22 de junho de 2012
Um método para a cultura de uma monocamada de células endoteliais em toda a superfície interior 3D inteiro de um dispositivo micro com microvascular de tamanho canais (= 30 mm) é descrito. Este In vitro Modelo microvasculatura permite o estudo das interacções entre as células biofísicas do sangue, células endoteliais, e factores solúveis em doenças hematológicas.
O objetivo geral deste procedimento é criar um dispositivo microfluídico revestido com células endoteliais. Isso é realizado primeiramente fabricando o molde microfluídico. O segundo passo é criar o canal de PDMS.
Em seguida, as células endoteliais são semeadas no dispositivo. O passo final é cultivar as células dentro do dispositivo. Em última análise, dispositivos microfluídicos revestidos com células endoteliais são utilizados para demonstrar interações célula a célula in vitro.
A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes é que ela fornece ao pesquisador um controle rigoroso sobre as condições biológicas e biofísicas e é compatível com microscopia de fluorescência. Embora este método possa fornecer informações sobre as interações biofísicas entre células em doenças hematológicas, ele também pode ser aplicado a fenômenos como a biologia de leucócitos, metástase do câncer e biologia de células-tronco hematopoéticas. Geralmente, indivíduos novos nesta técnica enfrentam dificuldades porque as condições precisam ser rigorosamente controladas para um sucesso no assentamento celular.
Em preparação para a fabricação, cria-se uma máscara fotográfica enviando uma imagem de design assistido por computador do dispositivo microfluídico a um fornecedor externo de máscaras. Após recebida, a máscara é composta por uma camada de cromo sobre vidro de soda-cálcica. Aqui, a largura do canal microfluídico é de 30 micrômetros.
Para iniciar a fabricação do dispositivo microfluídico, limpe uma pastilha de silício com solução piranha por 15 minutos, depois enxágue com água desionizada por 10 segundos. Em seguida, imerja a pastilha de silício em ácido fluorídrico por 30 segundos e enxágue com água desionizada por aproximadamente 10 segundos. A seguir, utilizando um espalhador por centrifugação, aplique o fotoresiste SU 8 20 25 micro chem sobre a pastilha até uma altura de 30 micrômetros, usando uma velocidade de rotação de 3000 rotações por minuto.
Coloque a pastilha revestida com SU 8 20 25 sobre uma placa aquecida ajustada a 95 graus Celsius por cinco minutos para remover o solvente em excesso. Não é recomendado o uso de forno nesta etapa. Agora, posicione a máscara fotográfica sobre a pastilha e exponha à luz UV em um alinhador de máscaras para promover a reticulação do fotoresiste SU 8 20 25.
Após a reticulação, coloque a pastilha novamente sobre a placa aquecedora a 95 graus Celsius por mais cinco minutos, para acelerar ainda mais a polimerização do fotoresiste SU 8 20 25. Em seguida, imerja a pastilha no revelador SU eight, composto principalmente por P-G-M-E-A, por quatro minutos.
Isso removerá o fotoresiste SU 8 20 25 não reticulado. Enxágue a pastilha recém-desenvolvida com álcool isopropílico a 100% por 10 segundos, em seguida seque utilizando nitrogênio pressurizado ou permitindo que o solvente evapore da pastilha em uma capela limpa por vários minutos. Agora, fixe a pastilha seca no centro da placa de Petri, tomando cuidado para colocar a fita nas bordas da pastilha.
Finalmente, pipete 500 microlitros do revestimento sigma sobre a pastilha. Cubra a placa de Petri com a tampa e, em seguida, agite suavemente o recipiente para garantir um revestimento completo da pastilha. Remova a tampa e deixe a pastilha secar por vários minutos até que todo o solvente tenha evaporado.
Após misturar o polímero PDMS e o agente de cura na proporção de 10 para 1 em peso, remova as bolhas de ar utilizando um dessecador a vácuo por vários minutos a uma hora, dependendo da intensidade do sistema de vácuo disponível. Após a remoção de todas as bolhas de ar, despeje a mistura na placa de modo que a pastilha e a superfície da placa fiquem cobertas. Para obter uma lâmina de PDMS com aproximadamente cinco milímetros de espessura.
Também crie um pedaço fino e sem características de PDMS com um milímetro de espessura. Em seguida, cure a mistura em um forno a 60 graus Celsius durante a noite. No dia seguinte, use uma faca ou bisturi para cortar ao redor da pastilha e remover múltiplos dispositivos microfluídicos de PDMS.
Em seguida, corte a folha para isolar os dispositivos individuais. Corte a folha de PDMS ligeiramente maior do que o dispositivo microfluídico. Agora, use uma broca manual Harris Unicorn ou dispositivo semelhante para criar orifícios de entrada e saída no dispositivo microfluídico.
Em seguida, limpe as superfícies do dispositivo microfluídico e da lâmina utilizando fita adesiva. Depois, utilize um limpador de plasma para expor as superfícies do dispositivo microfluídico e da lâmina de PDMS ao plasma de oxigênio por 30 segundos. O plasma de oxigênio cria espécies reativas na superfície exposta do PDMS, que se ligam quando colocadas em contato físico.
Em seguida, encha uma seringa de um mililitro equipada com uma agulha romba de calibre 20 com 50 microgramas por mililitro. Fibronectina de plasma humano em PBS e, então, acople um trecho de tubo à agulha. Insira um pedaço de tubo mais fino dentro do primeiro trecho de tubo para criar um encaixe por fricção entre os dois tubos.
Em seguida, conecte a outra extremidade do trecho mais fino da tubulação à entrada do dispositivo microfluídico. Aplique pressão à seringa para preencher completamente os canais com a solução de fibronectina e para formar uma pequena gota de 100 microlitros na saída, garantindo que os canais permaneçam úmidos. Agora, incube o dispositivo microfluídico em uma estufa umidificada a 37 graus Celsius por 40 a 60 minutos.
Após a incubação, conecte uma seringa nova cheia com PBS à agulha romba. Aplique pressão para lavar o dispositivo microfluídico com PBS. Prepare de 500.000 a 2 milhões de células por mililitro de células endoteliais da veia umbilical humana, ou hve, em meio de crescimento endotelial com 8% de dextrana.
A adição de dextrana aumenta a probabilidade de as células aderirem e se cultivarem com sucesso dentro do dispositivo microfluídico. Encha uma seringa de limpeza com agulha de ponta romba e tubo mais largo com a suspensão celular e conecte um trecho mais longo de tubo com aproximadamente um metro de comprimento. É fundamental garantir que o tubo tenha um encaixe firme para eliminar vazamentos entre as conexões.
Priminga o tubo com a solução celular, garantindo que não haja bolhas presentes nem na seringa nem em qualquer parte do tubo para otimizar o desempenho do sistema. Neste momento, é fundamental impedir que vazamentos ou bolhas entrem no sistema. Qualquer vazamento da solução ou presença de bolhas no meio impedirá a fixação bem-sucedida das células endoteliais.
Uma vez eliminadas todas as bolhas e após todo o comprimento do tubo ser preenchido com a suspensão celular, coloque a seringa na bomba e conecte a outra extremidade à entrada microfluídica. A bomba de seringa é posicionada na mesma altura do dispositivo microfluídico. O tubo longo é cuidadosamente enrolado dentro do incubador para garantir que as células e o meio sejam adequadamente aquecidos antes de entrarem em contato com o dispositivo.
Em seguida, a suspensão celular é infundida no dispositivo microfluídico a uma taxa de fluxo volumétrico de 1,23 microlitros por minuto durante duas horas a 37 graus Celsius e 5% de dióxido de carbono em nosso sistema. A taxa de fluxo volumétrico de 1,23 microlitros por minuto corresponde a uma velocidade no meio do canal de um milímetro por segundo nos canais mais estreitos. Isso corresponde aproximadamente a uma tensão de cisalhamento na parede de um dine por centímetro quadrado nesses canais, utilizando sangue total.
Após a conclusão da infusão da suspensão celular, utilize a mesma bomba de seringa e o mesmo tubo longo com uma seringa maior para infundir meio de crescimento fresco por dois a oito dias, a uma taxa de 1,23 microlitros por minuto. Quando a monocamada celular atingir o nível desejado de confluência, injete sangue ou suspensão celular no sistema para experimentação. Aqui, o dispositivo microfluídico é mostrado antes da endotelialização.
O dispositivo microfluídico foi infundido com corante alimentício para ilustrar o tamanho, a escala e o design geral do dispositivo que imita a fisiologia da vasculatura. A microscopia de campo claro revela a endotelialização de um dispositivo microfluídico. Esta imagem foi obtida em menos de 48 horas após o semeadura utilizando o protocolo descrito; a técnica de perfusão otimizada permite que as células endoteliais cubram de maneira confluente toda a superfície interna do sistema microfluídico.
Entre 24 e 48 horas após o plaqueamento celular. Conforme mostrado nesta imagem confocal, o tumor microvascular em um chip com microcanais aproxima-se do tamanho de 30 mícrons dos vênulas pós-capilares, local onde ocorrem a maioria dos eventos obstrutivos microvasculares na anemia falciforme. Neste experimento, sangue total de pacientes saudáveis é infundido em uma microvasculatura em um dispositivo em chip sob condições desoxigenadas.
Este vídeo mostra que o fluxo de sangue total no nosso sistema microfluídico endotelial é regular, suave e contínuo, sem áreas de obstrução nos microcanais. Aqui, sangue total de pacientes com anemia falciforme é infundido em uma microvasculatura em um dispositivo em chip. Em condições desoxigenadas, observam-se alterações significativas no fluxo sanguíneo, com obstruções completas presentes em vários canais.
Ao realizar este procedimento, é importante lembrar-se de não introduzir bolhas de ar ao trocar os tubos. O dispositivo final é compatível com microscopia de fluorescência e pode ser adaptado a ensaios tradicionais de fluorescência. Esta técnica abre caminho para que hematologistas experimentais realizem experimentos utilizando células individuais em um ambiente biomecânico e hemodinâmico controlado.
Sem bolhas.
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Este artigo descreve um método para cultivar uma monocamada de células endoteliais em um dispositivo microfluídico com canais de tamanho microvascular. Este modelo in vitro facilita o estudo de interações entre células sanguíneas, células endoteliais e fatores solúveis em doenças hematológicas.
Esta plataforma microfluídica endotelializada preenche uma lacuna crítica na pesquisa de doenças hematológicas ao permitir o controle preciso das condições hemodinâmicas e biofísicas microvasculares. Ela fornece um sistema reprodutível in vitro para estudar interações patogênicas entre células e endotélio sob fluxo, apoiando a desmistificação mecanicista na validação de alvos e no desenvolvimento de ensaios. O modelo aumenta a confiança preditiva para candidatos terapêuticos hematológicos ao replicar a patofisiologia em escala de vênulas pós-capilares, relevante para crises vaso-oclusivas.
O método se insere no continuum de descoberta, desde a triagem com hipótese direcionada até os testes de eficácia pré-clínica, especialmente para agentes hematológicos que visam a adesão microvascular ou a ativação endotelial.