Summary
Denne protokol demonstrerer enkeltmolekyle overfladeforstærkede Raman-spredningsmålinger (SERS) ved hjælp af en DNA-origami nanoantenne (DONA) kombineret med colokaliseret atomkraftmikroskopi (AFM) og Raman-målinger.
Abstract
Overfladeforstærket Raman-spredning (SERS) har evnen til at detektere enkeltmolekyler, for hvilke der kræves høj feltforbedring. Enkeltmolekyle (SM) SERS er i stand til at levere molekylespecifik spektroskopisk information om individuelle molekyler og giver derfor mere detaljerede kemiske oplysninger end andre SM-detektionsteknikker. Samtidig er der potentiale for at optrævle information fra SM-målinger, der forbliver skjult i Raman-målinger af bulkmateriale. Denne protokol skitserer SM SERS-målingerne ved hjælp af en DNA-origami nanoantenne (DONA) i kombination med atomkraftmikroskopi (AFM) og Raman-spektroskopi. En DNA-origami-gaffelstruktur og to guldnanopartikler kombineres for at danne DONA'erne med et mellemrum på 1,2-2,0 nm mellem dem. Dette muliggør en op til 1011 gange SERS-signalforbedring, der muliggør målinger af enkelte molekyler. Protokollen demonstrerer yderligere placeringen af et enkelt analytmolekyle i et SERS-hotspot, processen med AFM-billeddannelse og den efterfølgende overlejring af Raman-billeddannelse for at måle en analysand i en enkelt DONA.
Introduction
DNA-origami er en nanoteknologisk teknik, der involverer foldning af DNA-strenge i specifikke former og mønstre. Evnen til at skabe strukturer med præcis kontrol på nanoskala er en af de vigtigste fordele ved DNA origami1. Evnen til at manipulere stof i så lille skala har potentialet til at revolutionere en lang række områder, herunder medicin, elektronik og materialevidenskab2. For eksempel er DNA-origamistrukturer blevet brugt til at levere lægemidler direkte til kræftceller3,4, skabe nanoskalasensorer til påvisning af sygdomme5,6 og skabe indviklede mønstre på overfladerne af materialer 6,7. Desuden har evnen til at bruge DNA-origami til at skabe komplekse nanoskalastrukturer skabt nye muligheder for at studere grundlæggende biologiske processer på nanoskala8.
Overfladeforstærket Ramanspredning (SERS) er en robust analytisk teknik, der detekterer og identificerer molekyler ved ekstremt lave koncentrationer9. Det er baseret på Raman-effekten, som er en ændring i bølgelængden af spredt lys10. SERS kræver et plasmonisk metalsubstrat for at forbedre Raman-signalet af molekyler, der adsorberes på det. Denne forbedring kan være op til 1011 gange større end signalet opnået fra det samme molekyle målt ved konventionel Raman-spektroskopi, hvilket gør SERS til en meget følsom metode til analyse af spormængder af stoffer11.
Raman-signalforbedringen af nanopartikler skyldes hovedsagelig elektromagnetisk forbedring baseret på excitation af lokaliseret overfladeplasmonresonans (LSPR)12. I dette fænomen svinger elektroner i metalnanopartiklen kollektivt rundt om overfladen af metalnanopartiklen under lysforekomst. Dette resulterer i skabelsen af en stående bølge af elektroner kendt som et overfladeplasmon, som kan resonere med det indfaldende lys. LSPR forbedrer i høj grad det elektriske felt nær partiklens overflade, og den optiske absorption af partiklen er maksimal ved plasmonresonansfrekvensen. Overfladeplasmonens energi afhænger af formen og størrelsen af metalnanopartiklen samt egenskaberne af det omgivende medium13. En højere forbedring kan opnås yderligere ved plasmoniske koblinger, såsom når to nanopartikler er tæt på hinanden i en afstand på ca. 2,5 gange diameterlængden eller mindre14. Nærheden får LSPR af begge nanopartikler til at interagere med hinanden, hvilket forbedrer det elektriske felt i mellemrummet mellem partiklerne med flere størrelsesordener, hvilket langt overstiger forbedringen af en enkelt nanopartikel15,16,17. Størrelsen af forbedringen er omvendt proportional med afstanden mellem nanopartiklerne; Når afstanden mindskes, vises et kritisk punkt, hvor forbedringen er tilstrækkelig til at detektere enkeltmolekyler (SM'er)18.
DNA-origami repræsenterer en nøgleteknologi, der effektivt kan arrangere plasmoniske nanopartikler for at udnytte og optimere den plasmoniske kobling19. Samtidig kan molekyler af interesse placeres præcist på det sted, hvor optisk detektion er mest effektiv. Dette er blevet demonstreret med DNA-origami-baserede plasmoniske nanoantenner til fluorescensdetektion20. I modsætning til påvisning af fluorescerende etiketter giver SERS mulighed for at detektere et direkte kemisk fingeraftryk af et molekyle, hvilket gør enkeltmolekylet SERS meget attraktivt til sensing samt overvågning af kemiske reaktioner og mekanistiske undersøgelser. DNA-origami kan også bruges som en maske til at fremstille plasmoniske nanostrukturer med veldefinerede former21, selvom muligheden for at placere målmolekyler præcist i hot spot derefter går tabt.
Ved hjælp af colokaliseret atomkraftmikroskopi (AFM) og Raman-målinger kan vi opnå Raman-spektrene fra en enkelt DNA-origami nanoantenne (DONA) og potentielt et enkelt molekyle, hvis det placeres i positionen med højeste signalforbedring. DONA består af en DNA-origami-gaffel og to præcist placerede nanopartikler, fuldt belagt med DNA, der supplerer udvidede hæfteklammer bundet til DNA-origamien. Ved DNA-hybridisering er nanopartiklerne bundet til DNA-origami-gaflen med et mellemrum på 1,2-2,0 nm mellem nanopartikeloverfladerne22. En sådan samling skaber et hot spot mellem nanopartiklerne med en signalforbedring på op til 1011 gange, som beregnet ud fra FDTD-simuleringer (finite difference time domain)22, hvilket muliggør SM SERS-målinger. Imidlertid er volumenet af den højeste forbedring lille (i området 1-10 nm3 ), og derfor skal målmolekylerne placeres præcist i dette hot spot. DNA-origami-gaflen tillader positionering af et enkelt molekyle mellem de to nanopartikler ved hjælp af en DNA-gaffelbro og passende koblingskemi. Ikke desto mindre er det meget udfordrende at observere sådanne SM'er i Raman-spektre22. Alternativt kan nanopartiklerne belægges fuldt ud med målmolekylet, såsom et TAMRA-farvestof, for at muliggøre enkelte DONA-målinger med en højere SERS-intensitet21. I dette tilfælde er TAMRA kovalent bundet til DNA-belægningsstrengen (figur 1).
Protocol
1. DNA-origami-gaffelsamling
- Saml selv DNA-origamistrukturen i en gryde. Først tilsættes 2,5 nM cirkulær stilladsstreng M13mp18 (7,249 nukleotider, se materialetabel) og 100 nM 201 korte oligonukleotider (tabel 1) i 1x TAE (tris[hydroxymethyl]aminomethan [tris], eddikesyre, ethylendiamineddikesyre [EDTA]) suppleret med 15 mM MgCl2-buffer. Derefter justeres det samlede volumen til 100 μL ved hjælp af ultrarent vand.
- Opløsningen overføres derefter ved en temperaturgradient i en termocyklisk maskine, først ved hurtig opvarmning til 80 °C, derefter ved afkøling fra 80 °C til 20 °C ved 1 °C/12 min, derefter fra 20 °C til 16 °C ved 1 °C/6 min, efterfulgt af hurtig afkøling fra 16 °C til 8 °C.
- Brug 100 kDa molekylvægt cut-off (MWCO) Amicon filtre (se tabel over materialer) til at rense blandingen fra overskydende hæfteklammer.
- Der tilsættes 100 μL DNA-origamiopløsning til Amicon-filtrene samt 400 μL ultrarent vand, og centrifugeres derefter ved 6.000 x g i 8 minutter ved stuetemperatur (RT).
- Kassér filtratet ved at fjerne filteret og vende røret for at fjerne udvaskningen i vasken, tilsæt derefter 400 μL ultrarent vand til filteret og centrifuger igen. Gentag dette trin endnu en gang.
- For at opsamle den rensede nanostrukturopløsning vendes filteret på hovedet i et nyt rør og centrifugeres (1.000 x g, 2 min, RT) efter producentens anvisninger (se materialetabellen). Denne opløsning kan opbevares i køleskab ved 8 °C i op til 2 uger.
BEMÆRK: Brug 1x TAE-buffer eller 1x TAE suppleret med 15 mM MgCl2-buffer i stedet for ultrarent vand til Amicon-filterrensningstrinnet, da vand nedsætter stabiliteten og sænker koncentrationen af de opnåede DNA-origamigafler. Til en enkelt farvestofmolekylemåling erstattes DNA-hæftestrengblandingen med en modificeret strengblanding indeholdende et TAMRA-farvestof på 5'-enden. Denne modificerede streng er midt i nanoforkbroen (tabel 2).
2. Guld nanopartikel (AuNP) belægning
BEMÆRK: En modificeret version af Liu et al.23-protokollen blev brugt til at belægge AuNP'erne, og belægningsprocessen involverede frysning af AuNP-DNA-opløsningen.
- Der centrifugeres (3.500 x g, 5 min, RT) 400 μL AuNP-opløsning med en diameter på 60 nm (kommercielt fremstillet; se materialetabellen), og supernatanten fjernes med pipette. Derefter opløses pelleten i 25 μL ultrarent vand. Den endelige koncentration af AuNP'erne er ~ 0,3 nM.
- Der tilsættes 1 μL 100 mM tris-(2-carboxyethyl)phosphinopløsning (TCEP) til 4 μL thiolmodificeret DNA (100 μM som leveret af producenten; se materialetabellen) og inkuberes i 10 minutter ved RT.
- Efter inkubation tilsættes 5 μL-blandingen til den koncentrerede AuNP-opløsning (trin 2.1), hvirvel i 5 s, og der fryses i mindst 2 timer ved -20 °C.
- Efter optøning ved RT centrifugeres blandingen (3.500 x g, 5 min, RT) for at fjerne det overdrevent tilsatte belægnings-DNA. Supernatanten fjernes med en pipette, og pelletsen opløses i 10 μliter vand.
BEMÆRK: Der er to belægningsstrenge for hver af AuNP'erne på nanoforgaflen (tabel 2). Trinene er de samme bortset fra sekvensen af DNA-belægningsstrengen. Når partiklerne er belagt, er de meget stabile; De kan forblive som de er i flere måneder i køleskabet og kan endda fryses. For fuldt coatede farvestof AuNP'er har belægningens DNA-strenge et internt TAMRA-farvestof.
3. DONA-samling
- Tilsæt den coatede AuNP-opløsning til nanoforkopløsningen med et koncentrationsforhold på 1,5: 1.
- Der tilsættes MgCl2 til en slutkoncentration på 4 mM ved hjælp af en 50 mM MgCl2-stamopløsning. Indstil det endelige volumen til 20 μL med ultrarent vand.
- Hybridiser DONA'erne ved hjælp af en temperaturgradient i en termocykler. Opvarm først hurtigt til 40 °C, afkøl derefter fra 40 °C til 20 °C ved 1 °C/10 minutter og afkøl derefter hurtigt fra 20 °C til 8 °C.
4. Gel elektroforese
BEMÆRK: De ubundne nanopartikler i DONA-opløsningen fjernes ved agarosegelelektroforese.
- Forbered 1% agarosegel. Til dette opløses 0,8 g agarose i 80 ml 1x TAE suppleret med 5 mMMgCl2.
- Der tilsættes 2,25 μL påfyldningsbuffer (30% glycerol, 13 mM MgCl2; se materialetabel) til 18 μL DONA-opløsning for at nå en slutkoncentration på 5 mMMgCl2 fra 4 mM i trin 3.2. Påfyldningsbufferen sikrer også, at prøven forbliver inde i gelens lomme.
- Kør gelen i 60 min ved 70 V i et isvandbad. Løbebufferen er 1x TAE suppleret med 5 mM MgCl2.
- Skær båndet af interesse ud og læg det på et paraffinplastfilmindpakket mikroskopiglas, og pres derefter opløsningen ud ved hjælp af et andet paraffinplastfilmindpakket mikroskopiglas. Brug en pipette til at samle den pressede væske i et 500 μL rør.
5. Colokalisering af AFM- og Raman-målinger
- Plasma behandler en siliciumchip (se materialetabel) i 10 minutter, derefter inkuberes 10 μL af den rensede DONA-opløsning plus 10 μL 100 mMMgCl2 på chippen i 3 timer. Derefter vaskes chippen to gange med en 1: 1 blanding (i volumen) ethanol og vand og føntørres med trykluft. Sæt derefter chippen på en magnetisk disk og indsæt den i instrumentet til billeddannelse.
BEMÆRK: Før målingerne påbegyndes, justeres placeringen af Raman-excitationslaseren til at være oven på AFM-sondespidsen. I dette arbejde anvendes et HORIBA LabRAM HR Evolution Raman-mikroskop koblet til et HORIBA Omegascope AFM. Instrumentet styres ved hjælp af softwaren LabSpec og AIST. - Til AFM-målingen skal du bruge tappetilstand (AC-tilstand) med ACCESS-NC-A (resonansfrekvens: 300 kHz; fjederkonstant: 45 N/m) spidser24. AC-tilstanden styrer automatisk alle parametre undtagen scanningshastigheden, som er indstillet til 1 Hz.
BEMÆRK: Efter AFM-billeddannelse trækkes AFM-spidsen tilbage, så den ikke er i vejen for Raman-laseren. Dette gøres ved hjælp af en makrofunktion, "Probe away", programmeret i systemet. På denne måde vil laseren for ethvert valgt punkt i AFM-billedet være i samme position uden forskydning sammenlignet med AFM. - Vælg den ønskede laserbølgelængde, effekt og akkumuleringstid til Raman-målingerne, da alle disse parametre afhænger af den målte prøve.
- Brug de nævnte parametre til en fuldt coated TAMRA AuNP-måling: 633 nm laser, 100 μW effekt og 1 s integrationstid.
- Brug de nævnte parametre til en enkelt TAMRA-måling: 633 nm laser, 400 μW effekt og 4 s integrationstid.
- Når du har justeret parametrene, skal du placere markøren oven på den ønskede DONA i AFM-billedet; Funktionen "Flyt markør" i softwaren gør dette. Start derefter Raman-målingen.
BEMÆRK: Der er forskellige tilstande til erhvervelse af spektrene: enkeltpunktsmåling - endimensionel tidskortlægning - hvor et enkelt punkt måles over tid25; og todimensionel XY-områdekortlægning, hvor et motoriseret trin flyttes under laseren for at erhverve spektre fra en række punkter i et XY-gitter26.
Representative Results
Efter protokollen skal man sikre sig, at DNA-origamigaflen er korrekt samlet; den foretrukne metode til undersøgelse af gaflernes struktur er AFM-billeddannelse. De fleste gafler forventes at være solide, uden brækkede arme. På den anden side er broen mellem armene vanskelig at forestille sig på grund af dens lille diameter og høje fleksibilitet; det kræver også en meget skarp AFM-spids (figur 2).
Opløsningens farveændring på hvert trin i AuNP-belægningsprocessen indikerer, at alt fungerer korrekt. Farven starter dyb rød med kun AuNP'erne, men så snart DNA'et er tilføjet, skifter det til mørklilla rød. Frysning ændrer farven til lilla og returnerer den efter optøning til dyb rød (figur 3A). Figur 3B viser absorbansspektrene for nøgne AuNP'er og DNA-coatede AuNP'er.
Derefter forbliver farven i DONA-monteringstrinnene dyb rød gennem hele processen. Under agarosegelrensningen vises et dimerbånd over det frie AuNP-bånd, det hurtigst løbende bånd i prøven. Dette dimerbånd svarer til DONA'erne og skæres derefter ud og presses ud for at ekstrahere prøven (figur 4).
Endelig udføres AFM-billeddannelse af prøven til colokaliseringsmålinger på jagt efter DONA'er (figur 5). Derefter indsamles Raman-spektre fra enkelte DONA'er og sammenlignes for at sikre, at de opnåede spektre er fra TAMRA-molekyler (figur 6).
Figur 1: Skematisk gengivelse af DNA-origamigaflen og den fuldt samlede DONA . (A) Dimensioner af DNA-origamigaflen med en bro, der er 90 nukleotider lang. (B) Skematisk sidebillede af en samlet DONA, med to AuNP'er og DNA-origamigaflen imellem. (C) Skematisk topbillede af den samlede DONA, der viser SM's placering midt på broen. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: AFM-billede af DNA-origamigaflerne efter samling. Gaflerne er velformede, med broen synlig i nogle af gaflerne. Gaflerne har en højde mellem 1,5-2 nm. Skalastang = 500 nm. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Farveudvikling og absorbansspektre for AuNP'er . (A) Rør, der viser farven på AuNP-opløsningen i forskellige trin. (1) Dyb rød farve på den blotte AuNP-opløsning. (2) Mørklilla rød efter tilsætning af belægnings-DNA til AuNP'erne. (3) Lilla farve efter frysning af belægningens DNA-AuNP-blanding. (4) Farven vender tilbage til dyb rød efter optøning af blandingen. B) Absorbansspektre for AuNP'er med 60 nm, der viser forskydningen i absorbanstoppunktet fra rene AuNP'er (rør 1) til DNA-coatede AuNP'er (rør 4). Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Agarosegel af DONA-opløsningen. Begge baner har den samme prøve, og både dimerbåndet (DONA) og det frie AuNP-bånd er tydeligt synlige. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 5: AFM-billede af DONA'er. (A) Billedet viser flere DONA-strukturer; dette AFM-billede bruges til colokaliseringsmålingerne. (B) Zoomet billede af den cirklede DONA og det lodrette tværsnit af DONA. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 6: SERS-spektre af DONA'er udstyret med fuldt coatede TAMRA AuNP'er og med et enkelt TAMRA-molekyle. De lodrette gitterlinjer angiver de vigtigste TAMRA-toppe. De vigtigste TAMRA toppe er synlige i den fuldt coatede TAMRA AuNP. Selvom signal-støj-forholdet for SM TAMRA-spektrene er lavere, kan de vigtigste toppe identificeres: 1.360 cm-1: C-C strækning; 1,509 cm-1: C = C strækning; 1.536 cm-1: C = C strækning; 1.654 cm-1: C = O strækning. Klik her for at se en større version af denne figur.
Tabel 1: Liste over DNA-origami-gaffelklammer. Klik her for at downloade denne tabel.
Tabel 2: Liste over modificerede DNA-strenge. Klik her for at downloade denne tabel.
Discussion
SM SERS er et kraftfuldt værktøj, der giver forskere mulighed for at studere adfærd og interaktioner mellem individuelle molekyler i en prøve1. En sådan teknik tillader analyse af systemer på et hidtil uset følsomhedsniveau, hvilket giver ny indsigt i enkeltmolekylernes grundlæggende opførsel og fordelingen af kemiske eller fysiske egenskaber over et ensemble af molekyler og hjælper med at identificere relevante mellemprodukter i kemiske processer. Men at placere et enkelt molekyle i hot spot, samtidig med at man sørger for, at hot spot har tilstrækkelig overfladeforbedring, kan være ret udfordrende27. De beskrevne DONA'er i denne protokol kan præcist placere et enkelt molekyle i hot spot mellem to guldnanopartikler, samtidig med at der opnås en 1011 gange overfladeforbedring.
Afstanden mellem nanopartiklerne er afgørende for, at DONA-enheden når den krævede overfladeforbedring til SM SERS-undersøgelser. DONA'erne er optimeret til sfæriske nanopartikler med størrelser mellem 60 og 80 nm. Desuden kan nanopartiklernes kvalitet påvirke hybridiseringen af nanopartiklerne betydeligt med DNA-origamigaflerne; Når nanopartiklerne, der anvendes i belægningstrinnet, er ældre end 6 måneder, begynder effektiviteten af hybridisering at falde.
Et andet kritisk aspekt af protokollen er, at de trin, der kræver et nøjagtigt forhold mellem komponenter, skal følges nøjagtigt, ellers dannes DONA'erne ikke korrekt. DNA-origamigaflen er ekstremt følsom over for temperaturramping-protokollen, med ændringer, der påvirker strukturens integritet eller forhindrer gafler i at dannes.
Amorf kulstofgenerering er et væsentligt problem under SERS-målinger, fordi dens toppe typisk er i samme område som fingeraftryksområdet for mange molekyler (1.200-1.700 cm-1). Selvom dannelsen endnu ikke er fuldt forstået, er den normalt forbundet med høj lasereffekt eller lange integrationstider28. For en sikkerheds skyld bør der anvendes den laveste lasereffekt og den kortest mulige integrationstid. Dette opnås imidlertid ikke let, fordi der skal opnås en balance mellem at opnå det ønskede SERS-signal og undgå dannelse af amorft kulstof.
DONA'erne er meget alsidige som et SM-system med hensyn til de forskellige typer og former af nanopartikler, der kan bruges, såsom sølvkugler, guldblomster eller stjerner. Derudover kan molekylet under undersøgelse let erstattes ved kun at ændre DNA-strengen midt i broen uden ændringer i proceduren. Skift til proteiner som cytokrom C kunne gøres ved at have en pyridinmodificeret DNA-indfangningsstreng i broen, som ville binde cytokrom C og sikre, at den er i hot spot for SM SERS-målinger22. Dette betyder også, at du fleksibelt vælger laseren til bestråling, potentielt ved hjælp af en laser, der giver maksimal forbedring.
Sammenfattende er denne metode pålidelig til samling af DONA-strukturer og anvendelse af dem til enkeltmolekyle overfladeforstærkede Raman-spektroskopimålinger.
Disclosures
Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser eller andre interessekonflikter.
Acknowledgments
Denne forskning blev støttet af Det Europæiske Forskningsråd (ERC; consolidator Grant No. 772752).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 100 kDa MWCO Amicon filters, 0.5 mL | Merck | UFC5100BK | |
| 10x TAE buffer (0.4 M Tris, 0.2 M acetic acid, 0.01 M EDTA) | SIGMA Aldrich | T9650 | |
| 60 nm goldspheres, bare (citrate) | NanoComposix | AUCN60 | |
| ACCESS-NC-A AFM probes | SCHAEFER-TEC | ||
| Agarose powder | SIGMA Aldrich | 9012-36-6 | |
| AuNP DNA coating strands | IDT | ||
| AuNP DNA coating strands (TAMRA) | SIGMA Aldrich | ||
| Glycerol | SIGMA Aldrich | 56-81-5 | |
| Heraeus Fresco 17 centrifuge | Thermo Fisher Scientific | ||
| HORIBA OmegaScope with a LabRAM HR evolution | HORIBA | ||
| Magnesium chloride | SIGMA Aldrich | 7786-30-3 | |
| Nanofork DNA bridge strand (TAMRA) | Metabion | ||
| Nanofork DNA staple strands | SIGMA Aldrich | ||
| ParafilmM | Carl Roth | CNP8.1 | |
| Primus 25 Thermocycler | Peqlab/VWR | ||
| Silicon wafer | Siegert wafer | BW14076 | |
| Single-stranded scaffold DNA, type p7249 (M13mp18) | Tilibit nanosystems | ||
| TCEP solution | SIGMA Aldrich | 51805-45-9 |
References
- Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Placement of single proteins within the SERS hot spots of self-assembled silver nanolenses. Angewandte Chemie. 57 (25), 7444-7447 (2018).
- Dey, S., et al.
- Tasciotti, E. Smart cancer therapy with DNA origami. Nature Biotechnology. 36 (3), 234-235 (2018).
- Ijäs, H., et al. Unraveling the interaction between doxorubicin and DNA origami nanostructures for customizable chemotherapeutic drug release. Nucleic Acids Research. 49 (6), 3048-3062 (2021).
- Wang, S., et al.
- Kabusure, K. M., et al. Optical characterization of DNA origami-shaped silver nanoparticles created through biotemplated lithography. Nanoscale. 14 (27), 9648-9654 (2022).
- Kershner, R. J., et al. Placement and orientation of individual DNA shapes on lithographically patterned surfaces. Nature Nanotechnology. 4 (9), 557-561 (2009).
- Dutta, A., et al. Molecular states and spin crossover of hemin studied by DNA origami enabled single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Nanoscale. 14 (44), 16467-16478 (2022).
- Langer, J., et al. Present and future of surface-enhanced Raman scattering. ACS Nano. 14 (1), 28-117 (2020).
- Jones, R. R., Hooper, D. C., Zhang, L., Wolverson, D., Valev, V. K. Raman techniques: fundamentals and frontiers. Nanoscale Research Letters. 14 (1), 231 (2019).
- Blackie, E. J., Le Ru, E. C., Etchegoin, P. G. Single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy of nonresonant molecules. Journal of the American Chemical Society. 131 (40), 14466-14472 (2009).
- Sepúlveda, B., Angelomé, P. C., Lechuga, L. M., Liz-Marzán, L. M.
- Kelly, K. L., Coronado, E., Zhao, L. L., Schatz, G. C. The optical properties of metal nanoparticles: The influence of size, shape, and dielectric environment. The Journal of Physical Chemistry B. 107 (3), 668-677 (2003).
- Funston, A. M., Novo, C., Davis, T. J., Mulvaney, P. Plasmon coupling of gold nanorods at short distances and in different geometries. Nano Letters. 9 (4), 1651-1658 (2009).
- Niu, R., et al. DNA origami-based nanoprinting for the assembly of plasmonic nanostructures with single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 60 (21), 11695-11701 (2021).
- Fang, W., et al. Quantizing single-molecule surface-enhanced Raman scattering with DNA origami metamolecules. Science Advances. 5 (9), (2019).
- Zhan, P., et al. DNA origami directed assembly of gold bowtie nanoantennas for single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 57 (11), 2846-2850 (2018).
- Choi, H. K., et al. Single-molecule surface-enhanced Raman scattering as a probe of single-molecule surface reactions: promises and current challenges. Accounts of Chemical Research. 52 (11), 3008-3017 (2019).
- Liu, N., Liedl, T.
- Acuna, G. P., et al. Fluorescence enhancement at docking sites of DNA-directed self-assembled nanoantennas. Science. 338 (6106), 506-510 (2012).
- Shen, B., Kostiainen, M. A., Linko, V. DNA origami nanophotonics and plasmonics at interfaces. Langmuir. 34 (49), 14911-14920 (2018).
- Tapio, K., et al. A versatile DNA origami-based plasmonic nanoantenna for label-free single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy. ACS Nano. 15 (4), 7065-7077 (2021).
- Liu, B., Liu, J. Freezing-driven DNA adsorption on gold nanoparticles: tolerating extremely low salt concentration but requiring high DNA concentration. Langmuir. 35 (19), 6476-6482 (2019).
- Aliano, A., et al.
- Recording Raman spectral images and profiles. Horiba Scientific. , Available from: https://www.horiba.com/int/scientific/technologies/raman-imaging-and-spcetroscopy/recording-spectral-images-and=profiles/ (2023).
- Raman Images Explained. Renishaw. , Available from: https://www.renishaw.com/en/raman-images-explained-25810 (2023).
- Kogikoski, S., Tapio, K., von Zander, R. E., Saalfrank, P., Bald, I. Raman enhancement of nanoparticle dimers self-assembled using DNA origami nanotriangles. Molecules. 26 (6), 1684 (2021).
- Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Amorphous carbon generation as a photocatalytic reaction on DNA-assembled gold and silver nanostructures. Molecules. 24 (12), 2324 (2019).
