-1::1
Simple Hit Counter
Skip to content

Products

Solutions

×
×
Sign In

PL

EN - EnglishCN - 简体中文DE - DeutschES - EspañolKR - 한국어IT - ItalianoFR - FrançaisPT - Português do BrasilPL - PolskiHE - עִבְרִיתRU - РусскийJA - 日本語TR - TürkçeAR - العربية
Sign In Start Free Trial

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

Behavior
Biochemistry
Bioengineering
Biology
Cancer Research
Chemistry
Developmental Biology
View All
JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

Biological Techniques
Biology
Cancer Research
Immunology
Neuroscience
Microbiology
JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduate courses

Analytical Chemistry
Anatomy and Physiology
Biology
Cell Biology
Chemistry
Civil Engineering
Electrical Engineering
View All
JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

Advanced Biology
Basic Biology
Chemistry
View All
JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

Biology
Chemistry

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

Accounting
Finance
Macroeconomics
Marketing
Microeconomics

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Authors

Teaching Faculty

Librarians

K12 Schools

Biopharma

Products

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduates

JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Solutions

Authors
Teaching Faculty
Librarians
<<<<<<< HEAD
K12 Schools
Biopharma
=======
K12 Schools
>>>>>>> dee1fd4 (fixed header link)

Language

pl_PL

EN

English

CN

简体中文

DE

Deutsch

ES

Español

KR

한국어

IT

Italiano

FR

Français

PT

Português do Brasil

PL

Polski

HE

עִבְרִית

RU

Русский

JA

日本語

TR

Türkçe

AR

العربية

    Menu

    JoVE Journal

    Behavior

    Biochemistry

    Bioengineering

    Biology

    Cancer Research

    Chemistry

    Developmental Biology

    Engineering

    Environment

    Genetics

    Immunology and Infection

    Medicine

    Neuroscience

    Menu

    JoVE Encyclopedia of Experiments

    Biological Techniques

    Biology

    Cancer Research

    Immunology

    Neuroscience

    Microbiology

    Menu

    JoVE Core

    Analytical Chemistry

    Anatomy and Physiology

    Biology

    Cell Biology

    Chemistry

    Civil Engineering

    Electrical Engineering

    Introduction to Psychology

    Mechanical Engineering

    Medical-Surgical Nursing

    View All

    Menu

    JoVE Science Education

    Advanced Biology

    Basic Biology

    Chemistry

    Clinical Skills

    Engineering

    Environmental Sciences

    Physics

    Psychology

    View All

    Menu

    JoVE Lab Manual

    Biology

    Chemistry

    Menu

    JoVE Business

    Accounting

    Finance

    Macroeconomics

    Marketing

    Microeconomics

Start Free Trial
Loading...
Home
JoVE Journal
Bioengineering
Długoterminowe urządzenie do obrazowania na żywo do lepszej eksperymentalnej manipulacji larwami ...
Długoterminowe urządzenie do obrazowania na żywo do lepszej eksperymentalnej manipulacji larwami ...
JoVE Journal
Bioengineering
A subscription to JoVE is required to view this content.  Sign in or start your free trial.
JoVE Journal Bioengineering
Long-term Live Imaging Device for Improved Experimental Manipulation of Zebrafish Larvae

Długoterminowe urządzenie do obrazowania na żywo do lepszej eksperymentalnej manipulacji larwami danio pręgowanego

Full Text
9,171 Views
14:05 min
October 27, 2017

DOI: 10.3791/56340-v

Kayla Huemer*1,2, Jayne M. Squirrell*3, Robert Swader2, Kirsten Pelkey2, Danny C. LeBert4, Anna Huttenlocher5,6, Kevin W. Eliceiri1,2,3

1Department of Biomedical Engineering,University of Wisconsin-Madison, 2Morgridge Institute for Research,University of Wisconsin-Madison, 3Laboratory for Optical and Computational Instrumentation,University of Wisconsin-Madison, 4Cellular and Molecular Pathology Graduate Program,University of Wisconsin-Madison, 5Department of Medical Microbiology and Immunology,University of Wisconsin-Madison, 6Department of Pediatrics,University of Wisconsin-Madison

AI Banner

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Ten manuskrypt opisuje zWEDGI (Urządzenie do Zranienia i Uwięzienia Danio Zebra dla Wzrostu i Obrazowania), które jest urządzeniem przeznaczonym do orientacji i krępowania larw danio pręgowanego. Konstrukcja pozwala na przecięcie ogona i długoterminowe zbieranie obrazów z mikroskopii fluorescencyjnej o wysokiej rozdzielczości, przedstawiających gojenie się i regenerację ran.

Ogólnym celem produkcji tego urządzenia do obrazowania jest stworzenie modyfikowalnej platformy do mikroskopowej analizy gojenia się ran u żywych larw danio pręgowanego. Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie gojenia się ran, takie jak jaki jest wkład reorganizacji włókien kolagenowych i odpowiedzi komórkowych na późniejszy odrost tkanek po urazie. Główną zaletą tej techniki jest to, że zranienie i obrazowanie odbywa się w obrębie jednego urządzenia, podczas gdy odrastanie ogona nie jest utrudniane przez urządzenie.

Dodatkowo, wiele funkcjonalnych przedziałów zWEDGI może być modyfikowanych niezależnie, aby dostosować się do różnych stadiów larwalnych i szeregu protokołów eksperymentalnych. Aby rozpocząć, należy zamodelować komponent PDMS urządzenia z żądanymi geometriami i atrybutami zgodnie z protokołem tekstowym. Po wydrukowaniu form za pomocą fotopolimerowej drukarki 3D, wyczyść formy za pomocą cienkiej szczotki, denaturatu w butelce z rozpylaczem i sprężonego powietrza.

Delikatnie wyszoruj i usuń nieutwardzoną żywicę, szczególnie wszelki materiał z obszarów mikrokanałów. Następnie utwardzaj formy w aparacie do utwardzania UV przez 60 minut z każdej strony, ponieważ nieutwardzona żywica jest toksyczna dla larw danio pręgowanego. Za pomocą papieru ściernego o ziarnistości 200 przeszlifuj wnękę formy na płaskiej powierzchni, aż wszystkie powierzchnie sufitu zetkną się z papierem ściernym.

Papierem ściernym o ziarnistości 400 i 600 należy stopniowo lekko szlifować, aby uzyskać gładkie, równe powierzchnie na wszystkich okładzinach geometrycznych formy. Następnie użyj wskaźnika zegarowego, aby zmierzyć głębokość wgłębienia po szlifowaniu, aby sprawdzić, czy jest ona zbliżona do głębokości projektowej. Wyczyść foremki i szklane krążki, umieszczając je w myjce ultradźwiękowej wypełnionej wodą na 30 minut lub spłukując je pod bieżącą wodą.

Użyj alkoholu izopropylowego i przefiltrowanego sprężonego powietrza do oczyszczenia i wysuszenia form i pokryw. Przygotuj czystą ławkę jako miejsce do produkcji urządzeń, aby zminimalizować zanieczyszczenie zanieczyszczeniami unoszącymi się w powietrzu. Przygotuj PDMS, wlewając bazę i aktywator w stosunku 5:1 do plastikowego kubka.

Drewnianym patyczkiem do majsterkowania dobrze mieszaj przez dwie minuty, mieszając żel na sobie, jak przy wyrabianiu chleba. Odgazowywać mieszaninę w eksykatorze próżniowym przez 25 do 45 minut, aż wszystkie pęcherzyki znikną. Następnie, za pomocą 10-mililitrowej strzykawki, wypełnij wnękę każdej wydrukowanej w 3D formy około 0,75 mililitra PDMS, aż forma nieznacznie przeleje się meniskusem.

Odgazowuj napełnione formy przez 45 minut, aby usunąć dodatkowe bąbelki, które mogły powstać podczas napełniania. Nałóż szklaną osłonę na wierzch formy wypełnionej PDMS, dociskając dysk pod kątem, aby zapobiec uwięzieniu pęcherzyków. Pozwól, aby nadmiar PDMS został usunięty podczas nakładania szklanej pokrywy dysku.

Następnie użyj małego zacisku zapadkowego, aby mocno przytrzymać tarczę pokrywy do formy. Aby uzyskać wydajność, można użyć urządzenia z wieloma zaciskami. Utwardź urządzenie PDMS i zaciśnięte formy w temperaturze 100 stopni Celsjusza w piekarniku przez co najmniej 90 minut.

Następnie wyjmij foremki z piekarnika i pozwól im ostygnąć, aż będzie można z nimi łatwo się uporać. Zacisnąć formę zawierającą utwardzone urządzenie PDMS w imadle stołowym tak, aby geometrie formy były skierowane do góry, równolegle do stołu stanowiska roboczego. Rozpocznij wyjmowanie urządzenia PDMS za pomocą pęsety z płaską końcówką, aby zwolnić kran PDMS z formy.

Następnie przerób pęsetą obwód formy. PDMS musi być utwardzany przez co najmniej 90 minut w temperaturze 100 stopni Celsjusza, w przeciwnym razie pozostanie lepki i przyklei się do formy. Dobrą wskazówką, że utwardziłeś urządzenie wystarczająco długo, jest to, że w rzeczywistości zobaczysz pęcherzyk powietrza na styku między formą a urządzeniem PDMS, co wskazuje, że można go łatwo usunąć.

Użyj przefiltrowanego, sprężonego powietrza i pęsety, aby delikatnie wyjąć urządzenie z formy, przytrzymując uchwyt i wdmuchując powietrze pod urządzenie. Następnie umieść urządzenie PDMS do góry nogami na wewnętrznej stronie pokrywy naczynia ze szklanym dnem, tak aby kliny tunelu ograniczającego dotykały plastiku. Następnie umieść pokrywę naczynia z odwróconym do góry nogami naczyniem zWEDGI i odpowiednią szklaną dolną naczyniem w myjce plazmowej z wewnętrzną szklanką skierowaną do góry.

Opróżnij komorę czyszczenia plazmowego, aż ciśnienie osiągnie 500 militorów. Ustaw częstotliwość radiową lub moc RF na wysoką i wystaw urządzenie i antenę na działanie częstotliwości RF przez około dwie minuty. Następnie powoli rozhermetyzuj komorę i umieść urządzenie i naczynie z powrotem w okapie w pomieszczeniu czystym.

Wyjmij urządzenie PDMS z pokrywy naczynia. Następnie odwróć PDMS zWEDGI do właściwej orientacji na szklance, ostrożnie umieszczając go w środkowej studzience naczynia ze szklanym dnem. Aby zapewnić przyleganie PDMS do szkła, użyj tylnego końca pęsety, aby wywrzeć nacisk wokół drobnych geometrii mikrokanałów, wygładzając PDMS w kierunku krawędzi.

Lekko dociśnij urządzenie PDMS, aby upewnić się, że pęcherzyki powietrza nie są uwięzione pod urządzeniem. Dodaj 70% etanolu do naczynia i za pomocą mikropipety przepłucz kanały, w tym przez tunel ograniczający. Następnie usuń etanol i użyj podwójnie destylowanej wody, aby przepłukać urządzenie dwa lub trzy razy przed pozostawieniem go do wyschnięcia na powietrzu.

Napełnij kanały odtłuszczonym mlekiem i inkubuj urządzenie przez 10 minut w temperaturze pokojowej, aby zminimalizować przyleganie larw do szklanego szkiełka nakrywkowego naczynia. Następnie delikatnie zanurz urządzenie kilka razy w podwójnie destylowanej wodzie w celu spłukania i pozostaw do wyschnięcia do góry nogami. Po znieczuleniu larw zgodnie z protokołem tekstowym należy użyć kilku mikrolitrów trikainy E3 do wstępnego zwilżenia kanałów urządzenia.

Używając końcówki pipety z szerokim otworem, podnieś pojedynczą larwę i umieść ją w kanale ładującym. Następnie, za pomocą końcówki do pipety lub podobnego narzędzia, ustaw larwę w komorze załadowczej tak, aby strona grzbietowa była skierowana w stronę prostszej krawędzi komory załadowczej, a ogon był skierowany w stronę tunelu ograniczającego. Ostrożnie pobrać płyn z komory do ranienia, pozwalając larwie spłynąć do tunelu ograniczającego.

Usuń większość płynu, utrzymując wilgoć wokół larwy. Larwa musi być odpowiednio zorientowana w tunelu ograniczającym, ponieważ większość płynu jest usuwana. Ale wokół larw musi pozostać wystarczająca ilość płynu.

Orientację można dostosować po dodaniu agarozy, ale należy to zrobić przed zestaleniem się agarozy. Pipetować 1% agarozy LMP w tricainie E3 nad głową larwy, wypełniając komorę załadowczą, i pozostawić agarozę do zestalenia się z larwą we właściwej pozycji. W razie potrzeby dodać tricainę E3 do komory do ran, aby utrzymać nawodnienie.

Następnie powtórz ten proces ładowania dla pozostałych dwóch kanałów. Za pomocą igły strzykawkowej ostrożnie usuń agarozę, która przedostała się przez tunel ograniczający do komory ranienia. W przypadku zranień, krótkotrwałego obrazowania lub izolacji leczenia ran dodaj więcej trikainy E3 na agarozę.

Aby zranić larwy w komorze do ranienia, użyj sterylnego ostrza skalpela, aby przeciąć płetwę ogonową za struną grzbietową. W razie potrzeby dodaj dodatkową trikainę E3 i załóż pokrywkę naczynia hodowlanego. Zainstaluj urządzenie zWEDGI ze znieczulonymi larwami na odwróconym mikroskopie we wkładzie scenicznym, który pomieści 60-milimetrową szklaną dolną półkę.

Zlokalizuj ogon larw w najwyższym kanale, obracając naczynie w razie potrzeby, aby ustawić ogon w żądanej pozycji. Wyobraź sobie larwę zgodnie z wymaganiami konkretnego eksperymentu. Na zakończenie eksperymentu wyjmij szalkę zWEDGI z mikroskopu.

Po usunięciu larw i agaru zgodnie z protokołem tekstowym, użyj etanolu i wody destylowanej do oczyszczenia zWEDGI, jak pokazano wcześniej, i ustaw go do góry nogami do wyschnięcia na powietrzu. Przechowuj zakryte urządzenie w chłodnym, suchym miejscu. Pokazano tutaj obrazy wykorzystujące mikroskopię wielofotonową do obrazowania drugiej harmonicznej lub SHG włókien kolagenowych w płetwie ogonowej w celu zilustrowania możliwości obrazowania zWEDGI.

Przed zranieniem SHG wykrył włókna kolagenowe, które promieniują na zewnątrz od struny grzbietowej do końca płetwy. Wkrótce po zranieniu odległość między czubkiem skurczonej płetwy a środkiem płetwy zwiększa się wraz z rozluźnieniem rany. zWEDGI pozwala na gromadzenie trójwymiarowych danych w czasie, zapewniając pełniejszy obraz dynamicznych zmian zachodzących w strukturze macierzy zewnątrzkomórkowej.

Trójwymiarowy charakter zbioru danych pozwala na rekonstrukcję przestrzenną przy użyciu oprogramowania do renderowania. Te rekonstrukcje i następujące po nich opcje rotacji ilustrują, że kurczenie się i rozluźnianie płetwy zachodzi nie tylko w płaszczyźnie XY zbioru obrazów, ale także w osi Z, gdy ogon spłaszcza się od wygięcia w górę stanu skurczonego. Po wydrukowaniu form wielokrotnego użytku technikę wytwarzania można wykonać w ciągu trzech do czterech godzin.

Podczas próby tej procedury ważne jest, aby pamiętać, aby upewnić się, że żadne pęcherzyki powietrza nie zostały uwięzione w PDMS przed utwardzeniem i utwardzać urządzenia wystarczająco długo przed próbą usunięcia ich z form. Po tej procedurze można przeprowadzić inne metody, takie jak miejscowe stosowanie leku, znakowanie przeciwciał lub oczyszczanie RNA i białek, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak wpływ obecności leków lub inhibitorów na gojenie się ran. Po jej opracowaniu technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się gojeniem się ran do zbadania dynamiki kolagenu, odpowiedzi komórek odpornościowych i odrastania tkanek u larw danio pręgowanego.

Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wyprodukować zWEDGI i używać go do ranienia i obrazowania na żywo larw danio pręgowanego. Nie zapominaj, że fotopolimerowe żywice do druku 3D są niebezpieczne dla ludzi i toksyczne dla danio pręgowanego. Należy podjąć środki ostrożności, takie jak noszenie rękawiczek i używanie maski na twarz podczas pracy z nieutwardzonymi częściami wydrukowanymi w 3D oraz upewnienie się, że cała żywica pozostała na wydrukach jest utwardzona przed próbą wypełnienia form PDMS.

View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos

Sign In Start Free Trial

Explore More Videos

Słowa kluczowe: Larwy danio pręgowanego gojenie się ran obrazowanie na żywo PDMS druk 3D analiza mikroskopowa reorganizacja włókien kolagenowych odpowiedzi komórkowe odrastanie tkanek ZWEDGI wytwarzanie PDMS czyszczenie form utwardzanie UV papier ścierny czyszczenie ultradźwiękowe alkohol izopropylowy odlewanie PDMS odgazowywanie próżniowe

Related Videos

Aksotomia dwufotonowa i poklatkowe obrazowanie konfokalne w żywych zarodkach danio pręgowanego

12:21

Aksotomia dwufotonowa i poklatkowe obrazowanie konfokalne w żywych zarodkach danio pręgowanego

Related Videos

14.5K Views

Obrazowanie na żywo ekstruzji komórek z naskórka rozwijającego się danio pręgowanego

09:39

Obrazowanie na żywo ekstruzji komórek z naskórka rozwijającego się danio pręgowanego

Related Videos

15.3K Views

Zautomatyzowane, wysokoprzepustowe analizy behawioralne larw danio pręgowanego

09:28

Zautomatyzowane, wysokoprzepustowe analizy behawioralne larw danio pręgowanego

Related Videos

15.7K Views

Obrazowanie struktur subkomórkowych w żywym zarodku danio pręgowanego

11:19

Obrazowanie struktur subkomórkowych w żywym zarodku danio pręgowanego

Related Videos

12.3K Views

Uniwersalna metoda montażu do długoterminowego obrazowania rozwoju danio pręgowanego

06:55

Uniwersalna metoda montażu do długoterminowego obrazowania rozwoju danio pręgowanego

Related Videos

12.2K Views

Urządzenia mikrostrukturalne do zoptymalizowanej mikroiniekcji i obrazowania larw danio pręgowanego

07:40

Urządzenia mikrostrukturalne do zoptymalizowanej mikroiniekcji i obrazowania larw danio pręgowanego

Related Videos

10.3K Views

Warstwowa metoda mocowania do rozszerzonej poklatkowej mikroskopii konfokalnej całych zarodków danio pręgowanego

08:55

Warstwowa metoda mocowania do rozszerzonej poklatkowej mikroskopii konfokalnej całych zarodków danio pręgowanego

Related Videos

9.9K Views

Obrazowanie in vivo w pełni aktywnej tkanki mózgowej u wybudzonych larw i osobników młodocianych danio pręgowanego poprzez usunięcie czaszki i skóry

05:25

Obrazowanie in vivo w pełni aktywnej tkanki mózgowej u wybudzonych larw i osobników młodocianych danio pręgowanego poprzez usunięcie czaszki i skóry

Related Videos

5.5K Views

Wielokrotne pomiary wzrostu mięśni szkieletowych w czasie rzeczywistym u poszczególnych żywych ryb danio pręgowanych poddanych zmienionej aktywności elektrycznej

11:41

Wielokrotne pomiary wzrostu mięśni szkieletowych w czasie rzeczywistym u poszczególnych żywych ryb danio pręgowanych poddanych zmienionej aktywności elektrycznej

Related Videos

2.4K Views

In vivo (in vivo) Obrazowanie całego mózgu larw danio pręgowanego za pomocą trójwymiarowej mikroskopii fluorescencyjnej

06:27

In vivo (in vivo) Obrazowanie całego mózgu larw danio pręgowanego za pomocą trójwymiarowej mikroskopii fluorescencyjnej

Related Videos

5.6K Views

JoVE logo
Contact Us Recommend to Library
Research
  • JoVE Journal
  • JoVE Encyclopedia of Experiments
  • JoVE Visualize
Business
  • JoVE Business
Education
  • JoVE Core
  • JoVE Science Education
  • JoVE Lab Manual
  • JoVE Quizzes
Solutions
  • Authors
  • Teaching Faculty
  • Librarians
  • K12 Schools
  • Biopharma
About JoVE
  • Overview
  • Leadership
Others
  • JoVE Newsletters
  • JoVE Help Center
  • Blogs
  • Site Maps
Contact Us Recommend to Library
JoVE logo

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. All rights reserved

Privacy Terms of Use Policies
WeChat QR code