyfikowany</td><td>29-3037-0</td><td>Popularny samochodowy płyn niezamarzający</td></tr><tr><td>Zimny palec</td><td>niedostępny</td>, <td>niedostępny Wykonane</td><td>na zamówienie z mosiądzu (9 cm długości, 1,5 cm średnicy zewnętrznej)</td></tr> <tr><td>Półkulisty kubek</td><td>niedostępny niedostępny</td><td></td><td>Wykonane na zamówienie z żywicy (średnica zewnętrzna 8 cm, średnica wewnętrzna 6 cm)</td></tr> <tr><td>System oświetlenia o wysokiej podwójnej mocy</td> wyjściowej <td>Badania Lightools</td><td>LT-99D2, Illumatools DLS 120 woltów AC, LT-9470FX, LT-9549FX</td><td>Dodatkowe i niestandardowe filtry wzbudzenia można kupić w Lightools Aparat badawczy</td></tr><tr><td></td><td>Filtry emisyjne Canon</td><td>EOS 50D</td><td></td></tr><tr><td>Badania</td><td>Lightools</td><td>LT-9EFPVG, LT-9GFPVG, LT-9RFPVG</td><td>Adapter pierścienia filtra może być wymagany do zamontowania filtra na obiektywie aparatu</td></tr></tbody></table>

wyznaczanie płaszczyzn wiązania lodu przez białka zapobiegające zamarzaniu za pomocą powinowactwa do płaszczyzny lodu opartej na fluorescencji

Determining the Ice-binding Planes of Antifreeze Proteins by Fluorescence-based Ice Plane Affinity

Białka przeciw zamarzaniu (AFP) są wyrażane w różnych organizmach odpornych na zimno, aby zapobiec lub spowolnić wewnętrzny wzrost lodu. AFP wiążą się z określonymi płaszczyznami lodu poprzez ich wiążące lód powierzchnie. Analiza powinowactwa do płaszczyzny lodu na podstawie fluorescencji (FIPA) jest zmodyfikowaną techniką stosowaną do określania płaszczyzn lodu, do których wiążą się AFP. FIPA opiera się na oryginalnej metodzie trawienia lodu do określania płatów lodowych związanych z AFP. Daje wyraźniejsze obrazy w skróconym czasie eksperymentu. W analizie FIPA AFP są znakowane fluorescencyjnie znacznikiem chimerycznym lub barwnikiem kowalencyjnym, a następnie powoli włączane do makroskopowego pojedynczego kryształu lodu, który został wstępnie uformowany w półkulę i zorientowany w celu wyznaczenia osi a i c. Półkula lodowa związana z AFP jest obrazowana w świetle UV w celu wizualizacji płaszczyzn związanych z AFP za pomocą filtrów blokujących niespecyficzne światło. Etykietowanie fluorescencyjne AFP umożliwia monitorowanie adsorpcji AFP w lodzie w czasie rzeczywistym. Stwierdzono, że etykiety nie mają wpływu na płaszczyzny, do których odnoszą się AFP. Analiza FIPA wprowadza również opcję wiązania więcej niż jednego różnie oznaczonego AFP na tym samym pojedynczym kryszku lodu, aby pomóc w rozróżnieniu ich płaszczyzn wiązania. Te zastosowania FIPA pomagają nam lepiej zrozumieć, w jaki sposób AFP wiążą się z lodem, aby zatrzymać jego wzrost i dlaczego wiele organizmów wytwarzających AFP wykazuje ekspresję wielu izoform AFP.

Przygotowanie i montaż pojedynczego kryształu lodu to dwa etapy procedury FIPA, na których najczęściej dochodzi do błędów. Ustalenie, czy przygotowany kryształ lodu jest pojedynczy, przeprowadza się poprzez jego badanie w skrzyżowanych polaryzatorach (Rycina 1D), zgodnie z opisem w kroku 2.1 sekcji protokołu. Jeśli do analizy FIPA zostanie użyty kryształ lodu wielokrystaliczny, wynikiem będzie nieciągłe wiązanie białek AFP na półkuli, bez spójnego wzoru wiązania (Rycina 6B). Jeśli granic...

Białka przeciw zamarzaniu (AFP) wiążą się z określonymi płaszczyznami lodu, aby zapobiec lub spowolnić wzrost lodu. Analiza powinowactwa do płaszczyzny lodu oparta na fluorescencji (FIPA) jest modyfikacją oryginalnej metody trawienia lodu do oznaczania płaszczyzn lodu związanych z AFP. AFP są znakowane fluorescencyjnie, włączane do makroskopowych pojedynczych kryształków lodu i wizualizowane w świetle UV.

Wyznaczanie płaszczyzn wiązania lodu przez białka zapobiegające zamarzaniu za pomocą powinowactwa do płaszczyzny lodu opartej na fluorescencji

Antifreeze proteins (AFPs) are expressed in a variety of cold-hardy organisms to prevent or slow internal ice growth. AFPs bind to specific planes of ice ...

Ogólnym celem następującego eksperymentu jest wizualizacja płaszczyzn lodu związanych przez znakowane fluorescencyjnie białka przeciwzamrażające. Osiąga się to poprzez hodowlę pojedynczych kryształów lodu, do których w drugim etapie mogą przyłączyć się białka przeciwzamrażające. Każdy kryształ jest oglądany przez skrzyżowane polaryzatory w celu potwierdzenia jego jednorodności i orientacji.Następnie kryształ lodu zostaje zamocowany na kontrolowanym temperaturowo chłodzącym palcu i uformowany w półkulę. Następnie jest on zanurzony w roztworze znakowanych fluorescencyjnie białek przeciwzamarzających, aby zaabsorbować białka przeciwzamarzające na specyficznych płaszczyznach wiązania rosnącej półkuli. Wyniki badania lodu uzyskuje się poprzez wizualizację i obrazowanie lodu związanego z fluorescencyjnie znakowanym białkiem przeciwzamarzającym, przy użyciu światła o specyficznej długości fali oraz filtrów w zaciemnionym pomieszczeniu chłodniczym.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak trawienie lodowe, jest to, że białka przeciwzamrażające są znakowane fluorescencyjnie, co umożliwia natychmiastową wizualizację płaszczyzn lodu związanych z białkiem. Rozpocznij wzrost kryształów, przygotowując kąpiel z glikolu etylenowego o kontrolowanej temperaturze minus 0.5 °C i znajdując czystą metalową kuwetę, która pasuje do kąpieli i może w niej pływać. Kryształy są formowane w formach. Użyj form cylindrycznych o wysokości od trzech do czterech centymetrów, wyciętych z rury z polichlorku winylu.Każda forma powinna posiadać z jednej strony wycięcie o szerokości 1 mm i wysokości 2 mm. Nanieść cienką warstwę smaru próżniowego na ściankę pierścienia, w której wykonano wycięcie. Przykleić tak nasmarowaną powierzchnię z wycięciem do metalnej tacy, kierując wycięcie w stronę przeciwną do centrum tacy.Należy dopilnować, aby nie wypełniać ani nie blokować nacięć smarem. Przygotować tyle form, ile zmieści się w kuwecie. Następnie do środka kuwety, poza obręb form, dodać przefiltrowany Degas oraz wodę dejonizowaną.Należy uważać, aby nie wprowadzić pęcherzyków powietrza. W miarę podnoszenia warstwy wody do wysokości 5 mm, woda powinna powoli wpływać do form przez wycięcia. Po zakończeniu tej czynności należy umieścić kuwetę całkowicie poziomo w kąpieli z glikolem etylenowym.Po osiągnięciu temperatury minus 0,5 °C w naczyniu i wodzie, dodaj mały kawałek lodu na środek naczynia, poza formy. Inkubuj przez noc, aby w ciągu kolejnych trzech dni wytworzyła się warstwa lodu. Przenieś naczynie z powrotem do kąpieli, aby dolać wodę do form.Do każdej formy wlej 13 ml odgazowanej i dejonizowanej wody o temperaturze 4 °C. Raz dziennie po dodaniu wody obniżaj temperaturę kąpieli z glikolem etylenowym. Do czwartego dnia formy powinny zostać całkowicie wypełnione lodem.Wyjmij formy i przygotuj czystą powierzchnię dla lodu. Zdejmij każdą formę z tacy i wypchnij kryształ lodu. Umieść czystą powierzchnię wraz z formami w zamrażarce w temperaturze -20 °C na jedną godzinę.Przed przystąpieniem do manipulacji. Gdy lód będzie gotowy, należy przenieść go do pomieszczenia z zamrażarką lub chłodni, aby ustalić, czy jest to monokryształ. Umieść lód pomiędzy dwoma skrzyżowanymi polaryzatorami.Jeśli lód jest monokryształem, nie powinny być widoczne żadne pęknięcia ani nieciągłości, a kierunek światła nie powinien ulegać zmianie w obrębie kryształu. Przy wciąż zamontowanym polaryzatorze należy wyznaczyć orientację osi C, obserwując światło przechodzące podczas obracania lodu. Aby wyznaczyć orientację osi A, lód należy szczelnie zawinąć w folię aluminiową.Ustaw igłę prostopadle do osi bphosphorylu i wykonaj niewielki otwór przez folię w głąb lodu. Następnie umieść lód w próżni o ciśnieniu 0,5 millibar przez 20 minut. Po wyjęciu kryształu odsłoń go w pomieszczeniu chłodniczym.Zaobserwuj sześciokątny trawienie na płaszczyźnie podstawowej. A AE przebiegają przez wierzchołki sześcioramiennej gwiazdy. Kryształ ten zostanie przecięty na pół wzdłuż linii równoległej do przeciwległych punktów gwiazdy.Aby odsłonić główną płaszczyznę pryzmatu, należy stabilnie przymocować kryształ do stołu laboratoryjnego. Za pomocą brzeszczotu przeciąć kryształ na pół. Zebrane fragmenty przeznaczyć do montażu na chłodzaku.Kryształ lodu musi zostać dalej przygotowany do zamocowania na palcu chłodzącym; należy znaleźć dwa aluminiowe pręty o nieco różnych średnicach, ale o rozmiarach porównywalnych z palcem chłodzącym. Należy naprzemiennie używać prętów do wytopienia otworu w górnej części kryształu, przerywając czynność, gdy powstanie otwór, w którym zmieści się palec chłodzący. Schłodzić palec chłodzący do -0.5 °C i umieścić go w otworze w lodzie.Przytrzymaj kryształ na miejscu, aż zamarznie i przywrze do metalu. Następnie napełnij półkolisty naczynkę o średnicy około dwa razy większej od średnicy kryształu lodu filtrowaną wodą dejonizowaną schłodzoną do 4 °C. Zanurz zimny palec z przymocowanym kryształem lodu w naczynce, a następnie usuń nadmiar wody tak, aby góra kryształu lodu znajdowała się mniej więcej na poziomie cieczy i lód nie dotykał ścianek.Ścianki naczynia izolują je, co obniża temperaturę do -5 °C. Pozostaw lód na około godzinę, aż utworzy się półkula. Przygotuj się do dodania białka fluorescencyjnego.Gdy półsfera będzie gotowa, należy wyjąć kryształ lodu z kubka i usunąć z niego wodę. Następnie dodaje się od 25 do 30 mililitrów schłodzonego roztworu białka znakowanego fluorescencyjnie o pożądanym stężeniu.Zachowując całkowitą objętość cieczy bez zmian, zanurz kryształ lodu w kubku. Upewnij się, że góra kryształu znajduje się na poziomie cieczy i nie dotyka ścianek kubka. Obniż temperaturę palca chłodzącego do -8 °C i pozostaw roztwór białka, aby zamarzł w krysztale przez dwie do trzech godzin.Przerwij wzrost lodu, gdy z roztworu białka utworzy się co najmniej 5 mm lodu. Nie odłączając chłodnika, wyjmij kryształ lodu z naczynia. Odłącz chłodnik, podgrzewając chłodziwo do temperatury nieco powyżej 0 °C.Należy odczekać, aż kryształ lodu się stopi. Gdy kryształ odłączy się od palca chłodzącego, należy położyć go płaską stroną do dołu na czystej powierzchni. Należy uważać, aby nie dotknąć nowo powstałego lodu.Przechowywać kryształ w temperaturze -20 °C przez co najmniej 20 minut. Przed przystąpieniem do wizualizacji fluorescencji należy pracować w chłodni, którą można zaciemnić. Przygotować lampy z filtrami wzbudzenia o specyficznej długości fali w celu wzbudzenia znacznika fluorescencyjnego oraz filtry emisyjne do kamery. Aby zablokować niespecyficzne światło, należy położyć lód płaską stroną do dołu pod lampami, zaciemnić pomieszczenie i obserwować wzory w oświetlonym lodzie.Aby oszacować płaszczyzny lodu związane przez białka przeciwzamrożeniowe, należy porównać tradycyjny obraz trawienia lodem z odpowiadającym mu obrazem analizy powinowactwa płaszczyzn lodu opartej na fluorescencji przy użyciu trixy; oba pokazują białka przeciwzamrożeniowe typu 1 produkowane przez flądrę zimową pseudo pectus Americana. Technika ta może być wykorzystana do jednoczesnego porównania wzorców wiązania lodu przez różne białka przeciwzamrożeniowe. W tym przypadku zastosowano białko NFEA FP 8 typu 3 znakowane Pacific Blue oraz białko przeciwzamrożeniowe typu 1 znakowane trixy.To jest wynik wizualizacji wyłącznie typu trzy N-F-E-A-F-P; tutaj na obrazie zwizualizowano jedynie białko przeciwzamrażające typu jeden. Oba są zwizualizowane razem. Należy zauważyć, że oś C jest taka sama dla każdego obrazu.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat tego, jak hodować i orientować pojedyncze kryształy lodu oraz jak wykorzystać analizę powinowactwa do płaszczyzn lodu opartą na fluorescencji do oceny wzorców wiązania fluorescencyjnie znakowanych białek przeciwzamarzających do płaszczyzn lodu.

determining-ice-binding-planes-antifreeze-proteins-fluorescence-based

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Oznaczanie płaszczyzn wiązania lodu białek przeciwzamarzaniowych za pomocą powinowactwa płaszczyzn lodu opartego na fluorescencji

Ilościowe, wysokoprzepustowe, w czasie rzeczywistym i bez znakowania wykrywanie biomolekuł (DNA, białek itp.) na powierzchniach SiO2 można osiągnąć za pomocą prostej techniki interferometrycznej, która opiera się na oświetleniu LED, minimalnej liczbie komponentów optycznych i kamerze. Sensor obrazowania odbiciowego interferometrycznego (IRIS) jest niedrogi, prosty w obsłudze i dostosowany do formatów mikromacierzy.

Detekcja biomolekularna z wykorzystaniem interferometrycznego czujnika obrazowania odbiciowego (IRIS)

Białka wiążące lód (IBPs), znane również jako białka przeciwzamrożeniowe, hamują wzrost kryształków lodu i stanowią obiecujący dodatek do stosowania w krio konserwacji tkanek. Głównym narzędziem wykorzystywanym do badania białek IBPs jest osmometr nanolitrowy. Opracowaliśmy autorską platformę chłodzącą zamontowaną na mikroskopie optycznym, sterowaną za pomocą dedykowanej procedury w programie LabVIEW. Opisany tutaj osmometr nanolitrowy umożliwia ultrazieczulną manipulację temperaturą próbki.

Nowoczesny osmometr nanolitrowy sterowany programem LabVIEW do badań nad białkami wiążącymi lód

W tym filmie opisujemy technikę anizotropii fluorescencji do badania interakcji między białkiem zespołu Shwachmana-Diamonda (SBDS) oznaczonym fluoroforem a czynnikiem wydłużenia 1 GTPazą (EFL1). Podczas inkubacji białek SBDS ze stopniowo rosnącymi stężeniami EFL1 obserwuje się stały wzrost anizotropii, co wskazuje na udaną interakcję między tymi dwoma białkami.

Wykrywanie interakcji białko-białko oparte na anizotropii fluorescencyjnej

Ten film opisuje wysoce wydajną anizotropię fluorescencji, która pomaga monitorować interakcję między czynnikami transkrypcyjnymi a DNA. Test monitoruje interakcje cząsteczki DNA znakowanej fluoroforem z jej specyficznym czynnikiem transkrypcyjnym, mierząc stopień polaryzacji spowodowanej rotacją molekularną lub anizotropią DNA znakowanego fluoroforem.

Anizotropia fluorescencyjna w celu określenia powinowactwa wiązania czynnika transkrypcyjnego i DNA

Różnicowa fluorymetria skaningowa jest powszechnie stosowaną metodą badania bibliotek małych cząsteczek pod kątem interakcji z białkami. W tym miejscu przedstawiamy prostą metodę rozszerzenia tych analiz w celu oszacowania stałej dysocjacji między małą cząsteczką a jej białkiem partnera.

Oznaczanie oddziaływań białko-ligand za pomocą różnicowej fluorymetrii skaningowej

Interakcje białek są sercem funkcji komórki. Do ich scharakteryzowania powszechnie stosuje się techniki kalorymetryczne i spektroskopowe. Tutaj opisujemy anizotropię fluorescencji jako narzędzie do badania interakcji między białkiem zmutowanym w zespole Shwachmana-Diamonda (SBDS) a GTPazą podobną do czynnika elongacji 1 (EFL1).

Anizotropia fluorescencyjna jako narzędzie do badania oddziaływań białko-białko

Termoforeza w mikroskali (MST) to czuła technologia do charakteryzowania interakcji aptamer-cel. Niniejszy manuskrypt opisuje protokół MST do charakteryzowania oddziaływań aptamer-małe cząsteczki.

Mapowanie miejsca wiązania aptameru na ATP za pomocą termoforezy w mikroskali

Ten artykuł przedstawia identyfikację białek wiążących lód z roślin odpornych na zamrażanie poprzez ocenę aktywności hamowania rekrystalizacji lodu i późniejszą izolację rodzimych IBP za pomocą oczyszczania o powinowactwie do lodu.

Identyfikacja białek wiążących lód roślinny poprzez ocenę inhibicji i izolacji rekrystalizacji lodu za pomocą oczyszczania o powinowactwie do lodu

Biblioteki wyświetlania bakterii w biopanowaniu to sprawdzona technika odkrywania odczynników powinowactwa peptydowego, solidna alternatywa dla przeciwciał. Półautomatyczna metoda sortowania usprawniła biopanoramowanie w celu zmniejszenia występowania wyników fałszywie dodatnich. Poniżej ilustrujemy proces myślowy i techniki stosowane w ocenie kandydatów i minimalizacji dalszej analizy.

Półautomatyczne biopanowanie bakteryjnych bibliotek wyświetlających w celu odkrywania odczynników powinowactwa peptydowego i analizy otrzymanych izolatów

Obecny protokół opisuje krystalizację mikroskopijnych kryształków lodu i hydratów klatratu w urządzeniach mikroprzepływowych, umożliwiając wymianę cieczy wokół utworzonych kryształów. Daje to niezrównane możliwości badania procesu krystalizacji i mechanizmów wiązania inhibitorów.

Mikroprzepływowe podejście do badania krystalizacji lodu i hydratów klatratu

Ten protokół opisuje unikalną metodę wykrywania wiązania między związkami a cząsteczkami białka, oferując korzyści w postaci minimalnej utraty próbki białka i wysokiej dokładności danych.

Wykrywanie interakcji białko-baldaszek CD40 za pomocą różnicowej fluorescencji skaningowej

Poznaj metodę fluorescencyjnej analizy powinowactwa do płaszczyzny lodu w celu wizualizacji wiązania białek zapobiegających zamarzaniu. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów interakcji AFP z kryształami lodu w kryobiologii.

Wyznaczanie płaszczyzn wiązania lodu przez białka zapobiegające zamarzaniu za pomocą powinowactwa do płaszczyzny lodu opartej na fluorescencji (Wideo) | JoVE Journal

Wyznaczanie płaszczyzn wiązania lodu przez białka zapobiegające zamarzaniu za pomocą powinowactwa do płaszczyzny lodu opartej na fluorescencji

Przeglądaj więcej filmów