Summary
Detta protokoll demonstrerar mätningar av ytförstärkt Raman-spridning (SERS) med hjälp av en DNA-origami nanoantenn (DONA) kombinerat med samlokaliserad atomkraftmikroskopi (AFM) och Raman-mätningar.
Abstract
Ytförstärkt Ramanspridning (SERS) har förmågan att detektera enskilda molekyler för vilka hög fältförbättring krävs. Single-molecule (SM) SERS kan tillhandahålla molekylspecifik spektroskopisk information om enskilda molekyler och ger därför mer detaljerad kemisk information än andra SM-detektionstekniker. Samtidigt finns det potential att riva upp information från SM-mätningar som förblir dolda i Raman-mätningar av bulkmaterial. Detta protokoll beskriver SM SERS-mätningarna med hjälp av en DNA-origami nanoantenn (DONA) i kombination med atomkraftmikroskopi (AFM) och Raman-spektroskopi. En DNA-origami-gaffelstruktur och två guldnanopartiklar kombineras för att bilda DONA, med ett mellanrum på 1,2-2,0 nm mellan dem. Detta möjliggör en upp till 1011-faldig SERS-signalförstärkning, vilket möjliggör mätningar av enskilda molekyler. Protokollet demonstrerar vidare placeringen av en enda analytmolekyl i en SERS-hotspot, processen för AFM-avbildning och den efterföljande överlagringen av Raman-avbildning för att mäta en analyt i en enda DONA.
Introduction
DNA-origami är en nanoteknikteknik som innebär att DNA-strängar viks i specifika former och mönster. Möjligheten att skapa strukturer med exakt kontroll på nanoskala är en av de viktigaste fördelarna med DNA-origami1. Förmågan att manipulera materia i så liten skala har potential att revolutionera ett brett spektrum av områden, inklusive medicin, elektronik och materialvetenskap2. Till exempel har DNA-origamistrukturer använts för att leverera läkemedel direkt till cancerceller3,4, skapa sensorer i nanoskala för att upptäcka sjukdomar5,6 och skapa invecklade mönster på ytorna av material 6,7. Dessutom har förmågan att använda DNA-origami för att skapa komplexa strukturer i nanoskala skapat nya möjligheter att studera grundläggande biologiska processer på nanoskala8.
Surface enhanced Raman scattering (SERS) är en robust analysteknik som detekterar och identifierar molekyler vid extremt låga koncentrationer9. Den är baserad på Raman-effekten, som är en förändring i våglängden för spritt ljus10. SERS kräver ett plasmoniskt metallsubstrat för att förbättra Raman-signalen av molekyler adsorberade på den. Denna förbättring kan vara upp till 10 11 gånger större än signalen som erhålls från samma molekyl mätt med konventionell Raman-spektroskopi, vilket gör SERS till en mycket känslig metod för att analysera spårmängder av ämnen11.
Raman-signalförstärkningen av nanopartiklar beror främst på elektromagnetisk förbättring baserad på excitation av lokaliserad ytplasmonresonans (LSPR)12. I detta fenomen svänger elektroner inom metallnanopartikeln kollektivt runt ytan av metallnanopartikeln under ljusincidens. Detta resulterar i skapandet av en stående våg av elektroner som kallas en ytplasmon, som kan resonera med det infallande ljuset. LSPR förbättrar kraftigt det elektriska fältet nära partikelns yta, och partikelns optiska absorption är maximal vid plasmonresonansfrekvensen. Ytplasmonens energi beror på formen och storleken på metallnanopartikeln, liksom egenskaperna hos det omgivande mediet13. En högre förbättring kan uppnås ytterligare genom plasmoniska kopplingar, till exempel när två nanopartiklar är nära varandra på ett avstånd av cirka 2,5 gånger diameterlängden eller mindre14. Närheten gör att LSPR för båda nanopartiklarna interagerar med varandra, vilket förbättrar det elektriska fältet i gapet mellan partiklarna med flera storleksordningar, vilket långt överstiger förbättringen av en enda nanopartikel15,16,17. Storleken på förbättringen är omvänt proportionell mot avståndet mellan nanopartiklarna; När avståndet minskar visas en kritisk punkt där förstärkningen är tillräcklig för att detektera enskilda molekyler (SM)18.
DNA-origami representerar en nyckelteknik som effektivt kan ordna plasmoniska nanopartiklar för att utnyttja och optimera plasmonisk koppling19. Samtidigt kan molekyler av intresse placeras exakt på den plats där optisk detektering är mest effektiv. Detta har visats med DNA-origamibaserade plasmoniska nanoantenner för fluorescensdetektion20. I motsats till detektion av fluorescerande etiketter ger SERS möjligheten att detektera ett direkt kemiskt fingeravtryck av en molekyl, vilket gör SERS med en molekyl mycket attraktiv för avkänning samt övervakning av kemiska reaktioner och mekanistiska studier. DNA-origami kan också användas som en mask för att tillverka plasmoniska nanostrukturer med väldefinierade former21, även om möjligheten att placera målmolekyler exakt i hot spot då går förlorad.
Med hjälp av samlokaliserad atomkraftmikroskopi (AFM) och Raman-mätningar kan vi erhålla Raman-spektra från en enda DNA-origami nanoantenn (DONA) och potentiellt en enda molekyl om den placeras vid positionen för högsta signalförbättring. DONA består av en DNA-origamigaffel och två exakt placerade nanopartiklar, helt belagda med DNA som kompletterar förlängda stapelsträngar fästa vid DNA-origami. Vid DNA-hybridisering binds nanopartiklarna till DNA-origami-gaffeln med ett mellanrum på 1,2-2,0 nm mellan nanopartikelytorna22. Sådan sammansättning skapar en hot spot mellan nanopartiklarna med en signalförstärkning på upp till 1011 gånger, beräknat från FDTD-simuleringar (finite difference time domain)22, vilket möjliggör SM SERS-mätningar. Volymen av den högsta förbättringen är emellertid liten (i intervallet 1-10 nm3 ), och följaktligen måste målmolekylerna placeras exakt i denna heta plats. DNA-origami-gaffeln möjliggör positionering av en enda molekyl mellan de två nanopartiklarna med hjälp av en DNA-gaffelbrygga och lämplig kopplingskemi. Ändå är det mycket utmanande att observera sådana SM i Raman-spektra22. Alternativt kan nanopartiklarna beläggas helt med målmolekylen, såsom ett TAMRA-färgämne, för att möjliggöra enstaka DONA-mätningar med en högre SERS-intensitet21. I detta fall är TAMRA kovalent fäst vid DNA-beläggningssträngen (figur 1).
Protocol
1. DNA-origami gaffelmontering
- Självmontera DNA-origamistrukturen i en kruka. Tillsätt först 2,5 nM cirkulär ställningsträng M13mp18 (7 249 nukleotider, se materialtabell) och 100 nM 201 korta oligonukleotider (tabell 1) i 1x TAE (tris [hydroximetyl] aminometan [tris], ättiksyra, etylendiaminättiksyra [EDTA]) kompletterad med 15 mM MgCl2-buffert . Justera sedan den totala volymen till 100 μL med ultrarent vatten.
- Glödgla lösningen därefter genom en temperaturgradient i en termocykler, först genom snabb uppvärmning till 80 °C, sedan genom nedkylning från 80 °C till 20 °C vid 1 °C/12 min, sedan från 20 °C till 16 °C vid 1 °C/6 min, följt av snabb nedkylning från 16 °C till 8 °C.
- Använd Amicon-filter med 100 kDa molekylvikt (MWCO) (se materialförteckning) för att rena blandningen från överflödiga häftklamrar.
- Tillsätt 100 μL DNA-origamilösning till Amicon-filtren samt 400 μL ultrarent vatten och centrifugera sedan vid 6 000 x g i 8 minuter vid rumstemperatur (RT).
- Kassera filtratet genom att ta bort filtret och vrid röret för att avlägsna tvätten i diskbänken, tillsätt sedan 400 μL ultrarent vatten till filtret och centrifugera igen. Upprepa detta steg en gång till.
- För att samla upp den renade nanostrukturlösningen, vänd filtret upp och ner i ett nytt rör och centrifugera (1 000 x g, 2 min, RT) enligt tillverkarens instruktioner (se materialförteckning). Denna lösning kan förvaras i kylskåp vid 8 °C i upp till 2 veckor.
OBS: Använd 1x TAE-buffert eller 1x TAE kompletterad med 15 mM MgCl2-buffert istället för ultrarent vatten för Amicon-filterreningssteget, eftersom vatten minskar stabiliteten och sänker koncentrationen av de erhållna DNA-origamigafflarna. För en enda färgämnesmolekylmätning ersätts DNA-stapelsträngblandningen med en modifierad strängblandning innehållande ett TAMRA-färgämne på 5'-änden. Denna modifierade sträng ligger i mitten av nanogaffelbron (tabell 2).
2. Beläggning av guldnanopartiklar (AuNP)
OBS: En modifierad version av Liu et al.23-protokollet användes för att belägga AuNPs, och beläggningsprocessen involverade frysning av AuNP-DNA-lösningen.
- Centrifugera (3 500 x g, 5 min, RT) 400 μL AuNP-lösning med en diameter på 60 nm (kommersiellt erhållen; se materialförteckning) och avlägsna supernatanten med en pipett. Lös sedan pelleten i 25 μL ultrarent vatten. Den slutliga koncentrationen av AuNP är ~ 0,3 nM.
- Tillsätt 1 μl 100 mM tris-(2-karboxietyl)fosfinlösning (TCEP) till 4 μl tiolmodifierat DNA (100 μM enligt tillverkarens uppgifter, se materialförteckning) och inkubera i 10 minuter vid RT.
- Efter inkubation, tillsätt 5 μL-blandningen till den koncentrerade AuNP-lösningen (steg 2.1), virvel i 5 s och frys i minst 2 timmar vid -20 °C.
- Efter upptining vid RT, centrifugera (3 500 x g, 5 min, RT) blandningen för att avlägsna det alltför tillsatta beläggnings-DNA. Ta bort supernatanten med en pipett och lös upp pelleten i 10 μL vatten.
OBS: Det finns två beläggningssträngar för var och en av AuNP på nanogaffeln (tabell 2). Stegen är desamma förutom sekvensen för DNA-beläggningssträngen. När partiklarna är belagda är de mycket stabila; De kan stanna som de är i månader i kylen och kan till och med frysas. För helt belagda färgämnes-AuNP har beläggningens DNA-strängar ett internt TAMRA-färgämne.
3. DONA-församling
- Tillsätt den belagda AuNP-lösningen till nanogaffellösningen, med ett koncentrationsmolförhållande på 1,5: 1.
- Tillsätt MgCl2 till en slutlig koncentration på 4 mM med en 50 mM MgCl2-stamlösning. Justera den slutliga volymen till 20 μL med ultrarent vatten.
- Hybridisera DONAs med en temperaturgradient i en termocykler. Värm först snabbt till 40 °C, kyl sedan snabbt från 40 °C till 20 °C vid 1 °C/10 min och kyl sedan snabbt från 20 °C till 8 °C.
4. Gelelektrofores
OBS: De obundna nanopartiklarna i DONA-lösningen avlägsnas genom agarosgelelektrofores.
- Förbered 1% agarosgel. För detta löses 0,8 g agaros i 80 ml 1x TAE kompletterat med 5 mMMgCl2.
- Tillsätt 2,25 μL laddningsbuffert (30% glycerol, 13 mM MgCl 2; se materialtabell) till 18 μL DONA-lösning för att nå en slutlig koncentration på 5 mM MgCl 2 från 4 mM i steg3.2. Laddningsbufferten säkerställer också att provet stannar inne i gelens ficka.
- Kör gelen i 60 min vid 70 V i ett isvattenbad. Den löpande bufferten är 1x TAE kompletterad med 5 mM MgCl2.
- Klipp ut bandet av intresse och placera det på en paraffinplastfilmförpackad mikroskopiglas och pressa sedan ut lösningen med en andra paraffinplastfilmförpackad mikroskopiglas. Samla upp den pressade vätskan med pipett i ett 500 μl-rör.
5. Samlokalisering av AFM- och Raman-mätningar
- Plasmabehandla ett kiselchip (se materialtabell) i 10 minuter och inkubera sedan 10 μl av den renade DONA-lösningen plus 10 μl 100 mMMgCl2 på chipet i 3 timmar. Tvätta sedan spånet två gånger med en 1:1-blandning (volymprocent) etanol och vatten och föna med tryckluft. Tejpa sedan chipet på en magnetskiva och sätt in det i instrumentet för avbildning.
OBS: Innan mätningarna påbörjas justeras positionen för Raman-excitationslasern så att den ligger ovanpå AFM-sondspetsen. I detta arbete används ett HORIBA LabRAM HR Evolution Raman-mikroskop kopplat till ett HORIBA Omegascope AFM. Instrumentet styrs med hjälp av programvaran LabSpec och AIST. - För AFM-mätning, använd tappningsläge (AC-läge) med ACCESS-NC-A (resonansfrekvens: 300 kHz; fjäderkonstant: 45 N / m) tips24. AC-läget styr automatiskt alla parametrar förutom skanningshastigheten, som är inställd på 1 Hz.
OBS: Efter AFM-avbildning dras AFM-spetsen tillbaka så att den inte är i vägen för Raman-lasern. Detta görs med hjälp av en makrofunktion, "Probe away", programmerad i systemet. På detta sätt, för alla valda punkter i AFM-bilden, kommer lasern att vara i samma position utan förskjutning jämfört med AFM. - Välj önskad laservåglängd, effekt och ackumuleringstid för Raman-mätningarna, eftersom alla dessa parametrar beror på det uppmätta provet.
- Använd de nämnda parametrarna för en helt belagd TAMRA AuNP-mätning: 633 nm laser, 100 μW effekt och 1 s integrationstid.
- Använd de nämnda parametrarna för en enda TAMRA-mätning: 633 nm laser, 400 μW effekt och 4 s integrationstid.
- Efter justering av parametrarna, placera markören ovanpå önskad DONA i AFM-bilden; Funktionen "flytta markören" i programvaran gör detta. Starta sedan Raman-mätningen.
OBS: Det finns olika lägen för att förvärva spektra: enpunktsmätning-endimensionell tidskartläggning-där en enda punkt mäts över tiden25; och tvådimensionell XY-områdeskartläggning, där ett motoriserat steg flyttas under lasern för att förvärva spektra från en rad punkter i ett XY-rutnät26.
Representative Results
Efter protokollet bör man se till att DNA-origami-gaffeln är korrekt monterad; den föredragna metoden för att undersöka gafflarnas struktur är AFM-avbildning. De flesta gafflar förväntas vara solida, utan brutna armar. Å andra sidan är bron mellan armarna svår att avbilda på grund av dess lilla diameter och höga flexibilitet; det kräver också en mycket skarp AFM-spets (figur 2).
Lösningens färgförändring vid varje steg i AuNP-beläggningsprocessen indikerar att allt fungerar korrekt. Färgen börjar djupröd med bara AuNP, men så snart DNA läggs till ändras den till mörklila röd. Frysning ändrar färgen till lila och, efter upptining, återgår den till djupröd (figur 3A). Figur 3B visar absorbansspektra för nakna AuNP och DNA-belagda AuNP.
Efter det, i DONA-monteringsstegen, förblir färgen djupröd under hela processen. Under agarosgelreningen visas ett dimerband ovanför det fria AuNP-bandet, det snabbaste bandet i provet. Detta dimerband motsvarar DONA och skärs därefter ut och pressas för att extrahera provet (figur 4).
Slutligen, för samlokaliseringsmätningar, utförs AFM-avbildning av provet på jakt efter DONA (figur 5). Därefter samlas Raman-spektra från enstaka DONA in och jämförs för att säkerställa att de erhållna spektra kommer från TAMRA-molekyler (figur 6).
Figur 1: Schematisk representation av DNA-origami-gaffeln och den helt monterade DONA. (A) Mått på DNA-origami-gaffeln med en bro 90 nukleotider lång. (B) Schematisk sidovy av en sammansatt DONA, med två AuNP och DNA-origami-gaffeln däremellan. (C) Schematisk ovanifrån av den monterade DONA som visar SM: s placeringsposition i mitten av bron. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: AFM-bild av DNA-origami-gafflarna efter montering. Gafflarna är välformade, med bron synlig i några av gafflarna. Gafflarna har en höjd mellan 1,5-2 nm. Skalstång = 500 nm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Färgutveckling och absorbansspektra för AuNP. (A) Rör som visar färgen på AuNP-lösningen i olika steg. (1) Djupröd färg på den nakna AuNP-lösningen. (2) Mörk-purpurrött efter tillsats av beläggnings-DNA till AuNP. (3) Lila färg efter frysning av beläggningen DNA-AuNP-blandning. (4) Färgen återgår till djupröd efter upptining av blandningen. (B) Absorbansspektra för 60 nm AuNPs, som visar förskjutningen av absorbanstoppen från bara AuNP (rör 1) till DNA-belagda AuNP (rör 4). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Agarosgel av DONA-lösningen. Båda banorna har samma prov, och både dimerbandet (DONA) och det fria AuNP-bandet är tydligt synliga. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: AFM-bild av DONA. (A) Bilden visar flera DONA-strukturer; den här AFM-bilden används för samlokaliseringsmätningarna. (B) Inzoomad bild av DONA och vertikalt tvärsnitt av DONA. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: SERS-spektra för DONAs utrustade med helt belagda TAMRA AuNPs och med en enda TAMRA-molekyl. De vertikala rutnäten anger de viktigaste TAMRA-topparna. De viktigaste TAMRA-topparna är synliga i den helt belagda TAMRA AuNP. Även om signal-brusförhållandet för SM TAMRA-spektra är lägre, är huvudtopparna identifierbara: 1 360 cm-1: C-C-sträckning; 1,509 cm-1: C = C stretching; 1,536 cm-1: C = C stretching; 1 654 cm-1: C=O stretching. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Tabell 1: Förteckning över DNA-origami gaffelklamrar. Klicka här för att ladda ner denna tabell.
Tabell 2: Förteckning över modifierade DNA-strängar. Klicka här för att ladda ner denna tabell.
Discussion
SM SERS är ett kraftfullt verktyg som gör det möjligt för forskare att studera beteendet och interaktionerna mellan enskilda molekyler i ett prov1. En sådan teknik möjliggör analys av system på en aldrig tidigare skådad känslighetsnivå, vilket ger nya insikter i det grundläggande beteendet hos enskilda molekyler och fördelningen av kemiska eller fysikaliska egenskaper över ett ensemble av molekyler och hjälper till att identifiera relevanta intermediärer i kemiska processer. Att placera en enda molekyl i hot spot samtidigt som man ser till att hot spot har tillräckligt med ytförbättring kan dock vara ganska utmanande27. De beskrivna DONAs i detta protokoll kan exakt placera en enda molekyl i hot spot mellan två guldnanopartiklar samtidigt som en 1011-faldig ytförbättring uppnås.
Gapet mellan nanopartiklarna är avgörande för att DONA-enheten ska nå den nödvändiga ytförbättringen för SM SERS-studier. DONAs är optimerade för sfäriska nanopartiklar med storlekar mellan 60 och 80 nm. Dessutom kan nanopartiklarnas kvalitet avsevärt påverka hybridiseringen av nanopartiklarna med DNA-origamigafflarna; När nanopartiklarna som används i beläggningssteget är äldre än 6 månader börjar effektiviteten av hybridisering minska.
En annan kritisk aspekt av protokollet är att stegen som kräver ett exakt förhållande mellan komponenter måste följas exakt, annars kommer DONAs inte att bildas korrekt. DNA-origamigaffeln är extremt känslig för temperaturrampningsprotokollet, med förändringar som påverkar strukturens integritet eller förhindrar att gafflar bildas.
Amorf kolgenerering är ett viktigt problem under SERS-mätningar eftersom dess toppar vanligtvis ligger i samma intervall som fingeravtrycksområdet för många molekyler (1 200-1 700 cm-1). Även om formationen ännu inte är helt förstådd, är den vanligtvis förknippad med hög lasereffekt eller långa integrationstider28. Som en försiktighetsåtgärd bör lägsta möjliga lasereffekt och kortast möjliga integrationstid användas. Detta är dock inte lätt att uppnå eftersom en balans måste uppnås mellan att erhålla den önskade SERS-signalen och undvika generering av amorft kol.
DONAs är mycket mångsidiga som ett SM-system när det gäller olika typer och former av nanopartiklar som kan användas, såsom silversfärer, guldblommor eller stjärnor. Dessutom kan molekylen som undersöks enkelt ersättas genom att endast ändra DNA-strängen i mitten av bron, utan ändringar i proceduren. Byte till proteiner som cytokrom C kan göras genom att ha en pyridinmodifierad DNA-fångststräng i bron, vilket skulle binda cytokrom C och säkerställa att det är på hot spot för SM SERS-mätningar22. Detta innebär också att flexibelt välja laser för bestrålning, eventuellt med hjälp av en laser som ger maximal förbättring.
Sammanfattningsvis är denna metod tillförlitlig för att montera DONA-strukturer och använda dem för ytförstärkta Raman-spektroskopimätningar med en molekyl.
Disclosures
Författarna har inga konkurrerande ekonomiska intressen eller andra intressekonflikter.
Acknowledgments
Denna forskning stöddes av Europeiska forskningsrådet (ERC; konsoliderare Grant No. 772752).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 100 kDa MWCO Amicon filters, 0.5 mL | Merck | UFC5100BK | |
| 10x TAE buffer (0.4 M Tris, 0.2 M acetic acid, 0.01 M EDTA) | SIGMA Aldrich | T9650 | |
| 60 nm goldspheres, bare (citrate) | NanoComposix | AUCN60 | |
| ACCESS-NC-A AFM probes | SCHAEFER-TEC | ||
| Agarose powder | SIGMA Aldrich | 9012-36-6 | |
| AuNP DNA coating strands | IDT | ||
| AuNP DNA coating strands (TAMRA) | SIGMA Aldrich | ||
| Glycerol | SIGMA Aldrich | 56-81-5 | |
| Heraeus Fresco 17 centrifuge | Thermo Fisher Scientific | ||
| HORIBA OmegaScope with a LabRAM HR evolution | HORIBA | ||
| Magnesium chloride | SIGMA Aldrich | 7786-30-3 | |
| Nanofork DNA bridge strand (TAMRA) | Metabion | ||
| Nanofork DNA staple strands | SIGMA Aldrich | ||
| ParafilmM | Carl Roth | CNP8.1 | |
| Primus 25 Thermocycler | Peqlab/VWR | ||
| Silicon wafer | Siegert wafer | BW14076 | |
| Single-stranded scaffold DNA, type p7249 (M13mp18) | Tilibit nanosystems | ||
| TCEP solution | SIGMA Aldrich | 51805-45-9 |
References
- Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Placement of single proteins within the SERS hot spots of self-assembled silver nanolenses. Angewandte Chemie. 57 (25), 7444-7447 (2018).
- Dey, S., et al.
- Tasciotti, E. Smart cancer therapy with DNA origami. Nature Biotechnology. 36 (3), 234-235 (2018).
- Ijäs, H., et al. Unraveling the interaction between doxorubicin and DNA origami nanostructures for customizable chemotherapeutic drug release. Nucleic Acids Research. 49 (6), 3048-3062 (2021).
- Wang, S., et al.
- Kabusure, K. M., et al. Optical characterization of DNA origami-shaped silver nanoparticles created through biotemplated lithography. Nanoscale. 14 (27), 9648-9654 (2022).
- Kershner, R. J., et al. Placement and orientation of individual DNA shapes on lithographically patterned surfaces. Nature Nanotechnology. 4 (9), 557-561 (2009).
- Dutta, A., et al. Molecular states and spin crossover of hemin studied by DNA origami enabled single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Nanoscale. 14 (44), 16467-16478 (2022).
- Langer, J., et al. Present and future of surface-enhanced Raman scattering. ACS Nano. 14 (1), 28-117 (2020).
- Jones, R. R., Hooper, D. C., Zhang, L., Wolverson, D., Valev, V. K. Raman techniques: fundamentals and frontiers. Nanoscale Research Letters. 14 (1), 231 (2019).
- Blackie, E. J., Le Ru, E. C., Etchegoin, P. G. Single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy of nonresonant molecules. Journal of the American Chemical Society. 131 (40), 14466-14472 (2009).
- Sepúlveda, B., Angelomé, P. C., Lechuga, L. M., Liz-Marzán, L. M.
- Kelly, K. L., Coronado, E., Zhao, L. L., Schatz, G. C. The optical properties of metal nanoparticles: The influence of size, shape, and dielectric environment. The Journal of Physical Chemistry B. 107 (3), 668-677 (2003).
- Funston, A. M., Novo, C., Davis, T. J., Mulvaney, P. Plasmon coupling of gold nanorods at short distances and in different geometries. Nano Letters. 9 (4), 1651-1658 (2009).
- Niu, R., et al. DNA origami-based nanoprinting for the assembly of plasmonic nanostructures with single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 60 (21), 11695-11701 (2021).
- Fang, W., et al. Quantizing single-molecule surface-enhanced Raman scattering with DNA origami metamolecules. Science Advances. 5 (9), (2019).
- Zhan, P., et al. DNA origami directed assembly of gold bowtie nanoantennas for single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 57 (11), 2846-2850 (2018).
- Choi, H. K., et al. Single-molecule surface-enhanced Raman scattering as a probe of single-molecule surface reactions: promises and current challenges. Accounts of Chemical Research. 52 (11), 3008-3017 (2019).
- Liu, N., Liedl, T.
- Acuna, G. P., et al. Fluorescence enhancement at docking sites of DNA-directed self-assembled nanoantennas. Science. 338 (6106), 506-510 (2012).
- Shen, B., Kostiainen, M. A., Linko, V. DNA origami nanophotonics and plasmonics at interfaces. Langmuir. 34 (49), 14911-14920 (2018).
- Tapio, K., et al. A versatile DNA origami-based plasmonic nanoantenna for label-free single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy. ACS Nano. 15 (4), 7065-7077 (2021).
- Liu, B., Liu, J. Freezing-driven DNA adsorption on gold nanoparticles: tolerating extremely low salt concentration but requiring high DNA concentration. Langmuir. 35 (19), 6476-6482 (2019).
- Aliano, A., et al.
- Recording Raman spectral images and profiles. Horiba Scientific. , Available from: https://www.horiba.com/int/scientific/technologies/raman-imaging-and-spcetroscopy/recording-spectral-images-and=profiles/ (2023).
- Raman Images Explained. Renishaw. , Available from: https://www.renishaw.com/en/raman-images-explained-25810 (2023).
- Kogikoski, S., Tapio, K., von Zander, R. E., Saalfrank, P., Bald, I. Raman enhancement of nanoparticle dimers self-assembled using DNA origami nanotriangles. Molecules. 26 (6), 1684 (2021).
- Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Amorphous carbon generation as a photocatalytic reaction on DNA-assembled gold and silver nanostructures. Molecules. 24 (12), 2324 (2019).
