Name: Veia Interposição Modelo: Um modelo adequado para estudar Bypass Graft Perviedade (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Aprenda a técnica de interposição de veia em ratos para estudar a perviedade de enxertos de bypass e a hiperplasia miointimal. Este modelo cirúrgico permite investigar processos biológicos em respostas vasculares in vivo.

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Os autores agradecem Christiane Pahrmann por sua assistência técnica. Este estudo foi financiado pela Deutsche Stiftung fuer Herzforschung (F / 28/14). DW foi apoiado pelo prêmio de viagem da Sociedade Internacional de Transplante Cardíaco. TD recebeu o Else Kröner Excellence Bolsa do Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS recebeu bolsas de pesquisa do Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD e SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).

Os animais receberam cuidado humano de acordo com o Guia para os Princípios de Animais de Laboratório, preparados pelo Instituto de Recursos Animais de laboratório e publicado pelo National Institutes of Health. Todos os protocolos com animais foram aprovados pela autoridade local responsável ( &quot;Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Departamento da Saúde e Defesa do Consumidor) Hamburg&quot;). 1. Animal Care <ol><li> Obter ratos ratos Lewis (LEW / CRL) e Rosa / ratos transgênicos luciferase-LEW pesando 300-350 g do Instituto de Animais de Laboratório. </li><li> Manter os ratos sob condições convencionais em armários ventilados e alimentá-los ração e água ad libitum autoclavado. </li><li> Executar um transplante de enxerto utilizando os / luciferase-LEW ratos transgênicos ROSA como os doadores e os singênicos ratos LEW / CRL como os destinatários. </li></ol> 2. Preparação do animal doador <ol><li> Use um indutocâmara de ionização para anestesiar um rato com isoflurano (2,5-3%). </li><li> Colocar o rato na sua parte de trás e manter a anestesia com uma máscara que cobre o nariz e a boca. Verifique se há profundidade suficiente de anestesia por beliscar as patas traseiras e verificar a ausência de reflexos. Aplique um pouco de pomada veterinário para os olhos para evitar a secura e sob anestesia. </li><li> Espalhe as pernas traseiras e fixar sua posição usando fita. </li><li> Raspar o cabelo inguinal com um aparador de pêlos e desinfectar a área inteira usando iodopovidona seguido por 80% de etanol. Repita o passo desinfecção duas vezes. NOTA: A área cirúrgica, gazes e instrumentos cirúrgicos devem ser esterilizados. Manter um campo esterilizado durante todo o procedimento e desgaste de uso único, luvas cirúrgicas estéreis, máscaras e bonés. </li><li> Sob um microscópio, realizar uma incisão vertical ao longo das inguinalis linea. Use duas pinças para separar delicadamente os tecidos subcutâneos e expor a veia epigástrica superficial de sua origin na veia femoral. Cuidadosamente isolar a veia epigástrica superficial dos tecidos circundantes. </li><li> Parar o fluxo de sangue na veia epigástrica superficial usando dois micro grampos. </li><li> Colheita um segmento de cerca de 0,5 a 1 cm da veia levantando cuidadosamente da veia isolado com uma pinça e o corte através do vaso com microtesouras. Deixar as micro grampos sobre o coto recipiente para evitar a perda de sangue. Coloque o pedaço removido da veia em gaze estéril. Cuidadosamente colocar uma agulha 30 G de uma extremidade interior da veia colhida e lavar o reactor com heparina (50 unidades / ml). NOTA: Pega a veia com cuidado e evitar danos durante a elevação, corte e descarga. Certifique-se de lavar o enxerto com a quantidade adequada de heparina. </li><li> Manter o segmento do vaso de lidocaína a 1% em gelo até que o transplante para o receptor de rato para prevenir um espasmo navio. </li><li> Eutanásia do rato doador, aumentando a anestesia com isoflurano a 5%. Depois de 2-3 min, open abdômen ao longo da linha alba, cortar através do diafragma, e remover o coração parar circulação. </li></ol> 3. Preparação do Rato Destinatário <ol><li> Anestesiar ratos e fixar o recipiente da mesma maneira como o rato dador. </li><li> Raspar o lado medial das pernas com um aparador de pêlos e desinfectar três vezes usando iodopovidona e 80% de etanol. </li><li> Monitorar a profundidade da anestesia e garantir que ele é suficiente, verificando a ausência de reflexos quando beliscar as patas traseiras. </li><li> Realizar uma incisão femoral médio do joelho até a dobra inguinal. Sob um microscópio, utilizar 2 pinça para separar a artéria femoral a partir dos seus arredores. </li><li> Use micro grampos para parar o fluxo de sangue. Coloque a braçadeira proximal em primeiro lugar, seguido pela pinça distal. </li><li> Corte um pequeno segmento da artéria femoral apertada com microtesoura e descartá-lo. Encurtar o coto arterial restante com microtesoura, criando uma lacuna que é1-2 mm maior do que o enxerto de veia. Lave o coto arterial com heparina usando uma agulha 30 G. NOTA: Se a adventícia sai ligeiramente para além do coto embarcação, utilize uma pinça para puxá-lo um pouco sobre a extremidade do navio e retirar um pedaço. </li><li> Coloque a veia colhida a partir do passo 2.8 entre os cotos arteriais e ajustar o comprimento de modo que ele se encaixa adequadamente na abertura. Note-se a direcção da veia. </li><li> Realização da anastomose proximal primeiro usando uma sutura 10-0 prolene. Realizar pontos individuais na ordem mostrada (Figura 1D). Comece com uma sutura em cada lado lateral antes de adicionar mais três suturas no lado ventral. Em seguida, colocam três pontos no lado dorsal do vaso para completar a anastomose. </li><li> Ligar os vasos distais, com o enxerto utilizando a mesma técnica para a anastomose proximal descrito no passo 3.8. Mais uma vez, comece com uma sutura em cada lado lateral, e em seguida, coloque três suturas na sid ventralE e o lado dorsal. </li><li> Carregar duas seringas de 1 ml com componente de cola de fibrina 1 e 2. Levante cuidadosamente o enxerto com uma pinça e soltar cerca de 100 mL de componente cola de fibrina 1 sob o enxerto, seguida pela componente 2. NOTA: Certifique-se de que os componentes 1 e 2 são aplicados na proporção de 1: 1. </li><li> Coloque o enxerto na sua posição para trás e soltar um adicional de 100 ul de componentes 1 e 2 em cima do enxerto. Certifique-se de que a cola abrange tanto o enxerto e anastomose, a fim de evitar a insuficiência da anastomose e sobre-distensão do enxerto de veia. </li><li> abrir a pinça distai cuidadosamente, seguido pela proximal. </li><li> Confirmar uma cirurgia bem-sucedida verificando o pulso visível na veia transplantada e artéria distal do enxerto. </li><li> Remover a colagem excessiva, o que impede o fechamento da pele. Utilize uma pinça para levantar a cola curada e remover o excesso com microtesouras. Feche as camadas da pele com 5-0 prolene. </li><li> Injetar 4-5 mg / kg carprofeno via subcutânea antes de permitir que o rato para acordar. Não deixe o animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Manter o animal em uma única gaiola até que esteja totalmente recuperado. </li><li> Adicionar Metamizolo à água de beber (50 mg Metamizolo por 100 ml) na forma de medicação para a dor para os 3 dias seguintes e monitorar o animal diariamente. </li></ol> 4. Duplex ultra-sonografia NOTA: Use sonografia duxplex para visualizar o fluxo sanguíneo não invasivo em ratos 14. <ol><li> Anestesiar uma ratazana numa câmara de indução (isoflurano a 2%). Coloque o rato sobre as suas costas e manter a anestesia com uma máscara cobrindo o nariz. </li><li> Use cortadores de cabelo e creme de depilação para remover os pêlos ao redor da área da coxa. </li><li> Aplique o gel de ultra-som na coxa. Certifique-se de que não existem bolhas de ar. Adquirir imagens ultra-sonografia duplex usando um MS 400 transdutor (frequência central: 30 MHz) com uma taxa de quadros de 230-400 frames / seg. </li></ol> 5. O exame histopatológico NOTA: Colheita e manchar o navio com coloração de Masson para análises morfométricas 15. <ol><li> Corrigir o vaso colhida em 4% de paraformaldeído durante a noite e desidratar em concentrações crescentes de etanol. Incorporar a amostra em parafina e corte-o em 5 mm fatias grossas usando um micrótomo. NOTA: O paraformaldeído é tóxico e deve ser manuseada com cuidado especial. </li><li> Desparafinar os slides antes da coloração-los com tricromo solução de coloração. Desidratar as lâminas coradas, limpá-las com xileno, e montá-los no meio de montagem. Depois de secar os slides, ver as amostras com um microscópio. </li></ol> 6. A bioluminescência Imagem (BLI) NOTA: O enxerto pós-operatória foi monitorado ao longo do tempo in vivo através da medição do sinal bioluminescente 16. <ol><li> Dissolve-se 1 g de sal de potássio de D-luciferina em 22 ml de PBS e injectada por via intraperitoneal em ratos (375 mg / kg de peso corporal). Esperar 15 min para a luciferina a circular no animal. </li><li> Colocar o rato dentro de um sistema bioluminescente quantificação em tempo real e aceder ao sinal de bioluminescência. </li></ol>

<ol><li>Sabik, J. F., 3rd, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+saphenous+vein+graft+patency%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Understanding saphenous vein graft patency.</a> Circulation. 124, 273-275 (2011).</li>
<li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery%3A+results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> J Am Coll Cardiol. 44, 2149-2156 (2004).</li>
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<li>Lindblad-Toh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+sequencing%3A+three%27s+company%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome sequencing: three's company.</a> Nature. 428, 475-476 (2004).</li>
<li>Yu, P., Nguyen, B. T., Tao, M., Campagna, C., Ozaki, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rationale+and+practical+techniques+for+mouse+models+of+early+vein+graft+adaptations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Rationale and practical techniques for mouse models of early vein graft adaptations.</a> Journal of vascular surgery. 52, 444-452 (2010).</li>
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<li>Dashwood, M. R., Tsui, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27No-touch%27+saphenous+vein+harvesting+improves+graft+performance+in+patients+undergoing+coronary+artery+bypass+surgery%3A+A+journey+from+bedside+to+bench%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench.</a> Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).</li>
<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
<li>Geurts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433(2009).</li>
<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Este vídeo demonstra um modelo de interposição da veia de ratos para investigar a perda de enxerto de veia e para permitir a exploração dos processos patológicos subjacentes e teste de novas drogas ou opções terapêuticas. A anestesia é um aspecto crucial de procedimentos cirúrgicos. Um sistema de anestesia por inalação contínua é recomendado, pois este é um método seguro e fácil, especialmente durante operações prolongadas. Isto pode ser de grande importância durante a fase de treinamento, q...

doenças das artérias coronárias e suas complicações estão entre as principais causas de morte em todo o mundo. estratégias terapêuticas atuais concentrar em restabelecer o fluxo de sangue, seja através da dilatação do vaso estreitados ou através da criação de um bypass. Revascularização do miocárdio (RM) utilizando enxertos venosos foi descrita pela primeira vez em 1968 e tem sido aperfeiçoado ao longo dos anos. Para além da revascularização da artéria descendente anterior coronária, condutas de veia safena são mais comumente usados 1. No entanto, enxerto permeabilidade continua a ser o calcanhar de Aquiles da veia safena (SVG). Um ano após a cirurgia, enxerto de permeabilidade é de 85%, caindo para 61% após dez anos 2,3. Revelando os mecanismos fisiopatológicos e as causas da perda de permeabilidade SVG é, portanto, uma tarefa importante. Este vídeo demonstra um modelo de interposição da veia de ratos para investigar a perda de enxerto de veia. Os objetivos gerais deste método são para explorar a pathobiological subjacentee processos -physiological durante a progressão da doença e desenvolver um modelo adequado para drogas ou testes opção terapêutica. Transplantando a veia epigástrica superficial no sistema arterial, este modelo imita de perto a situação clínica de revascularização do miocárdio. O trauma cirúrgico, isquemia e estresse da parede são gatilhos importantes de alterações vasculares patológicos e são imitadas no modelo descrito. Diferentes modelos e espécies estão disponíveis para investigar a perda de permeabilidade do enxerto venoso. Grandes modelos animais, como porcos, ovelhas 4 5 6, cães e macacos 7, assemelham-se vaso humano e estruturas anatômicas e, assim, permitir estratégias terapêuticas complexas, como implante de stent de bypass ou novas técnicas cirúrgicas, a serem testadas 8. No entanto, especial habitação, equipamento e pessoal são necessários. Além disso, custos elevados e à necessidade de um anestesista adicional durante a cirurgia impedem a sua aplicação mais ampla. Smtodos os animais, incluindo ratos, são fáceis de manusear, não necessitam de alojamento especial, e têm custos controláveis. Em comparação com os modelos de rato 9,10, modelos de ratos têm a vantagem de uma melhor operacionalidade e, portanto, menor variabilidade no resultado. Os ratos são fisiológica e geneticamente mais semelhantes aos seres humanos do que os ratos 11,12. Além disso, a maioria dos camundongos selvagens só desenvolver myointima limitada 13, que fazem modelos de ratos propensos a erros do tipo II. A histologia das veias principais do rato, tal como a veia cava inferior, consiste apenas de algumas camadas de células e torna difícil a avaliação precoce 13. Uma outra desvantagem é a pequena quantidade de tecido disponível para análises subsequentes após a recuperação do enxerto. O modelo descrito neste vídeo é reprodutível, de baixo custo, e fácil de realizar, e pode ser estabelecida rapidamente e de forma fiável. É especialmente apropriado para a avaliação de agentes terapêuticos experimentais caros, tais como vectores viraispara terapia génica, de uma forma económica.

<table><tbody><tr><td>Rato LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Número de estoque 004</td><td></td></tr><tr><td>Rato LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk</td><td>Instituto de animais de laboratório, Universidade de Kyoto, Japão Número de</td><td>rato NBPR 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr> <tr><td>PFA 4%</td><td>Ciências de Microscopia Eletrônica</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>máquina de cortar cabelo</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr.: B506</td> Braçadeira microcirúrgica <td>de isoflurano</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine -</td></tr><tr><td>aplicador de braçadeira</td> de 4 mm <td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>creme de depilação</td><td>Rufin cosmético</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Povidona-Iodo</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Sutura de</td><td>Ethilon</td><td>Ethicon 2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 sutura de prolene</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofeno</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizol</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25.000 I.E./ml</td></tr><tr><td>Xilocaína 1%</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN: 1137907</td><td>Lidocaína</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J& J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE</td><td>cola de fibrina</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 770 sistema de microimagem de alta resolução in vivo ultrassonografia</td><td></td><td></td><td>duplex</td></tr><tr><td>Ecogel 100 gel de ultrassom</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferina Firefly, sal de potássio</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td> Imagem <td>de bioluminescência</td><td>Perkin Elmer</td><td></td></tr><tr><td>Weigerts kit de hematoxilina de ferro</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Resorcina-Fucsina Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Fucsina Ácida</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Solução Ponceau S</td><td>Eletroforese</td><td>Serva 33427</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Coloração tricrômica Hidrato</td></tr> de <tr><td>ácido molibdatofosfórico</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Laranja G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Verde claro SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Coloração tricrômica</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Ácido Acético Glacial</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Xileno</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Parafina</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Etanol absoluto</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Prato de coloração</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Pomada para olhos e nariz</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Pomada para os olhos</td></tr></tbody></table>

veia interposição modelo: um modelo adequado para estudar bypass graft perviedade

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

A cirurgia de bypass é um método de tratamento estabelecido para doença arterial coronariana. A perviedade do enxerto continua a ser o calcanhar de Aquiles dos enxertos de veia safena. Modelos de pesquisa para falha da ponte de safena são essenciais para uma melhor compreensão dos processos patobiológicos e fisiopatológicos durante a perda da perviedade do enxerto. Grandes modelos animais, como porcos ou ovelhas, assemelham-se a estruturas anatômicas humanas, mas requerem instalações e equipamentos especiais. Este vídeo descreve um modelo de interposição de veias de rato para investigar a perda de perviedade do enxerto venoso. Os ratos são baratos e fáceis de manusear. Em comparação com os modelos de camundongos, o tamanho conveniente dos ratos permite uma melhor operabilidade e permite que uma quantidade suficiente de material seja obtida para análises mais diversas. Em resumo, a veia epigástrica inferior de um rato doador é colhida e usada para substituir um segmento da artéria femoral. A anastomose é realizada por meio de pontos únicos e selada com cola de fibrina. A perviedade do enxerto pode ser monitorada de forma não invasiva usando ultrassonografia duplex. A hiperplasia miointimal, que é a principal causa de perda de perviedade do enxerto, desenvolve-se progressivamente ao longo do tempo e pode ser calculada a partir de cortes histológicos.

O modelo de interposição da veia rato é adequada para estudar o desenvolvimento de hiperplasia myointima e fracasso do enxerto venoso. Animais recuperar bem da cirurgia e mostrar excelente condição física pós-operação. A Figura 1 mostra os passos chave cirúrgicos. Após a incisão na pele ao longo das inguinalis linea, a veia superficial epigástrica e artéria femoral são identificados (Figura 1A). Colheita do enxerto deve ser realizada com cuidado, sem danificar o enxerto (Figura ...

Este vídeo demonstra um modelo para estudar o desenvolvimento de hiperplasia miointimal após cirurgia de interposição venosa em ratos.

Veia Interposição Modelo: Um modelo adequado para estudar Bypass Graft Perviedade

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

O objetivo geral deste procedimento é estudar a perviedade da ponte de safena em um modelo de interposição de veias de rato. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da cirurgia de bypass, como o caminho subjacente dos processos biológicos e fisiológicos durante a oclusão do bypass. A principal vantagem dessa técnica é que o procedimento cirúrgico é fácil e rápido, o que pode ser usado para estudar novas terapêuticas e tratos in vivo.Demonstrando a técnica estará Grigol Tediashvili, um microcirurgião do nosso laboratório. Antes da cirurgia, verifique se há uma profundidade suficiente de anestesia beliscando as patas traseiras do rato e verificando a ausência de reflexos. Em seguida, aplique um pouco de pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento durante a anestesia.Em seguida, abra as patas traseiras e fixe sua posição usando fita adesiva. Em seguida, raspe o cabelo inguinal com um aparador de cabelo, seguido de uma ampla desinfecção da área com iodopovidona seguido de álcool a 80%. Repita essas esfregações alternadas um total de três vezes.Agora, sob um microscópio, faça uma incisão vertical ao longo da linha inguinal. Em seguida, use duas pinças para separar suavemente os tecidos subcutâneos e exponha a veia epigástrica superficial até sua origem na veia femoral. Faça isso com muito cuidado, pois a veia é frágil.Em seguida, interrompa o fluxo sanguíneo através da veia epigástrica superficial usando duas pinças. Agora, colha um segmento da veia. Levante cuidadosamente a veia isolada e corte o vaso usando uma microtesoura.Em seguida, coloque o segmento da veia em gaze estéril. Lá, deslize cuidadosamente uma agulha de calibre 30 em uma extremidade e lave a veia com heparina. Em seguida, transfira a veia para 1% de lidocaína e mantenha-a no gelo para evitar espasmos.Agora, eutanasiar o rato doador aumentando a anestesia para 5% de isoflurano. Em seguida, na preparação para as anastomoses, prepare o rato receptor da mesma forma que o rato doador até a etapa de barbear. Após dois a três minutos de isoflurano a 5%, abra o abdômen do rato doador ao longo da linha alba, corte o diafragma e remova o coração para interromper a circulação.Continue preparando o rato receptor para a cirurgia. Depile o lado medial das pernas com um aparador de pêlos e desinfete a pele com três esfoliações alternadas de iodopovidona e etanol a 80%. Antes de prosseguir, faça outra pinça do dedo do pé para monitorar a anestesia.Agora, faça uma incisão femoral mediana do joelho até a prega inguinal. Sob o microscópio, use duas pinças para separar a artéria femoral de seus arredores. Em seguida, use dois micro grampos para interromper o fluxo sanguíneo, colocando o grampo proximal primeiro.Em seguida, corte um pequeno segmento da artéria femoral pinçada e descarte-o. Encurte o coto arterial restante para deixar uma lacuna de um a dois milímetros maior que o enxerto da veia. Em seguida, lave o coto arterial com heparina de uma agulha de calibre 30.Se a adventícia se projetar um pouco além do coto do vaso, use uma pinça para puxar a adventícia levemente sobre a extremidade do vaso e, em seguida, remova um pedaço de adventícia. Agora, coloque o segmento da veia colhida entre os cotos arteriais na orientação correta e ajuste o tamanho da lacuna para um bom ajuste. Agora, execute a anastomose proximal primeiro usando sutura de prolene 10-0.Comece suturando cada lado lateral e, em seguida, adicione mais três suturas ao lado ventral. Terminar com três pontos no lado dorsal. Em seguida, conecte os vasos distais usando a mesma técnica, começando com uma sutura em cada lado lateral, seguida por três suturas no lado ventral e terminando no lado dorsal.Depois de completar as anastomoses, carregue duas seringas de um mililitro com os componentes da cola de fibrina. Em seguida, levante cuidadosamente o enxerto com uma pinça e aplique aproximadamente 100 microlitros do componente um sob o enxerto, seguido por 100 microlitros do componente dois. Os dois componentes devem ser sempre adicionados nos mesmos volumes.Agora, coloque o enxerto de volta em sua posição e aplique 100 microlitros de cada componente sobre o enxerto para cobrir completamente o enxerto e a anastomose. Isso evita a insuficiência anastomótica e a hiperdistensão do enxerto venoso. Agora, abra cuidadosamente os grampos começando com o grampo distal.Em seguida, confirme uma cirurgia bem-sucedida verificando se há pulso visível na veia transplantada e na artéria distal do enxerto. Antes de fechar a pele, remova qualquer excesso de cola que possa impedir o fechamento. Em seguida, feche as camadas da pele usando suturas de prolene 5-0.Antes que o rato acorde, injete quatro a cinco miligramas de carprofeno por quilograma por via subcutânea. Fique de olho no animal até que ele recupere a consciência suficiente para manter a decúbito esternal. Em seguida, dê ao rato uma gaiola doméstica sem outros animais.Nos próximos três dias, forneça metamizol na água potável e verifique a recuperação do rato diariamente. Uma vez totalmente recuperado, o rato pode ser alojado com outros ratos. Os animais se recuperaram bem da cirurgia e apresentaram excelente condição física no pós-operatório.A integração bem-sucedida da veia na artéria femoral e a perviedade do enxerto após o transplante foram confirmadas de forma não invasiva usando ultrassonografia duplex. Ao transplantar a veia de um rato luke-positivo para um rato luke-negativo, a imagem de bioluminescência foi usada para monitorar a presença do enxerto. Verificou-se que a hiperplasia miointimal se desenvolve progressivamente no enxerto ao longo do tempo.A coloração histológica com tricrômico de Masson demonstra formação miointimal dentro da lâmina elástica interna. Para confirmar que o modelo reproduz a dinâmica da hiperplasia miointimal, a obliteração luminal foi medida. Observou-se uma perda gradual da perviedade do enxerto de sete dias a 28 dias após a cirurgia, o que se encaixa perfeitamente no modelo.Uma vez dominada, essa técnica pode ser feita em 20 minutos se for executada corretamente. Obrigado por assistir e boa sorte com seus experimentos.

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