Name: Tandemowe oczyszczanie kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 30 s
Description: Naucz się metody tandemowego oczyszczania kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych. Ta technika umożliwia izolację z wysoką czystością i wydajnością, identyfikację nowych interaktorów oraz modyfikacji potranslacyjnych regulujących funkcję białek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Allergy and Infectious Diseases (NIAID) NIH pod numerem nagrody numer R01AI114362 oraz grant Welch Foundation I-1782 dla Ivána D'Orso.

1. Komórki poszycia
<ol>
	<li>Na dzień przed transfekcją należy posączyć 3,5 x 106 HEK293T komórek w 10 ml zmodyfikowanego podłoża Eagle Medium (DMEM) firmy Dulbecco, uzupełnionego 10% (v/v) płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% (v/v) penicyliny/streptomycyny (10 000 U/ml zapasu) na 100 mm szalki. Talerz 3 - 5 szalek 100 mm na eksperyment/warunek, aby zapewnić wystarczający odzysk białka. 
	UWAGA: Liczba płytek musi być określona dla każdego eksperymentu/warunku, który będzie zależał od poziomów ekspresji i rozpuszczalności kompleksu białkowego będącego przedmiotem zainteresowania. Alternatywnie, jeśli potrzebne jest oczyszczanie na większą skalę, linie komórkowe można przystosować do wzrostu w zawiesinach w kolbach obrotowych2, ale ta metoda nie zadziała w przypadku transfekcji przejściowych.</li>
</ol>
2. Transfekcja komórek lub indukowanie stabilnych linii komórkowych 
<ol>
	<li>Następnego dnia sprawdź komórki pod mikroskopem. Komórki muszą być zlewane w 70 - 80% przed kontynuowaniem.</li>
	<li>Transfekować komórki całkowitą mieszaniną 7 μg plazmidowego DNA i 21 μl odczynnika do transfekcji na 100 mm szalkę. Komórki transfekcyjne z wektorem wyrażającym GFP (Tabela 1) jako kontrola skuteczności transfekcji. 
	UWAGA: W przypadku użycia HEK293-T-REx lub podobnej stabilnej linii komórkowej, która indukuje ekspresję dwóch lub więcej złożonych podjednostek w odpowiedzi na doksycyklinę14,15, induktor będzie musiał zostać dodany do komórek i inkubowany przez 48 godzin. Podobnie, stabilna linia komórkowa, która indukuje ekspresję GFP po dodaniu induktora, byłaby również wymagana do celów walidacji. Przejdź do kroku 2.7.</li>
	<li>Przygotuj mieszaninę transfekcji na 100 mm szalka. W probówce do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml wymieszać 500 μl nieuzupełnionego DMEM z 7 μg całkowitego plazmidowego DNA (co odpowiada dwóm lub więcej plazmidom). W oddzielnej probówce do mikrowirówki zmieszać 500 μl nieuzupełnionego DMEM z 21 μl odczynnika do transfekcji. Powtórz tę czynność dla każdej reakcji transfekcji.</li>
	<li>Odpipetować roztwór odczynnika do transfekcji do roztworu plazmidowego DNA (nie mieszać roztworów w odwrotnej kolejności). Wymieszać pipetując co najmniej 4 razy.</li>
	<li>Inkubować tę mieszaninę w temperaturze pokojowej przez 10 - 15 minut, ale nie dłużej niż 15 minut.</li>
	<li>Przechylić płytkę, aby utworzyć zbiornik na pożywkę i ostrożnie pipetować mieszaninę transfekcji kroplami na wewnętrzną stronę płytki, nie naruszając komórek. Przywróć naczynie do pierwotnej płaskiej pozycji i delikatnie obracaj, aby rozprowadzić mieszankę.</li>
	<li>Inkubować komórki w temperaturze 37 °C w wilgotnym inkubatorze do hodowli komórkowych z 5% stężeniem CO2 (stan ten jest dalej określany jako "inkubator do hodowli tkankowych"). Wymień nośnik 5 godzin po transfekcji (opcjonalnie).</li>
</ol>
3. Sprawdzanie wydajności transfekcji lub indukcji
<ol>
	<li>Po 24 godzinach od transfekcji zwizualizuj komórki pod mikroskopem fluorescencyjnym, aby sprawdzić skuteczność transfekcji (lub indukcji kontrolnej HEK293T-REx stabilnej linii komórkowej eksprymującej GFP). Inkubować przez kolejne 24 godziny.</li>
</ol>
4. Oczyszczanie powinowactwa STREP (STREP AP)
<ol>
	<li>Zbieranie komórek
	<ol>
		<li>Po 48 godzinach od transfekcji usuń pożywkę i dodaj 8 ml zimnej soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS). Pipetować w górę i w dół, aby odłączyć komórki od płytki.</li>
		<li>Zebrać i przenieść zawiesinę komórek do probówki o pojemności 15 ml i wirować komórki w temperaturze 800 x g przez 4 minuty w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Usunąć supernatant PBS. Powtórzyć odwirowywanie w dół (800 x g przez 1 minutę w temperaturze 4 °C), aby usunąć wszelkie pozostałości PBS. Przechowuj osad komórkowy w temperaturze -80 °C do wykorzystania w przyszłości lub postępuj zgodnie z poniższą procedurą, aby kontynuować oczyszczanie białka.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Liza komórek
	<ol>
		<li>Ponownie zawiesić granulki komórkowe za pomocą 5× objętości osadu komórkowego (~ 250 μl na płytkę) pasywnego buforu do lizy (PLB: 20 mM Tris-HCl pH 7,5, 150 mM NaCl, 1,5 mM MgCl2, 1 mM DTT, tabletka koktajlowa inhibitora proteazy, 5% v/v glicerolu i 1,0% NP-40) i przenieść zawiesinę komórkową do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml.</li>
		<li>Krótko wirować zawiesinę i nutować przez 30 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Wirować zawiesinę komórek w temperaturze 10 000 x g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Przenieś rozpuszczalne lizaty do nowej probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml i wyrzuć granulki komórek. Zaoszczędź 10% końcowej objętości rozpuszczalnego lizatu jako "STREP AP Input." Przechowywać w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Równoważenie koralików STREP 
	UWAGA: Użyj koralików STREP w pierwszym kroku AP! Kompleksy ściągnięte za pomocą kulek STREP odzyskują znacznie więcej białka niż te ściągnięte za pomocą kulek FLAG.
	<ol>
		<li>Pobrać (n × 40 μl) + n μl 50% zawiesiny z kulek STREP (n = liczba próbek) i odwirowywać w dół przy 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C. 
		UWAGA: Do pipetowania koralików używaj końcówek z szerokimi otworami.</li>
		<li>Usunąć supernatant i dodać 500 μl PLB do kulek. Nutować mieszaninę kulek przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Wirować w temperaturze 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C.
		<ol>
			<li>Powtórz w sumie 3 prania. Zawiesić kulki w PLB do końcowej objętości n × 40 μl.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dodać 40 μl 50% zawiesiny kulki STREP do każdej próbki lizatu komórkowego i nutować przez 2 godziny w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>PAK PA (ang.)
	<ol>
		<li>Wirować roztwór o stężeniu 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Usunąć supernatant i przechowywać w temperaturze 4 °C jako "STREP AP Flow-through (FT)".</li>
		<li>Do kulek dodać 500 μl STREP AP Wash Buffer I (20 mM Tris-HCl pH 7,5, 250 mM NaCl, 1,5 mM MgCl2, 1 mM DTT, 5% glicerolu i 0,2% NP-40). Mieszaninę kulek należy nutować przez 5 minut w temperaturze 4 °C i odwirowywać w temperaturze 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant.
		<ol>
			<li>Powtórz w sumie 4 prania. 
			UWAGA: Przed czwartym płukaniem przenieś roztwór kulek do nowej probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml, aby zredukować tło białkowe. Ten krok jest niezbędny.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dodaj 500 μl buforu do przemywania II (100 mM Tris-HCl pH 8,0, 150 mM NaCl i 1 mM EDTA) i zrównoważyć kulki, odwracając probówki. Wirować w temperaturze 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C i wyrzucić supernatant.</li>
		<li>Eluować interesujące białko za pomocą 50 μl buforu elucyjnego STREP (100 mM Tris-HCl pH 8,0, 150 mM NaCl, 1 mM EDTA i 2,5 mM Destiobiotyny). Wirować przy 800 obr./min przez 15 min w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Wirować kulki w temperaturze 1 500 x g przez 1 minutę w temperaturze 4 °C. Zebrać supernatant. Frakcja ta odpowiada próbce "STREP AP Elution".</li>
		<li>Zachowaj frakcję kulek w temperaturze 4 °C do drugiej elucji, która może dać do połowy ilości białka uzyskanej przy pierwszej elucji. Porcja 10% wymywania STREP AP do barwienia srebrem i/lub western blotting16.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Równoważenie koralików FLAG
	<ol>
		<li>Wyjąć (n x 16 μl) + n μl roztworu kulek FLAG (n = liczba próbek) i odwirowywać w temperaturze 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C. 
		UWAGA: Do pipetowania koralików używaj końcówek z szerokimi otworami.</li>
		<li>Usunąć supernatant i dodać 500 μl buforu płuczącego FLAG (100 mM Tris-HCl pH 8,0, 150 mM NaCl, 1 mM EDTA i 0,1% NP-40) do kulek. Wirować w temperaturze 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C. Powtórz tę czynność, w sumie 3 prania.</li>
		<li>Zawiesić kulki w buforze do płukania FLAG do końcowej objętości n x 16 μl.</li>
		<li>Dodać 16 μl zawiesiny perełkowej FLAG do pozostałej elucji STREP AP i nutować przez noc w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. FLAGA IP
<ol>
	<li>Zawiesinę kulek FLAG należy obracać w temperaturze 1.500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C. Zachowaj supernatant i przechowuj go jako "FLAG IP Flow-through" (FT) w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Do roztworu dodać 500 μl buforu do płukania FLAG. Nutować przez 5 minut w temperaturze 4 °C i wirować w temperaturze 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C. Powtarzać w sumie przez 4 płukania i usuwać sklarowany nad osadem po każdym przemyciu. 
	UWAGA: Przed czwartym płukaniem przenieś roztwór kulek białkowych do nowej probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml w celu zmniejszenia tła. Ten krok jest niezbędny.</li>
	<li>Usunąć supernatant z ostatniego wirowania i dodać 30 μl buforu płuczącego FLAG zawierającego 200 ng/μl peptydu FLAG do kulek. Wirować przy 800 obr./min przez 2 godziny w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Odwirowywać zawiesinę w temperaturze 1 500 x g przez 2 minuty w temperaturze 4 °C. Zebrać supernatant i przechowywać w temperaturze 4 °C jako "FLAG IP Elution" 
	UWAGA: Próbki elucji można potwierdzić za pomocą barwienia srebrem i/lub western blot przy użyciu standardowych protokołów16 i są gotowe do dalszych testów białkowych. Podczas ustawiania western blot uruchom wszystkie następujące próbki: (1) wejście STREP AP, (2) STREP AP FT, (3) ELUCJA STREP AP, (4) FLAG IP FT i (5) ELUCJA FLAG IP. Załadowane woluminy będą musiały zostać określone dla każdego eksperymentu. Wszystkie pobrane próbki i kulki można przechowywać w temperaturze 4 °C w przypadku krótkotrwałego przechowywania i w temperaturze -80 °C w przypadku długotrwałego przechowywania. Próbki TAP mogą być analizowane za pomocą spektrometrii mas w celu zweryfikowania tożsamości ich składników, identyfikacji nowych modyfikacji potranslacyjnych (PTM) i/lub odkrycia jakiejkolwiek nowej interakcji białkowej z oczyszczonym kompleksem2,17. W tym celu, po nałożeniu żelu coomassie lub srebrnej plamy, opaski można wyciąć z żelu za pomocą czystego skalpela. Wcześniej opublikowano kilka doskonałych recenzji omawiających metody spektrometrii mas18,19.</li>
</ol>

<ol><li>Sharan, R., Ulitsky, I., Shamir, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network-based+prediction+of+protein+function%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Syst+Biol%22%5BJournal%5D)">Network-based prediction of protein function.</a> Mol Syst Biol. 3, 88-99 (2007).</li>
<li>Jager, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+landscape+of+HIV-human+protein+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Global landscape of HIV-human protein complexes.</a> Nature. 481, 365-370 (2012).</li>
<li>Fields, S., Song, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+genetic+system+to+detect+protein-protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A novel genetic system to detect protein-protein interactions.</a> Nature. 340, 245-246 (1989).</li>
<li>Luo, Y., Batalao, A., Zhou, H., Zhu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammalian+two-hybrid+system%3A+a+complementary+approach+to+the+yeast+two-hybrid+system%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Mammalian two-hybrid system: a complementary approach to the yeast two-hybrid system.</a> Biotechniques. 22, 350-352 (1997).</li>
<li>Lee, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coimmunoprecipitation+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Coimmunoprecipitation assay.</a> Methods Mol Biol. 362, 401-406 (2007).</li>
<li>Puig, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tandem+affinity+purification+%28TAP%29+method%3A+a+general+procedure+of+protein+complex+purification%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">The tandem affinity purification (TAP) method: a general procedure of protein complex purification.</a> Methods. 24, 218-229 (2001).</li>
<li>Jager, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+and+characterization+of+HIV-human+protein+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Purification and characterization of HIV-human protein complexes.</a> Methods. 53, 13-19 (2011).</li>
<li>Price, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((P-TEFb%2C+a+cyclin-dependent+kinase+controlling+elongation+by+RNA+polymerase+II%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">P-TEFb, a cyclin-dependent kinase controlling elongation by RNA polymerase II.</a> Mol Cell Biol. 20, 2629-2634 (2000).</li>
<li>Peterlin, B. M., Price, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlling+the+elongation+phase+of+transcription+with+P-TEFb%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell%22%5BJournal%5D)">Controlling the elongation phase of transcription with P-TEFb.</a> Mol Cell. 23, 297-305 (2006).</li>
<li>McNamara, R. P., McCann, J. L., Gudipaty, S. A., D'Orso, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcription+factors+mediate+the+enzymatic+disassembly+of+promoter-bound+7SK+snRNP+to+locally+recruit+P-TEFb+for+transcription+elongation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Transcription factors mediate the enzymatic disassembly of promoter-bound 7SK snRNP to locally recruit P-TEFb for transcription elongation.</a> Cell Rep. 5, 1256-1268 (2013).</li>
<li>Adelman, K., Lis, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promoter-proximal+pausing+of+RNA+polymerase+II%3A+emerging+roles+in+metazoans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Promoter-proximal pausing of RNA polymerase II: emerging roles in metazoans.</a> Nat Rev Genet. 13, 720-731 (2012).</li>
<li>D'Orso, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((7SKiing+on+chromatin%3A+move+globally%2C+act+locally%5BTitle%5D)+AND+%22RNA+Biol%22%5BJournal%5D)">7SKiing on chromatin: move globally, act locally.</a> RNA Biol. 13, 545-553 (2016).</li>
<li>McNamara, R. P., Bacon, C. W., D'Orso, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcription+Elongation+Control+by+the+7SK+snRNP+Complex%3A+Releasing+the+Pause%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Cycle%22%5BJournal%5D)">Transcription Elongation Control by the 7SK snRNP Complex: Releasing the Pause.</a> Cell Cycle. 15, 2115-2123 (2016).</li>
<li>Yao, F., Svensjo, T., Winkler, T., Lu, M., Eriksson, C., Eriksson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tetracycline+repressor%2C+tetR%2C+rather+than+the+tetR-mammalian+cell+transcription+factor+fusion+derivatives%2C+regulates+inducible+gene+expression+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Tetracycline repressor, tetR, rather than the tetR-mammalian cell transcription factor fusion derivatives, regulates inducible gene expression in mammalian cells.</a> Hum Gene Ther. 9, 1939-1950 (1998).</li>
<li>McNamara, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((KAP1+Recruitment+of+the+7SK+snRNP+Complex+to+Promoters+Enables+Transcription+Elongation+by+RNA+Polymerase+II%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell%22%5BJournal%5D)">KAP1 Recruitment of the 7SK snRNP Complex to Promoters Enables Transcription Elongation by RNA Polymerase II.</a> Mol Cell. 61, 39-53 (2016).</li>
<li>Ausubel, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAusubel%2C+FM+%22Current+Protocols+in+Molecular+Biology%22">Current Protocols in Molecular Biology</a>. , Greene Publishing Associates and Wiley-Interscience. New York. (1994).</li>
<li>Trudgian, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+evaluation+of+label-free+SINQ+normalized+spectral+index+quantitation+in+the+central+proteomics+facilities+pipeline%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Comparative evaluation of label-free SINQ normalized spectral index quantitation in the central proteomics facilities pipeline.</a> Proteomics. 11, 2790-2797 (2011).</li>
<li>Choudhary, C., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoding+signalling+networks+by+mass+spectrometry-based+proteomics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Decoding signalling networks by mass spectrometry-based proteomics.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 11, 427-439 (2010).</li>
<li>Bensimon, A., Heck, A. J., Aebersold, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+spectrometry-based+proteomics+and+network+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biochem%22%5BJournal%5D)">Mass spectrometry-based proteomics and network biology.</a> Annu Rev Biochem. 81, 379-405 (2012).</li>
<li>Rogers, S., Wells, R., Rechsteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amino+acid+sequences+common+to+rapidly+degraded+proteins%3A+the+PEST+hypothesis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Amino acid sequences common to rapidly degraded proteins: the PEST hypothesis.</a> Science. 234, 364-368 (1986).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisany tutaj protokół ekspresji i izolacji kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych nie ogranicza się do biochemicznej charakterystyki takich zespołów molekularnych, ale może być również wykorzystany do identyfikacji nowych interaktorów i modyfikacji potranslacyjnych, które mogłyby regulować ich funkcję. Wykorzystanie znaczników powinowactwa nie jest ograniczone do tego, co jest wymienione w tym protokole; ale nasze doświadczenie sugeruje, że użycie STREP jako pierwszego kroku AP znacznie zwiększa wydajność końco...

Interakcje białko-białko (PPI) są kluczowe dla precyzyjnej regulacji procesów biologicznych1, a dalsze badania nad tymi IPP mogą dostarczyć informacji na temat ich funkcji2. Opracowano kilka podejść do badania i charakterystyki IPP, a także do identyfikacji de novo nowych składników białek regulatorowych. W 1989 roku Stanley Fields i współpracownicy opisali test drożdży dwuhybrydowych (Y2H)3. Podejście to pozwala na bezstronną i kompleksową identyfikację interaktorów (ofiar) dla zdefiniowanego białka będącego przedmiotem zainteresowania (przynęty) u Saccharomyces cerevisiae. Oprócz niezwykłej użyteczności w odkrywaniu IPP, test Y2H może być używany do charakteryzowania par białek w komórkach drożdży, definiowania minimalnych domen oddziałujących i identyfikowania mutacji, które znoszą takie interakcje. Modyfikując test Y2H, IPP mogą być również badane w komórkach ssaków4. Warianty testu Y2H (np. układ trójhybrydowy drożdży) można również zastosować do badania interakcji białko-RNA i białko-mały ligand organiczny w komórkach.
Innym powszechnie używanym narzędziem do badania IPP w systemie homologicznym jest test koimmunoprecypitacji (co-IP)5. Wykorzystując przeciwciało do immunoprecypitacji białka będącego przedmiotem zainteresowania, test co-IP umożliwia naukowcom monitorowanie IPP w komórkach pod kątem różnych warunków środowiskowych i sytuacji eksperymentalnych. Zastosowanie białek znakowanych epitopami (np. m.in. FLAG, Myc, STREP i HA) w metodach oczyszczania powinowactwa (AP) ułatwiło izolację białek ze złożonych mieszanin białek do kilku dalszych testów, w tym western blot, barwienia srebrem i analizy enzymatycznej. Jednak żadne z tych wcześniejszych podejść nie umożliwia izolacji dużych ilości kompleksów białkowych w celu dalszej charakterystyki, w tym testów in vitro, odkrywania podjednostek regulatorowych za pomocą spektrometrii mas i identyfikacji modyfikacji potranslacyjnych. Ulepszona wersja metody AP nazywa się Tandem AP (TAP), która jest techniką oczyszczania do badania IPP poprzez tworzenie białka fuzyjnego z dwoma epitopami, które jest oczyszczane przez dwa kolejne APs6,7. W tym artykule przedstawiamy odmianę metody TAP do oczyszczania kompleksów białkowych, w której dwie podjednostki są znakowane różnymi epitopami, a następnie oczyszczane przez dwa sekwencyjne PAT (STREP AP, a następnie FLAG IP). Najpierw przedstawiamy minimalistyczny przegląd TAP (Rysunek 1), a następnie szczegółowy opis wszystkich etapów eksperymentalnych (Rysunek 2), aby naukowcy mogli zastosować je do interesującego ich kompleksu białkowego.
Aby zademonstrować stosowalność metody TAP, wybraliśmy dobrze scharakteryzowany kompleks cyklina-CDK (określany jako kinaza P-TEFb), który składa się z podjednostki regulatorowej cykliny T1 (CycT1) i kinazy (CDK9), i jest zaangażowany w regulację transkrypcji przez polimerazę RNA II (Pol II)8,9,10. P-TEFb fosforyluje domenę C-końcową Pol II i związane z nią ujemne czynniki elongacyjne, co łagodzi pauzy transkrypcyjne w promotorze, a tym samym ułatwia wydłużanie transkrypcji11,12,13. Mając na uwadze tę znaną interakcję, CycT1 znakowany STREP i CDK9 znakowany FLAG ulegały nadekspresji w HEK293T komórkach. Przeprowadzono wzajemny eksperyment TAP z CDK9 znakowanym STREP i CycT1 znakowanym FLAG, aby dodatkowo potwierdzić, że interakcja białkowa jest niezależna od użytych epitopów. Komórki pobrano i poddano lizie 48 godzin po transfekcji. Rozpuszczalny lizat oczyszczono za pomocą TAP (STREP AP, a następnie FLAG IP). Białka wejściowe i oczyszczone analizowano za pomocą western blot i barwienia srebra (ryc. 3).

<table><tbody><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)</td><td>GE Healthcare Life Sciences/Hyclone</td><td>SH3002.2FS</td><td></td></tr><tr><td>Surowica bydlęca</td><td>płodu GE Healthcare Life Sciences/Hyclone</td><td>SH30071</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomycyna</td><td>MP Biomedicals</td><td>MP091670049</td><td></td></tr><tr><td>PolyJet</td><td>SignaGen Laboratories</td><td>SL100688</td><td></td></tr><tr><td>Koktajl inhibitorów proteazy&nbsp;</td><td>Roche&nbsp;</td><td></td><td></td>11836153001</tr><tr><td>STREP-Tactin Superflow</td><td>IBA Lifesciences</td><td>2-1208-010</td><td></td></tr><tr><td>Bufor elucyjny STREP-tag</td><td>IBA Lifesciences</td><td>2-1000-025</td><td></td></tr><tr><td>EZview Czerwony ANTI-FLAG M2 Affinity Gel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F2426</td><td></td></tr><tr><td>Corning 100 mm i razy; Naczynie w stylu 20 mm Hodowla komórkowa polistyren niepirogenny 20/rękaw</td><td>Corning&nbsp;</td><td></td><td></td>430167</tr><tr><td>Protein Lo-Bind Eppendorf Eppendorf</td><td></td><td>022431081</td><td></td></tr><tr><td>Cyfrowy mieszalnik wirowy</td><td>Fisher Scientific&nbsp;</td><td>02-215-370</td><td></td></tr><tr><td>48-otworowy stojak piankowy z mikrorurkami</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-215-386</td><td></td></tr><tr><td>Rożen wytrząsarki do labquake&nbsp;</td><td>Termo&nbsp;</td><td>Numer katalogowy: 415110</td><td></td></tr></tbody></table>

tandemowe oczyszczanie kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych

Tandem Affinity Purification of Protein Complexes from Eukaryotic Cells

Oczyszczanie aktywnych kompleksów białko-białko i białko-kwas nukleinowy jest kluczowe dla charakterystyki aktywności enzymatycznej i identyfikacji de novo nowych podjednostek i modyfikacji potranslacyjnych. Systemy bakteryjne pozwalają na ekspresję i oczyszczanie szerokiej gamy pojedynczych polipeptydów i kompleksów białkowych. Jednak system ten nie umożliwia oczyszczania podjednostek białkowych, które zawierają modyfikacje potranslacyjne (np. fosforylację i acetylację) oraz identyfikacji nowych podjednostek regulatorowych, które są obecne/ulegają ekspresji tylko w układzie eukariotycznym. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis nowatorskiej, solidnej i wydajnej metody tandemowego oczyszczania powinowactwa (TAP) przy użyciu białek znakowanych STREP i FLAG, która ułatwia oczyszczanie kompleksów białkowych z przejściowo lub stabilnie eksprymowanymi białkami znakowanymi epitopami z komórek eukariotycznych. Protokół ten można zastosować do scharakteryzowania funkcjonalności kompleksu białkowego, do odkrywania modyfikacji potranslacyjnych na podjednostkach złożonych oraz do identyfikacji nowych składników kompleksu regulatorowego za pomocą spektrometrii mas. Warto zauważyć, że ta metoda TAP może być stosowana do badania kompleksów białkowych utworzonych przez składniki eukariotyczne lub chorobotwórcze (wirusowe i bakteryjne), dając w ten sposób szeroki wachlarz dalszych możliwości eksperymentalnych. Proponujemy, aby naukowcy pracujący z kompleksami białkowymi mogli wykorzystać to podejście na wiele różnych sposobów.

W niniejszym artykule demonstrujemy zastosowanie metody TAP w odniesieniu do dobrze scharakteryzowanego kompleksu CycT1-CDK9 (znanego również jako kinaza P-TEFb).
Plazmidy kodujące Cyclin T1-STREP (CycT1:S) i CDK9-FLAG (CDK9:F) lub CDK9-STREP (CDK9:S) i Cyclin T1-FLAG (CycT1:F) (Tabela 1) zostały transfekowane do komórek HEK293T. Kontrole negatywne obejmowały transfekcje pustym wektorem oraz plazmidami CDK9:F lu...

Opisujemy tutaj nowatorską, solidną i efektywną metodę tandemowego oczyszczania powinowactwa (TAP) do ekspresji, izolacji i charakterystyki kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych. Protokół ten może być wykorzystany do biochemicznej charakterystyki dyskretnych kompleksów, a także do identyfikacji nowych interaktorów i modyfikacji potranslacyjnych, które regulują ich funkcję.

Tandemowe oczyszczanie kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych

The purification of active protein-protein and protein-nucleic acid complexes is crucial for the characterization of enzymatic activities and de novo ...

Ogólnym celem tej metody tandemowego oczyszczania powinowactwem jest izolacja kompleksów białkowych ekspresjonowanych w komórkach eukariotycznych w celu ich charakterystyki biochemicznej i analizy zgromadzeń molekularnych, a także identyfikacji nowych interaktorów i modyfikacji potranslacyjnych regulujących ich funkcję. Metoda ta umożliwia oczyszczanie nienaruszonych kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych, co pozwala na identyfikację nowych interaktorów oraz regulacyjnych modyfikacji potranslacyjnych, które precyzyjnie dostrajają ich działanie. Główną zaletą tej techniki jest zapewnienie wysokiej czystości i wydajności otrzymywanych kompleksów białkowych, co umożliwia ich wykorzystanie w dalszych zastosowaniach in vitro w celu zbadania ich funkcji i aktywności.Komórki są zbierane z oczyszczania powinowactwa STREP 48 godzin po transfekcji. Należy usunąć medium i dodać osiem mililitrów zimnego PBS. Pipetować w górę i w dół, aby odłączyć komórki od płytki.Zebrać i przenieść zawiesinę komórkową do probówki o pojemności 15 ml, a następnie odwirować komórki przy 800 ×g przez cztery minuty w temperaturze 4 °C. Usunąć nadsącz PBS. Odwirować przy 800 ×g przez jedną minutę w temperaturze 4 °C, aby usunąć resztki PBS.Aby rozpocząć tę procedurę, należy zawiesić każdy osad komórkowy w pięciokrotnej objętości osadu buforu do lizy pasywnej (PLB). Przenieś zawiesinę komórkową do probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 ml. Krótko wymieszaj zawiesinę w wstrząsarku wortex, a następnie inkubuj na mieszadle nutacyjnym przez 30 minut w temperaturze 4 °C.Odwirować zawiesinę komórkową z prędkością 10 000 ×g przez 10 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Przenieść rozpuszczalny lizat do nowej probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mililitra, a osad komórkowy usunąć. Odlać 10% końcowej objętości rozpuszczalnego lizatu jako materiał wejściowy STREP-AP i przechowywać go w temperaturze czterech stopni Celsjusza.Ważne jest zastosowanie kulek STREP w pierwszym etapie oczyszczania powinowactwa, ponieważ kompleksy wyizolowane za pomocą kulek STREP pozwalają na odzyskanie znacznie większej ilości białka niż te wyizolowane za pomocą kulek FLAG. Za pomocą końcówki do pipety o szerokim wylocie należy pobrać odpowiednią ilość 50% zawiesiny kulek STREP do oczyszczania powinowactwa. Odwirować z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C.Usunąć nadsącz i dodać 500 µL buforu PLB do kulek. Mieszać zawiesinę kulek na nutatorze przez pięć minut w temperaturze 4 °C. Ponownie odwirować.Po trzecim przemyciu odlej nadsącz i resuspenduj koraliki w buforze PLB do końcowej objętości wynoszącej n razy 40 µL, gdzie n to liczba próbek. Do każdej próbki lizatu komórkowego dodaj 40 µL zawiesiny koralików 50%STREP i inkubuj na mieszadle rotacyjnym przez dwie godziny w temperaturze 4 °C. Podczas tej produkcji i odzyskiwania białka można wykorzystać wiele płytek z komórkami, a te same próbki białek lizowane z różnych płytek można połączyć w jednej porcji koralików podczas oczyszczania powinowactwa STREP.Po dwugodzinnej inkubacji mieszanin lizatu komórkowego i zawiesiny kulek STREP, odwiruj je z prędkością 1,500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C. Nadpływ zachowaj jako frakcję przepływową STREP AP i przechowuj w temperaturze 4 °C. Do kulek dodaj 500 µL buforu do płukania STREP AP nr 1.Kuleczki inkubować w mieszaninie buforów na rotatorze przez pięć minut w temperaturze 4 °C, a następnie wirować z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C. Odpiłować nadsącz i ponownie przemyć 500 µL buforu do przemywania STREP AP wash buffer one. Po trzecim przemyciu przenieść zawiesinę kuleczek do nowej probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL, aby zredukować tło białkowe.Przemyj czwarty raz buforem do płukania STREP AP wash buffer one. Po wirowaniu odlej nadsącz i dodaj 500 µL buforu do płukania wash butter two. Równoważ kuleczki, odwracając probówki, a następnie wiruj z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C.Odrzuć nadsącz. Eluuj docelowe białko za pomocą 50 µL buforu do elucji STREP. Mieszaj w wstrząsarku wirówkowej (vortex) z prędkością 800 rpm przez 15 minut w temperaturze 4 °C.Odwiruj kuleczki z prędkością 1 500 ×g przez jedną minutę w temperaturze 4 °C. Zbierz nadsącz. Ta frakcja stanowi próbkę elucji STREP AP.Przechowywać frakcję kulek w temperaturze czterech stopni Celsjusza do ponownej elucji. Odprowadzić 10% elucji STREP AP do barwienia srebrem i/lub Western blottingu. Aby zwiększyć ilość materiału wyjściowego do następnej immunoprecypitacji FLAG, pierwszą i drugą elucję STREP można połączyć w celu bardziej wydajnego odzyskania elucji FLAG.Procedurę należy rozpocząć od przeniesienia odpowiedniej ilości roztworu kulek FLAG do probówki do mikrowirówki za pomocą końcówki do pipety o szerokim wylocie. Odwiruj z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C. Usuń nadsącz i dodaj do kulek 500 µL buforu piorącego FLAG.Wirować z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C. Odrzucić nadsącz i ponownie przemyć buforem do przemywania FLAG. Po trzecim przemyciu usunąć nadsącz i zawiesić kuleczki w buforze do przemywania FLAG do końcowej objętości n × 16 µL, gdzie n oznacza liczbę próbek.Dodaj 16 µL zawiesiny kulek FLAG do pozostałej elucji STREP AP i inkubuj na rotatorze typu nutator przez noc w temperaturze 4 °C. Po nocnej inkubacji zawiesiny kulek FLAG i elucji STREP AP przeprowadź immunoprecypitację FLAG. Odwiruj zawiesinę kulek FLAG z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C.Nadpływ należy zachować jako frakcję przepuszczoną z immunoprecypitacji FLAG (FLAG IP flow through) i przechowywać w temperaturze 4 °C. Do kulek należy dodać 500 µL buforu do przemywania FLAG. Następnie należy inkubować na rotatorze (nutatorze) przez pięć minut w temperaturze 4 °C, a następnie wirować z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C.Odrzuć nadsącz i ponownie przemyj 500 µL buforu do przemywania FLAG. Po trzecim przemyciu przenieś zawiesinę kulek z białkiem do nowej probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml, aby zredukować tło. Przemyj czwarty raz buforem do przemywania FLAG.Usuń nadsącz z ostatniego wirowania i dodaj do kulek 30 µL buforu do płukania FLAG zawierającego 200 ng/µL peptydu FLAG. Mieszaj w wstrząsarku typu vortex z prędkością 800 rpm przez dwie godziny w temperaturze 4 °C. Po dwóch godzinach odwiruj zawiesinę z prędkością 1 500 ×g przez dwie minuty w temperaturze 4 °C.Zebrać nadsącz i przechowywać w temperaturze czterech stopni Celsjusza jako eluat z immunoprecypitacji (IP) FLAG. W tym filmie zastosowano metodę tandemowej oczyszczania powinowactwa (Tandem affinity purification, TAP) dla kompleksu Cyclin-T1 CDK9. Cyclin-T1 z tagiem STREP oraz CKD9 z tagiem FLAG wykazano nadekspresję w komórkach HEK293 T.Przeprowadzono również eksperyment odwrotny z użyciem białka CDK9 z tagiem STREP oraz cykliny T1 z tagiem FLAG. Analiza Western blot wykazała, że CDK9 z tagiem FLAG współeluowała z kulek STREP wraz z cykliną T1 z tagiem STREP, czego nie zaobserwowano w kontroli negatywnej (AP pozbawione cykliny T1 z tagiem STREP). Oba białka wykryto w elucie FLAG, co dodatkowo potwierdziło utworzenie kompleksu.Wyniki wzajemnej analizy TAP wykazują, że Cyclina-T1 z etykietą FLAG współeluowała z CDK9 z etykietą STREP, co dodatkowo potwierdza, że oddziaływanie Cycliny-T1 z CDK9 jest niezależne od zastosowanych epitopów. Wyniki analizy TAP oraz wzajemnej analizy TAP zostały również poddane analizie za pomocą barwienia srebrem. Gwiazdki oznaczają współeluowane zanieczyszczenia.CKD9 z tagiem FLAG współeluował z Cycliną-T1 z tagiem STREP z kulek STREP, ale nie z kontrolnego AP. W kolejnej elucji FLAG, Cyclina-T1 z tagiem STREP współeluowała z CDK9 z tagiem FLAG z kulek FLAG. Analogicznie, Cyclina-T1 z tagiem FLAG współeluowała z CDK9 z tagiem STREP z kulek STREP, ale nie z kontrolnego AP. Kompleks białko-białko został wydajnie odzyskany po drugim etapie IP FLAG. Po opanowaniu techniki, przy jej prawidłowym wykonaniu, można ją przeprowadzić w dwa dni, licząc od momentu gotowości komórek do zbioru.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o odpowiednim zwiększeniu liczby płytek z komórkami na eksperyment, aby zapewnić odzyskanie i wykrycie wystarczającej ilości białka. Przykładem może być identyfikacja nowych podjednostek regulacyjnych i/lub badanie modyfikacji potranslacyjnych podjednostek kompleksu. Po opracowaniu technika ta otworzyła badaczom zajmującym się oddziaływaniami białko-białko drogę do eksploracji nowych interaktorów oraz modyfikacji potranslacyjnych w komórkach eukariotycznych.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat tego, jak izolować i charakteryzować białka przy użyciu znaczników STREP i FLAG.

tandem-affinity-purification-protein-complexes-from-eukaryotic

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemia

Tandemowa puryfikacja powinowactwa (TAP) jest skuteczną metodą identyfikacji białek wiążących. W ramach dowodu koncepcji metodologię tę zastosowano do dobrze scharakteryzowanego czynnika inicjacji translacji eIF4E w celu koprecypitacji czynników komórkowych gospodarza zaangażowanych w inicjację translacji. Metoda ta może być łatwo zaadaptowana do dowolnego białka komórkowego lub wirusowego.

Identyfikacja partnerów oddziaływań białkowych z wykorzystaniem tandemowej oczyszczania powinowactwa

Oczyszczanie powinowactwa oznaczonych białek w połączeniu ze spektrometrią mas (APMS) to potężna metoda systematycznego mapowania sieci interakcji białek i badania mechanistycznych podstaw procesów biologicznych. W tym miejscu opisujemy zoptymalizowaną procedurę APMS opartą na powinowactwie do peptydów sekwencyjnych (SPA) opracowaną dla bakterii Escherichia coli, która może być stosowana do izolowania i charakteryzowania stabilnych kompleksów wielobiałkowych do niemal jednorodności, nawet...

Identyfikacja kompleksów białkowych w Escherichia coli za pomocą sekwencyjnego oczyszczania powinowactwa peptydów w połączeniu z tandemową spektrometrią mas

Ten film demonstruje tandemowe oczyszczanie powinowactwa — technikę oczyszczania kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych w celu zbadania interakcji białko-białko. Kompleks zawiera dwa białka znakowane różnymi znacznikami epitopów. Po oczyszczeniu kompleksu za pomocą dwóch żywic o powinowactwie do dwóch różnych znaczników w sposób sekwencyjny, obecność obu białek w elucie potwierdza oddziaływanie między nimi.

Tandemowy test oczyszczania powinowactwa do badania interakcji białko-białko

Kompleksy białkowe katalizują kluczowe funkcje komórkowe. Szczegółowa charakterystyka funkcjonalna i strukturalna wielu istotnych kompleksów wymaga produkcji rekombinowanej. MultiBac to system komórkowy bakulowirusa/owadów specjalnie przystosowany do ekspresji białek eukariotycznych i ich kompleksów. MultiBac został wdrożony jako platforma o otwartym dostępie, a standardowe procedury operacyjne zostały opracowane w celu maksymalizacji jego użyteczności.

Platforma do produkcji kompleksu białkowego MultiBac w EMBL

Drosophila słynie z potężnej manipulacji genetycznej, ale nie z przydatności do dogłębnej analizy biochemicznej. W tym miejscu przedstawiamy procedurę opartą na TAP, która ma na celu identyfikację oddziałujących partnerów dowolnego białka będącego przedmiotem zainteresowania w mózgu muchy. Procedura ta może potencjalnie prowadzić do powstania nowych kierunków badań.

Identyfikacja interakcji białko-białko u dorosłych głów Drosophila za pomocą tandemowego oczyszczania powinowactwa (TAP)

Metoda Tandem Affinity Purification (TAP) była szeroko stosowana do izolowania natywnych kompleksów z ekstraktu komórkowego, głównie eukariotycznego, do proteomiki. W tym miejscu przedstawiamy protokół metody TAP zoptymalizowany pod kątem oczyszczania kompleksów natywnych do badań strukturalnych.

Oczyszczanie kompleksów natywnych do badań strukturalnych za pomocą metody tandemowego znacznika powinowactwa

Tutaj opisujemy protokoły rozbijania komórek ssaków poprzez mielenie w stanie stałym w temperaturze kriogenicznej, wytwarzanie ekstraktu komórkowego z powstałego proszku komórkowego i izolowanie interesujących kompleksów białkowych poprzez wychwytywanie powinowactwa na paramagnetycznych kulkach w skali mikronowej sprzężonych z przeciwciałami.

Wychwytywanie powinowactwa do kompleksu białkowego z komórek ssaków poddanych mieleniu w kriomerze

Tutaj prezentujemy protokoły oczyszczania kompleksów białkowych i ich separacji za pomocą niebieskiej natywnej STRONY, a następnie profilowania korelacji białek za pomocą ilościowej spektrometrii mas bez etykiet. Ta metoda jest przydatna do przekształcania interaktomów w odrębne kompleksy białkowe.

Rozwiązywanie kompleksów białkowych oczyszczonych z powinowactwa za pomocą Blue Native PAGE i profilowania korelacji białek

Interakcje białko-białko i białko-metabolit są kluczowe dla wszystkich funkcji komórkowych. W niniejszym artykule opisujemy protokół, który umożliwia równoległą analizę tych interakcji z wybranym białkiem. Nasz protokół został zoptymalizowany pod kątem hodowli komórek roślinnych i łączy oczyszczanie powinowactwa z wykrywaniem białek i metabolitów opartym na spektrometrii mas.

2 w 1: Jednoetapowe oczyszczanie powinowactwa do równoległej analizy kompleksów białko-białko i białko-metabolit

Prezentujemy tutaj sprawdzony i przetestowany protokół oczyszczania kompleksów importujących białka chloroplastowe (kompleks TOC-TIC) za pomocą znacznika TAP. Jednoetapowy protokół izolacji powinowactwa może być potencjalnie zastosowany do dowolnego białka i może być wykorzystany do identyfikacji nowych partnerów interakcji za pomocą spektrometrii mas.

Oczyszczanie powinowactwa kompleksów białkowych chloroplastów translokonu za pomocą znacznika TAP

Ten artykuł przedstawia procedurę oczyszczania powinowactwa ludzkiego białka rekombinowanego, endonukleazy płatowej 1 (FEN1), które zostało oznaczone znacznikiem 6X-histydyny. Protokół polega na wykorzystaniu dwóch odrębnych unieruchomionych kolumn jonów metalu do oczyszczania znakowanego białka.

Oczyszczanie powinowactwa białka oznaczonego 6X-His-His-Tagged przy użyciu systemu szybkiej chromatografii cieczowej białek

Naucz się metody tandemowego oczyszczania kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych. Ta technika umożliwia izolację z wysoką czystością i wydajnością, identyfikację nowych interaktorów oraz modyfikacji potranslacyjnych regulujących funkcję białek.

Tandemowe oczyszczanie kompleksów białkowych z komórek eukariotycznych

Przeglądaj więcej filmów